Name: Membran-DORN: Ein Tool, um biochemische Protein-Protein-Interaktionen von Membranproteinen Identifizieren In Vivo (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-11-07T19:35:00.000+00:00
Duration: 10 min 53 s
Description: Lernen Sie die Membran-DORN-Methode zur Identifizierung biochemischer Protein-Protein-Interaktionen von Membranproteinen in vivo. Diese Technik kombiniert Kreuzvernetzung, Affinitätsreinigung und Massenspektrometrie.

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Diese Arbeit wurde durch Fördermittel der Deutschen Forschungsgemeinschaft GraKo1121, Hu1011/2-1 und SFB940 SH unterstützt

Hinweis: Detaillierte Informationen zur Puffer im Protokoll angegeben ist in Tabelle 1 verfügbar. 1. Fixierung von Protein-Protein-Interaktionen durch Formaldehyd-Vernetzungs in lebenden Zellen <ol><li> Um zu beginnen vorzubereiten Wachstumsmedien, Stammlösungen und Puffer P1 <ol><li> Bereiten 500 ml Medium: Das Medium sollte Bedingungen, die die Wechselwirkung zwischen Membran Köderprotein und Beuteproteine ​​unterstützen. Darüber hinaus sollte ein Versuch unter Bedingungen, bei denen keine Wechselwirkung zu erwarten ist (z. B. ohne Vernetzung) durchgeführt werden. Anmerkung: Wir vergleichen Protein-Protein-Wechselwirkungen bei gestressten und nicht gestressten Bakterien. Daher bereiten wir 500 ml Luria Bertani (LB)-Medium (Tabelle 1), die wir mit einem Stress-Induktionsmittel (zB 0,5 M NaCl) in einem 2 l-Erlenmeyerkolben zu ergänzen. Zur Steuerung verwenden wir normale LB-Medium mit 0,17 M NaCl (pH 7,0). </li><li> Vorbereitung Tris-Puffer (20 mM Tris-HCl, pH 8,0) und 0,1 M Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), pH-Wert 8,0-Stammlösung (Tabelle 1). </li><li> Bereiten Puffer P1. Auflösen Saccharose auf eine Endkonzentration von 0,5 M Tris-Puffer. Sterilisieren Puffer P1 durch Filtration und speichern sie bei 4 ° C </li></ol></li><li> Wachsen Zellen, die den Membranköderprotein mit einem C-terminalen Strep-tag-Fusions von einem Vektor exprimiert. Induzieren die Expression von Membranproteinen Köder für eine ausreichende Zeit. Anmerkung: Wir induzieren die Expression der bakteriellen Membran Köderproteine ​​in einem frühen logarithmischen Phase (A 600 = 0,3) durch Zugabe von 250 ul 1 M isopropyl-β-D-thiogalactopyranosid (IPTG) bis zu 500 ml Medium (Endkonzentration: 0,5 mM) . Um eine ausreichende Expression zu ermöglichen, Inkubation wir die Bakterien bis in die späten Log-Phase (A 600 = 1.2). </li><li> Bereiten Sie für jede Kultur zwei Zentrifugenbecher mit einem Mindestvolumen von jeweils 300 ml und legen sie auf Eis. </li><li> Führen Formaldehyd-Vernetzung. CAUTION: Formaldehyd ist giftig Wir empfehlen unter einem Sicherheits Abzug arbeiten.. <ol><li> Übertragen Sie das Kulturgefäß unter einer Abzugshaube Sicherheit. Aufgeteilt jede Probe in zwei Proben, eine Auslassung Vernetzungs (- X) und eine darunter Formaldehydvernetzungs (X +). 4 ml 37% ige Formaldehydlösung und 250 ml Kultur bis zu einer Endkonzentration von 0,6% zu erreichen. </li></ol></li><li> Übertragen Sie die Kulturgefäße zurück und wachsen Zellen für weitere 20 min wie zuvor. </li><li> Füllen Sie Ihre Kulturen in die Zentrifugenröhrchen unter einem Sicherheits Abzug. Sammle die Zellen durch Zentrifugation bei 3.000 × g für 30 min. </li><li> Überstand verwerfen durch vorsichtiges Pipettieren es unter einer Abzugshaube Sicherheit. Sammeln giftige Formaldehyd-haltigen Überstand und entsorgen Sie es ordnungsgemäß. </li><li> Um eine optimale Ausbeute bei der Membranproteinpräparat zu erreichen, bereiten erste Spheroplasten. Hier stellen wir ein Protokoll für Sphäroblastenbildung von Gram-negativen Bakterien: <ol><li> Prepare Puffer P2 (Tabelle 1) von lyophilisierten Pulvers. Leicht auflösen 2 mg Lysozym in 0,1 M EDTA, pH 8, in einem 1,5-ml-Röhrchen. Immer frisch zubereiten Puffer P2 für den Tag des Experiments. </li><li> Vorbereitung Tris-Puffer mit Protease-Inhibitor (Puffer P3). Zu 10 ml Tris-Puffer, 0,1 ml 1 M Phenylmethylsulfonylfluorid (PMSF) (Tabelle 1) bis zu einer Endkonzentration von 10 mM. Verwenden Sie die Puffer sofort, um die ordnungsgemäße Funktion der PMSF als Protease-Inhibitor zu gewährleisten. </li><li> Resuspendieren Zellpellets in 10 ml Tris-Puffer mit Protease-Inhibitor und Transferlösung in ein 15 ml konischen Röhrchen. </li><li> 1 ml Puffer P2 und Inkubation auf Eis für 30 min. </li><li> Sammeln Spheroplasten durch Zentrifugation bei 3000 × g für 30 min und Überstand verwerfen sorgfältig. </li></ol></li><li> Sphäroplast die Pellets über Nacht bei -20 ° C inkubieren </li></ol> 2. Reinigung von Strep-Tag Membrane Protein (Bait) <ol><li> Zeigen Sphäroplast Pellet auf Eis. &lt;/ Li&gt; <li> Während der Zeit, die Sphäroplast Pellets auf Eis auftauen, bereiten 10 ml Puffer P3 für jeden Spheroplastenpräparation. Vorsichtig lösen 1 mg DNaseI in 10 ml Tris-Puffer. 0,1 ml 1 M PMSF kurz vor der Verwendung. </li><li> Das Pellet in 6 ml frisch zubereitet P3. Beschallen die Probe viermal für 1 min kontinuierlich auf Eis mit 1 min Pause zwischen jedem Burst, um die Sphäroplasten zu stören. </li><li> Zentrifugieren Sie die Probe bei 10.000 g für 10 min bis zur Ernte Zelltrümmer. Den Überstand mit einer Pipette, ein Ultrazentrifugenröhrchen. </li><li> Pellet die Membranfraktion bei 100.000 × g für 30 min. In Tris-Puffer waschen das Pellet vorsichtig, ohne dass es sich auflöst. Trocknen Sie das Rohr mit einem Papiertuch (zB Kleenex). Vermeiden Sie die Pelletjederzeit zu stören. </li><li> Das Pellet (= Membranen) vorsichtig in 1 ml Tris-Puffer. Verwenden ein 20 ul Aliquot der Proteinkonzentration durch zB BCA-Assay zu bestimmen. Bei diesem Schritt können die Membranen Schock li gefrorenquid Stickstoff und bei -80 ° C gelagert </li></ol> 3. Reinigung von Strep-Tag Membrane Protein-Köder-und SDS-PAGE <ol><li> Normalisierung der Proteinkonzentration der Membranfraktion zu 5 mg / ml mit Tris-Puffer. Nehmen Sie 2.5 ml Membranfraktion (5 mg / ml) in ein Ultrazentrifugenröhrchen und Zugabe von 0,25 ml 20% Triton X-100 auf eine Endkonzentration von 2% zu erreichen, um die Membranproteine ​​zu solubilisieren. Fügen Sie eine Mikro-Magnetstab und rühren auf Eis für 1 Stunde. Anmerkung: Obwohl im Allgemeinen haben wir gute Ergebnisse mit Triton X-100 als Detergens, könnte es sinnvoll, die Reinigungsmittel für die Optimierung zu ändern. In dieser Hinsicht haben wir die besten Ergebnisse mit solchen Reinigungsmitteln für die Reinigung von funktionellen jeweiligen Membran Köderprotein verwendet. </li><li> Während der Ausführung von Schritt 3.1, bereiten 50 ml Puffer B und 5 ml von Puffer E (Tabelle 1). Füllen Sie 10 ml 5x Puffer W Konzentrat auf 50 ml und fügen Sie 150 ul 20% Triton X-100. <ol><li> Füllen Sie 1 ml 5x buffer E-Konzentrat auf 10 ml und fügen Sie 30 ul 20% Triton X-100. Ins Gleichgewicht einer 1 ml Strep-Tactin Superflow Schwerkraftsäule mit 8 ml Puffer W. Hinweis: Es ist wichtig, um das Reinigungsmittel zur Solubilisierung in einer Konzentration 10-fach über der kritischen Mizellenkonzentration (CMC) in jedem Puffer während des Reinigungsverfahrens verwendet hinzuzufügen. </li></ol></li><li> Entfernen der mikromagnetischen Stab aus der Solubilisierung Probe und Ultrazentrifuge bei 100.000 × g für 30 min, um das unlösliche Membranfraktion zu pelletieren. Entfernen Sie den Überstand mit einer Pipette zur weiteren Reinigung. </li><li> Laden der Überstand auf die Säule. Führen Sie die Spalte nur mit Schwerkraft. Die Säule wird mit 5 ml Puffer W. Wiederholen Sie diesen Waschschritt 5x. </li><li> Eluiere Membranproteine ​​Köder mit 1 ml Puffer E. Wiederholen Sie diesen Schritt 4x Elution. </li><li> Konzentrieren Elutionsfraktionen 2, 3, und 4 bis 300 ul einer Zentrifugalfiltereinheit. </li><li> Mischungs 200 &amp;mgr; l jeder Probe mit 50 &amp;mgr; l 5 × SDS-PAGE Ladefarbstoff. Split jedes Präparat in 125 ul Aliquots. Man kocht ein Aliquot von jedem Präparat 20 Minuten lang bei 95 ° C zu Formaldehyd vernetzt umkehren. Lassen Proben abkühlen auf RT für mindestens 10 Minuten auf der Bank der Spitze. </li><li> Last 30 ul von jeder Probe auf eine einzelne Spur einer Polyacrylamid-Gel für Immunoblotting. Verwenden Sie eine vorgefärbte Molekulargewichtsmarker für beste Orientierung und führen SDS-PAGE-10. </li></ol> 4. Immunoblot-Analyse, um Interaktionspartner bestätigen <ol><li> Sobald der Schritt 3.8 abgeschlossen ist, die Übertragung Proteine ​​auf eine Nitrocellulose-Membran durch halbtrockenen zB. </li><li> Blockieren der Membran, um unspezifische Markierung zu verhindern. Vorbereitung Blockierungspuffer durch Wiegen Rinderserumalbumin (BSA) zu 3% Gewicht pro Volumen in Tris-gepufferter Kochsalzlösung mit einer endgültigen Konzentration von 0,05% Tween-20 (TBS-T) ergänzt erzielen. Verwenden Sie eine ausreichende Menge an Blockierungspuffer, um die Membran zu decken. Sperrung der Membran für 1 h bei RT. </li><li> Verdünnen Sie einnd bebrüten die Beute Protein-spezifischen ersten Antikörper wie gewohnt. Verwenden ein HRP-verknüpften Antikörper als der zweite Antikörper. </li><li> Entwickeln Sie die Immunoblot mit einem Chemilumineszenz-Nachweis-Kit mit hoher Empfindlichkeit. Überwachung des Signals mit einem klassischen Film Veredelung oder Digital-Imaging-Ausrüstung. </li></ol> 5. NanoLC-ESI-MS/MS Hohe Auflösung Experimente zur Wechselwirkung Partner identifizieren <ol><li> Im Fall, dass keine spezifischen Antikörper für die Beuteprotein oder unbekannte Interaktionspartner verfügbar gemacht werden sollen, verwenden Sie die Massenspektrometrie (MS) zur Identifizierung. Um Keratin Kontamination zu verhindern, verwenden vorgefertigte Gele für die Protein-Trennung. </li><li> Silberfärbung der SDS-PAGE unter Verwendung eines MS-kompatibel Färbekit nach dem Protokoll des Herstellers. Führen Sie alle Färbe-und Waschschritte in Glastanks. </li><li> Verbrauch jeweiligen Bands und analysieren diese durch hochauflösende LC / MS-9. </li></ol>

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</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Membran SPINE Analyse ist ein biochemischer Ansatz, ermöglicht ein, um zu bestätigen und um zu diesem Punkt unbekannte Interaktionspartner von Membranproteinen zu identifizieren. Membran SPINE vereint in vivo Vernetzung durch Formaldehyd mit Reinigung eines Strep-markierten Membranköderprotein. Die Kombination mit Immunoblotting erleichtert den Nachweis von vorhergesagten Wechselwirkungspartner (Fig. 2). Zusätzlich wird die Verbindung mit MS-Analyse erlaubt die Identifikation unbekannter Intera...

Um die Funktion eines Proteins zu verstehen, ist es wichtig, seinen Interaktionspartnern kennen. Mehreren klassischen Techniken zur Identifizierung von Interaktionspartnern von löslichen Proteinen zur Verfügung. Jedoch sind diese Techniken nicht ohne weiteres übertragbar, um Proteine ​​aufgrund ihrer hydrophoben Natur 4 Membran. Um diese Einschränkung zu überwinden, haben wir die Membran Strep-Protein-Wechselwirkung Experiment (Membran-spine) 6 entwickelt. Es basiert auf der Methode DORN, die nur für lösliche Proteine ​​geeignet war 7 basiert. Membran-SPINE profitiert von zwei Vorteile des Vernetzungsmittels Formaldehyd: erste Formaldehyd kann leicht durchdringen Membranen und erzeugt eine genaue Momentaufnahme der Interaktom einer lebenden Zelle 8 daher. Zweitens kann Formaldehyd vernetzt durch Kochen 9 umgekehrt werden. Hier werden diese beiden Vorteile verwendet, um nicht nur dauerhaft, sondern auch vorübergehende PPI Membran Prote identifizierenIns 6. Kurz gesagt, ein Strep-Tag an den C-Terminus des integralen Membranköderprotein fusioniert ist. Zellen, die den Membranköderprotein exprimieren, werden mit Formaldehyd vernetzt Beute-Proteine ​​an die Membran Köder-Protein (Fig. 1) inkubiert. Modifikationen der Beuteproteine ​​sind nicht erforderlich. Als nächstes wird die Membranfraktion bereit. Daher sind Membranproteine ​​durch Detergens-Behandlung und Köder-Proteine ​​sind mit ihrer Beute Proteinen unter Verwendung von Affinitätsreinigung gereinigt Zusammenarbeit gelöst. Anschließend wird die Vernetzung durch Kochen umgekehrt, und der Köder und deren koeluierte Beute-Proteine ​​werden durch SDS-PAGE getrennt. Schließlich kann Beuteproteine ​​durch Immunoblot-Analyse bzw. Massenspektroskopie identifiziert werden.

<table><tbody><tr><td>37% Formaldehyd</td><td>Roth</td><td>4979.1</td><td>Sollte nicht älter als ein Jahr sein</td></tr><tr><td>DNaseI</td><td>Sigma</td><td>DN25</td><td></td></tr><tr><td>BCA Protein Assay Kit</td><td>Pierce</td><td>23225</td><td></td></tr><tr><td>Mikromagnetischer Stab</td><td>Roth</td><td>0955.2</td><td>5 mm lang, 2 mm Durchmesser</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Roth</td><td>6683.1</td><td>Standardreinigungsmittel zur Solubilisierung</td></tr><tr><td>n-Dodecyl-&beta;-Maltosid</td><td>Glycon</td><td>D97002-C</td><td>das beste Reinigungsmittel zur Solubilisierung von CpxA</td></tr><tr><td>1 ml Strep-Tactin Superflow-Schwerkraft-Flow-Säule</td><td>IBA</td><td>2-1207-050</td><td></td></tr><tr><td>Strep-Tag Proteinreinigungspuffer Set</td><td>IBA</td><td>2-1002-001</td><td>Enthält Puffer W und Puffer E</td></tr><tr><td>Amicon Ultra-4 Zentrifugalfilter</td><td>Millipore</td><td>UFC803024</td><td></td></tr><tr><td>SuperSignal West Pico Chemilumineszenz-Substrat</td><td>Pierce</td><td>34080</td><td></td></tr><tr><td>SilverQuest Silberfärbekit</td><td>Invitrogen</td><td>LC6070</td><td></td></tr><tr><td>FireSilver Färbekit</td><td>Proteome Factory</td><td>P-S-2001</td><td></td></tr><tr><td>Ultrazentrifuge</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

membran-dorn: ein tool, um biochemische protein-protein-interaktionen von membranproteinen identifizieren in vivo

Membrane-SPINE: A Biochemical Tool to Identify Protein-protein Interactions of Membrane Proteins In Vivo

Membranproteine ​​sind essentiell für die Lebensfähigkeit der Zellen und sind daher wichtige therapeutische Ziele 3.1. Da sie in den Komplexen 4 funktionieren, sind Methoden zur Identifizierung und Charakterisierung ihrer Wechselwirkungen notwendig 5. Zu diesem Zweck haben wir die Membran Strep-Protein-Wechselwirkung Experiment genannt Membran-Dorn 6. Diese Technik kombiniert in vivo Vernetzen unter Verwendung des reversiblen Vernetzungsmittel Formaldehyd mit Affinitätsreinigung von Strep-tag eine Membran Köderprotein. Während des Verfahrens sind vernetzte Beuteproteine ​​mit der Membran Köderprotein co-gereinigt und anschließend durch Kochen getrennt. Daher können zwei wichtige Aufgaben bei der Analyse von Protein-Protein-Interaktionen (PPI) von Membranproteinen mit Membran-Dorn ausgeführt werden: erstens die Bestätigung einer vorgeschlagenen Interaktionspartner durch Immunoblotting, und zweitens die Identifizierung neuer Interaktionspartner von Massenspektrometrie-Analyse . Außerdem, selbst low Affinität, sind vorübergehende PPI durch diese Technik nachweisbar. Schließlich ist Membran-SPINE anpassungsfähig an nahezu jeden Zelltyp, so dass es zutreffend als ein leistungsfähiges Werkzeug, um Screening PPI von Membranproteinen zu identifizieren.

Membran SPINE-Analyse erlaubt die Co-Reinigung von Membranproteinen und transient interacting protein Partnern. Die Co-Reinigung unter Verwendung der Vernetzungsmittel Formaldehyd erreicht. Zwei Parameter sind wichtig, um unspezifische Vernetzungen verhindern: die Formaldehyd-Konzentration und der Vernetzungszeit. Die ausreichende, aber nicht übermäßige Verwendung von Formaldehyd kann leicht durch Immunoblotting gesteuert werden. Formaldehyd vernetztem Protein-Komplexe durch Kochen aber nicht durch SDS-Behandlung abgetr...

Eine biochemische Ansatz beschrieben, um die in vivo-Protein-Protein-Interaktionen (PPI) der Membranproteine ​​zu identifizieren. Das Verfahren kombiniert Proteinvernetzung, Affinitätsreinigung und Massenspektrometrie, und ist an fast jedem Zelltyp oder Organismus. Mit diesem Ansatz wird auch die Identifizierung der transienten PPI möglich.

Membran-DORN: Ein Tool, um biochemische Protein-Protein-Interaktionen von Membranproteinen Identifizieren In Vivo

Membrane proteins are essential for cell viability and are therefore important therapeutic targets1-3. Since they function in complexes4, methods to ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, in vivo Proteine, Proteininteraktionen von Membranproteinen durch ein Membran-Streptokokken-Protein-Interaktionsexperiment oder Membranwirbelsäule zu identifizieren. Dies wird durch die in vivo-Vernetzung mit dem reversiblen Vernetzer für Formaldehyd erreicht. Der zweite Schritt besteht darin, das strept-markierte Membranköderprotein zusammen mit den vernetzten Beuteproteinen zu reinigen.Als nächstes wird die Vernetzung durch Kochen umgekehrt. Der letzte Schritt ist die Trennung des Membranköderproteins und der co-gereinigten Beuteproteine durch Natriumsulfat, Polyacrylamid-Gelelektrophorese oder SDS-Seite. Letztendlich werden Immun-Blotting und Massenspektrometrie-Analysen verwendet, um die Beuteproteine zu identifizieren, was die Analyse von Membranprotein-Wechselwirkungen ermöglicht.Ich bin Sabina Hunka und wir zeigen Ihnen heute die Membranwirbelsäulen-Technologie. Der Hauptvorteil dieser Technologie gegenüber bestehenden Methoden wie co-IP besteht darin, dass sie es ermöglicht, sogar Proteinproteininteraktionen mit geringer Affinität oder vorübergehende Proteininteraktionen zu erkennen. Kline Shaana wird Ihnen das Verfahren zeigen.Sie ist eine meiner Doktorandinnen, die das Protokoll entwickelt hat. Um dieses Verfahren zu beginnen, wachsen bakterielle Zellen, die das Membranköderprotein mit einer C-terminalen Streptokokken-Tag-Fusion exprimieren, induzieren die Expression von Membranköderproteinen in der frühen logarithmischen Phase durch Zugabe von 0,5 millimolaren IPTG zu 500 Millilitern Medium, um eine ausreichende Expression zu ermöglichen. Inkubieren Sie die Bakterien bis zur Late Log Phase. Bereiten Sie sich auf die Formaldehydvernetzung unter einem Sicherheitsabzug vor, da das Formaldehyd giftig ist.Transportieren Sie das Kulturgefäß unter einen Sicherheitsabzug. Teilen Sie jede Probe in zwei Proben auf, eine ohne Vernetzung und eine mit der Formaldehydvernetzung. Geben Sie vier Milliliter 37%ige Formaldehydlösung in eine 250 Milliliter Kultur, um eine Endkonzentration von 0,6% zu erreichenÜbertragen Sie die Kulturgefäße zurück und züchten Sie die Zellen weitere 20 Minuten wie zuvor.Füllen Sie dann die Kulturen unter einem Sicherheitsabzug in Zentrifugenröhrchen ab. Sammeln Sie die Zellen durch Zentrifugation bei 3000 mal G für 30 Minuten. Der Überstand wird durch erstens Dekantieren und zweitens durch Absaugen entfernt.Entsorgen Sie mit einer Pipette unter einem Sicherheitsabzug die Überstände und entsorgen Sie den giftigen formaldehydhaltigen Überstand ordnungsgemäß. Um eine optimale Ausbeute während der Membranproteinherstellung zu erreichen, bereiten Sie zunächst Sphero-Platten vor, um vorsichtig zwei Milligramm Lysozym in 0,1 molaren E-D-T-A-P-H acht in einem 1,5-Milliliter-Röhrchen aufzulösen. Zur Vorbereitung des Puffers P zwei, der am Tag des Versuchs frisch gemacht werden sollte.Die Zellpellets werden in 10 Millilitern frisch zubereitetem Tris-Saccharose-Puffer mit Proteaseinhibitor resusiert und die Lösung in ein konisches 15-Milliliter-Röhrchen überführt. Fügen Sie einen Milliliter Puffer P two hinzu und inkubieren Sie ihn 30 Minuten lang auf Eis. Sammeln Sie die Sphero-Platten durch Zentrifugation bei 3000 mal G für 30 Minuten und entsorgen Sie den Überstand.Inkubieren Sie die Sphero plast Pellets vorsichtig über Nacht bei minus 20 Grad Celsius auf Eis. Bei der Resus wird der Sphero Plast Gaumen in sechs Millilitern frisch zubereitetem Puffer suspendiert. P drei.Beschallen Sie die Probe viermal eine Minute lang ununterbrochen auf Eis mit einer einminütigen Pause zwischen jedem Stoß. Um das Sphero Plast zu stören, zentrifugieren Sie die Probe 10 Minuten lang bei 10.000 mal G, um nach der Zentrifugation Zellreste zu ernten. Den Überstand mit einer Pipette in ein Ultrazentrifugenröhrchen überführen.Die Membranfraktion wird 30 Minuten lang bei 100.000 mal G pelletiert. Waschen Sie das Pellet vorsichtig in 20 Millimolar Tris Puffer pH acht, ohne es aufzulösen. Betreiben Sie dann ein Rohr mit einem Papiertaschentuch, ohne das Pellet zu stören.Um das Pellet, das die Membranen enthält, wieder zu suspendieren, fügen Sie einen Milliliter Tris hinzu, puffern Sie einen mikromagnetischen Stab und resuspendieren Sie das Pellet, teilweise mit einer Pipette, rühren Sie eine Stunde lang auf Eis um, verwenden Sie ein 20-Mikroliter-Aliquot, um die Proteinkonzentration zu bestimmen. Normalisieren Sie die Proteinkonzentration der Membranfraktion auf fünf Milligramm pro Milliliter mit einer Tris-Pufferpipette, geben Sie 2,5 Milliliter der Membranfraktion in ein Ultrazentrifugenröhrchen und fügen Sie 0,25 Milliliter 20 % Triton X 100 hinzu, um eine Endkonzentration von 2 % zu erreichen, um die Membranproteine zu lösen. Fügen Sie dann einen mikromagnetischen Stab hinzu und rühren Sie eine Stunde lang auf Eis um.Äquilibrieren Sie eine Ein-Milliliter-Streptor-Aktin-Super-Flow-Schwerkraft-Flow-Säule mit acht Millilitern Puffer. W.Entfernen Sie den mikromagnetischen Stab aus der Solubilisierungsprobe und zentrifugieren Sie ihn 30 Minuten lang bei 100.000 mal G, um die unlösliche Membranfraktion zu pelletieren, und entfernen Sie das Sat mit einer Pipette. Zur weiteren Reinigung wird der Überstand unter Verwendung der Schwerkraft auf die Säule aufgebracht.Waschen Sie die Säule mit vier Millilitern Puffer W Wiederholen Sie diesen Waschschritt fünfmal. Eluieren Sie die Membranköderproteine mit einem Milliliter Puffer E.Wiederholen Sie diese Elution. In viermal Schritten die angedeuteten Fraktionen konzentrieren.Zwei, drei und vier bis 300 Mikroliter mit einer Zentrifugalfiltereinheit. Mischen Sie 200 Mikroliter jeder Probe mit 50 Mikrolitern à fünf x als DS-Seitenladefarbstoff. Jede Zubereitung vor dem Kochen in 125 Mikroliter Aliquote aufteilen.Ein Aliquot jedes Präparats für 20 Minuten bei 95 Grad Celsius, um Formaldehyd-Vernetzungen umzukehren. Lassen Sie die Proben mindestens 10 Minuten lang auf dem Labortisch auf Raumtemperatur abkühlen. Laden Sie 30 Mikroliter aus jeder Probe auf eine einzelne Spur eines Polyacrylamid-Gels, das für das Immunblotting geeignet ist.Verwenden Sie einen vorgefärbten Molekulargewichtsmarker Für die beste Orientierung und Leistung als DS-Seite nach der Übertragung von Proteinen auf eine Nitrozellulosemembran. Blockieren Sie die Membran für eine Stunde, um eine unspezifische Markierung zu verhindern. Bei Raumtemperatur wird der Beuteprotein-spezifische Primärantikörper verdünnt und inkubiert.Verwenden Sie einen HRP-gebundenen Antikörper als Sekundärantikörper und entwickeln Sie den Immunblot mit einem Chemilumineszenz-Detektionskit mit hoher Empfindlichkeit. Überwachen Sie das Signal mit einem klassischen Filmverarbeitungsverfahren oder digitalen Bildgebungsgeräten. Wenn kein spezifischer Antikörper für die Beute, das Protein oder die unbekannte Interaktion verfügbar ist, sollten Partner identifiziert werden.Verwenden Sie Massenspektrometrie oder MS zur Identifizierung. Färben Sie die SDB-Seite mit einem MS-kompatiblen Färbekit. Führen Sie gemäß dem Protokoll des Herstellers alle Färbe- und Waschschritte in Glastanks durch.Schneiden Sie die jeweiligen Banden heraus, bevor Sie sie mit hochauflösendem LCMS als Köderprotein analysieren. Zum Einsatz kam das integrale Membranprotein CPXA von VISIA coli. CPXA ist eine Sensorkinase und besteht aus einer N-terminalen Sensordomäne mit zwei Transmembrandomänen, die eine große zusätzliche zytoplasmatische Sensordomäne integrieren, und einer C-terminalen hochkonservierten zytoplasmatischen katalytischen Domäne.Nach der Stimulation aktiviert CPXA seinen verwandten Reaktionsregulator, CPXR-aktiviertes CPXR diffundiert ab, um die Reaktion für die Membranwirbelsäule zu vermitteln. Das Streptokokken-Tag wurde mit dem C-Terminus von CPX fusioniert. Eine Analyse der Membranwirbelsäule zeigt, dass CPXA-Streptokokken mit anderen Proteinen oder Proteinkomplexen vernetzt sind, die durch einen Abstrich in der unenthüllten Formaldehyd-behandelten Probe angezeigt werden.Ohne Formaldehydbehandlung fehlt dieser Abstrich. Darüber hinaus ist eine direkte Proteinprotein-Interaktion von CPXA-Streptokokken mit seinem verwandten Response-Regulator-Protein CPXR als Beuteprotein nur in Gegenwart von Formaldehyd nachweisbar. Unterstützung der Spezifität der Formaldehydvernetzung mit Silberfärbung.Es ist eine Bande erkennbar, die für die gekochte Probe spezifisch ist. Der Pfeil markiert eine Bande, die mit MS analysiert wurde. Analyse und die CPXR als Interaktionspartner von CPXA bestätigte. Nach dem Anschauen dieses Videos sollte er ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Pro- und Crosslinking-Affinitätsreinigung in der Massenspektrometrie kombiniert, um Interaktionspartner von Membranproteinen zu identifizieren.

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Biotechnik

Dieses Video zeigt Experimente mit anschließender Analyse von Protein-Protein-Wechselwirkungen durch den Einsatz von Mikro-gemusterten Oberflächen. Der Ansatz bietet die Möglichkeit, Protein-Wechselwirkungen in lebenden Zellen zu erkennen und verbindet hohe Durchsatz mit der Möglichkeit, quantitative Informationen zu extrahieren.

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Testen Protein-Protein-Interaktion ist für die Präparation von Protein-Funktionalität unverzichtbar. Hier stellen wir...

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Viele Proteine erfüllen ihre Funktion, wenn sie an Membranoberflächen gebunden sind. Die Bindung von extrinsischen Proteinen an Nanodisc-Membranen kann indirekt durch Transmissionselektronenmikroskopie abgebildet werden. Wir zeigen, dass das charakteristische Stapeln (Rouleau) von Nanodiscs, das durch die Negativfärbung Natriumphosphotungat induziert wird, durch die Bindung von extrinsischem Protein verhindert wird.

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