Name: Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-04T14:15:00.000+00:00
Duration: 12 min 39 s
Description: Erfahren Sie die Implantation von Vena-Cava-Interpositions-Grafts im Mausmodell zur Untersuchung von Neo-Gewebebildung und Stenoseentwicklung. Diese Methode ermöglicht die Analyse zellulärer Infiltration und extrazellulärer Matrix-Ablagerung.

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Diese Arbeit wurde unterstützt, zum Teil durch einen Zuschuss aus dem NIH (RO1 HL098228), um CKB.

HINWEIS: Alle Tierversuche wurden von der Nationwide Kinderkrankenhaus Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. 1. Graft Fertigungs <ol><li> Machen Sie das ε-Caprolacton und L-Lactid-Copolymer P (LA / CL) Lösung durch Zugabe von 100 mg P (LA / CL) in 2 ml Dioxan unter einer Abzugshaube. Legen Sie die Lösung auf einem Vortex mischen und kontinuierlich für 1-1,5 Stunden vollständig auflösen. </li><li> In der Zwischenzeit, entfernen Sie ein Blatt Polyglykolsäure (PGA) fühlte sich aus dem Gefrierschrank und schneiden Sie mehrere 5 x 8 mm Abschnitte. Auch die Spitze eines 0,1-10 ul Pipette knapp über dem Filter abgeschnitten. </li><li> Legen Sie eine 19 G-Nadel (1,5 Länge) in das distale Ende einer Pipettenspitze und wickeln die PGA mit Mikro Pinzette gefühlt rund um die Nadel. </li><li> Drücken Sie vorsichtig den Filz zum distalen Ende der Pipettenspitze, wo das Lumen gerader als im proximalen Teil, mit einer stumpfen Nadel 18 G, 19 G, während die Nadel in sie eingefügt. </li><li> Pipette40 ul P (CL / LA)-Lösung in die Pipettenspitze von der Spitze. Tränken Sie den PGA fühlte mit der Lösung. Dann drücken Sie Luftblasen aus mit einer Pipette Dispenser. Wiederholen Sie diesen Vorgang, wenn nötig. </li><li> Platz Transplantate in einem 50-ml-Tube und legen Sie sie in einem -80 ° C Gefrierschrank für 20 min. Stellen Sie sicher, dass der Kopf der Nadeln nach unten weisen. </li><li> Übertragen Sie das Rohr in einen Gefriertrockner und Vakuum für 24 Stunden. Achten Sie darauf, den Deckel der Röhre zu öffnen, um Luftzirkulation zu haben. </li><li> Nehmen Sie die Transplantate und entfernen Sie sie von den Nadeln. Schneiden Sie die beiden Enden des Transplantats Verlassen eines ~ 5 mm Abschnitt und setzte sie wieder auf die Nadeln, um ihre Form zu halten. Halten Sie die Transplantate in einem Exsikkator. </li><li> Legen Sie das Gerüst unter UV-Licht in einem biologischen Sicherheitshaube O / N vor der Zellaussaat. </li></ol> 2. Knochenmark mononukleären Zellernte und Isolation <ol><li> Euthanize die Mäuse mit Ketamin / Xylazin Dosierung (Ketamin 200 mg / kg und Xylazin, 20 mg / kg). </li><li> Entfernen Knochen (Oberschenkelknochen eind Schienbeinknochen) von 3 Mäusen für 10 Graft-Implantationen und in eine Petrischale mit 10 ccm RPMI. Schneiden beide Enden der Knochen und Knochenmark bündig mit einer Spritze mit einer 25 G-Nadel in eine neue Petrischale mit 3 ml RPMI. Sammeln Knochenmark und RPMI-Lösung in einem 15 ccm Rohr und waschen Sie die Petrischale mit zusätzlichen 2 ccm RPMI um den Rest der BM zu sammeln. </li><li> Nehmen Probe (5-10 ul) und zählen Zelle mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder Hämozytometers. Notieren Sie das Ergebnis. </li><li> Setzen Sie 5 ccm Ficoll in einem 15 ccm-Zentrifugenröhrchen und fügen Knochenmark und RPMI Lösung. Fügen Sie die Lösung ganz sanft, um es von dem Mischen mit Ficoll verhindern. </li><li> Zentrifugieren bei 528 g für 30 min mit &quot;NO BRAKE&quot; bei 24 ° C </li><li> Entfernen Sie die obere Schicht rosa. Sammeln Sie die Mitte klare Schicht 1, die die MNC-Schicht und verdünnen Sie es mit PBS 01.01. </li><li> Zentrifugieren der verdünnten Lösung bei MNC 528 × g für 10 min bei 24 ° C. </li><li> Entfernen Sie den Überstand und diLaute das Pellet mit 5 ml PBS. </li><li> Zentrifugieren Sie das Pellet-Lösung bei 528 × g für 10 min bei 24 ° C. </li><li> Entfernen Sie den Überstand. Verdünnen Sie die Pellets mit dem entsprechenden Volumen RPMI (~ 200 ul). </li><li> Werfen Sie einen 5-10 ul Probe und zählen Zellen mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder Hämozytometers. Notieren Sie das Ergebnis. Wiederholen Sie den Zellzählung ein weiteres Mal und berechnen die durchschnittliche Zellzahl. </li><li> Verdünnen Zellkonzentration zu 1.000.000 Zellen/10 ul RPMI mit. </li></ol> 3. Zellaussaat <ol><li> Prewet Gerüst durch Zugabe von 5 ul RPMI luminal für 5 Minuten, dann entfernen RPMI. </li><li> In 10 ul Knochenmark stammMonoNuklearZellen in RPMI aus Schritt 2.12 bis Gerüst Lumen und 10 Minuten warten, damit Zellen auf dem Gerüst zu befestigen. </li><li> Schneiden Sie ein 19 G-Nadel zu 1 cm Länge und legte die Nadel in das Lumen des Gerüst, um die Form des Gerüsts zu halten. Legen Sie die Probe in einer 24-Well-Platte. &lt;/ Li&gt; <li> In 1000 ul RPMI in jede Vertiefung und Inkubation O / N in einem Inkubator. </li></ol> 4. Graft-Implantation <ol><li> Autoklav alle chirurgischen Werkzeugen vor der Operation: 1x feinen Schere, 3x Mikropinzette, 2x Mikrogefäßklemmen, 1x Klemmanlegezange, 1x Mikro-Nadelhalter, 1x Feder Schere, 1x Aufroller. </li><li> 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 als Gewebezüchtungen Gefäßtransplantat-Empfänger verwendet. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann durch eine intraperitoneale Injektion betäuben in der rechten unteren Quadranten des Bauches mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin 100 mg / kg Xylazin und 10 mg / kg). Ketoprofen (5 mg / kg, IP) als Pre-Anästhesie Analgetikum. </li><li> Überprüfen Sie die Höhe der Sedierung durch Einklemmen Geschichte, klemmen Sie dann das Bauch Haar. Schmieren Sie die Augen mit einer sterilen Augensalbe, und legen Sie die Maus in einem dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Desinfizieren Sie den Bauch mit Betadine und Alkohol-Pads. Cover die Maus mit einem sterilen Tuch und setzen nur die Schnittbereich. </li><li> Machen Sie eine Mittellinie Laparotomieschnitts von unterhalb des Schwertfortsatz an der suprapubischen Region, und legen Sie eine Wundspreizer. Wickeln Sie den Darm in Kochsalzlösung befeuchtet Gaze. Unverblümt definieren die infrarenale Aorta und Vena Cava. </li><li> Legen Sie zwei Mikrogefäßklemmen auf beiden proximalen und distalen Seiten der Aorta und Vena Cava dann unverblümt trennen die Aorta von der Vena Cava Transect der Vena Cava. Wenn nötig, ligieren die Bauch-Aorten-Filialen mit einem 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln. </li><li> Implantieren eine untere Hohlvene Zwischen Transplantat mit proximalen und distalen Ende Anastomosen mit einem sterilen Naht 10-0 beenden. Schneiden Sie das Transplantat, in der Regel 1-2 mm, abhängig von der Anatomie der Maus. Sichern Sie das Transplantat mit einer Masche auf beiden proximalen und distalen Ende und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Stichen von der anderen Seite des Transplantats zu nähen. Nach Abschluss der Frontseite, drehen Sie die Klemmen und Transplantateauf die andere Seite und die Naht der Rückseite des Transplantats. Während der Implantation, spülen Sie das Transplantat mit Heparin-Lösung häufig zu akuten Thrombose zu verhindern. </li><li> Entfernen Sie die proximale Klemme und die Blutung steuern, indem eine topische sterile resorbierbare Gefäßklemme Mittel. Wenn die Blutung vollständig stoppt, entfernen Sie den distalen Klemme und die Kontrolle der Blutung die gleiche Weise. Stellen Sie sicher, Blut fließt durch die Prothese. </li><li> Schließen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut in zwei Schichten mit einem 6-0 schwarzem Polyamid Monofilamentnahtmaterial mit einbezogen Gewinde Nadel. </li><li> Spritzen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan und legen Sie die Maus in einem Käfig auf einer Recovery-Erwärmung bis die Maus-Pad ist voll mobil. Nach Wiederaufnahme, kehren Sie die Maus auf einen neuen Käfig mit Papier Betten. Geben Sie Schmerzmittel (Ibuprofen, 30 mg / kg, Trinkwasser) für 48 Stunden. </li></ol>

<ol><li>Heart Association, A. merican <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+Disease+and+Stroke+Statistics%E2%80%942012+Update%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Heart Disease and Stroke Statistics—2012 Update.</a> Circulation. 125, (2012).</li>
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<li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+vascular+grafts+transform+into+mature+blood+vessels+via+an+inflammation-mediated+process+of+vascular+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).</li>
<li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-engineered+arterial+grafts%3A+long-term+results+after+implantation+in+a+small+animal+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).</li>
<li>Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biaxial+mechanical+properties+of+the+inferior+vena+cava+in+C57BL%2F6+and+CB-17+SCID%2Fbg+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice.</a> Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Das Mausmodell der TEVG ist ein wertvolles Werkzeug, um zelluläre und molekulare Mechanismen der neotissue Bildung und der Entwicklung der Stenose zu studieren. Die beimpften BM-MNC wurde in beiden histologischen und SEM-Bilder der beimpften Zellen auf dem Transplantat 11 gezeigt. Zellansiedlungseffizienz wurde auch unter Verwendung eines DNA-Assay 7 gezeigt. Mit diesem Modellsystem haben wir gezeigt, dass Zellaussaat verringert die Häufigkeit der Entwicklung der TEVG Stenose, die die primäre Form ...

Angeborene Herzfehler sind schwere Erkrankungen, die fast 8% der Lebendgeburten in den Vereinigten Staaten zu beeinflussen. Etwa 25% der Kinder mit angeborenen Herzfehlern oder 2,4 pro 1.000 Lebendgeburten, erfordern invasive Behandlung im ersten Jahr ihres Lebens ein. Die wirksamste Behandlung für angeborene Herzkrankheit ist die rekonstruktive Chirurgie. Leider Komplikationen, die aus der Verwendung von gegenwärtig verfügbaren Gefäßleitungen sind die häufigste Ursache von postoperativen Morbidität und Mortalität. Um dieses Problem anzugehen, für den klinischen Einsatz entwickelt 2 haben wir die ersten Gewebezüchtungen Gefäßprothesen (TEVGs). TEVGs wurden aus biologisch abbaubaren Polyesterrohre mit autologen Knochenmark-mononuklearen Zellen (BM-MNU) ausgesät und wie venösen Leitungen für angeborene Herzchirurgie implantiert errichtet. Die Ergebnisse zeigten eine ausgezeichnete Offenheitsrate bei 1-3 Jahren Follow-up, aber mit bedeutenden Vorkommen von Stenosen <sbis&gt; 3,4. Es war klar, dass ein besseres Verständnis der vaskulären neotissue Bildung und der Mechanismus der Entwicklung der zugrunde liegenden Stenose TEVG benötigt wurde. Um die Entwicklung der TEVGs und den Mechanismus der Stenose Entwicklung besser zu verstehen, wurde ein Schaf-Modell 5,6 erstellt. In diesem Modell werden die TEVGs erfolgreich in die Wohnschiffe umgewandelt und waren in beiden Morphologie und Funktion des nativen Adern. Diese Verwendung von Großtiermodell war ein guter erster Schritt, um wichtige präklinische Informationen, die klinische Nutzung von TEVGs unterstützt. Jedoch volles Verständnis der zellulären und molekularen Mechanismen der Gefäßbildung in neotissue TEVGs mit Großtiermodell aufgrund von Einschränkungen in die molekulare Charakterisierung der Gefäßzell Phänotypen aufgrund des Fehlens von speziesspezifischen molekularen Werkzeugen begrenzt. Um diese Nachteile zu überwinden, wurde ein Mausmodell der TEVGs wegen des rasanten Fortschritt in der Mausgenetik und ihre umfangreiche molecula entwickeltr Charakterisierung mit dem zusätzlichen Vorteil eines verkürzten Zeitskala. Die murine IVC Zwischenmodell treu rekapituliert den Prozess der Bildung neovessel, die in großen Tieren und Menschen auftritt, sondern über einen viel kürzeren Zeitverlauf 9.6. Hier wird ein detailliertes Protokoll für kleine Fertigungs Transplantat mit biologisch abbaubaren Gerüste, BM-MNC Ernte und Isolation, BM-MNC Aussaat auf Gerüst und Graft-Implantation in einem Mausmodell beschrieben wurden.

<table><tbody><tr><td>Polyglykolsäure (PGA) filzte</td><td>Biomedizinische Strukturen</td><td></td><td>Kundenspezifische bestellte</td></tr><tr><td>Pipettenspitze, 0,1-10 &mu; l&nbsp;</td><td>Fisher Sientific</td><td>02-707-456</td><td></td></tr><tr><td>Lyophilisator&nbsp;</td><td>Labconco</td><td>7070020</td><td></td></tr><tr><td>RPMI medium 1604</td><td>Gibco</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Petrischale</td><td>BD</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>24-Well-Platte</td><td>Corning</td><td>3526</td><td></td></tr><tr><td>15 cc Röhrchen</td><td>BD</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>Sigma</td><td>10831-100ml</td><td>Auch 'Histopaque'</td></tr> <tr><td>genanntDPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Littauer Knochenschneider 4,5" Gerade</td><td>Roboz</td><td>RS-8480</td><td>Für BM</td></tr><tr><td>Erntezange 4,5"</td> <td>Roboz</td><td>RS-8120</td><td>Für BM</td></tr><tr><td>Ernteschere 4,5"</td> <td>Roboz</td><td>RS-5912</td><td>Für BM-Entnahmemikroskop</td></tr><tr><td></td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL / 6J (H-2b), Weiblich</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 Wochen</td></tr><tr><td>Ketaminhydrochlorid-Injektion</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin sterile Lösung</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium-Sagent</td><td>Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Kochsalzlösung (steril 0,9% Natriumchlorid)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>0,9 % Natriumchlorid-Injektion</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline Augensalbe</td><td>Dechra Veterinärprodukte</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Jod-Vorbereitungspads</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol-Vorbereitungspads</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Applikatoren mit Wattespitze</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Adson-Pinzette</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Klemmzange</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S & T Gefäßklemme</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Federschere</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retraktoren</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Feinzange</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinzette</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish Nadelhalter/ Pinzette</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Schwarzes monofiles Polyamid-Nahtmaterial, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Zum Nähen des Transplantats</td></tr><tr><td>Schwarzes monofilamentes Polyamid-Nahtmaterial, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Für den Verschluss von Muskulatur und Haut</td></tr><tr><td>Vliesschwämme</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Resorbierbares Hämostatikum</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1,5 Zoll, Nadel</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 Zoll, Nadel</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 Zoll, Nadel</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Warmwasser-Zirkulator</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Wärmekissen</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Trimmer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr></tbody></table>

die implantation von vena cava interposition graft in maus-modell

Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Biologisch abbaubare Gerüste mit Knochenmark-mononuklearen Zellen (BMC) ausgesät werden oft für die rekonstruktive Chirurgie verwendet werden, um angeborene Herzfehler zu behandeln. Die langfristigen klinischen Ergebnisse zeigten ausgezeichnete Offenheitsrate, jedoch mit erheblichen Inzidenz von Stenose. Um die zellulären und molekularen Mechanismen der Gefäß neotissue Bildung zu untersuchen und zu verhindern Stenose Entwicklung in Gewebezüchtungen Gefäßprothesen (TEVGs), ein Mausmodell des Transplantats entwickelten wir mit ca. 1 mm Innendurchmesser. Zunächst wurden die TEVGs aus biologisch abbaubaren Rohrgerüste aus einer Polyglykolsäure Vlies hergestellt gebaut Filz kämmen mit ε-Caprolacton und L-Lactid-Copolymer beschichtet. Die Gerüste wurden dann in einem Gefriertrockner angeordnet ist, für 24 h abgesaugt und im Exsikkator bis zur Zellbesiedelung gespeichert. Zweitens, wurde Knochenmark aus Spendermäusen gesammelt und mononukleäre Zellen wurden durch Dichtegradientenzentrifugation isoliert. Drittens waren etwa eine Million Zellenauf einem Gerüst ausgesät und inkubiert O / N. Schließlich wurden die beimpften Scaffolds dann als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Die implantierten Grafts zeigten hervorragende Durchgängigkeit (&gt; 90%) ohne Nachweis von thromboembolischen Komplikationen oder Aneurysmabildung. Dieses Mausmodell wird uns beim Verständnis und bei der Quantifizierung der zellulären und molekularen Mechanismen der neotissue Bildung in der TEVG.

Eine schematische Darstellung TEVG Implantation ist in Fig. 1 gezeigt. Knochenmark wurde von einem Spender Maus geerntet und Mononuklearzellen wurden mittels Dichtezentrifugation isoliert und ausgesät auf einem biologisch abbaubaren Gerüst dann. Die Gerüste wurden entkernt inkubiert O / N und an eine Empfängermaus als untere Hohlvene Zwischen Graft implantiert. Figur 2 zeigt die Rasterelektronenmikroskopie des PGA-P (CL / LA) Gerüst. Der Innendurchmesser bet...

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die zellulären und molekularen Mechanismen der Neubildung von Gewebe und der Entwicklung von Stenosen in gewebeengineeringbasierten vaskulären Transplantaten zu untersuchen. Zunächst werden biologisch abbaubare röhrenförmige Gerüste hergestellt, indem ein nichtgewebter Vliesstoff aus Polyglykolsäure mit einem Copolymer aus Epsilon-Caprolacton und L-Lactid beschichtet wird. Die nächsten Schritte umfassen die Gewinnung von Knochenmark und die Isolierung der mononukleären Zellen mittels Dichtegradientenzentrifugation.Anschließend werden etwa eine Million Zellen auf dem Scaffold ausgesät und über Nacht inkubiert. Der letzte Schritt besteht darin, das besiedelte Scaffold als Interponattransplantat in die untere Hohlvene einzupflanzen. Letztendlich können Ergebnisse mittels Immunhistochemie den Zelleinwanderung und die Ablagerung der extrazellulären Matrix in dem gewebeengineeringbasierten vaskulären Transplantat zeigen.Die Bedeutung dieser Technik liegt darin, die Ursachen für die Entstehung von Stenosen bei gewebeengineeringbasierten vaskulären Transplantaten besser zu verstehen und diese Erkenntnisse anschließend zu nutzen, um ei

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Um die zellulären und molekularen Mechanismen neotissue Bildung und Stenose Entwicklung in Gewebezüchtungen Herzklappen zugrunde liegen, wurde ein Maus-Modell der heterotopen Herzklappentransplantation entwickelt. Eine Lungenherzklappe wurde mit der heterotopen Herztransplantation Technik, um Empfänger transplantiert.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Die Manschettentechnik verkürzt und erleichtert das Modell der heterotopen zervikalen Herztransplantation bei Mäusen, indem technisch anspruchsvolle Nahtanastomosen kleiner Gefäße vermieden werden. Die technischen Details, die in diesem Videopapier gezeigt werden, sollten es Forschern ermöglichen, dieses Modell in ihren Labors zu etablieren.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

Dieses Video zeigt ein Modell zur Untersuchung der Entwicklung von myointimaler Hyperplasie nach venösen Interpositionsoperationen bei Ratten.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, experimentell venöse Intimhyperplasie zu erzeugen, indem Venen arteriellen Blutdruck für die Entwicklung von Strategien zur Abschwächung venöser Intimhyperplasie nach Revaskularisationsoperationen mit Venentransplantaten ausgesetzt werden.

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arteriellen Blutdruck

Eine neuartige Technik zur Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem heterotopen abdominalen Mausherztransplantationsmodell wird demonstriert.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Dieses Protokoll enthält technische Informationen für die Gefäßrekonstruktion mit der Manschettentechnik bei der orthotopen Lebertransplantation der Maus.

Gefäßrekonstruktion mit der Manschettentechnik bei der orthotopen Lebertransplantation der Maus

In dieser Arbeit wird ein Protokoll für die Implantation eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats in die Halsschlagader der Maus mit Hilfe der Manschettentechnik vorgestellt, das ein geeignetes Tiermodell für die Untersuchung von Regenerationsmechanismen des Gefäßgewebes bietet.

Implantation eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats in die Halsschlagader der Maus mittels Manschettentechnik

Wir präsentieren ein reproduzierbares Mausmodell der heterotopischen Becken-zu-Hals-vaskularisierten Komposit-Allotransplantation. Dieses supermikrochirurgische Protokoll, das 0,3–0,5 mm Gefäßanastomosen umfasst, integriert Nylon-Filamentführung und venöse Manschetten. Es bietet eine verlässliche Plattform für translationale Studien zu Toleranz, Ischämie-Reperfusionsverletzungen und immunologischen Mechanismen bei der vaskularisierten Kompositenallotransplantation.

Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

Erfahren Sie die Implantation von Vena-Cava-Interpositions-Grafts im Mausmodell zur Untersuchung von Neo-Gewebebildung und Stenoseentwicklung. Diese Methode ermöglicht die Analyse zellulärer Infiltration und extrazellulärer Matrix-Ablagerung.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

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