Name: Herstellung und Visualisierung von Kapillarbrücken in Schlitzporengeometrie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-09T13:45:00.000+00:00
Duration: 11 min 20 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung und Visualisierung von Kapillarbrücken in Schlitzporengeometrie mit PDMS-Pfeilern und Mikropositionierstufen. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle über Flüssigkeitsverhalten in begrenzten Geometrien.

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Die Autoren sind dankbar für die Unterstützung der National Science Foundation unter Grant No. CMMI-00748094 und dem ONR N000141110629.

Der Protokolltext ist in drei Hauptabschnitte unterteilt: 1) die Herstellung der PdMS-Säulen (Polydimethylsiloxan), 2) die Funktionalisierung der Oberteile der Säulen und 3) die Bildung und Charakterisierung der Kapillarbrücken.
1. Herstellung der PDMS-Säulen
In diesem Abschnitt wird die Herstellung der PDMS-Säulen unter Verwendung des Druckgusses mit einer Silizium/SU-8-Form beschrieben.
<ol><li>
Herstellung von Silizium/SU-8 Form
	<ol>
<li>Legen Sie eine saubere 4 in Silizium-Wafer in eine Pyrex Petri Schale.</li>
		<li>Bereiten Sie eine 4:1 (volumenmäßig) Schwefelsäure auf Wasserstoffperoxid (Piranha) Lösung in einem separaten Becher. Hinweis: Bei der Herstellung und Verwendung der Piranha-Lösung ist äußerste Vorsicht geboten. Die Reaktion ist hoch exotherm und isolierte Handschuhe werden benötigt, um Becher zu handhaben. Piranha reagiert heftig mit Bios. Lassen Sie piranha Lösung auf Raumtemperatur abkühlen, bevor Sie entsorgen. Bereiten Sie nur genügend Lösung erforderlich, um den Wafer in der Schale zu tauchen.</li>
		<li>Gießen Sie die Piranha-Lösung langsam auf den Siliziumwafer, bis er vollständig unterGetaucht ist. Lassen Sie für 15 min sitzen.</li>
		<li>Den Wafer aus der Petrischale nehmen und unter einem Strom von: deionisiertem (DI) Wasser für 2 min, Ethanol für 30 Sek., Aceton für 30 Sek. abspülen, dann mit Stickstoff trocknen. Hinweis: Wenn Rückstände aus Aceton ein Problem darstellen, wird eine zusätzliche Spülung mit IPA empfohlen.</li>
		<li>Den Wafer auf einer Kochplatte bei 150 °C 15 min trocknen.</li>
		<li>Von der Kochplatte nehmen und auf Raumtemperatur abkühlen lassen.</li>
		<li>Spin Coat SU-8 2002 auf die Oberfläche des Wafers für 40 Sec bei 500 U/min.</li>
		<li>Spin Coat SU-8 2050 auf den Wafer mit einem zweistufigen Spin coater Programm. Schritt 1: 40 Sek. bei 500 Umdrehungen von 1 500 Rpm. Schritt 2: 1 min bei 1.500 Rpm.</li>
		<li>Entfernen Sie den Wafer aus dem Spincoater und legen Sie ihn 10 min auf eine vorgeheizte Kochplatte (65 °C).</li>
		<li>Auf Raumtemperatur abkühlen lassen, dann Maske über Wafer legen.</li>
		<li>Unter UV-Lampe platzieren und 30 Sek. bei 200 Watt aussetzen.</li>
		<li>Entfernen Sie die Maske und legen Sie den Wafer 10 min auf eine vorgeheizte Kochplatte (95 °C).</li>
		<li>Platzieren Sie in SU-8 Developer-Lösung und leicht zu agitieren, bis alle nicht belichteten SU-8 entfernt wurde. Dann in einem Strom von Isopropylalkohol für 30 Sek. abspülen, mit Stickstoff trocken blasen.</li>
		<li>Legen Sie auf eine vorgeheizte Kochplatte (95 °C) für 30 min für eine endgültige Hardbake.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Druckguss von PDMS-Säulen
	<ol>
<li>Mischen Sie kräftig ein 10:1-Massenverhältnis von PDMS sylgard-184 Base zu Härtungsmittel im Becher.</li>
		<li>Degas PDMS in einer Vakuumkammer, bis alle Blasen verschwunden sind.</li>
		<li>Legen Sie die in Abschnitt 1.1 gefertigte Form in eine große 4 in Kunststoff-Wägeschale und gießen Sie das PDMS.</li>
		<li>Teller mit PDMS und Form wieder in Vakuumkammer geben. Degas wieder, bis alle Blasen weg sind.</li>
		<li>Die gesamte Schale mindestens 2 Stunden in einen Ofen (auf 75 °C vorgewärmt) stellen. Dann auf Raumtemperatur abkühlen lassen.</li>
		<li>Schneiden Sie die Schale vom PDMS und das PDMS aus dem Siliziumwafer mit einer geraden Rasierklinge ab.</li>
		<li>PDMS-Region mit den Säulen aus der Masse ausschneiden und in einer sauberen Petrischale aufbewahren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Funktionalisierung der Säulenoberteile
Dieser dreistufige Prozess beinhaltet zunächst die Verdunstung eines Goldfilms auf einem Siliziumwafer, gefolgt von der Impressumstransferlithographie16 des Goldfilms auf die PDMS-Säulen (in Abschnitt 1 hergestellt) und schließlich die Funktionalisierung des Goldfilms mit einer selbstmontierten Monoschicht, um ihn hydrophil zu machen.
<ol><li>Herstellung von Gold auf Siliziumwafern für Diebestransfer-Lithographie 
	<ol>
<li>Verwenden Sie einen Glasschneider, um eine 4 in kreisförmigem Silizium-Wafer in 4 gleich große Stücke zu würfeln. Hinweis: Wafer können mit den Schritten 1.1.2-1.1.4 gereinigt und wiederverwendet werden.</li>
		<li>20 nm Gold direkt auf den Siliziumwafer verdampfen.</li>
		<li>Lassen Sie den Wafer in der Verdampfungskammer (oder in einem Trockenhaus), bis Abschnitt 3 unten abgeschlossen ist. Dadurch wird der Wafer so sauber wie möglich gehalten.</li>
		<li>Bereiten Sie eine 8 l:20 ml, (3-Mercaptopropyl)-Trimethoxysilan (MPTS) : Tolumol-Lösung in einer sauberen Glasdurchstechflasche.</li>
		<li>200 ml 16 mM Salzsäure (HCl) in einem sauberen Becher zubereiten.</li>
		<li>Den Wafer mit Goldfolie in den Plasmareaktor legen.</li>
		<li>Reinigen Sie den Wafer mit Sauerstoffplasma bei einem Druck von 300 mTorr, Leistung von 50 W für 10 min. Hinweis: Für dieses Verfahren wurde ein selbstgebauter Plasmareaktor verwendet.</li>
		<li>Legen Sie den Wafer in eine Pyrex Petrischale mit 200 Proof Ethanol für mindestens 10 min. Hinweis: Dieser Schritt wird durchgeführt, um alle instabilen Oxide zu entfernen, die sich aufgrund des Sauerstoffplasmas auf dem Gold bilden.</li>
		<li>Den Wafer mit Ethanol abspülen und dann mit Stickstoff trocknen lassen.</li>
		<li>Drehen Sie die MPTS-Lösung 30 Sek. lang mit 500 U/min auf den Wafer, gefolgt von 2.750 U/min für 1 min. Hinweis: MPTS wird als Haftschicht zwischen PDMS und Goldschicht16verwendet.</li>
		<li>Nehmen Sie den Wafer vom Spincoater ab und spülen Sie es unter einem Ethanolstrom ab. Dann mit DI-Wasser abspülen und mit Stickstoff trocknen lassen. Hinweis: Spülen Sie vorsichtig ab, um ein Peeling der Goldschicht aus dem Siliziumwafer zu vermeiden.</li>
		<li>Legen Sie den Wafer in eine Pyrex Petrischale, die genügend 16 mM HCl-Lösung enthält, um den Wafer vollständig unter Wasser zu setzen. Lassen Sie in HCl für mindestens 5 min. Hinweis: Legen Sie vorsichtig in die Lösung, um zu verhindern, dass sich das Gold abblättert. Hinweis: Dies geschieht, um die Haftung zwischen dem PDMS und der Goldschicht16zu verbessern.</li>
		<li>Entfernen Sie den Wafer aus der HCl-Lösung und blasen Sie ihn mit Stickstoff trocken. Hinweis: Wafer sollten nicht mehr als 15-20 min verwendet werden, nachdem dieser Schritt abgeschlossen ist.</li>
	</ol></li>
	<li>Impressum Transferlithographie des Goldes vom Wafer auf PDMS-Säulen
	<ol>
<li>Bereiten Sie für jede PDMS-Probe einen 25 mm x 75 mm Glasschlitten vor, indem Sie ihn mit Ethanol, DI-Wasser abspülen und mit Stickstoff trocken blasen.</li>
		<li>PDMS-Säulen in die Plasmakammer geben und Sauerstoffplasma mit einem Druck von 300 mTorr und einer Leistung von 50 W für 30 Sek. durchführen. Hinweis: Eine Überbelichtung des PDMS gegenüber dem Sauerstoffplasma führt zu Rissen. Passen Sie die Plasmabedingungen entsprechend an.</li>
		<li>Binden Sie die Rückseite der PDMS-Substrate an die sauberen Glasschlitten, indem Sie ihnen leichten Druck aufbringen. Der Glasschlitten erleichtert die Bearbeitung der PDMS-Säulen und die Montage an dem in Schritt 3 beschriebenen Gerät.</li>
		<li>Drehen Sie die glasgestützten PDMS-Substrate um und drücken Sie die Säulen auf die MPTS-funktionalisierten Goldfolien (Schritt 2.1). Zunächst mäßigen Druck ausüben und dann ein Gewicht (ca. 100 g) auf den Glasschlitten legen, um einen konformen Kontakt zu gewährleisten.</li>
		<li>Lassen Sie das Substrat mindestens 12 Stunden lang mit dem Siliziumwafer in Kontakt.</li>
		<li>Trennen Sie das PDMS-Substrat vom Wafer. Wenn das PDMS-Substrat feststeckt, verwenden Sie eine rasierbare Rasierklinge, um eine Kante des PDMS vorsichtig aus dem Wafer zu hebeln.</li>
		<li>An dieser Stelle sollte ein einheitlicher Goldfilm auf der Oberseite der PDMS-Säulen vorhanden sein. Verwenden Sie ein optisches Mikroskop, um zu überprüfen, ob der Goldfilm nicht geknackt ist oder dass entlang der Säule keine Teile fehlen.</li>
	</ol></li>
	<li>Funktionalisierung des Goldes auf der Oberseite der PDMS-Säulen
	<ol>
<li>Bereiten Sie genügend 1 mM Mercaptohexadecanoic Acid (MHA) in Dimethylsulfoxid (DMSO) vor, um das Gold auf den PDMS-Säulen vollständig zu versenken. Hinweis: DMSO wird für seinen niedrigen PDMS-Schwellungsfaktor17verwendet.</li>
		<li>Legen Sie die PDMS-Substrate in die MHA-Lösung und bewahren Sie sie dort mindestens 24 Stunden auf.</li>
		<li>Entfernen Sie das Substrat aus der MHA-Lösung und spülen Sie es mit DI-Wasser ab, dann mit Stickstoff trocken blasen.</li>
		<li>Mindestens 12 Stunden lang in die Vakuumkammer (Druck< 100 mTorr bei 25 °C) stellen.</li>
	</ol></li>
</ol>Hinweis: Um zu überprüfen, ob der Funktionalisierungsprozess erfolgreich war, kann Schritt 2 auf einem Massenstück PDMS (ohne Säulen) durchgeführt werden und der Benetzungswinkel kann mit einem Goniometer getestet werden. Die MHA-Goldfolien sollten vor- und zurückgehende Wasserkontaktwinkel von <15° bzw. 0° haben. 18
3. Bildung und Charakterisierung der Kapillarbrücken
In diesem Abschnitt wird erläutert, wie eine flüssige Brücke zwischen zwei Substraten eingeführt werden kann, gefolgt von ihrer Charakterisierung durch Bildgebung in unterschiedlichen Höhen und Flüssigkeitsvolumina.
<ol><li>Platzieren Sie mit zwei Säulensubstraten (in den Schritten 1-2) ein sanieren Sie eins in der Oberseite und eines in den Bodenhaltern. Sichern Sie die Substrate mit Seitenzugschrauben. Hinweis: Siehe Abbildung 1 und repräsentative Ergebnisse für Gerätedetails.</li>
	<li>Montieren Sie das Gerät, indem Sie die obere Substratstufe an der Brotplatine so befestigen, dass sich das obere Substrat ungefähr über dem unteren Substrat befindet. Verringern Sie die Höhe zwischen den beiden gegenüberliegenden Säulen auf etwa 1mm.</li>
	<li>Grobe Ausrichtung: Mit den x-, y- und Rotationsknöpfen auf der unteren Substratstufe richten Sie die Goldstreifen für die beiden Substrate (per Auge) so aus, dass sie parallel sind (von oben nach unten durch das obere Substrat).</li>
	<li>Feinausrichtung: Positionieren Sie die Kamera, um die Länge der PDMS-Säule nach unten zu schauen. Passen Sie mit dem Live-Kamera-Feed auf dem Computerbildschirm die Position des unteren Substrats weiter an, damit die Säulen parallel sind.</li>
	<li>Bewegen Sie die Kamera auf die gegenüberliegende Seite des Geräts und wiederholen Sie Schritt 3.4.</li>
	<li>Verringern Sie die Trennung zwischen den beiden Säulen, bis die obere Säule Kontakt mit der unteren Säule herstellt (mit Live-Kamera-Feed). Null die digitale Mikrostufe. Dies wird als porenhöhe von Null definiert.</li>
	<li>Erhöhen Sie die Porenhöhe auf ca. 200 m.</li>
	<li>Bereiten Sie eine Spritze mit 1-5 l eines 80% Glycerin, 20% Wasserlösung. Befestigen Sie eine 30 G Nadel am Ende der Spritze, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen in der Nadel gefangen werden. Hinweis: Das Wasser/Glyzerin-Gemisch wird verwendet, um die Verdunstung während des Experiments zu reduzieren. Wasser kann auch verwendet werden.</li>
	<li>Montieren Sie die Spritze mit einer mechanischen Klemme an die Spritze xyz-Übersetzungsstufe.</li>
	<li>Stellen Sie die Mikrometer auf der Spritzenpositionierstufe so ein, dass die Nadel in die Spaltpor passt (parallel zur Länge der Säulen).</li>
	<li>Verringern Sie die Spaltporenhöhe, so dass die obere und untere Oberfläche sanft die Nadel berühren. Dadurch wird sichergestellt, dass die Flüssigkeit beide Oberflächen berührt und spontan eine Kapillarbrücke bildet.</li>
	<li>Geben Sie die Flüssigkeit aus der Spritze langsam in die Schlitzpore.</li>
	<li>Verwenden Sie die Mikrometer auf der Spritzenpositionierstufe, um die Nadel aus der Spaltpor zu entfernen. Anmerkung: An dieser Stelle kann die Höhe der Spaltpor variiert und die flüssige Brücke abgebildet werden. Hinweis: Die Bilder können mit dem Open-Source-Softwarepaket ImageJ analysiert werden.</li>
</ol>

<ol><li>Broesch, D. J., Frechette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((From+Concave+to+Convex%3A+Capillary+Bridges+in+Slit+Pore+Geometry%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">From Concave to Convex: Capillary Bridges in Slit Pore Geometry.</a> Langmuir. 28, 15548-15554 (2012).</li>
<li>Orr, F. M., Scriven, L. E., Rivas, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pendular+rings+between+solids+-+meniscus+properties+and+capillary+force%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Fluid+Mech%22%5BJournal%5D)">Pendular rings between solids - meniscus properties and capillary force.</a> J. Fluid Mech. 67, 723-742 (1975).</li>
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<li>Erle, M. A., Dyson, D. C., Morrow, N. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liquid+bridges+between+cylinders%2C+in+a+torus%2C+and+between+spheres%5BTitle%5D)+AND+%22Aiche+J%22%5BJournal%5D)">Liquid bridges between cylinders, in a torus, and between spheres.</a> Aiche J. 17, 115-121 (1971).</li>
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<li>Hornbaker, D. J., Albert, R., Albert, I., Barabasi, A. L., Schiffer, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+keeps+sandcastles+standing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">What keeps sandcastles standing.</a> Nature. 387, 765-765 (1997).</li>
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<li>Berthier, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capillary+self-alignment+of+polygonal+chips%3A+a+generalization+for+the+shift-restoring+force%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluid.+Nanofluid%22%5BJournal%5D)">Capillary self-alignment of polygonal chips: a generalization for the shift-restoring force.</a> Microfluid. Nanofluid. 14, 845-858 (2013).</li>
<li>Lambert, P., Mastrangeli, M., Valsamis, J. B., Degrez, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spectral+analysis+and+experimental+study+of+lateral+capillary+dynamics+for+flip-chip+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluid.+Nanofluid%22%5BJournal%5D)">Spectral analysis and experimental study of lateral capillary dynamics for flip-chip applications.</a> Microfluid. Nanofluid. 9, 797-807 (2010).</li>
<li>Mastrangeli, M., Valsamis, J. B., Van Hoof, C., Celis, J. P., Lambert, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lateral+capillary+forces+of+cylindrical+fluid+menisci%3A+a+comprehensive+quasi-static+study%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Micromech.+Microeng%22%5BJournal%5D)">Lateral capillary forces of cylindrical fluid menisci: a comprehensive quasi-static study.</a> J. Micromech. Microeng. 20, 10-1088 (2010).</li>
<li>Childs, W. R., Nuzzo, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-area+patterning+of+coinage-metal+thin+films+using+decal+transfer+lithography%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Large-area patterning of coinage-metal thin films using decal transfer lithography.</a> Langmuir. 21, 195-202 (2005).</li>
<li>Lee, J. N., Park, C., Whitesides, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Solvent+compatibility+of+poly%28dimethylsiloxane%29-based+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Solvent compatibility of poly(dimethylsiloxane)-based microfluidic devices.</a> Anal. Chem. 75, 6544-6554 (2003).</li>
<li>Olivier, G. K., Shin, D., Gilbert, J. B., Monzon, L. A. A., Frechette, J. Supramolecular Ion-Pair Interactions To Control Monolayer Assembly. Langmuir. 25, 2159-2165 (2009).</li>
<li>Ferraro, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Morphological+Transitions+of+Droplets+Wetting+Rectangular+Domains%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%22%5BJournal%5D)">Morphological Transitions of Droplets Wetting Rectangular Domains.</a> Langmuir. 28, 13919-13923 (1021).</li>
</ol>

Autoren haben nichts zu verraten.

Die hier vorgestellte Methode bietet eine Möglichkeit, Kapillarbrücken in Derspaltgeometrie zu erstellen, sowie eine Methode zur Abbildung dieser Brücken, damit ihre Morphologie analysiert und mit Simulation und Theorie verglichen werden kann.
Diese Methode beinhaltet sowohl physikalische Reliefals als auch selektive chemische Musterung, um asymmetrische Benetzungseigenschaften zu erzeugen. Wenn nur eine chemische Heterogenität vorhanden ist, bleibt ein Flüssigkeitstropfen an der Heterogenität...

Die Untersuchung der Form und der daraus resultierenden Kräfte durch Kapillarbrücken wurde Gegenstand umfangreicher Studien2-7. Anfangs konzentrierten sich die meisten Bemühungen aufgrund ihrer Einfachheit auf axisymmetrische Kapillarbrücken. Oft sind Kapillarbrücken, die in natürlichen Systemen vorkommen, wie sie in körnigen und porösen Medien8,9 vorkommen, und Brücken, die in technologischen Anwendungen eingesetzt werden, wie z. B. für die Kapillar-Selbstmontage inFlip-Chip-Technologien 10-15, asymmetrisch mit ungleichmäßigen Benetzungseigenschaften auf den interagierenden Oberflächen. Die Kombination verbesserter Lithographie-Techniken zusammen mit der Zugänglichkeit einfacher numerischer Werkzeuge zur Modellierung von Fluidschnittstellen ermöglicht die Erstellung und Modellierung von Kapillarbrücken mit zunehmender Komplexität.
Kapillarbrücken in Spaltporgeometrie bieten einen interessanten Kompromiss: Die richtungsweisenden Benetzungseigenschaften führen zu nichtsymmetrischen Brücken, die einige Symmetrieebenen beibehalten (was die Analyse vereinfacht). Sie wurden theoretisch und numerisch als Fallstudie für poröse Medien untersucht. Systematische experimentelle Studien von Kapillarbrücken in der Spaltporengeometrie sind jedoch begrenzt. Hier stellen wir eine Methode zur Erstellung und Charakterisierung von Kapillarbrücken in der Spaltporengeometrie vor. Kurz gesagt besteht das Verfahren aus 1) der Herstellung von Säulen, um eine chemische und physikalische Heterogenität zu schaffen, 2) dem Design einer Mikrobühne, um die Brücken auszurichten und zu manipulieren, und 3) der Abbildung der Kapillarbrücken entweder von der Vorderseite oder von den Seiten, um ihre Morphologie zu charakterisieren. Die Charakterisierung der Brückenmorphologie sowie Vergleiche mit Oberflächenentwicklungssimulationen sind in einer separaten Publikation1enthalten.

<table><tbody><tr><td>99,999% Golddraht</td><td>Kurt J. Lesker</td><td>EVMAU40040</td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>C1107283</td><td></td></tr><tr><td>Dimethylsulfoxid</td><td>Fisher</td><td>D128-500</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (200 Proof)</td><td>Pharmco-AAPER</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>Salzsäure</td><td>EMD</td><td>HX0603-4</td><td></td></tr><tr><td>Wasserstoffperoxid (30%)</td><td>EMD</td><td>HX0635-3</td><td></td></tr><tr><td>Isopropylalkohol</td><td>Fisher</td><td>L-13597</td><td></td></tr><tr><td>Mercapto Hexadecansäure (90%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>448303-1G</td><td></td></tr><tr><td>Mercapto-propyl-trimethoxy-silan (MPTS)</td><td>Gelest</td><td>Sim6476-O-100GM</td><td></td></tr><tr><td>Milli-Q DI Wasser</td><td>Millipore</td><td>Milli-Q</td><td></td></tr><tr><td>Stickstoff (gas)</td><td>Airgas</td><td>UN1066</td><td></td></tr><tr><td>Sauerstoff (Gas)</td><td>Airgas</td><td>UN1072</td><td></td></tr><tr><td>Siliziumwafer (4 Zoll)</td><td>WRS Materials</td><td>CC8506</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002 (negativer Fotolack)</td><td>MicroChem</td><td>SU82002</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050 (negativer Fotolack)</td><td>MicroChem</td><td>SU82050</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 Entwicklerlösung</td><td>MicroChem</td><td>Y020100 4000L1PE</td><td></td></tr><tr><td>Schwefelsäure</td><td>J.T. Baker</td><td>9681-03</td><td></td></tr><tr><td>Polydimethysulfoxid (PDMS)</td><td>Dow Corning</td><td>Sylgard -184</td><td></td></tr><tr><td>Toluol</td><td>Omnisolv</td><td>TX0737-1</td><td> <S></S> </td></tr></tbody></table>

herstellung und visualisierung von kapillarbrücken in schlitzporengeometrie

Fabrication and Visualization of Capillary Bridges in Slit Pore Geometry

Ein Verfahren zum Erstellen und Bildgebung von Kapillarbrücken in Spaltporgeometrie wird vorgestellt. Hydrophobe Säulen mit hohem Seitenverhältnis werden hergestellt und funktionalisiert, um ihre Oberflächen hydrophil zu machen. Die Kombination eines physikalischen Merkmals (der Säule) mit einer chemischen Grenze (der hydrophile Film auf der Oberseite der Säule) bietet sowohl eine physikalische als auch eine chemische Heterogenität, die die dreifache Kontaktlinie anheftet, ein notwendiges Merkmal, um stabile lange, aber schmale Kapillarbrücken zu schaffen. Die Substrate mit den Säulen werden an Glasrutschen befestigt und in kundenspezifischen Halterungen befestigt. Die Halterungen werden dann auf vier Achsenmikrostufen montiert und so positioniert, dass die Säulen parallel und einander gegenüberstehen. Die Kapillarbrücken werden durch einführende Flüssigkeit in den Spalt zwischen den beiden Substraten gebildet, sobald die Trennung zwischen den gegenüberliegenden Säulen auf ein paar hundert Mikrometer reduziert wurde. Die benutzerdefinierte Mikrostufe wird dann verwendet, um die Höhe der Kapillarbrücke zu variieren. Eine CCD-Kamera ist so positioniert, dass sie entweder die Länge oder breite der Kapillarbrücke abbilden kann, um die Morphologie der Fluidschnittstelle zu charakterisieren. Mit dieser Methode wurden Säulen mit Breiten bis zu 250 mm und Längen bis 70 mm hergestellt, was zu Kapillarbrücken mit Seitenverhältnissen (Länge/Breite) von über 1001führt.

Beschreibung des Versuchsgeräts
Das Versuchsgerät kann in vier Hauptteile zergliedert werden: 1) die obere Substratstufe, 2) die untere Substratstufe, 3) die Spritze/Spritze xyz-Übersetzungsstufe und 4) die Kamera/Optik und Kamerahalter. Die Details der einzelnen folgen:
<ol><li>
Top-Substrat-Stufe. Über ein kundenspezifisch bearbeitetes Steckverbinderstück wird eine digitale Übersetzungsstufe an eine Befestigungsklemme der P-Serie angeschlossen. Die Montageklemme ist mit ein...

Ein Verfahren zum Erstellen und Bildgebung von Kapillarbrücken in Spaltporgeometrie wird vorgestellt. Die Schaffung von Kapillarbrücken beruht auf der Bildung von Säulen, um eine richtungsweisende physikalische und chemische Heterogenität zu bieten, um die Flüssigkeit zu fixieren. Kapillarbrücken werden mit Mikrostufen geformt und manipuliert und mit einer CCD-Kamera visualisiert.

Herstellung und Visualisierung von Kapillarbrücken in Schlitzporengeometrie

A procedure for creating and imaging capillary bridges in slit-pore geometry is presented. High aspect ratio hydrophobic pillars are fabricated and ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Kapillarbrücken in einer Spaltgeometrie zu bilden und abzubilden. Dies wird erreicht, indem zunächst lange erhabene PDMS-Pillar-Substrate mithilfe standardmäßiger photolithographischer Formen hergestellt werden. Im zweiten Schritt erfolgt die Funktionalisierung der Pillar-Oberseiten, um mittels Imprint-Transfer-Lithographie und selbstassemblierenden Monolagen einen Benetzungsunterschied zwischen der Oberseite und den Seitenflächen zu erzeugen.Anschließend werden die beiden Säulen einander zugewandt in einer Vier-Achsen-Mikrostufen-Vorrichtung platziert. Die translatorischen und rotatorischen Freiheitsgrade ermöglichen es dem Untersucher, die beiden einander gegenüberliegenden Säulen exakt auszurichten und den Abstand zwischen den Säulen während des Experiments zu steuern. Der letzte Schritt besteht darin, Flüssigkeit zwischen die beiden erhöhten Säulen zu geben und die resultierende Kapillarbrücke mit der CCD-Kamera abzubilden.Da sich die Höhe des Schlitzgusses geändert hat, wird letztendlich die Veränderung der Morphologie der Flüssigkeitsbrücke genutzt, um zu zeigen, dass der Laplace-Druck der Flüssigkeitsbrücke sein Vorzeic

fabrication-visualization-capillary-bridges-slit-pore

Research

Forschung

JoVE Journal

Engineering

Ingenieurwesen

Die Verdampfung eines Sacrificial Komponente (Vasc)-Prozess wird verwendet, um mikrovaskulären Strukturen herzustellen. Bei diesem Verfahren wird Opfer Poly (Milchsäure) Säure Fasern hohl Mikrokanäle mit präzisen geometrischen 3D-Positionierung durch Laser-Mikrobearbeitung Leitbleche vorgesehen bilden.

Verfahren zur Herstellung von dreidimensionalen Mikrostrukturen mit Verdampfung eines Opferbauteil

Strömungskammern, die in Adhäsionsexperimenten verwendet werden, bestehen typischerweise aus linearen Strömungswegen und erfordern mehrere Experimente mit unterschiedlichen Durchflussraten, um eine Scherhaftungskarte zu erzeugen.  SynVivo-SMN ermöglicht die Erstellung einer Scheradhäsionskarte mit einem einzigen Experiment unter Verwendung von Mikrolitervolumen, was zu erheblichen Einsparungen bei Zeit und Verbrauchsmaterialien führt.

Erzeugung von Scherhaft Karte Mit SynVivo Synthetische mikrovaskuläre Networks

Protokolle zur Untersuchung der Biofilmbildung in einem mikrofluidischen Gerät, das poröse Medien nachahmt, werden diskutiert. Das mikrofluidische Gerät besteht aus einem Array von Mikrosäulen und die Biofilmbildung durch Pseudomonas fluorescens wird in diesem Gerät untersucht.

Protokoll für Biofilm Streamer Formation in einem Mikrofluidik-Gerät mit Micro-Säulen

Hier demonstrieren wir eine einfache Produktionsmethode für größensteuerbare, monodisperse Wasser-in-Öl (W/O) Mikrotröpfchen unter Verwendung eines kapillarbasierten zentrifugalen mikrofluidischen Geräts. Diese Methode benötigt nur ein geringes Probenvolumen und ermöglicht eine Produktion mit hoher Ausbeute. Wir gehen davon aus, dass diese Methode für schnelle biochemische und zelluläre Analysen nützlich sein wird.

Kapillar-basierten Kreisel Mikrofluidik-Vorrichtung zur Größe steuerbare Bildung von monodispersen Mikrotröpfchen

Dieses Manuskript stellt ein Spritzgussverfahren microvessels zu entwickeln, die physiologischen Eigenschaften des Endothels rekapitulieren. Die Mikrofluidik-basierten Prozess erstellt Patent 3D Gefäßnetze mit tailor Bedingungen, wie Durchfluss, zelluläre Zusammensetzung, Geometrie und biochemische Steigungen. Das Herstellungsverfahren und Beispiele für mögliche Anwendungen beschrieben.

Mikrostrukturierung und Montage von 3D-Micro-Ader

Dieses Protokoll beschreibt die Implementierung einer bildgeführten, laserbasierten Hydrogeldegradation zur Herstellung von vaskulär abgeleiteten, biomimetischen mikrofluidischen Netzwerken, die in Poly(ethylenglykol)-diacrylat (PEGDA) Hydrogele eingebettet sind. Diese biomimetischen mikrofluidischen Systeme können für Tissue-Engineering-Anwendungen, die Generierung von In-vitro-Krankheitsmodellen und die Herstellung fortschrittlicher "On-a-Chip"-Geräte nützlich sein.

Bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks-Vascular abgeleitet

Das Protokoll beschreibt, wie ein perfusable Kreislauf Netzwerk in ein Sphäroid zu konstruieren. Das Sphäroid umliegenden Mikroumgebung ist entworfen, um induzieren Angiogenese und der Sphäroid an die Mikrokanäle in einem mikrofluidischen Gerät anschließen. Die Methode erlaubt die Perfusion der Sphäroid, das eine lang ersehnte Technik in dreidimensionale Kulturen ist.

Perfusable vaskuläre Netzwerk mit einem Gewebe-Modell in einem mikrofluidischen Gerät

In diesem Protokoll wird ein biomimetischer Mikrofluid-Assay, der eine physiologisch relevante mikrovaskuläre Umgebung reproduzieren und die gesamte Leukozyten-Adhäsions-/Migrationskaskade reproduzieren kann, eingesetzt, um Leukozyten-Endothelzell-Interaktionen bei entzündlichen Erkrankungen zu untersuchen.

Ein mikrophysiologisches System zur Untersuchung der Leukozyten-Endothelzell-Interaktion während einer Entzündung

Hier wird ein Protokoll zur Herstellung von glasbasierten mikrofluidischen Geräten vorgestellt, die zur Erzeugung von hochmonodispersen Emulsionen mit kontrollierter Tropfengröße verwendet werden.

Glasbasierte Geräte zur Erzeugung von Tropfen und Emulsionen

Dieses Protokoll beschreibt die Simulation, Herstellung und Charakterisierung von THz Metamaterial-Absorber. Derartige Absorber, wenn sie mit einem geeigneten Sensor gekoppelt, haben Anwendungen in THz-Bildgebung und Spektroskopie.

Simulation, Herstellung und Charakterisierung von THz Metamaterial Absorber

Erfahren Sie die Herstellung und Visualisierung von Kapillarbrücken in Schlitzporengeometrie mit PDMS-Pfeilern und Mikropositionierstufen. Diese Methode ermöglicht präzise Kontrolle über Flüssigkeitsverhalten in begrenzten Geometrien.

Herstellung und Visualisierung von Kapillarbrücken in Schlitzporengeometrie

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