Name: Utero-Tubenembryotransfer und Vasektomie im Maus-Modell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-28T13:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 33 s
Description: Lernen Sie den Utero-Tubenembryotransfer für Reproduktionsbiologie und Embryologie im Maus-Modell. Diese Methode maximiert die Überlebensrate präimplantativer Embryonen und vermeidet Blutungen.

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Diese Arbeit wurde durch Mittel aus der Abteilung für Tier-und Vogel Wissenschaften BT unterstützt.

Alle Tierversuche wurden von der Beltsville Bereich Animal Care und Verwenden Gremien (BAACUC 11-015) in Übereinstimmung mit USDA Animal Care und Verwenden Richtlinien genehmigt. 1. Anästhesie und Analgesie (gemeinsam für beide Chirurgische Verfahren) <ol><li> Wiegen Sie die Maus, und laden Sie die folgenden Anästhetika und analgetische in zwei 1 ml Spritzen mit 27 G Nadeln: <ol><li> Ketamin (0,1 mg / g: 0,01 ml / g einer 10 mg / ml) und Xylazin (0,01 mg / g: 0,005 ml / g eines 2 mg / ml Lösung). </li><li> Buprenorphin (0,1 ug / g: 0,01 ml einer 0,01 mg / ml Lösung). </li></ol></li><li> Immobilisieren, die Maus, indem Sie den Genick seines Halses so nah an den Backen wie möglich mit dem Daumen und Zeigefinger und hielt den Schwanz zwischen die kleinen und Ringfinger. </li><li> Inject Ketamin-Xylazin intraperitoneal Mischung. Um zu vermeiden, Punktion inneren Organe, halten Sie die Maus mitden Kopf leicht unter dem Niveau der Hüften (1A) </li><li> Inject Buprenorphin subkutan in das Genick des Hals halten zwischen Daumen und Zeigefinger (Abbildung 1B). </li><li> Lassen Sie die Maus in den Käfig (sauber und ohne jedes andere Tier) an einem warmen Bühne. </li><li> Sobald bewusstlos, überprüfen Sie für das Fehlen der hinteren Fussreflex (von Zehe Prise überprüft). Bewerben Augensalbe zur Trockenheit des Auges zu vermeiden und um das Fehlen von Augenlidreflexe (Abbildung 1C) zu überprüfen. </li><li> Dieses Protokoll stellt eine chirurgische Anästhesieebene für mindestens 30 Minuten, ausreichend, um die unten beschriebenen Verfahren durchzuführen (der Protokolle 2 und 3). Wenn längere Zeiten benötigt werden, kann eine zusätzliche Injektion von Ketamin + Xylazin mit der Hälfte der in 1.1.1 beschriebenen Dosierungs nach 30 Minuten angewendet werden. Eine Änderung des Atmungsmusters zu einem schnelleren und einem unregelmäßigen zeigt die loss der richtigen Narkose-Ebene. </li></ol> 2. Vasektomie <ol><li> Verwenden Sie einen Mann mit einem bewährten Paarungsverhalten. </li><li> Sterilisieren chirurgische Instrumente, reinigen Sie die Oberflächen, auf denen Operationen durchgeführt werden, und wischen Sie sie mit 70% Ethanol. </li><li> Führen Anästhesie wie vorher beschrieben (Protokoll 1), die Überprüfung für den Verlust der Reflexe. </li><li> Legen Sie die Maus auf eine warme Phase, entfernen Fell mit elektrischen Haarschneider aus dem ventralen Bereich zwischen zwei imaginären Querlinien platziert 0,5 cm und 2,5 cm über dem Penis (2A). </li><li> Desinfizieren die rasierte Fläche von sequentiellen Wischen mit 10% Povidon-Jod und 70% Ethanol. </li><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage mit dem Schwanz gegen den Chirurgen und die Abdeckung mit einem sterilen Tuch mit einem Loch Aussetzen der rasierten Bereich. Beleuchten den OP-Bereich. </li><li> Führen Sie eine 10-15 mm Längs Haut incision in der Mittellinie des Bauches, etwa 1 cm über dem Penis. Halten Sie die Haut mit Dressing gezahnten Pinzette und dann mit einer Schere (2A und 2B). </li><li> Führen Sie eine 5-10 mm Längsschnitt in der Linea alba. Halten Sie den Muskel mit microdissecting gezackten Zange und schnitt mit der Schere (Abbildung 2C). </li><li> Besorgen Sie sich die Hodenfettpolster von einer Seite mit Mikro Sezieren gezackten Zange und ziehen Sie es auf Hoden freizulegen, Samenleiter und Nebenhoden. Samenleiter wird medial der Hoden entfernt und es ist ein deutlich unterscheidbar kostenlos Rohr (nicht an die Wand wie die Hoden befestigt Nebenhoden) mit einem Blutgefäß entlang einer Seite (Abbildung 2D) läuft. </li><li> Halten Sie die Samenleiter mit einer Mikrozange gezahnt Seziersaal, Flammkornzange, bis sie rot (2E </strong&gt;) und dann nutzen sie, um in zwei Punkte auf einmal geschnitten und ätzen die Samenleiter (2F). Der Schnitt sollte ein Teil von etwa 5 mm zu entfernen und zwei klar voneinander getrennt cauterized Enden (2G). </li><li> Bewegen Sie die Hoden, Nebenhoden und Samenleiter zurück in die Bauchhöhle. </li><li> Fahren Sie mit Schritt 9 in der anderen Hoden. </li><li> Naht der Muskel mit einer oder zwei horizontalen Matratze Stiche mit 5/0 resorbierbares Nahtmaterial (2H) gefertigt. </li><li> Naht der Haut mit einem oder zwei Wunde Knipser (2I). </li><li> Identifizieren Sie die vasektomierten (Ohrring, Finger Tattoo ...), verschieben Sie den Käfig an einem warmen Bühne platziert und beobachten, bis er aus der Narkose erholt sich (bewusst und pflegen Brustlage). Ein 0,5-1 ml subkutane Injektion von warmen Kochsalzlösung verbessert die WiederErholung. Notieren Sie die möglichen Vorfälle während Vasektomie Übertragung auftreten, fügen Antibiotikum, das Trinkwasser. </li><li> Wundclips können 10 Tage nach der Vasektomie mit einer Wunde Klipper-Entferner oder ein Paar Zähne Pinzette entfernt werden. Die vasektomierten männlichen bereit zu 2 Wochen nach der Operation paaren. </li><li> Testen Sie die Unfruchtbarkeit der männlichen vasektomierten durch Paarung mit fruchtbaren Weibchen, bevor Sie es an die Empfänger zu erhalten. </li></ol> 3. Utero-Eileiter-Embryo Transfer <ol><li> Maus Morulae oder Blastozysten können durch diese Technik zu einer pseudo weiblichen Empfänger bei 2,5 dpc übertragen werden. </li><li> Bereiten Embryo Manipulation Glaspipette: <ol><li> Reinigen Sie die Spitzen der Glaskapillaren, um eine Beschädigung der Pipettenhalter. </li><li> Erweichen Sie einen Mittelteil der Glaskapillare durch Erhitzen mit einem feinen Flamme, während leichtes Drehendie Kapillare mit beiden Händen synchron. Sobald die Kapillare Abschnitt wird weich und formbar (hellrot), zurückziehen es schnell von der Flamme und ziehen beide Enden an seinem Außendurchmesser auf 130-150 um einzugrenzen. </li><li> Warten Sie, bis das Glas abgekühlt ist, und dann schneiden Sie es durch leichtes erzielte den schmalen Teil mit einer Diamant-Punkt-Bleistift, Schleifstein oder Nagelfeile und Ziehen von beiden Seiten. Die Pause sollte sauber und senkrecht sein </li></ol></li><li> Polieren Sie die Spitze durch sehr schnell flammenden, so dass eine Öffnung um 100-130. Pipetten für die spätere Verwendung gespeichert werden. </li><li> Warm Embryo Manipulation Medien (CZBH oder M2, siehe Diskussion). </li><li> Sterilisieren chirurgische Instrumente, reinigen Sie die Oberflächen, auf denen Operationen durchgeführt werden, und wischen Sie sie mit 70% Ethanol. </li><li> Führen Anästhesie wie vorher beschrieben (Protokoll 1), die Überprüfung für den Verlust der Reflexe. </li><li> Keeping ter Maus auf eine warme Phase, Pelz entfernen mit elektrischen Haarschneider aus dem dorsalen Bereich zwischen den Knien und den distalen Rippen (3A und 3B). </li><li> Desinfizieren die rasierte Fläche von sequentiellen Wischen mit 10% Povidon-Jod und 70% Ethanol. </li><li> Bewegen Sie die Embryonen aus dem Inkubator auf die vorgewärmten Embryo Manipulation Medien. </li><li> Bewegen Sie den Empfänger an einen warmen Bühne unter dem Stereomikroskop und legen Sie sie in Bauchlage seitlich an den Chirurgen (mit seinem Kopf auf der Suche nach der rechten oder linken Seite des Chirurgen). </li><li> Decken Sie den Bereich mit einem sterilen Tuch mit einem Loch Aussetzen der rasierten Fläche und beleuchten den OP-Bereich. </li><li> Führen Sie eine 1 cm quer (vertikal) Schnitt in der Haut an einer Stelle, an der Schädel ⅓ der Linie zwischen der letzten Rippe und der Hüfte und der dorsalen ⅓ der Linie zwischen der Rückseite und der Bauch (Fig. 3A eine befindetnd 3B). Halten Sie die Haut mit Dressing gezackten Zange und schnitt mit der Schere (3C). </li><li> Sobald die Haut geschnitten worden ist, kann Ovar (rot / orange) oder die Fettpolster um den Eierstock (weiß) durch die Körperwand visualisiert werden. Führen Sie eine 0,3-0,5 cm quer (vertikal) Einschnitt in der Körperwand über den Eierstock-oder Fettpolster an einer Stelle, wo der Schnitt keine großen Blutgefäß geschnitten. Halten Sie die Muskeln mit Mikrosektions gezackt Pinzette und schneiden mit der Schere (Abbildung 3D). </li><li> Bewegen Sie die Maus zu haben, den Kopf zugewandten Chirurgen. </li><li> Laden Sie die Embryo-Pipette (3E): <ol><li> Ermöglichen CZBH Medien durch Kapillarwirkung durch den engen Abschnitt der Manipulation Pipette aufsteigen, bis etwa 5 mm des breiteren Teils. </li><li> Nehmen Sie eine kleine Luftblase (0,2-0,5 mm). </li><li> Führen Sie die Embryonen (5-10) ineine minimale Menge von Medien (2-4 mm). </li><li> Nehmen Sie eine weitere kleine Luftblase (0,2-0,5 mm) und eine kleine Menge von Medien (0,5-1 mm). </li><li> Lassen Sie die Glaspipette bis zur Mündung Sauger Halter oder zum Handgerät, bereit für Schritt 3.17 angebracht. </li></ol></li><li> Besorgen Sie sich die Fettpolster rund um den Eierstock mit Mikrosektions gezackte Zange und ziehen Sie sie auf den Maus-Kopf, um die Eierstöcke, Eileiter und einen kleinen Teil der oberen Gebärmutter aus der Bauchhöhle (3F und 3G) aus. </li><li> Halten Sie die Saugvorrichtung Mundstück in den Mund, bereit zu werden, greifen die Fettpolster mit Mikrosektions gezackte Zange, um die Eileiter zu bewegen und setzen die utero-Eileiter-Kreuzung (dh wo die Eileiter erfüllt die Gebärmutter). </li><li> Halten Sie die utero-Eileiter-Kreuzung zugänglich, nehmen Sie leichte gebogene Pinzette Mikrodissektion mit der linken Hand (bei Rechtshänder) und legen Sie sie direkt unterdie utero-Eileiter-Kreuzung packte den Eileiter etwa 2 mm über dem Teil. </li><li> Halten Sie die utero-Eileiter-Verbindung mit den leicht gebogenen Mikro Dissektion Pinzetten, Punktion der Eileiter Abschnitt in der Nähe der Zange mit einem 27-G-Nadel (3H). </li><li> Legen Sie die Embryo-Pipette in die Öffnung mit der Nadel und in die Gebärmutter durch die Eileiter-utero-Kreuzung durchgeführt (Abb. 3I und 3J). Sobald die Pipette die utero-Eileiter-Kreuzung (3K) reichte es gleitet leicht. Sehr weit voran Sie nicht in die Gebärmutter Endometrium-Schäden (nicht mehr als 3 mm) und Pipetten Blockierung durch die Trümmer zu verhindern. </li><li> Lassen Sie die Embryonen in die Gebärmutter durch sanft weht (Abbildung 3 l). Beide Luftblasen durch die Gebärmutter passieren. Einige der Medien über der ersten Blasenkann auch in den Uterus freigegeben werden, aber die Einführung von mehr Luft zu vermeiden, da es die Implantation zu verhindern. </li><li> Nehmen Sie die Pipette kurz nach Embryonen in die Gebärmutter freigegeben. </li><li> Bewegen Sie den Eileiter und zurück in die Bauchhöhle von Eierstock greifen die Fettpolster. </li><li> Naht der Muskel mit einer horizontalen Matratzenstich mit 5/0 resorbierbares Nahtmaterial (Abbildung 3M). </li><li> Nähen Sie die Haut mit einer Wunde Klipper (Abbildung 3 N). </li><li> Gehen vom Schritt 10 auf der anderen Seite, falls erforderlich. </li><li> Identifizieren Sie den Empfänger (Ohrring, Finger Tattoo ...), verschieben Sie sie in seinem Käfig (an einem warmen Bühne platziert) und beobachten, bis er aus der Narkose erholt sich (bewusst und pflegen Brustlage). </li><li> Kommentieren die möglichen Vorfälle während Embryotransfer auftritt und fügen Antibiotikum, das Trinkwasser. Ein 0,5-1 ml subkutane Injektion von warmen saline Lösung verbessert die Wiederherstellung. </li><li> Wundclips können 10 Tage nach Embryotransfer mit einer Wunde Klipper-Entferner oder zwei Pinzetten (Abbildung 3 O) entfernt werden. Der Empfänger kann an diesem Tag, um eine Schwangerschaft zu beurteilen und schätzen die Zahl der Jungtiere abgewogen werden. Geben eingebettet Material an den Empfänger 15 Tage nach Embryotransfer. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren erklären, keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Die Vasektomie ist eine relativ einfach Operationstechnik, die keine großen Schwierigkeiten verbunden ist. Wenn Desinfektion mit Povidon-Jod und Ethanol stellen Sie sicher, dass der letzte Waschanlage (mit Ethanol) entfernt Povidoniod, da es das Bauchfell reizen. Der Zugang zu Samenleiter kann auch durch den Hodensack oder Durchführen einer transversalen Schnitt in den Bauch 8 erreicht werden. Scrotal Einschnitt wurde empfohlen, Bauchschnitt durch den vergleichsweise kleineren Schnitt benötigt und et...

Embryotransfer ist wahrscheinlich der häufigste chirurgische Eingriff im Mausmodell durchgeführt. Diese Technik ist wesentlich, Nachkommen von Embryonen in vitro Manipulation Techniken unterworfen wurde, und daher stellt ein notwendiger Schritt für die Entwicklung von genetisch modifizierten Modelle von Vorkern-Injektion lentiviralen Transduktion oder Chimärenbildung. Außerdem ermöglicht die Technik die Untersuchung der Auswirkungen auf die Entwicklung von diversen Beleidigungen während der Präimplantations-Entwicklung auftreten. Die Verwendung von künstlichen Reproduktionstechniken 1 oder der Einwirkung von abnormalen Konzentrationen verschiedener Stoffe oder Stoffwechsel 2. Mai Embryonalentwicklung was Implantation oder Plazenta Ausfälle und langfristigen Auswirkungen bei den Nachkommen beeinflussen. Eine zuverlässige und reproduzierbare Embryo-Transfer-Technik ist entscheidend, um die möglichen negativen Auswirkungen der experimentellen Behandlung bei der Implantation und der fetalen Entwicklung in einem konsistenten Menschen testenner. Murine Präimplantationsembryonen auf einen weiblichen Empfänger entweder in den Eileiter über den Ampullen von 0,5 Tage nach coitum (DPC) pseudo-Empfänger (Eileiter-Transfer) oder 3,4 in die Gebärmutter von 2,5 dpc schein Empfänger (Gebärmutter-Transfer) 5,6 übertragen werden je nach Entwicklungsstadium. Embryonen im Blastozystenstadium, wie sie verwendet werden, um chimäre Mäuse zu erzeugen, durch Injektion von embryonalen oder induzierte pluripotente Stammzellen, sind in der Regel durch die Uterus Übertragung übertragen. Blastozysten können auch in den Eileiter einer 0,5 dpc Empfänger übertragen werden, aber es stellt eine weniger physiologischen Test für Entwicklungs Disruptoren, weil der Embryo durchläuft Diapause und hat 2 Tage, um von der Beleidigung zu erholen, bevor die Implantation stattfindet. Gebärmutter Übertragung beinhaltet Stechen der Uteruswand mit einem schmalen Nadel, um eine Öffnung, die den Zugang eines Embryo-Pipette in das Uteruslumen ermöglicht erzeugen. Abwohl diese Technik gute Ergebnisse (dh der Anteil der übertragenen Embryonen, die zu einem Welpen entwickeln) ist das Überleben zu Begriff oft niedrig und unberechenbar 7,8. Die Punktion der Uteruswand bringt einige nachteilige Nebenwirkungen. Erstens ist Myometrium ein stark vaskularisierten Gewebes und seine Punktion führt oft zu einer geringen Blutung. Blut kann die Embryotransfer Pipette blockieren oder dringen in die Uteruslumen verursacht embryonalen Tod und / oder Implantation Versagen. Dies ist besonders relevant, wenn Embryonen ohne zona übertragen werden, da die Blutzellen und Ablagerungen können zu den Blastomeren befestigen. Zweitens ist die Öffnung nicht verschließen durchgeführt, nachdem die Embryonen übertragen wurden, so dass sie durch die Öffnung fließen kann und zurück in die Bauchhöhle ausgestoßen wird, wenn ein zu großes Volumen hat, in den Uterus eingeführt worden ist. Die beschriebene utero-Eileiter-Embryo-Transfer hier die Vorteile der utero-Eileiter-Kreuzung, um die embr liefernYos in den Uterus ohne die Notwendigkeit der Punktion der Uteruswand und damit die Vermeidung ihrer nachteiligen Folgen 9. Die pseudo-Empfänger für Frauen Embryotransfer verwendet werden, durch natürliche Paarung mit Männchen vasektomierten 8 erhalten. Die Samensekret durch eine sterile Männchen produziert werden für die Gebärmutter erforderlich empfänglich für die Embryonen übertragen zu werden. Um einen Empfänger zu erhalten, werden maximal 2 Weibchen von 8 Wochen bis 6 Monaten mit einem männlichen vasektomierten in den Nachmittag gelegt. Am nächsten Morgen sind Frauen für das Vorhandensein einer vaginalen Kopulation Stecker, einem Klumpen geronnenen Proteinen aus der männlichen Samenflüssigkeit überprüft. Als während der Mitternachts Paarung erfolgt in der Regel, wird der Tag der vaginalen Plug-Erkennung als 0,5 dpc sein. Obwohl vasektomierten Männer können von einigen Händlern erworben werden kann, ist die hier beschriebene chirurgische Verfahren relativ einfach und erfordert keine zusätzliche Instrumente als für Embryotransfer erforderlich.

<table><tbody><tr><td>Ketamin</td><td>VEDCO</td><td>Ketaved ANADA 200-257</td><td>Von einem zugelassenen Tierarzt zu bestellen.</td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Lloyd Laboratories</td><td>Anased NADA #139-236</td><td>Von einem zugelassenen Tierarzt zu bestellen.</td></tr><tr><td>Buprenorphin</td><td>Generikum</td><td>NDC 400-42-010-01</td><td>Von einem zugelassenen Tierarzt zu bestellen.</td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td>Novartis</td><td>Genteal</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotikum</td><td>Pfizer</td><td>Clavamox NADA #55-101.</td><td>Dem Trinkwasser zugesetzt (0,3 mg/ml Amoxicillin-Trihydrat und 0,075 mg/ml Clavulanat-Kalium). 1,5 ml der rekonstituierten 15-ml-Flasche in 250 ml Wasser geben.</td></tr><tr><td>Zange mit Wellenschliff</td><td>ROBOZ</td><td>RS-8120</td><td>Jede mittelgroße gerade Pinzette aus chirurgischem Stahl funktioniert.</td></tr><tr><td>Mikrodisparierzange</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5137</td><td>Diese sind in einem Winkel von 90° gekrümmt. Auf Wunsch kann eine gerade Pinzette verwendet werden.</td></tr><tr><td>Leicht gebogene Mikrodissektionszange</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5136</td><td>Dieses Modell ist besonders nützlich, um den Eileiter zu halten.</td></tr><tr><td>Schere</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5880</td><td>Jede handelsübliche kleine gerade Schere aus chirurgischem Stahl funktioniert.</td></tr><tr><td>27 G Nadeln</td><td>Beckton-Dickinson</td><td>305136</td><td>Es können auch kleinere Nadeln (30 G) verwendet werden, 25 G können etwas zu groß sein.</td></tr><tr><td>Clip-Applikator</td><td>MiKRon</td><td>42763</td><td></td></tr><tr><td>9 mm Clips</td><td>MiKRon</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>Clip-Entferner</td><td>MiKRon</td><td>7637</td> Es <td>können zwei Paar Zahnzangen (ROBOZ RS-8160) verwendet werden.</td></tr><tr><td>Nahtnadelhalter</td><td>ROBOZ</td><td>RS-7820</td><td></td></tr><tr><td>Nahtmaterial</td><td>Dowist Gell</td><td>5-0 Dexon S 7204-21</td><td>Kann jedes resorbierbare Nahtmaterial 4-0 bis 6-0 mit einer schmalen gebogenen Nadel ersetzen.</td></tr><tr><td>Glaskapillaren</td><td>VWR</td><td>100 ul kalibrierte Pipetten 53432-921</td><td>Es enthält ein Mundsaugersystem, das nur einen 0,22 &#181 anbringen muss; m Filter in den Schlauch, um sofort einsatzbereit zu sein. Weitere Informationen finden Sie unter Nagy et al.8</td></tr><tr><td>Brenner</td><td>KISAG AG</td> Typ <td>2002</td><td>Gasbrenner, kann mit Kigas (CH-4512, vom gleichen Hersteller) beschickt werden. Es können auch Alkoholbrenner verwendet werden, aber Gas sorgt für eine höhere Temperatur und dieser Brenner sorgt für eine kleine und präzise Flamme.</td></tr><tr><td>Stereomikroskop</td><td>Leica</td><td>MZFLIII</td><td>Hierbei handelt es sich um ein teures Estereomikroskop mit Fluoreszenz, das auch für andere Zwecke verwendet werden kann. Es gibt günstigere Optionen wie Leica MZ8 oder Nikon SMZ-10 oder SMZ-2B, um nur einige zu nennen. Es ist besser, zwei Stereomikroskope zu verwenden, eines für die Handhabung der Embryonen (das nicht sehr schön sein muss) und eines für die Empfängerin. Die für den Empfänger verwendete Platte sollte einen großen Abstand von der Tischplatte zur Objektivlinse aufweisen, um 3-4 cm über der Tischplatte (wo der Eileiter platziert wird) fokussieren zu können und dem Chirurgen noch etwas Platz zu lassen; Die meisten Stereomikroskope können das, einige aber auch nicht.</td></tr><tr><td>Faseroptische Beleuchtung</td><td>Dolan Jenner</td><td>Fiber lite</td><td>Zur Beleuchtung des Operationsbereichs. Es stehen verschiedene Systeme zur Verfügung.</td></tr><tr><td>Warme Stadien</td><td>Amerikanischer Geltungsbereich</td><td><a href="https://exch.mail.umd.edu/owa/redir.aspx? C=1qTJKejamUSfudeYG_MlZHvTY3dsJM9Iaqr2SnwGD4ECWGzB8e8Rpg--_L7u0vJmyatXQJzGQ0k.& URL=http%3a%2f%2fstore.amscope.com%2ftcs-100.html" target="_blank">http://store.amscope.com/tcs-100.html</a></td><td>Diese können über die Tischplatte des Stereomikroskops gelegt werden. Einige Modifikationen (Einsetzen eines Stäbchens zum Nivellieren des Tisches) können erforderlich sein, wenn es für das Stereomikroskop zu kurz ist. Eine große Warmbühne kann zum Erwärmen des Käfigs verwendet werden, wenn sie verfügbar ist. Wenn nicht, kann ein normales Heizkissen verwendet werden, aber die Temperatur muss überprüft werden.</td></tr><tr>Es können auch <td>Kulturschalen für die Manipulation</td><td>von Embryonen verwendet werden Falcon</td><td>353001</td><td>351008, die schmalere Tropfen bilden.</td></tr></tbody></table>

utero-tubenembryotransfer und vasektomie im maus-modell

Utero-tubal Embryo Transfer and Vasectomy in the Mouse Model

Die Übertragung der Präimplantationsembryonen zu einem Surrogat Frau ist ein erforderlicher Schritt für die Herstellung von genetisch veränderten Mäusen, um zu studieren oder die Auswirkungen von epigenetischen Veränderungen während Präimplantations Entwicklung bei zukünftigen Entwicklung des Fötus und Erwachsene Gesundheit entstanden ist. Die Verwendung einer wirksamen und kohärenten Embryo-Transfer-Technik ist entscheidend, um die Erzeugung von gentechnisch veränderten Tieren zu verbessern und die Wirkung der verschiedenen Behandlungen auf Implantationsraten und Überlebenszeit zu bestimmen. Embryos im Blastozysten-Stadium in der Regel durch Uterus Übertragung übertragen, Ausführen einer Punktion in der Uteruswand, die Embryomanipulation Pipette einzuführen. Die in der Gebärmutter durchgeführt Öffnung nicht schließen, nachdem die Pipette wurde zurückgezogen, und die Embryonen können Abfluss in die Bauchhöhle durch den Überdruck der Gebärmutter. Die Punktion kann auch produzieren eine Blutung, die Implantation beeinträchtigt, blockiert die Transferpipette und können Embryo d beeinflussenntwicklung, vor allem, wenn Embryonen ohne zona übertragen werden. Folglich ist diese Technik oft zu sehr variabel und insgesamt niedrigen Embryo-Überlebensraten. Die Vermeidung dieser negativen Auswirkungen, Eileiter-utero-Embryo-Transfer nutzen die utero-Eileiter-Kreuzung als eine natürliche Barriere, die Embryo Abfluss behindert und vermeiden Sie die Punktion der Gebärmutterwand. Vasektomierten Männer werden für den Erhalt schein Empfänger erforderlich. Eine Technik zur Vasektomie durchführen wird als Ergänzung zu den utero-Eileiter-Embryo-Transfer beschrieben.

Utero-Eileiter-Embryo-Transfer bietet eine mittlere Embryonen in die Gebärmutter vermeiden einige der Komplikationen an der Gebärmutterembryotransfer 2,9,10 verbunden zu übertragen. In Tabelle 1 zeigen wir einige repräsentative Ergebnis, das wir erhalten haben, die Übertragung CD1 Blastozysten, verschiedene Arten von Manipulationen CD1 Empfänger unterzogen nach dem beschriebenen Protokoll. Das Überleben zu Begriff (% der Embryonen, was zu einer Welpe) oder das Überleben bis E15 (im Fall von L...

Utero-Eileiter-Embryo-Transfer verwendet die utero-Eileiter-Kreuzung als Barriere, um den Embryo Abfluss, die bei der Durchführung von Uterus Übertragung auftreten können, zu verhindern. Vasektomierten Männchen sind erforderlich, um pseudo-Empfänger für Embryotransfer erhalten. Beide Techniken werden diskutiert.

Utero-Tubenembryotransfer und Vasektomie im Maus-Modell

The transfer of preimplantation embryos to a surrogate female is a required step for the production of genetically modified mice or to study the effects ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Präimplantations-Embryonen in die Gebärmutter einer 2,5 DPC pseudo schwangeren Empfängerin zu übertragen. Dies wird erreicht, indem zuerst der Eierstock, der Uterusdarmkanal (UCT) und der erste Abschnitt der Gebärmutter freigelegt werden. Anschließend wird der UCT mit einer Nadel durchstochen.Danach wird eine Glas-Kapillarpipette durch das Loch in das Uteruslumen vorgeschoben. Schließlich werden die Embryonen in den Uterus freigesetzt. Letztendlich wird die Anzahl der geborenen Welpen verwendet, um die Überlebensfähigkeit der transferierten Präimplantations-Embryonen zu zeigen.Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber einer 16-Methode wie der Uterus-Embryotransfer-Methode besteht darin, dass die Uteruswand nicht durchstochen wird, wodurch Blutungen und Embryofluss vermieden werden. Alle Tierversuche wurden von den Beltsville Area Animal Care and Use Committees gemäß den USDA-Richtlinien für den Umgang mit und den Schutz von Versuchstieren genehmigt. Nach Verabreichung von Anästhetikum und Analgetikum an eine männliche Maus mit nachgewiesener Paarungsleistung und Bestätigung, dass das Tier ausreichend sediert ist, die Maus auf

utero-tubal-embryo-transfer-and-vasectomy-in-the-mouse-model

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Einem Mausmodell der In Utero Transplantation

Eine Beschreibung der chirurgischen Induktion von Endometriose bei Mäusen und Ratten durch auto-Transplantation von Gebärmutter-Gewebe auf die arterielle Kaskade der Darm Mesenterium.

Maus-Modell der chirurgisch-induzierten Endometriose durch Auto-Transplantation von Gebärmutter-Gewebe

Quelle: Lutz, D., et al. Beurteilung der ultrastrukturellen Neuroplastizitätsparameter nach in utero-Transduktion des sich entwickelnden Mausgehirns und des Rückenmarks. J. Vis. Exp. (2019).Dieses Video zeigt die Virustransduktion durch In-utero-Injektion in Mausembryonen. Eine trächtige Maus wird auf die Operation vorbereitet, und es wird ein Mittellinienschnitt gemacht, um die Gebärmutterhörner freizulegen. Eine Mischung aus einem Virus, das das gewünschte Gen enthält, und einem...

In utero Virustransduktion bei einer Maus

Wir beschreiben ein Protokoll für eine Transplantation in Utero (IUT) durch intravenöse und Intra-Fruchtwasser Routen der Injektion in das Mausmodell ausführen. Dieses Protokoll kann verwendet werden, Zellen, virale Vektoren und anderen Stoffen in die einzigartige immun-toleranten fetalen Umgebung einzuführen.

Intravenöse und Intra-Fruchtwasser In der Gebärmutter Transplantation in den Mausmodell

Die assistierten Reproduktionstechniken (ARTs) werden kontinuierlich bewertet, um die Ergebnisse zu verbessern und die damit verbundenen Risiken zu reduzieren. Dieses Manuskript beschreibt ein minimal-invasives Embryotransfer-Verfahren mit einem effizienten Kryokonservierungsprotokoll, das die Verwendung von Kaninchen als ideales Tiermodell der menschlichen Fortpflanzung ermöglicht.

Minimal invasiven Embryotransfer und Embryo-Vitrifizierung auf der Optimal-Botn-Bühne im Kaninchenmodell

Verschiedene Tiermodelle der angeborenen zwerchmatischen Hernie und fetalen Trachealverschluss stellen Vor- und Nachteile in Bezug auf ethische Fragen, Kosten, chirurgische Schwierigkeiten, Größe, Überlebensraten und Verfügbarkeit genetischer Werkzeuge dar. Dieses Modell bietet ein neues Werkzeug, um die Auswirkungen von Trachealokklusion und erhöhtem Luminaldruck auf die Lungenentwicklung zu untersuchen.

Transuterine Fetal Tracheal Okklusion Modell bei Mäusen

Die Etablierung einer Schwangerschaft ist ein dynamischer Prozess, bei dem es zu komplexen Wechselwirkungen zwischen Embryo und Gebärmutter kommt. Der genaue Beitrag der mütterlichen Gebärmutterumgebung zu diesen Prozessen ist nach wie vor ein aktives Forschungsgebiet. Hier werden detaillierte Protokolle zur Verfügung gestellt, die bei der Entwicklung von In-vivo-Tiermodellen helfen, um diese Forschungsfragen zu beantworten.

Methoden zur Untersuchung des Beitrags der Gebärmutter zur Schwangerschaftsbegründung in einem ovariektomierten Mausmodell

Die vorgestellte Methode zur Manipulation des Gebärmutterhalses kann bei Mäusen eine Pseudoschwangerschaft induzieren, ohne dass Weibchen mit vasektomierten Männchen verpaart werden müssen. Die Induktion einer Pseudoschwangerschaft ist Voraussetzung für den Erfolg des nicht-chirurgischen Embryotransfers und der nicht-chirurgischen künstlichen Befruchtung, die beide ebenfalls vorgestellt werden.

Induktion einer Pseudoschwangerschaft bei weiblichen Mäusen, ohne dass vasektomierte Männchen vor einem nicht-chirurgischen Embryotransfer oder einer künstlichen Befruchtung erforderlich sind

Hier stellen wir eine Methode zur Durchführung der runden Spermatideninjektion (ROSI) bei Mäusen vor, eine Technik mit vielversprechenden klinischen Anwendungen und Nutzen für die Untersuchung der Mechanismen, die der Embryonalentwicklung zugrunde liegen.

Runde Maus-Spermatiden-Injektion

Hier stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines Mausmodells für intrazytoplasmatische Spermieninjektion (ICSI) vor, das es uns ermöglicht, altersbedingte Veränderungen im Glukosestoffwechsel zu beobachten, die auf ICSI zurückzuführen sind, und Einblicke in ihre potenziellen langfristigen Auswirkungen auf die menschliche Entwicklung zu geben.

Überwachung des Blutzuckers bei Mäusenachkommen nach intrazytoplasmatischer Spermieninjektion

Lernen Sie den Utero-Tubenembryotransfer für Reproduktionsbiologie und Embryologie im Maus-Modell. Diese Methode maximiert die Überlebensrate präimplantativer Embryonen und vermeidet Blutungen.

Utero-Tubenembryotransfer und Vasektomie im Maus-Modell

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