Einem Mausmodell der Subarachnoidalblutung
21. November 2013
Eine standardisierte Maus-Modell der Subarachnoidalblutung durch intraluminale Kreis von Willis Perforation beschrieben. Schiff Perforation und Subarachnoidalblutung durch intrakranielle Drucküberwachung überwacht. Neben verschiedenen Vitalparameter erfasst und gesteuert werden, um physiologische Bedingungen aufrecht zu erhalten.
Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, eine standardisierte Subarachnoidalblutung bei Mäusen zu induzieren. Dies wird erreicht, indem das anästhesierte Tier zunächst an Überwachungsgeräte angeschlossen wird, um die physiologischen Bedingungen während der Operation zu überwachen. Der zweite Schritt besteht darin, Sensoren für die zerebrale Perfusion und die intrakranielle Druckmessung als Schlüsselparameter für die Blutungsinduktion einzusetzen.
Als nächstes wird die Subarachnoidalblutung durch endovaskuläre Filamentperforation induziert. Der letzte Schritt besteht darin, das Tier zu perfundieren und das Gehirn zu isolieren, um die extravasierte Blutverteilung sichtbar zu machen. Der Hauptvorteil dieser Technik an Mäusen anstelle von Rex besteht darin, dass wir transgene Tiere verwenden können.
Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, da die Intubation, die multimodale physiologische Überwachung sowie die Gefäßvorbereitung bei Mäusen recht schwierig durchzuführen sind. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da die chirurgischen Schritte schwer zu erlernen sind. Catherine Shula, eine Doktorandin aus meinem Labor, wird das Verfahren vorführen.
Sie verfügt über mehr als zwei Jahre Erfahrung in der Durchführung dieses SAH-Modells. Zu Beginn zieht ein betäubtes Tier auf einer schrägen Plattform, das unter einem Mikroskop arbeitet, die Zunge mit einer gebogenen Pinzette zurück, um die Stimmbänder zu lokalisieren. Nach der Visualisierung intubieren Sie während der Inspiration mit einem Schlauch aus einem 20-Gauge-Venenkatheter.
Platzieren Sie anschließend die Maus in Bauchlage und überprüfen Sie die korrekte Platzierung des Schlauchs mit einem Stück Watte oder einem Mikrokapnographen, wenn er richtig platziert ist. Verbinden Sie den Intubationsschlauch mit dem Beatmungsgerät. Lüften Sie die Maus mit Raumluft, ergänzt mit 25 % Sauerstoff.
Verbinden Sie den Intubationsschlauch mit dem Mikrokapnographen. Halten Sie den abschließenden exspiratorischen Partialdruck von Kohlendioxid bei 30 Millimeter Quecksilber, indem Sie die Belüftungsfrequenz anpassen. Legen Sie das Tier nach dem Einsetzen eines rektalen Temperaturfühlers auf ein Heizkissen, um die Körpertemperatur bei 37 Grad Celsius zu halten. Platzieren Sie einen ringförmigen Pulsoximetersensor an der rechten Hinterpfote.
Machen Sie als Nächstes einen Schnitt vom Auge bis zum Ohr. Ziehen Sie die Haut zurück und präparieren Sie den linken Schläfenmuskel vom Schläfenbein. Kleben Sie nach der Freilegung eine Laser-Doppler-Durchflussmessersonde auf das linke Schläfenbein.
Halten Sie die Sonde in einer festen Position, bis der Kleber aushärtet. Bohren Sie während des Bohrens ein Loch von etwa 1,5 Millimetern Durchmesser in das linke Schläfenbein. Kühlen Sie den Knochen mit Kochsalzlösung.
Um Hitzeschäden zu vermeiden, führen Sie die intrakranielle Drucksonde in die Schädelhöhle ein und schieben Sie sie so dorsal wie möglich nach vorne, um Gewebeschäden und Blutungen zu vermeiden. Sobald die Sonde richtig platziert ist, fixieren und versiegeln Sie sie mit Zement und lassen Sie sie fünf Minuten trocknen. Wenn der Zement trocken ist, drehen Sie die Maus vorsichtig in eine Rückenlage.
Kathetisieren Sie mit Standardtechniken die linke Oberschenkelarterie für eine kontinuierliche Blutdrucküberwachung. Sobald der Femurkatheter an Ort und Stelle ist, verbinden Sie ihn mit dem Blutdruckmessgerät. Öffnen Sie zunächst die Haut mit der Schere vom Brustbein bis zum Kinn stumpf.
Präparieren Sie das Bindegewebe und schieben Sie die Speicheldrüsen zur Seite, um die linke Halsschlagader freizulegen. Isolieren Sie den CCA vom umgebenden Gewebe und achten Sie darauf, den Vagusnerv, der sich in derselben Bindegewebsscheide befindet, nicht zu beschädigen. Legen Sie anschließend die Arteria carotis interna und die Arteria carotis externa vorsichtig frei und isolieren
Sie sie.Nach der Isolierung wird die ECA so weit wie möglich geliert, zwei weitere Ligationen um die ECA für die spätere Verwendung mit einem Applikatorokklude vorbereitet, die CCA und die ICA vorübergehend mit Mikroclips. Ziehen Sie die Klammern vorsichtig zurück, um sicherzustellen, dass sie richtig angebracht sind. Für die Blutinduktion verwenden wir ein 12 Millimeter langes Prolin Five Zero Filament.
Schneiden Sie mit einer Gefäßschere ein kleines Loch in den ECA und setzen Sie das Filament ein. Sobald das Filament an Ort und Stelle ist, verschließen Sie die Einstichstelle mit einer der vorher vereinbarten Ligaturen. Entfernen Sie anschließend die Mikroclips mit dem Mikroclip-Applikator, um Blutungen auszulösen.
Schieben Sie das Filament in den ICA vor, bis der ICP ansteigt. Ein plötzlicher Anstieg des ICP deutet auf eine Blutungsinduktion hin, ziehen Sie das Filament sofort zurück und ligieren Sie die ECA, indem Sie beide vorher vereinbarten Ligaturen nacheinander schließen. Dadurch wird ein Ausbluten der Einstichstelle verhindert.
Vernähen Sie die Hautwunde und überwachen Sie die physiologischen Parameter des Tieres für weitere 20 Minuten. Entfernen Sie am Ende dieses Zeitraums sowohl die ICP- als auch die LDF-Sonde nach der transkardialen Perfusion. Entfernen Sie das Gehirn und beurteilen Sie die Blutverteilung im Subarachnoidalraum vor der Blutung, der ICP beträgt etwa vier Millimeter.
Quecksilberblutungen führen zu einem starken Anstieg des ICP auf bis zu 120 Millimeter. Die ICP-Werte des Quecksilbers stabilisieren sich dann innerhalb von fünf Minuten bei etwa 30 Millimeter Quecksilbersäule. Außerdem steigt der Blutdruck unmittelbar nach der Blutung an.
Induktionsrepräsentative Laser-Doppler-Durchflussmesserwerte nach Blutungsinduktion zeigen, dass innerhalb von fünf Minuten nach dem Insult eine dramatische Abnahme der zerebralen Perfusionsreperfusion auf ein individuell anderes Niveau auftritt. In diesem Beispiel wird eine Blutverteilung entlang der hirnversorgenden Arterien und Kleinhirnfissuren beobachtet. Drei Stunden nach der Blutung zeigen rote Linien die Blutverteilung entlang der hirnversorgenden Arterien an.
Die Seite der Blutung war mit mehr Blut bedeckt als die kontralaterale Hemisphäre zu sehen. Hier ist die Überlebenskurve nach SAH bei 49 männlichen, C 57 BL sechs Mäusen. Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, die physiologischen Bedingungen zu überwachen, um eine reproduzierbare Menge an Blutungen nach ihrer Entwicklung zu gewährleisten.
Diese Technik ebnete den Weg für Forscher auf dem Gebiet der subretinalen Blutung, um die Mechanismen der zerebralen Ischämie früh nach dem Insult zu erforschen.
Sehen Sie sich das vollständige Transkript an und erhalten Sie Zugang zu Tausenden wissenschaftlicher Videos
Übersicht
Dieser Artikel beschreibt ein standardisiertes Mausmodell zur Induktion einer subarachnoidalen Blutung durch intraluminale Perforation des Circle of Willis. Das Verfahren beinhaltet die Überwachung des intrakraniellen Drucks und verschiedener Vitalparameter, um während des Experiments physiologische Bedingungen aufrechtzuerhalten.
Wichtige Studienkomponenten
Wissenschaftsbereich
- Neurowissenschaften
- Experimentelle Chirurgie
- Tiermodelle
Hintergrund
- Eine subarachnoidale Blutung ist ein kritischer Zustand, der eine effektive Modellierung für die Forschung erfordert.
- Mausmodelle ermöglichen den Einsatz von transgenen Tieren und verbessern so die Untersuchung genetischer Faktoren.
- Die Überwachung physiologischer Parameter ist für die Genauigkeit des Modells unerlässlich.
- Der Circle of Willis ist ein Schlüsselbereich für die Untersuchung des zerebralen Blutflusses und der Blutung.
Zweck der Studie
- Etablierung eines zuverlässigen Mausmodells für subarachnoidale Blutung.
- Überwachung physiologischer Bedingungen während der Induktion der Blutung.
- Visualisierung der Blutverteilung im Gehirn nach der Blutung.
Verwendete Methoden
- Anschließen der anästhesierten Maus an Überwachungsgeräte.
- Anbringen von Sensoren zur Messung der zerebralen Perfusion und des intrakraniellen Drucks.
- Induktion der Blutung durch endovaskuläre Filamentenperforierung.
- Isolierung des Gehirns zur Visualisierung der extravasierten Blutverteilung.
Hauptergebnisse
- Das Modell induzierte erfolgreich eine subarachnoidale Blutung bei Mäusen.
- Physiologische Parameter wurden während des gesamten Verfahrens effektiv überwacht.
- Visualisierungstechniken ermöglichten eine detaillierte Bewertung der Blutverteilung.
- Der Einsatz von transgenen Mäusen lieferte Einblicke in genetische Einflüsse auf die Blutung.
Schlussfolgerungen
- Dieses standardisierte Modell ist ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung subarachnoidaler Blutungen.
- Überwachungstechniken sind entscheidend für die Aufrechterhaltung der physiologischen Relevanz.
- Zukünftige Studien können dieses Modell nutzen, um therapeutische Interventionen zu erforschen.
Häufig gestellte Fragen
Executive Industry Relevance
This standardized murine model of subarachnoid hemorrhage enables reproducible induction of cerebral bleeding via endovascular Circle of Willis perforation, supporting pharmacological and pathophysiological studies in wild-type and genetically altered mice. By maintaining physiological parameters through intubation, ventilation, and real-time monitoring of intracranial pressure and cerebral perfusion, the model reduces variability in hemorrhage volume and enhances data reliability for target validation and mechanistic de-risking in neurovascular drug discovery.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses related to cerebral ischemia and vasospasm following subarachnoid hemorrhage.
- Operational Value: Provides a biologically relevant system to assess target engagement and pathway modulation in vivo.
- Predictive Value: Supports preclinical de-risking by modeling human-relevant hemorrhage dynamics and secondary injury mechanisms.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Generates quantifiable outputs such as intracranial pressure trajectories and cerebral perfusion changes for compound screening.
- Reproducibility: Standardized bleeding induction via filament perforation allows consistent baseline establishment across experiments.
- Scalability: Compatible with transgenic models, enabling genetic screening and target validation pipelines.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Recapitulates key features of human subarachnoid hemorrhage, including blood distribution in subarachnoid spaces and cerebellar fissures.
- Translational Continuity: Facilitates biomarker discovery through longitudinal monitoring of physiological and neurological outcomes.
- Risk-Adjusted Advancement: Supports go/no-go decisions by linking target modulation to hemorrhage severity and survival outcomes.
Pipeline & Workflow Integration
The model integrates into the discovery continuum from target validation through preclinical efficacy testing, particularly for neurovascular and neuroprotective candidates.
- Discovery Biology: Supports mechanistic studies of cerebral perfusion delay, inflammatory response, and blood-brain barrier disruption post-hemorrhage.
- Screening: Enables evaluation of compounds affecting intracranial pressure dynamics and reperfusion patterns.
- Analytics: Provides quantitative hemodynamic and perfusion readouts that support dose-response and target engagement analysis.
- Translational Research: Aligns with preclinical validation by modeling injury progression and response to intervention over time.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable platform for iterative testing of genetic and pharmacological variables in hemorrhage research.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Enhances predictive confidence in target validation through physiological monitoring and reproducible hemorrhage induction.
- Operational Value: Standardized surgical and monitoring procedures reduce inter-experiment variability and improve throughput.
- Strategic Value: Informs portfolio decisions by reducing biological uncertainty in neurovascular therapeutic development.
- Portfolio Impact: Enables risk-stratified advancement of candidates based on hemodynamic and histopathological endpoints.
Implementation Considerations
- Requires expertise in microsurgery, intubation, and vascular catheterization in murine models.
- Dependent on instrumentation for intracranial pressure, laser Doppler flowmetry, and blood pressure monitoring.
- Necessitates standardized protocols for physiological parameter maintenance across operators and sites.
- Adaptation considerations include strain-specific vascular anatomy and transgenic background effects on hemorrhage susceptibility.
- Practical limitations include technical complexity of femoral artery catheterization and probe fixation, which may affect accessibility for high-throughput applications.
