Name: Identifizierung von Protein-Protein-Wechselwirkung in Drosophila Adult Heads von Tandem Affinity Purification (TAP) (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2013-12-05T17:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 36 s
Description: Lernen Sie die Tandem-Affinitätsreinigung (TAP) zur Identifizierung von Protein-Protein-Wechselwirkungen in Drosophila-Gehirnen. Diese Methode ermöglicht die Analyse physiologischer Interaktionen in vivo.

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Wir danken für die Zusendung EUROSARF Hefe TAP Expressionsplasmide. Wir sind auch dankbar für redaktionelle Hilfe von Ryan Labadens. Diese Arbeit wurde durch ein NIH / NINDS Zuschuss (R01NS070962) auf CW unterstützt

1. Generieren UAS-TAP-markierten Transgene Fliegen <ol><li> Generieren pUAST-TAP-markierten DNA-Konstrukte. <ol><li> Entscheiden Sie, welche Seite (N-oder C-Terminus) der Köder-Protein die TAP-Tag sollte die fusioniert werden sollen, aufgrund der Struktur / Funktion des Proteins. Siehe Diskussion für weitere Details. </li><li> Subklonierung der cDNA-codierenden Region des Gens von Interesse in die multiple Klonierungsstellen (MCS) der pUAST NTAP-oder pUAST CTAP-Vektoren, um N-oder C-terminalen-markierten UAS-TAP-Transgene zu erzeugen sind. Siehe Abbildung 1 für detaillierte Karten und nutzbar Restriktionsstellen und Leserahmen. </li></ol></li><li> Generieren UAS-TAP-markierten transgenen Fliegen. <ol><li> Generieren transgenen Fliegen nach Standardprotokollen mit P-Element-vermittelte Insertion 11. Eine Reihe von Einspritzleistungen sind im Handel erhältlich. </li><li> Überqueren neuronalen GAL4 Treiber (BG380-GAL4) zu jedem einzelnen transgenen Linie und bestimmen die Proteinexpressionsniveausjeder Zeile durch Western-Blot (mit Peroxidase-Anti-Peroxidase-Antikörper) und / oder die Immunfärbung (mit Anti-TAP-Antikörper). In der Regel wird eine transgene Linie mit einer Proteinexpression Wert in der Nähe des endogenen Proteins ist für TAP Verfahren empfohlen. Siehe Diskussion für weitere Details. </li><li> PerformGAL4/UAS-based Rettungsversuche, um die Funktionalität der TAP-markierten Transgene bestätigen, wenn loss-of-function Mutanten der Gene von Interesse sind. Wählen Sie ein Transgen, die die mutierten Phänotypen für die folgenden Experimente wesentlich TAP retten können. </li></ol></li></ol> 2. Bereiten Proben für die TAP-Verfahren <ol><li> Generieren Sie eine Fliege stock, die sowohl eine neuronale GAL4 Treiber (zB BG380-Gal4) und der gewählten TAP-markierten Transgen um Ausbau der Fliege trägt Proben erleichtern. Sammeln Sie die F1 Nachkommen des GAL4-Treiber und dem UAS-Transgen Kreuz in seltenen Fällen, wenn die oben genannte Kombination bewirkt, dass das Überleben und Wachstum Nachteil. &lt;/ Li&gt; <li> Sammeln kleinen Proben und optimieren Lyse Bedingung für die Solubilisierung des TAP-markierten Protein. <ol><li> Stellen eine Reihe von Lysepuffer mit einer Kombination der nichtionischen Detergenzien NP-40 (0,1-1%), NaDOC (0,1-1%) und Triton X-100 (0,05-0,5%). Siehe Tabelle 1 und Diskussion für weitere Informationen. </li><li> Auf einem CO2-Pad, verwenden Nr. 5 Pinzette aus der TAP-Transgen exprimiert Fliegen sezieren 20 Erwachsenen Köpfe und sammeln sie in einem 1,5-ml-Tube, um jeden Lysepuffer Zustand zu testen. </li><li> Geben Sie 100 ul Lysepuffer Prüfung an das Rohr und homogenisieren die Köpfe durch Streicheln auf und ab mit einer Kunststoff-Stößel, fügen Sie dann weitere 100 ul Testpuffer. </li><li> Drehen Sie den Kopf Lysat bei 21.500 g für 10 min (4 ° C), und trennen Sie den Überstand und Pellet nach Zentrifugation. In 25 ul 2x SDS-Ladepuffer zum Pellet und 10 ul 4x SDS-Ladepuffer zu 30 ul des Überstandes auf. </li><li> Man kocht die beiden Proben für 5 min und zu analysieren nebenSeitige Verwendung von SDS-PAGE und anschließendem Western-Blot mit dem PAP-Antikörper. Bestimmung der Löslichkeit durch das Verhältnis der TAP-Proteinspiegel im Überstand der Pellet-vs. </li></ol></li><li> Bereiten Probe in großem Maßstab <ol><li> Erweitern und sammeln erwachsenen Fliegen. <ol><li> Erweitern Sie den neuronal-GAL4/UAS-TAP-transgene Lager in Flaschen und drehen Sie die Flaschen alle 3 Tage bis kumulative 250 Flaschen werden für die Sammlung verwendet. </li><li> Sammeln 1-3 Tage alten Erwachsenen in 50 ml konische Röhrchen fliegt, legte das Rohr sofort in flüssigem Stickstoff tiefgefroren, um die Fliegen. Bewahren Sie die Fliegen in einem -80 ° C Gefrierschrank. Beachten Sie, dass das Volumen der Fliegen muß 2/3 der 50-ml-Röhrchen nicht überschreiten. </li></ol></li><li> Sammeln Fliegenköpfe (führen Sie diesen Schritt auf der Oberseite des pulverförmigen Trockeneis). <ol><li> Nehmen Sie die vorgekühlten Siebe und der Mörser und Stößel aus dem -80 ° C Gefrierschrank und legte sie auf Trockeneis, idealerweise in einem großen Eiskübel. Stapeln beiden USA-Standardtestsiebe mit Nr. 25 auf the oben und Nr. 40 an der Unterseite. </li><li> Nehmen Sie die gefrorenen Fliegen aus und legen Sie sie in flüssigem Stickstoff und halten die Fliegen dort für ca. 10 min. Vortex oder kräftig schütteln, die Rohre, um die Köpfe, Beine und Flügel aus dem Körper zu brechen. </li><li> Gießen Sie die Mischung auf das obere Sieb, und dann schütteln die Siebe kräftig, während die beiden Siebe zusammenhält. Nach dem Sieben werden die Körper auf dem oberen Sieb bleiben, fliegen Köpfe werden auf der Unterseite Sieb zurückgehalten werden, und die Beine, Flügel und andere Verunreinigungen werden dem Trockeneis fallen. Trennen Sie die beiden Siebe und sorgfältig übertragen Sie die Fliege Köpfe der kalten Mörtel. </li></ol></li><li> Homogenisieren Fliegenköpfe <ol><li> Oben auf Trockeneis, mahlen die Köpfe mit dem Mörser und Stößel, um die Pulverpartikel, dann übertragen Sie das Pulver in ein 15-ml-Glas Dounce Tissue Grinder, die auf Eis vorgekühlt wurde. </li><li> Messen Sie die Gewichte der Mühle vor und nach der Kopf-Probe wurde in sie gegossen, und dann berechnen, wie viel der Kopf sample wiegt. Eine Gesamtzahl von 6-15 Gramm Fliegenköpfen für jeden TAP Experiment entsprechend eingestellt, um den Expressionsspiegel des Proteins ausreichen. 15 ml eiskaltem Homogenisierungspuffer (Lyse-Puffer in Schritt 2.2 optimiert) auf das Pulver und dann Schlag mit dem großen Abstand Stößel, bis es einfach für die Stößel zu gehen auf und ab. Halten Sie das Glas Mühle auf Eis zu allen Zeiten. </li></ol></li><li> Bereiten Sie den Überstand für TAP <ol><li> Übertragen des Homogenats, um eine Hochgeschwindigkeits-Spin-Zentrifugenröhrchen und für 20 Minuten bei ~ 50.000 xg (4 º C). Den Überstand in ein neues Hochgeschwindigkeits-Zentrifugenröhrchen und wiederholen Sie die Zentrifugation noch einmal. </li><li> Den Überstand in ein Ultrazentrifugenröhrchen und führen Sie eine 40 min ~ 250.000 xg Spin um den Überstand weiter zu löschen. Der Überstand ist bereit für die Tandem-Affinitätsreinigung Verfahren nach Ultrazentrifugation. </li></ol></li></ol></li></ol> 3. TAP Reinigung </p&gt; Die folgenden Abschnitte wurden aus dem Labor Séraphin TAP abgeleitet protocol 12 (http://web.as.uky.edu/Biology/faculty/rymond/BIO%20510/Bertran%20Seraphin%27s%20TAP%20page.pdf ) <ol><li> Führen IgG Wulst Affinitätsreinigung <ol><li> Bereiten IgG Sepharose Wulst während die Proben werden zentrifugiert. Waschen 400 ul IgG Wulst 3x in einem 15 ml Falcon-Röhrchen mit 10 ml kaltem Waschpuffer IgG. Für jede Wäsche, rocken das Rohr vorsichtig für 2 min, und dann Spin-Down der Kügelchen bei 1.000 g für weitere 2 min. Am Ende des dritten waschen, entfernen Sie den Puffer und lassen Sie nur die Perlen in die Röhre. </li><li> Die geklärte Überstand (~ 15 ml) vorsichtig in den 15-ml-Tube mit den IgG-Perlen zu übertragen. Die Perlen und Gehirn Lysat Mix Inkubation bei 4 º C auf einem Kolbenpendel für 2 Stunden. </li><li> Richten Sie eine sauber und leer Mikro-Säule mit etwa 15 ml Gesamtvolumen im Kühlraum. Laden Sie die IgG Wulst Mischung durch stetig Gießen Sie die Mischung in der Kolonne; versuchen Sie nicht, abzufangen,Luftblasen in der Säule. Lassen Sie die Perlen in der Spalte und der Puffer absetzen, langsam durch Schwerkraft ablaufen lassen. </li><li> Gründlich die Säule mit 10 ml kaltem Waschpuffer IgG schließlich des Gehirns Lysat durch die Säule ständiger IgG floss. Wiederholen Sie den Wasch 2x. Hinweis: nie den Wulst an der Luft trocknen lassen. </li></ol></li><li> Führen TEV-Spaltung <ol><li> Nach dem dritten Waschen, waschen Sie die Spalte wieder mit 10 ml TEV-Spaltpuffer. Dieser Schritt bereitet die IgG-Perle, die die Köder-Komplex für TEV-Spaltung sequestrates. </li><li> Kurz bevor der letzte Tropfen TEV-Puffer ist im Begriff, heraustropfen, legte eine Kappe am unteren Ende der Säule, um den Fluss zu blockieren, fügen Sie 1,3 ml TEV-Puffer mit 130 Einheiten der TEV-Enzym an der Säule, und dann sicher Kappe die Spitze die Säule. Sicherzustellen, dass die Säule und an beiden Enden verschlossen. </li><li> Drehen Sie die Säule bei 18 º C für 2 Stunden, damit der TEV-Enzym, um das Peptid an der TEV-Website zu spalten und lassen Sie die Proteinkomplex while und hinterließ den Protein A-Domäne des Peptids an IgG Sepharose-Kügelchen gebunden. </li></ol></li><li> Führen Calmodulin Wulst Affinitätsreinigung <ol><li> Bereiten Sie die Calmodulin-Perlen, während die IgG-Perlen werden mit dem TEV Enzym inkubiert. In einem 15 ml Falcon-Röhrchen 3x mit 10 ml kaltem Calmodulin-Bindungspuffer waschen 200 ul Calmodulin-Perlen, jedes Mal. Für jede Wäsche, schaukeln das Rohr für 2 min auf einem Kolbenpendel, und Spin-Down der Kügelchen bei 1.000 g für 2 min. Am Ende des dritten waschen, nehmen Sie alle den Puffer und lassen Sie nur die Perlen in die Röhre. </li><li> Am Ende der TEV-Inkubation (Schritt 3.2.3), kehren die IgG-Säule zurück in den Kühlraum und legen Sie sie gerade nach oben. Lassen Sie die Perlen für 10 Minuten absetzen. </li><li> Entfernen Sie die obere Abdeckung und dann die untere Kappe, und sammeln Sie die 1,3 ml TEV-Spaltprodukt in einem 15 ml Falcon-Röhrchen dann. Lassen Sie den Puffer vollständig ablaufen lassen. Fügen Sie eine zusätzliche 200 ul TEV-Puffer auf die Säule, um das Totvolumen der Säule schieben, sammeln die fNieder in derselben Röhre. </li><li> In 4,5 ml Calmodulin-Bindungspuffer und 4,5 ul 1 M CaCl 2 bis 1,5 ml TEV-Spaltprodukt oben gesammelt. Der CaCl 2 dient dazu, die EDTA in TEV-Puffer titriert. Übertragen Sie die 6 ml Mischung auf das Rohr, das die Calmodulin-Perlen und drehen Sie die Röhrchen bei 4 º C auf einem Kolbenpendel für 1 Stunde. </li><li> Richten Sie einen sauberen und leeren Mikro-Säule mit etwa 10 ml Gesamtvolumen im Kühlraum. Laden Sie das Calmodulin Wulst Mischung auf die Säule und lassen Sie es durch die Schwerkraft entleeren. </li><li> Wenn die gesamte Lösung durch das Siedlungs Spalte Calmodulin floss, waschen Sie die Säule zweimal mit je 10 ml kaltem Calmodulin-Bindungspuffer. Hinweis: vermeiden Sie die Calmodulin-Perlen stören und versuchen, die Oberfläche der Perlen so flach wie möglich während des Wasch halten. </li></ol></li><li> Eluiere das Köder-Komplex aus Calmodulin Spalte. Gleich nach dem Waschen der Säule eluieren Calmodulin mit fünf Fraktionen von 200 ul kalten Calmodulin Elutionspuffer. Für jede Fraktion, vorsichtig mit 200 &amp;mgr; l Elutionspuffer, um die Säule und Sammeln des Eluats mit einem markierten 1,5 ml Eppendorf-Röhrchen. Wiederholen Sie diesen 4x. </li><li> Analyse der Proteinkomplex durch SDS-PAGE <ol><li> Einen kleinen Aliquots von jedem der fünf Fraktionen (etwa 30 ul) hinzugefügt und SDS-Ladepuffer. Kochen Sie die Proben für 5 min und laden Sie die Proben Seite-an-Seite mit Protein molekulare Marker in einem Gradienten (4-15%) SDS-PAGE-Gel. </li><li> Nachdem die Proben vollständig in das Gel aufgelöst, stoppen Sie die Elektrophorese und färben das Gel mit allen G-250-basierte empfindlich kolloidale Coomassie-Färbung Verfahren wie &quot;blue silver&quot;-Färbung 13. Silberfärbung ist optional, aber nicht bevorzugt, da es nicht kompatibel mit der anschließenden Massenspektrometrie-Analyse. Speichern den Rest des Eluats in einem -80 ° C Gefrierschrank für die weitere Analyse, wie der Massenspektrometrie für die Aufdeckung der molekularen Identitäten der gereinigten Proteinkomplex. See Diskussion. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Tandem-Affinitätsreinigung (TAP)-Methode bietet eine Dual-Reinigungsprotokoll, das die Isolierung und Anreicherung von Proteinkomplexen durch zwei unabhängige Affinität Reinigungsschritte ermöglicht. Das Design des TAP-Tag nicht zu dem, was in diesem Protokoll Beispiel beschränkt, andere Proteinbindungsdomänen und Motive auch anwendbar, wenn Pufferbedingungen entsprechend angepasst. Ein gutes Beispiel für andere TAP-Tags ist die GS-TAP-Tag, eine Kombination aus einem G-Protein und einem Streptavidin-Bindungsmotiv, von G...

Definieren der molekularen Signalwege und Netzwerke, die einen bestimmten biologischen Prozess zu vermitteln ist eines der obersten Ziele der biomedizinischen Forschung. Fly Genetiker haben massiv auf zukunfts Genetik abhängig, vor allem Modifikator genetischen Bildschirme (beide Enhancer und Suppressor-Screens), um Faktoren, die zusammenarbeiten, parallel, oder stromaufwärts oder stromabwärts eines Gens von Interesse zu identifizieren. , Vorwärts Genetik Bildschirme oft scheitern jedoch zu wesentlichen Gene zu identifizieren, die, wenn mutiert, verursachen Letalität in frühen Entwicklungsstadien, oder Gene mit funktionellen Redundanz und Entschädigung, deren Funktionsverlust nur subtile Defekte, die schwer zu erzielen sind, verursachen. Eine Möglichkeit, diese Schwierigkeit zu überwinden, ist für die direkte Protein-Protein-Interaktionen zu screenen. Seit mehr als einem Jahrzehnt eine wachsende Liste von biochemischen Methoden, einschließlich Hefe-Zwei-Hybrid-, Phagen-Display, chemische Vernetzung, Co-IP, Tandem Affinity Purification (TAP), usw. wurden verwendet, um Protein zu untersuchen-Protein-Wechselwirkungen. Jeder dieser Ansätze hat ihre eigenen Stärken und Schwächen im Hinblick auf die Empfindlichkeit und Spezifität. Unter ihnen kann der TAP-Verfahren zum Nachweis von physikalischen Wechselwirkung unter nahezu physiologischen Bedingungen bewahrt Spezifität und Konsistenz 2 und schließt die Fähigkeit zum Hochdurchsatz-Analyse 3,4 erstrecken. Die TAP-Methode wurde ursprünglich in der Hefe durch Rigautand Kollegen 1 entwickelt. In diesem Verfahren wird ein Protein von Interesse mit einem TAP-Tag exprimiert. Der TAP-Tag birgt zwei unabhängige Affinität bindende Domänen: eine Protein A-Domäne, die an IgG bindet und eine Calmodulin-Bindungsdomäne. Die beiden Bereiche sind durch eine TEV (Tabak-Etch-Virus)-Spaltstelle getrennt sind. Eine solche Kombination ermöglicht zwei unabhängige Runden der Affinitätsreinigungen ausreichend unspezifische Bindungen zu reduzieren und bereichern spezifischen Bindungen ein. Für diesen Fall ist die TAP-Methode ein sehr leistungsfähiges method in vivo Interaktionen eines bestimmten Proteins zu identifizieren, obwohl Überexpression des exogenen Proteins kann es die sich bei Proteinen, die normalerweise nicht mit den komplexen endogenen Gegen Verbindung zu bringen. Seit seiner Entwicklung hat die TAP-Methode in vielen anderen Systemen, einschließlich Zellkultur-basierten Systemen 5,6 und in vivo Modellsystemen 9.6 angewendet. Hier beschreiben wir die Anpassung der TAP-Methode in Drosophila. Zunächst erzeugen pUAST NTAP-und pUAST CTAP-Vektoren Klonierung und Fusion der TAP-Tag entweder am N-oder C-Terminus des Gens von Interesse zu erleichtern. Die FH-TAP-markierten Transgen wird dann im Nervensystem unter der Kontrolle eines neuronalen GAL4 Treiber 10 ausgedrückt. Als nächstes wird eine große Anzahl von erwachsenen Fliege Köpfe erfasst werden, die hohen Gehalt an Nervenzellen und sind leicht von anderen Körperteilen nach dem Einfrieren auf Größe Differenzen zu trennen. Die erwachsenen Köpfe sind homogenisiert und gelöscht by aufeinanderfolgenden Zentrifugationen und der Überstand wird unter einer unten beschriebenen Prozedur TAP.

<table><tbody><tr><td>U.S.A. Standard-Reagenzsieb Nr. 25</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-881-18</td><td></td></tr><tr><td>U.S.A. Standard-Reagenzsieb Nr. 40</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-881-21</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Kontes Dounce Tissue Grinders 15 ml</td><td>Kimble Chase</td><td>885300-0015</td><td></td></tr><tr><td>IgG Sepharosekügelchen</td><td>Pharmacia</td><td>17-0969-01</td><td></td></tr><tr><td>Econo-Säule 0,7 cm x 20 cm</td><td>Bio-Rad</td><td>737-4721</td><td></td></tr><tr><td>Econo-Säule 0,5 cm x 15 cm</td><td>Bio-Rad</td><td>737-4716</td><td></td></tr><tr><td>Calmodulin-Kügelchen</td><td>Stratagene</td><td>214303</td><td></td></tr><tr><td>Coors Mörser und Stößel</td><td>CoorsTek</td><td>60311</td><td></td></tr><tr><td>AcTEV-Protease</td><td>Invitrogen</td><td>12575-015</td><td></td></tr><tr><td>Protease-Inhibitor-Cocktail</td><td>Roche</td><td>11836153001</td><td></td></tr><tr><td>Protease-Inhibitor-Mix</td><td>Sigma</td><td>P8340</td><td></td></tr></tbody></table>

identifizierung von protein-protein-wechselwirkung in<em&gt; drosophila</em&gt; adult heads von tandem affinity purification (tap)

Identifying Protein-protein Interaction in Drosophila Adult Heads by Tandem Affinity Purification (TAP)

Genetische Screens durchgeführt unter Verwendung von Drosophila melanogaster (Fruchtfliege) haben zahlreiche Meilenstein Entdeckungen im Vorfeld der biologischen Wissenschaften gemacht. Jedoch wurde die Verwendung von biochemischen Screening auf die sich die Kenntnis der genetischen Analyse gewonnenen Ziel erst kürzlich entdeckt. Hier beschreiben wir eine Methode, um den Proteinkomplex zu reinigen, der sich an jedem Protein von Interesse von erwachsenen Fliegenköpfe. Diese Methode nutzt die Drosophila GAL4/UAS System, um eine Köderprotein mit einem Tandem Affinity Purification (TAP)-Tag in fly Neuronen in vivo verschmolzen Ausdruck zu bringen, und dann implementiert zwei Runden der Reinigung mit einem TAP-Verfahren, ähnlich dem ursprünglich fest Hefe ein, um die Interaktion Protein-Komplex zu reinigen. Am Ende dieses Verfahrens wird ein Gemisch aus mehreren Protein-Komplexe erhalten wird, dessen Molekular Identitäten durch Massenspektrometrie bestimmt werden. Validierung der Kandidatenproteine ​​aus der r profitierenesource und einfache Durchführung loss-of-function-Studien in Fliegen. Ähnliche Ansätze können auf andere Flug Gewebe angewendet werden. Wir glauben, dass die Kombination von genetischen Manipulationen und proteomischen Ansatz dieser in der Flugmodellsystem birgt ein enormes Potenzial für die Bekämpfung der grundlegenden Probleme im Bereich der Neurobiologie und darüber hinaus.

Hier zeigen wir unsere Anstrengungen bei der Identifizierung von Highwire-interagierenden Proteinen im Fliegenhirn. Highwire (Hiw) und seine Wirbeltieren und wirbellosen Homologen sind riesig Ubiquitin-Ligasen, die die Entwicklung und Reparatur des Nervensystems 14 zu regeln. Sie teilen sich eine Reihe von hoch konservierten funktionellen Domänen. Allerdings sind ihre molekularen Aktionen nicht ganz klar. Arbeiten im Schnecken getan, Fliegen und Maus führte zu der aktuellen Arbeitsmodell, dass Hiw Funktionen ...

Drosophila ist berühmt für seine leistungsstarken genetischen Manipulation, aber nicht für die Eignung der eingehenden biochemischen Analyse. Hier präsentieren wir eine TAP-basierte Verfahren, um Interaktionspartner eines Proteins von Interesse aus dem Fliegenhirn zu identifizieren. Dieser Vorgang kann möglicherweise zu neue Wege der Forschung führen.

Identifizierung von Protein-Protein-Wechselwirkung in<em&gt; Drosophila</em&gt; Adult Heads von Tandem Affinity Purification (TAP)

Genetic screens conducted using Drosophila melanogaster (fruit fly) have made numerous milestone discoveries in the advance of biological sciences. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die in vivo wechselwirkenden Proteine eines interessierenden Gens aus dem adulten Gehirn der Fruchtfliege zu reinigen. Dies wird erreicht, indem zunächst transgene Fliegen erzeugt werden, die das mit einem TAP-Tag markierte Bait-Protein exprimieren, und anschließend die adulten Köpfe dieser Fliegen gesammelt werden. Der zweite Schritt besteht darin, das Supernatant aus dem Kopflysat der Fliegen für das TAP-Verfahren vorzubereiten und dann die sequenzielle Immunglobulin-G-Reinigung, die TEV-Spaltung sowie die Calmodulin-Reinigung durchzuführen.Die nächsten fünf Evolutionen werden zusammen mit dem gesamten Gehirnlysat und dem Protein-Komplex aus dem letzten Schritt des TAP-Verfahrens gewonnen. Nach der TEV-Spaltung werden sie per SDS-Gelelektrophorese getrennt und durch Silberfärbung sichtbar gemacht. Abschließend wird die zweite Elution üblicherweise einer Massenspektrometrie zur Proteinidentifizierung unterzogen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie TAL-Hybrid- und Core-IP-Experimenten besteht darin, dass die durch TAP nachgewiesenen Protein-Protein-Interaktionen unter nahezu physiologischen Beding

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Hier beschreiben wir eine neue quantitative Proteomik Verfahren zur Identifizierung von Protein-Komplexen in Saccharomyces cerevisiae. In dieser Studie haben wir die SILAC-Methode zusammen mit Affinitätsreinigung durch Tandem-Massenspektrometrie gefolgt, um mit hoher Spezifität zu identifizieren die Bindungspartner einer ER-Protein, Scs2p verwendet.

Identifizierung von Protein-Komplexen mit der quantitativen Proteomik in S. cerevisiae

Tandem Affinitätsreinigung ist ein robustes Verfahren zur Identifizierung von Protein Bindungspartner. Als Proof of Concept wurde die Methode auch auf die gut charakterisierte Translationsinitiationsfaktors eIF4E zu Copräzipitat der Wirtszelle Faktoren in Initiation der Translation beteiligt angewendet. Dieses Verfahren ist einfach einem der zellulären oder viralen Proteins.

Identifizierung von Protein Interaktionspartner mittels Tandem Affinity Purification

Affinitätsreinigung von markierten Proteinen in Kombination mit der Massenspektrometrie (APMS) ist eine leistungsfähige Methode für die systematische Kartierung von Protein-Wechselwirkung Netzwerken und zur Untersuchung der mechanistischen Grundlagen von biologischen Prozessen. Hier beschreiben wir eine optimierte sequentielle Peptid Affinität (SPA) APMS Verfahren für das Bakterium...

Identifizierung von Protein-Komplexen in<em&gt; Escherichia coli</em&gt; Mit Sequential Peptide Affinity Purification in Kombination mit Tandem-Massenspektrometrie

Dieses Video demonstriert die Tandem-Affinitätsreinigung — eine Technik zur Reinigung von Proteinkomplexen aus eukaryotischen Zellen, um die Protein-Protein-Interaktion zu untersuchen. Der Komplex enthält zwei Proteine, die mit unterschiedlichen Epitop-Tags markiert sind. Nach der Reinigung des Komplexes unter Verwendung von zwei Harzen mit einer Affinität für die beiden verschiedenen Tags in einer sequentiellen Weise bestätigt das Vorhandensein beider Proteine in der Eluierung die...

Tandem-Affinitätsreinigungsassay zur Untersuchung von Protein-Protein-Wechselwirkungen

Dieses Video demonstriert die Visualisierung von Protein-Protein-Wechselwirkungen an der neuromuskulären Verbindung (NMJ) von Drosophila mit Hilfe des Proximity Ligation Assay (PLA). Nach der Isolierung der Körperwände werden interagierende Proteine mit Primärantikörpern und PLA-konjugierten Sekundärantikörpern untersucht. Die Nähe der interagierenden Proteine erleichtert die Ligation von Sonden mit Konnektor-Oligonukleotiden, wodurch zirkuläre DNA gebildet wird, die dann durch...

Nachweis von Protein-Protein-Wechselwirkungen in Drosophila-Larven mit Hilfe eines Proximity-Ligationsassays

Mehrkomponenten-Protein-Komplexe spielen eine entscheidende Rolle bei der zellulären Funktion und Entwicklung. Hier beschreiben wir ein Verfahren verwendet, um native Protein-Komplexe von Drosophila-Embryonen isoliert nach in vivo Vernetzung durch Reinigung der vernetzten Komplexe für die nachfolgende Struktur-Funktions-Analyse.

Ein In vivo Vernetzung Ansatz zur Proteinkomplexe Von Isolieren Drosophila Embryonen

Verwendung von Protein-Mikroarrays enthält fast die gesamte S. cerevisiae Proteom ist für schnelle unvoreingenommene Abfragetausende von Protein-Protein-Wechselwirkungen in parallel sondiert. Dieses Verfahren kann für die Protein-Kleinmolekül, posttranslationale Modifikation und andere Assays mit hohem Durchsatz verwendet werden.

Probing hoher Dichte Funktionale Protein-Microarrays, um Protein-Protein Wechselwirkungen erkennen

MyoD ist ein myogener Transkriptionsfaktor mit einer starken Fähigkeit, die myogene Transdifferenzierung vieler vollständig differenzierter Nicht-Muskelzelllinien zu induzieren. Die epigenetischen Mechanismen, die an dieser Transdifferenzierung beteiligt sind, sind weitgehend unbekannt. Hier beschreiben wir eine Aufreinigungsmethode mit doppelter Affinität, gefolgt von Massenspektrometrie, um MyoD-Partner umfassend zu charakterisieren.

Identifizierung von MyoD Interaktom Gekoppelt Mit Tandem Affinity Purification zu Mass Spectrometry

Die Methode der Tandem-Affinitätsreinigung (TAP) wurde ausgiebig verwendet, um native Komplexe aus zellulärem Extrakt, hauptsächlich eukaryotisch, für die Proteomik zu isolieren. Hier stellen wir ein TAP-Methodenprotokoll vor, das für die Aufreinigung von nativen Komplexen für Strukturstudien optimiert ist.

Reinigung von nativem Komplexe für die Strukturstudie ein Tandem Affinity Tag-Methode unter Einsatz

Wir beschreiben hier eine neuartige, robuste und effiziente Methode zur Tandem-Affinitätsreinigung (TAP) zur Expression, Isolierung und Charakterisierung von Proteinkomplexen aus eukaryotischen Zellen. Dieses Protokoll könnte sowohl für die biochemische Charakterisierung diskreter Komplexe als auch für die Identifizierung neuartiger Interaktoren und posttranslationaler Modifikationen verwendet werden, die ihre Funktion regulieren.

Tandem Affinity Purification von Proteinkomplexen aus eukaryotischen Zellen

Ziel dieses Protokolls ist es, einen direkten und kostengünstigen Ansatz für die Sammlung von Drosophila- Embryonen im mittleren Maßstab (0,5-1 g) und die Herstellung von Proteinextrakten, die in nachgeschalteten proteomischen Anwendungen verwendet werden können, wie Affinitätsreinigungs-Massenspektrometrie (AP-MS ).

Mittelmaßnahme Vorbereitung von<em&gt; Drosophila</em&gt; Embryoextrakte für Proteomversuche

Lernen Sie die Tandem-Affinitätsreinigung (TAP) zur Identifizierung von Protein-Protein-Wechselwirkungen in Drosophila-Gehirnen. Diese Methode ermöglicht die Analyse physiologischer Interaktionen in vivo.

Identifizierung von Protein-Protein-Wechselwirkung in

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