Name: Eine isolierte Arbeits Herz-System für Großtiermodelle (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-06-11T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 45 s
Description: Erfahren Sie die Messung der Herzfunktion bei Großtieren mit einem isolierten Arbeitsherz-System nach Langendorff. Diese Methode liefert klinisch relevante Daten und vermeidet immunologische Störfaktoren.

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1. Aufbau der Langendorff-Apparat (siehe Abbildung 1) <ol><li> Mit 3/8 &quot;Schlauch, schließen Sie das Herz Reservoir zu dem Blutreservoir. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass dieser Schlauch geht durch eine Rollenpumpe. HINWEIS: Dies kann erfordern, mit zwei 3/8 &quot;bis 1/4&quot; Schlauchverbinder, ein Stück von 1/4 &quot;Schlauch durch die Rollenpumpe gehen erstellen. </li><li> Verbinden Sie das Blutreservoir zu Heizung / Oxygenator mit 3/8 &quot;-Schläuche. </li><li> Verwenden Sie 3/8 &quot;-Schläuche, um die Heizung / Oxygenator zu einem Y-Anschluss verbinden. </li><li> Schließen Sie einen Arm des Y-Stecker an den Kreiselpumpe, dann verbinden Sie die Kreiselpumpe zu einer zweiten Y-Verbinder (alle mit 3/8 &quot;-Rohr). </li><li> Bringen Sie ein Stück 3/8 &quot;Schlauch Befestigen eines hämostatischen Ventils, um den nach oben gerichteten Arm, der sowohl als Blasenfalle und Mittel zum Einführen des Druckwandlers dienen. </li><li> Bringen Sie ein Stück 3/8 &quot;Schlauch mit dem nach unten Arm. Dieser Teil wird auf der aor befestigen<html> tic Kanüle (dh die Nachlast Linie). </li><li> Das andere Arm des Y-Verbinders mit dem Zulauf der Vorspannung Kammer mit 3/8 &quot;-Schlauch. Stellen Sie sicher, dieser Schlauch geht durch eine zweite Rollenpumpe. </li><li> Verbinden überschüssige 3/8 &quot;Schlauch zum Abfluss von dieser Kammer. Dieser Teil wird in den linken Vorhof zu befestigen (dh die Vorspannung Linie). </li></ol></li><li> Schließen Sie den Sauerstofftank und Heizvorrichtung zur Heizung / Oxygenator. </li><li> Klemmen Sie die Linie, die von der Y-Stecker an den Pre-Ladekammer, da diese Linie nicht verwendet werden, bis das Herz in den Arbeitsmodus versetzt werden kann. </li></ol> 2. Druck-Volumen-Katheter Vorbereitung <ol><li> In einem 37 ° C Wasserbad erwärmen eine Flasche Kochsalzlösung. </li><li> Einweichen des PV Leitfähigkeit Katheter und Druckwandler in der warmen Salzlösung für mindestens 30 min. </li><li> Schalten Sie den Datenerfassungssystemen, so dass sowohl das Aufwärmen für mindestens 30 min. </li></ol>tle &quot;&gt; 3. Vorbereitung der Langendorff-Apparat <ol><li> Schalten Sie den Sauerstofftank, Erhitzungsvorrichtung, Walzenpumpe, die die beiden Reservoirs und Kreiselpumpe. Die Heizgeräte sollten, um die Körpertemperatur des Tieres (~ 36 ° C) eingestellt werden. </li><li> Gemäß den Anweisungen des Herstellers waschen das Blut. Langsamer Waschgeschwindigkeiten für mehr vollständige Entfernung der Abfallprodukte aus dem Blut (zB überschüssige Elektrolyte, lysiert Zellmaterial) empfohlen. </li><li> Sobald das Blut gewaschen wird, überprüfen Hämatokritwert vor der Blutverdünnung. </li><li> Rekonstituieren die gewaschenen roten Blutzellen mit normaler Kochsalzlösung für die gewünschten Hämatokrit-Konzentration (empfohlen: 20 bis 25%) und zu der Langendorff-Apparatur. </li><li> Anpassen der Geschwindigkeiten der zwei Pumpen, den Blutfluss durch das System (mit Ausnahme der Speicherkammer) beginnen. </li><li> Prüfen Sie den pH-Wert und Elektrolyte der Blut-Gemisch und anpassen, bis physiologische für die verwendeten Arten. HINWEIS: Um zu verhindern, in schädlichenFluss von Calcium nach Reperfusion, sollten die Kalziumspiegel am Langendorff-Apparatur zunächst niedrig gehalten werden (0,3-0,5 mmol / L). <ol><li> Wenn es eine Abnahme der Hämatokrit bei gleichzeitiger Erhöhung der Kalium, überprüfen Lactat-Dehydrogenase-und Plasma-Hämoglobin, um auszuschließen, Hämolyse. </li><li> Bei Hämolyse auftritt, sicherzustellen, dass alle Anschlüsse dicht sind und es gibt keine von offensichtlich Scher. </li></ol></li><li> Befestigen Sie die Millar-Katheter in die Sekundärdruckschlitz des PowerLab System. </li><li> Kalibrieren der Druckwandler nach den Anweisungen des Herstellers. </li></ol> 4. Vorbereitung des Herz zur Befestigung an der Langendorff-Apparat HINWEIS: Ein richtig verhaftet Herz sollte für alle großen Tierversuche mit einer isolierten Herzsystem verwendet werden. Mangel an kardioplegischen Stillstand kann das Herz schädigen, so dass es nicht messbare Arbeit zu produzieren. Celsior, oder Low-Kalium-Univernicht nur diese Lösungen ähnlich denen klinisch verwendet, aber die niedrige Kalium der Lösung hilft verhindert Hyperkaliämie, während auf der Leiter sität von Wisconsin (UW)-Lösung wird empfohlen, da. Volumen der Kardioplegielösung auf Herzgröße ab, mit 1 Liter reicht für Schweine-Herzen. <ol><li> Entfernen Sie schnell das Herz aus dem Vorratsbehälter, gießen Sie keine Speicherlösung in den Ventrikeln, trocken tupfen und wiegen. </li><li> Zu helfen, eine kalte myokardialen Temperatur, bis das Herz ist bereit für die Langendorff, kehren das Herz, Lagerbehälter und richten es so, dass Aorta nach oben zeigt. </li><li> Legen Sie eine 3/8 &quot;-Kanüle in die Aorta und mit einem Kabelbinder. </li></ol> 5. Anbringen des Herz an die Langendorff <ol><li> Verringern der Kreiselpumpe auf ein langsames Einblasen. </li><li> Trickle das Blut in die Aorta bis sie mit Blut gefüllt und vollständig entlüftet. </li><li> Vorsichtig mit Aorten-cAnellierung an der Aorten-Schläuche auf dem Langendorff. Notieren Befestigung Zeit. </li><li> Legen Sie die kalibrierten Druckwandler durch die Blutstillung Ventil [DS1] in die native Aorta. </li><li> Beginnen Druckmessungen und stellen Kreiselpumpendrehzahl, bis der gewünschte Druck erreicht Reperfusion. HINWEIS: Der Druck kann wie koronare Widerstand ändert. Daher überwachen Aortendruck eng, vor allem während der ersten Reperfusion. </li><li> Temperatur erhöhen auf Wärmeeinheit intramyokardialen Temperatur wird bei 37 ° C gemessen HINWEIS: Es wird eine Verzögerung zwischen Anpassungen Wärmegerät und Veränderungen in intramyokardialen Temperaturen hergestellt wird. Daher sollte die Temperatur schrittweise Änderungen vorgenommen werden. </li><li> Besorgen Sie sich eine Grundlinie (T = 0) Probe aus dem venösen Blutreservoir auf pH, Elektrolyte und anderen biochemischen Messungen messen. </li><li> Legen Temperaturfühler in Septum und überwachen Herzmuskeltemperatur. Verringern Temperatur von Wärmeeinheitwenn myokardialen Temperatur über 39 ° C steigt </li><li> Nehmen Blutproben alle 15 Minuten, die Anpassung der physiologischen Parameter wie für das Experiment gewünscht. <ol><li> Zirka 1 mmol Calcium zu der Blutlösung alle 5 Minuten, so dass Calciumionen ist&gt; 0,8 mmol / L vor der Einleitung des Arbeitsmodus. </li></ol></li></ol> 6. Putting das Herz in Arbeitsmodus <ol><li> Legen Sie eine entsprechend dimensionierte Kanüle in den linken Vorhof / Lungenvenen. Dies kann entweder mit einer Tabaksbeutelnaht oder Kabelbinder nach Bedarf durchgeführt werden. </li><li> Schließen Sie alle Löcher in den linken Vorhof, die auslaufen können, wie andere Lungenvenen Ursprünge mit Naht oder Klammern, wie gebraucht. </li><li> Einstellen der Höhe der Speicherkammer, so dass die Säulenhöhe ergibt die gewünschte Vorspanndruck. HINWEIS: Angenommen, die Dichte von Blut / kristalloiden Mischung gleich der Dichte von Wasser, 1 mmHg = 1,36 cm von der Entfernung von der Aortenklappe an die Spitze istder Blutspiegel im Reservoir Vorspannung (zB 15 mmHg = 20,4 cm). </li><li> Ausspannen Schlauch geht der Vorspannung Kammer und langsam beginnen die Vorspannung Rollenpumpe, so dass der Speicherkammer und Vorspannung Schlauch vollständig mit Blut füllen. </li><li> Sobald die Vorspannung Schlauch vollständig entlüftet, langsam füllen den linken Vorhof und die Kanüle mit Blut. </li><li> Ohne dass keine Luft in das System gelangen, schließen Sie die Federvorspannung Schlauch an der linken Vorhofkanüle. </li></ol> 7. Beziehen ventrikuläre Druck-Volumen (PV)-Aufnahmen <ol><li> Befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers für die Druck-und Rho Küvette Kalibrierung für den Datenerfassungssystemen. </li><li> Legen Sie eine Tabaksbeutelnaht mit einem 3:0-Polypropylennaht an der linksventrikulären (LV) Spitze. </li><li> Mit einer 16 G-Nadel, machen Sie eine Stichinzision in der Tabaksbeutel. </li><li> Legen Sie die PV-Leitwert Katheter in die apikal Einschnitt. HINWEIS: Ideal Katheterplatzierung wird dependen mit allen Messelektroden in der LV und zwei Anregungselektroden außerhalb des LV. Stellen Sie sicher, dass ein Tier in der richtigen Größe und der Katheter ausgewählt wurden (siehe Diskussion). </li><li> Drücken Sie die Schaltfläche &quot;Start&quot; in der oberen rechten Ecke, um die Aufnahme von Daten zu beginnen und zu bestimmen, wie viele Volumensegmenten aktiv sind. <ol><li> Wenn alle Segmente sind nicht aktiv, stellen Sie die Position des Katheters bis alle Segmente aktiv sind. HINWEIS: leichte Verdrehung des Katheters notwendig sein, um die Morphologie zu optimieren Schleife </li><li> Wenn nicht in der Lage, Signale in allen Segmenten zu erhalten, stellen Sie die Lage der Anregungselektroden und Messelektroden nach den Herstelleranweisungen. </li></ol></li><li> Sobald die gewünschte Konfiguration erhalten, folgen Sie die Anweisungen des Herstellers für Volumen-und Alpha-Kalibrierung. </li><li> Mit einem Katheter richtig kalibriert, erhalten mindestens 30 sec von Baseline-Druck-Volumen-Daten. HINWEIS: Diese Druck-Volumen-Loops werden Volumen DEPEN bietendent Messungen der Herzfunktion (z. B. Herzminutenvolumen, Herzschlagvolumen). <ol><li> Sobald genügend Schleifen erhalten werden, mit dem nächsten Schritt weiter, ohne anzuhalten die Datenerfassung, so Okklusion Druck-Volumen-Daten zu erhalten. </li></ol></li><li> Verschließen Sie die Vorspannung Schlauch langsam mit einer Schlauchklemme. HINWEIS: Die Druck-Volumen-Schleifen beginnen soll kleiner werden und herunterschalten und nach links. Dies wird als &quot;walk down&quot;. <ol><li> Erhalten 10-15 sec der Spaziergang, dann die Schlauchklemme für Vorspannung ermöglichen, den linken Vorhof erneut eingeben. HINWEIS: Diese Druck-Volumen-Loops werden Volumen unabhängige Messungen der Herzfunktion (z. B. des Vorspannung rekrutierbar Schlagarbeit, Ende systolischen Druck-Volumen-Beziehung). </li><li> Beenden Sie die Aufnahme, indem Sie Daten auf die Schaltfläche &quot;Stop&quot; in der oberen rechten Ecke des Bildschirms. </li><li> Warten Sie mindestens 5 Minuten vor der Wiederholung derOkklusion. </li></ol></li><li> Wiederholen Sie die Schritte 7.7 und 7.8 zu Wiederholungsmessungen zu erhalten. </li></ol>

<ol><li>Skrzypiec-Spring, M., Grotthus, B., Szelag, A., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolated+heart+perfusion+according+to+Langendorff---still+viable+in+the+new+millennium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Isolated heart perfusion according to Langendorff---still viable in the new millennium.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 55, 113-126 (2007).</li>
<li>Cheung, P. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Matrix+metalloproteinase-2+contributes+to+ischemia-reperfusion+injury+in+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Matrix metalloproteinase-2 contributes to ischemia-reperfusion injury in the heart.</a> Circulation. 101, 1833-1839 (2000).</li>
<li>Ytrehus, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ischemic+heart--experimental+models%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacological+Research%3A+the+Official+Journal+of+the+Italian+Pharmacological+Society%22%5BJournal%5D)">The ischemic heart--experimental models.</a> Pharmacological Research: the Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 42, 193-203 (2000).</li>
<li>Ferdinandy, P., Schulz, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitric+oxide%2C+superoxide%2C+and+peroxynitrite+in+myocardial+ischaemia-reperfusion+injury+and+preconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">Nitric oxide, superoxide, and peroxynitrite in myocardial ischaemia-reperfusion injury and preconditioning.</a> British Journal of Pharmacology. 138, 532-543 (2003).</li>
<li>Ohno, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+cryopreserved+muscle+cells+in+dilated+cardiomyopathy%3A+effects+on+left+ventricular+geometry+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Transplantation of cryopreserved muscle cells in dilated cardiomyopathy: effects on left ventricular geometry and function.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 126, 1537-1548 (2003).</li>
<li>Hamlin, R. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+and+specificity+of+isolated+perfused+guinea+pig+heart+to+test+for+drug-induced+lengthening+of+QTc%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Sensitivity and specificity of isolated perfused guinea pig heart to test for drug-induced lengthening of QTc.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 49, 15-23 (2004).</li>
<li>Lee, M. S., Lill, M., Makkar, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+cell+transplantation+in+myocardial+infarction%5BTitle%5D)+AND+%22Reviews+in+Cardiovascular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Stem cell transplantation in myocardial infarction.</a> Reviews in Cardiovascular Medicine. 5, 82-98 (2004).</li>
<li>Ryugo, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Myocardial+protective+effect+of+human+recombinant+hepatocyte+growth+factor+for+prolonged+heart+graft+preservation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Myocardial protective effect of human recombinant hepatocyte growth factor for prolonged heart graft preservation in rats.</a> Transplantation. 78, 1153-1158 (2004).</li>
<li>Valentin, J. P., Hoffmann, P., De Clerck, F., Hammond, T. G., Hondeghem, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Review+of+the+predictive+value+of+the+Langendorff+heart+model+%28Screenit+system%29+in+assessing+the+proarrhythmic+potential+of+drugs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacological+and+Toxicological+Methods%22%5BJournal%5D)">Review of the predictive value of the Langendorff heart model (Screenit system) in assessing the proarrhythmic potential of drugs.</a> Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 49, 171-181 (2004).</li>
<li>Southworth, R., Blackburn, S. C., Davey, K. A., Sharland, G. K., Garlick, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+low+oxygen-carrying+capacity+of+Krebs+buffer+causes+a+doubling+in+ventricular+wall+thickness+in+the+isolated+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Journal+of+Physiology+and+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">The low oxygen-carrying capacity of Krebs buffer causes a doubling in ventricular wall thickness in the isolated heart.</a> Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 83, 174-182 (2005).</li>
<li>Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retrograde+heart+perfusion%3A+the+Langendorff+technique+of+isolated+heart+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Retrograde heart perfusion: the Langendorff technique of isolated heart perfusion.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50, 940-950 (2011).</li>
<li>Hearse, D. J., Sutherland, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+models+for+the+study+of+cardiovascular+function+and+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacological+Research%3A+the+Official+Journal+of+the+Italian+Pharmacological+Society%22%5BJournal%5D)">Experimental models for the study of cardiovascular function and disease.</a> Pharmacological Research: the Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 41, 597-603 (2000).</li>
<li>Sutherland, F. J., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+isolated+blood+and+perfusion+fluid+perfused+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Pharmacological+Research%3A+the+Official+Journal+of+the+Italian+Pharmacological+Society%22%5BJournal%5D)">The isolated blood and perfusion fluid perfused heart.</a> Pharmacological Research: the Official Journal of the Italian Pharmacological Society. 41, 613-627 (2000).</li>
<li>Hill, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+studies+of+human+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Surg%22%5BJournal%5D)">In vitro studies of human hearts.</a> Ann Thorac Surg. 79, 168-177 (2005).</li>
<li>Colah, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+perfusion+of+the+swine+heart+as+a+method+for+pre-transplant+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Perfusion%22%5BJournal%5D)">Ex vivo perfusion of the swine heart as a method for pre-transplant assessment.</a> Perfusion. 27, 408-413 (2012).</li>
<li>Ozeki, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+preservation+using+continuous+ex+vivo+perfusion+improves+viability+and+functional+recovery%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+J%22%5BJournal%5D)">Heart preservation using continuous ex vivo perfusion improves viability and functional recovery.</a> Circ J. 71, 153-159 (2007).</li>
<li>Garbade, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional%2C+metabolic%2C+and+morphological+aspects+of+continuous%2C+normothermic+heart+preservation%3A+effects+of+different+preparation+and+perfusion+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Functional, metabolic, and morphological aspects of continuous, normothermic heart preservation: effects of different preparation and perfusion techniques.</a> Tissue engineering. Part C, Methods. 15, 275-283 (2009).</li>
<li>Poston, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+donor+heart+outcome+after+prolonged+storage+with+endothelial+function+analysis+and+continuous+perfusion%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Optimizing donor heart outcome after prolonged storage with endothelial function analysis and continuous perfusion.</a> Ann Thorac Surg. 78, 1362-1370 (2004).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Der Langendorff-Herz isoliert Perfusionsapparatur und Arbeitsherzmodell haben, einige der grundlegenden Entdeckungen in der Herz-Physiologie, Pathologie und Pharmakologie geführt. Dieses Modell Vielseitigkeit ermöglicht seine Verwendung mit einer Vielzahl von Spezies unter einer Vielzahl von normalen und pathologischen Bedingungen 1-18. Jedoch die isoliert Herzmodell ist nicht allgemein für große Säugetiere, insbesondere menschlichen Herzen, zum Teil aufgrund der erhöhten Komplexität der Vorrichtung sowohl Konstruktions-und Datensammlung. Daher ist die hier vorgestellte Protokoll zeigt ein Versuch, diese Komplexität, die in einem relativ reproduzierbar mittels Studium isolierten Schweineherzen Ergebnisse zu verbessern. Eine entscheidende Komponente unserer Einrichtung ist der Ersatz der arteriellen Compliance / Nachlast Kammer mit einer Kreiselpumpe. Dieser Austausch ermöglicht die verbesserte Kontrolle der koronaren Perfusion Druck und Nachlast in Langendorff-Herz-und Arbeitsweisen, Gebieten zuVely ermöglicht dieses Set-up leicht, die Herzen in verschiedenen Größen und Arten angepasst werden. Zum Beispiel in diesem Entwurf, Schweine Herzen sind bei 40-45 mmHg Reperfusion, während die Herzen der Menschen sind bei 60-65 mmHg reperfundiert. Diese Druckänderung wird einfach durch eine entsprechende Einstellung der Kreiselpumpe erreicht; Keine Komponente des Systems muss physisch angepasst werden. Außerdem platzieren einen Druckwandler innerhalb der Aortenwurzel Wurzeldruck überwachen ermöglicht eine einfache Übergang zwischen konstanten und konstanten Druck während der Langendorff-Modus. Obwohl diese Änderung entfernt die klassischen Compliance-Kammer, die Kreiselpumpe, indem die bidirektionale Strömung auftritt, auf das Druckgefälle basieren, können als Ausgleichskammer dienen. Mit der Systole und ausgeworfen Schlagvolumen dient retrograde Strömung über der Pumpe zum Nachlast Druck zu verringern, die Replikation der Aorta Elastizität. Die offene Konstruktion dieser Vorrichtung ist ebenfalls wichtig. Nachdem das Herz hängen in einem offenen einrea, anstelle eines halb geschlossenen Kammer oder Trichter, ermöglicht eine einfachere Instrumentierung für Druck-Volumen-Messungen. Das offene Design ermöglicht die Verwendung eines transapikal Einschnitt für LV Katheterplatzierung, die Vermeidung der transvalvulären Ansatz. Die transvalvulären Ansatz ist technisch schwierig und erfordert in der Regel Durchleuchtung für die richtige Platzierung. Darüber hinaus kann dieser Ansatz auch induzieren Klappeninsuffizienz. Durch die Verwendung der transapikal Ansatz, wir sicher und leicht zu platzieren den Katheter in die linke Herzkammer und eliminiert die zusätzlichen Kosten und Unannehmlichkeiten der Durchleuchtung. Das offene Design bietet auch einen einfachen Zugang für die Echokardiographie und Abwassersammlung, baut die funktionellen und biochemischen Parameter, die während der auf diesem System bewertet werden können. Die offene Bauweise und erleichtert die Datenerfassung, lässt das myokardiale Temperaturregelung erschwert. Die Aufrechterhaltung physiologischer Temperatur ist einer der bekannten Probleme mit einem LangendorffHerz-oder Arbeitssystem 1,3,11,13. Der Langendorff-System enthält in der Regel eine Wärmekammer, die pflegen eine richtige Temperatur hilft, aber diese Kammer macht auch Einfügen einer ventrikulären Druck-Volumen-Katheter schwieriger. Um die untere Temperaturregelung der offenen Bauweise zu beheben, wurde ein Oxygenator / Wärmetauscher nach dem Reservoir gegeben. Der minimale Abstand zwischen dem Wärmetauscher und der Aorten-Kanüle reduziert den Wärmeverlust und die Myokard-Temperaturfühler sorgt für Normothermie. Die Verwendung von Doppelmantelrohr oder externen Wärmequellen können auch verwendet werden, um mit Temperaturregelung beitragen. Ein weiteres einzigartiges Element dieses Protokoll ist das Waschen der Eigenblut des Schweins untersucht und Neugründung mit normaler Kochsalzlösung. Obwohl die Verwendung von Vollblut Perfusaten oder roten Blutkörperchen mit kristalloiden Puffer ergänzt ist nicht ungewöhnlich, mit Ausgaben vorhanden tut es. Ersteres erfordert in der Regel eine Spendertier, das subst fügtantial Kosten für den Versuch, während die letzteren können Immunogenität Probleme haben, da es in der Regel aus Rinderblut 1,11-13 abgeleitet. Durch Waschen Eigenblut des ursprünglichen Schweine, das Protokoll erfordert nur einen einzigen Tier-und Immunogenität Fragen werden abgetragen. Auch der Waschvorgang entfernt die meisten der Elektrolyte, dh sie können einfach per experimentellen Parameter manipuliert werden. Schließlich, mit Hilfe eines Bluterhaltungsgerät entfernt die meisten Proteine ​​in Blut, der sowohl ein Vorteil und Nachteil dieses Verfahrens ist. Der Vorteil ist, dass jeder Koagulation und immunologische / infektiöse Proteine ​​werden entfernt, die Verringerung der Wahrscheinlichkeit von Blutgerinnseln oder Verschmutzung. Der Nachteil ist, dass diese Mischung eine geringe onkotischen Druck, der myokardialen Ödems und möglicherweise Verlust der Herzfunktion über die Zeit führen kann. Dieses Problem kann gelöst werden, jedoch durch den Zusatz von Albumin oder einem anderen Kolloid. Sicherstellen, dass eine in der richtigen Größe einimal und Katheter wurden ausgewählt, ist genauso wichtig wie mit dem richtigen Arbeitsgerät Herzen. Idealerweise wird der Katheter mit allen Abtastelektroden in der Herzkammerraum angeordnet ist, mit zwei Erregungselektroden (dh die am proximalen Elektroden) außerhalb des Kammerraums. Wenn ventrikuläre Höhle des Tiers zu klein ist, oder der Abstand zwischen den Elektroden zu groß ist, dann werden alle Segmente nicht in der LV Raum passen. Während die Lage der Anregungselektroden kann eingestellt werden, kann ein kleiner Hohlraum LV auch dazu führen, dass der Katheter Biegung oder Krümmung, so dass die Datenerfassung schwierig. Daher ist für die funktionelle Analyse von großen Tierherzen, ein Tiergröße von mindestens 60 kg empfohlen. Mit einem Tier dieser Größe ermöglicht Elektrodenabstand von 7 mm in der Regel für die vollständige Einführung des Katheters. Im Ergebnis dieses Manuskript beschreibt ein isoliertes System, das Herz arbeitet Perfusion Druckregelung vereinfacht, Daten-colwahl, und die allgemeine Gestaltung, während Sie Temperaturregelung nur etwas schwieriger. Diese Modifikationen der isolierten Arbeits Herz wird hoffentlich ermöglichen, für die verstärkte Nutzung mit großen Säugetierherzen, einschließlich Menschen, Förderung unseres Verständnisses der Herzpathologie und damit mehr klinisch relevanten Behandlungsmöglichkeiten zu entdecken.

Viel von unserem Verständnis der grundlegenden Herz Biologie und Physiologie wurde von Experimenten, die die isolierten, retrograd perfundierten Langendorff-Herz und die isolierten Arbeits Herz Systemen verwendet zu kommen. Diese experimentellen Systeme sind noch heute weit verbreitet, um unsere Kenntnisse der Herz-Kreislauf wichtige Themen, einschließlich Ischämie-Reperfusionsschaden 2 erstrecken, Präkonditionierung 4, Zell-basierte Therapie bei beschädigten Herzmuskel 5,7, die kardialen Wirkungen von Medikamenten, 6,9 und Herztransplantaterhaltung Techniken 8,15-18. Während die beiden isolierten Herzsysteme können für alle Säugetierarten verwendet werden, werden sie vor allem von kleinen Säugetieren, wie Meerschweinchen, Ratten oder Kaninchen verwendet, 3,12,13. Größere Tiermodellen, wie Schweine und Menschen, bieten mehr klinisch relevanten Daten, aber weniger häufig wegen der höheren Kosten, höhere biologische Variabilität, größere Volumina von Blut-Perfusion Lösungen und Wintergerste verwendeter Teile der Ausrüstung 1,12-15. Darüber hinaus ist die Datenerhebung schwieriger, vor allem für isolierte Arbeits Herzen 1,3,12-15. Als Ergebnis dieser Komplexitäten sind klinisch relevanten isolierten Herz Modelle nur selten verwendet, die Fortschritte der Herz-Kreislauf translationale Forschung stark behindern. In einem Versuch, diese Komplexität zu beheben, wurde die isolierte Arbeits Herz Vorbereitung modifiziert, um ein System, das einfach zu Herzen in verschiedenen Arten, einschließlich des Menschen entweder unter konstanten Druck oder konstanten Langendorff-Bedingungen angepasst werden können, zu erstellen. Die Nachlast Ausgleichkammer wurde mit einer Kreiselpumpe ersetzt, um den Prozess der Anpassung Perfusionsdruck in Langendorff-Modus und Nachlast im Arbeitsmodus zu vereinfachen. Statt eines geschlossenen, doppelwandige Behälter, um das Herz enthält, verwendet dieses System eine offene Kammer, um die Datenerfassung zu erleichtern, indem der Einsatz von transapikalen Ansatz für die Leitfähigkeit Katheterisierung. Moreover diese offene Konstruktion ermöglicht den Zugang für echokardiographische Beurteilung des Herzens, ferner die Verbreiterung der physiologische Parameter, die bei diesen Experimenten gemessen werden kann. Diese Verbesserungen werden hoffentlich andere zu ermutigen, dieses System für die Großtier translationale Forschung zu verwenden.

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/35 mit LabChart Pro</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516/P</td><td></td></tr><tr><td>MPVS Ultra Pressure-Volume Unit</td><td>ADInstruments</td><td>880-0168</td><td></td></tr><tr><td>Ventri-Cath Katheter (5F, 12E, 7 mm, DField, Straight, 122 cm)</td><td>Millar</td><td>VENTRI-CATH-507s</td><td></td></tr><tr><td>Druckkatheter (3.5F, Single, Straight, 100 cm, Ny, nicht reparierbar)</td><td>Millar</td><td>SPR-524</td><td></td></tr><tr><td>PV-Verlängerungskabel (10 ft)</td><td>ADInstruments</td><td>CEC-10PV</td><td></td></tr><tr><td>Katheter-Schnittstellenkabel (10 ft)</td><td>ADInstruments</td><td>PEC-10D</td><td></td></tr><tr><td>Rho Kalibrierküvette</td><td>ADInstruments</td><td>910-1060</td><td></td></tr><tr><td>MPVS Ultra BNC Cable Pack</td><td>ADInstruments</td><td>880-0172</td><td></td></tr><tr><td>Autotransfusionssystem</td><td>Sorin</td><td>7320000</td><td></td></tr><tr><td>Bowl Set mit Low Volumen (135 ml) Zentrifugenschüssel</td><td>Sorin</td><td>7135100</td><td></td></tr><tr><td>Oxygenator/Wärmetauscher</td><td>Terumo</td><td>3CXSX18RX</td><td></td></tr><tr><td>Perivaskuläre Durchflusssonde</td><td>Transonic Systems</td><td>PAU-Serie</td><td>Die Größe der Durchflusssonde hängt von der Größe des Tieres ab; für 60 kg schweres Schwein wird eine 20- oder 24-mm-Sonde empfohlen</td></tr><tr><td>Perivaskuläres Durchflussmessgerät</td><td>Transonic Systems</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>Myokard-Temperatursensor</td><td>Smiths Medical</td><td>MTS-40015</td><td></td></tr><tr><td>16 G 1" Reguläre Nadel</td><td>BD Inc.</td><td></td><td></td>305197</tr><tr><td>4-0 Polypropylen-Nahtmaterial (doppelarmig)</td><td>Ethicon</td><td>8526H</td><td>Für Handtaschenstiche</td></tr><tr><td>2-0 Polypropylen-Naht (einarmig)</td><td>Ethicon</td><td>8833H</td><td></td></tr><tr><td>Kabelbinder</td><td>ULINE</td><td>S-1021</td><td></td></tr><tr><td>Kabelbinderpistole</td><td>ULINE</td><td>H-241</td><td></td></tr><tr><td>Durchsichtiger, flexibler PVC-Schlauch</td><td>VWR International</td><td>89068</td><td>Der Innendurchmesser hängt von den verwendeten Kanülen, Pumpen und anderen Geräten ab. am häufigsten werden 1/4", 3/8" Schläuche verwendet&nbsp;</td></tr><tr><td>Gerade Schlauchverbinder</td><td>VWR International</td><td>46600</td><td></td></tr><tr><td>Y-förmige Schlauchverbinder</td><td>Thermo Scientific</td><td>6152</td><td></td></tr><tr><td>Ummantelte Blasenfalle</td><td>Radnoti</td><td>14040</td><td>Für die Vorspannkammer</td></tr><tr><td>Kreiselpumpe</td><td>Maquet</td><td>70105</td><td>Die Kreiselpumpe und die Rollenpumpen wurden nach dem klinischen Einsatz gebraucht aus der Perfusionsabteilung bezogen.</td></tr><tr><td>Rollenpumpen</td><td>Maquet</td><td>HL-20</td><td></td></tr><tr><td>Hämostaseventil</td><td>Merit Medical</td><td>MAP150</td><td></td></tr><tr><td>Blutgasanalysator</td><td>Instrumentierung Labor</td><td>570001000</td><td></td></tr></tbody></table>

eine isolierte arbeits herz-system für großtiermodelle

An Isolated Working Heart System for Large Animal Models

Seit seiner Einführung im späten 19. Jahrhundert, der Langendorff-Herz isoliert Perfusionsapparatur, und die weitere Entwicklung der Arbeitsherzmodell, waren von unschätzbarem Wert Tools für die Untersuchung Herz-Kreislauf-Funktion und Krankheit 15.01. Obwohl die Langendorff-Herz Vorbereitung kann für jede Säugetier Herzen verwendet werden, die meisten Studien, die dieses Gerät verwenden kleine Tiermodellen (z. B. Maus, Ratte und Kaninchen) aufgrund der erhöhten Komplexität der Systeme für größere Säugetiere 1,3,11. Eine der größten Schwierigkeiten ist die Gewährleistung eines konstanten koronare Perfusionsdruck über einen Bereich von verschiedenen Herzgrößen - eine Schlüsselkomponente jeder Versuch Nutzung dieses Gerät 1,11. Durch das Ersetzen der klassischen hydrostatischen Nachlast Spalte mit einer Kreiselpumpe ermöglicht die unten beschrieben Langendorff-Herz Arbeitsgerät für die einfache Anpassung und strenge Regulierung der Durchblutung Druck, was bedeutet, das gleiche Set-up kann für verschiedene Holzarten verwendet werdens oder Herz Größen. Darüber hinaus kann diese Konfiguration auch nahtlos zwischen konstanten Druck oder konstanten Strömung während der Reperfusion zu schalten, je nach den Präferenzen des Benutzers. Der offene Charakter dieser Einrichtung, so dass trotz Temperaturregelung schwieriger als andere Designs, ermöglicht eine einfache Sammlung von Abwasser und ventrikulären Druck-Volumen-Daten.

Fig. 1 ist eine schematische Zeichnung der Schaltung, einschließlich der vorgeschlagenen Katheters. Die wichtigsten Elemente dieses Gerätes gehören: Verwendung einer Kreiselpumpe zu Nachlast zu steuern; Platzierung eines Druckkatheter (dunkelblaue Linie) in der Aortenwurzel, um die Perfusion Druck zu überwachen; und die Platzierung des Druck-Volumen-(PV)-Katheter (hellblaue Linie) transapikal. Obwohl die Anschlüsse in der Abbildung scheinen gerade Verbindungen zu können, sind &quot;Y&quot;-Anschlüsse zu empfehlen, besonders für die Vorspannung Linie. Figur 2 zeigt die von dem Druckwandler, der in der Aortawurzel eines Schweineherzens während der Reperfusion in der Schaltung, die durchweg zwischen 40-42 mm Hg über 20 min gegeben wird erhaltenen Daten. Veränderungen in der koronaren Widerstands können Schwankungen in der Perfusionsdruck (Fig. 3) führen. Diese Variationen können nur behutsam zu sein, sie zu korrigieren<html> Selbst im Laufe der Zeit (Fig. 3a). Jedoch in einigen Fällen können diese Variationen abrupt und erfordern Anpassung der Strömung durch die Kreiselpumpe, um den gewünschten Druck Reperfusion (3b) erhalten. Da Änderungen auftreten können, ist die Überwachung der Aortenwurzel während der Reperfusion Druck erforderlich. Durch die Nutzung der transapikal Stichinzision können Druck-Volumen-Daten einfach auf den isolierten Herzsystem erhalten werden. In diesem Experiment wurde ein Schweineherz, die in kaltem (4 ° C) und Konservierungslösung für 2 Stunden gelagert worden war, verwendet. Bei der ersten Einführung der PV-Katheter, waren von schlechter Qualität (Abbildung 4a) die Schlaufen, mit mehreren Bereichen der Frequenzweiche und ohne erkennbaren Herzzyklus-Komponenten. Jedoch mit minimaler Manipulation des Katheters innerhalb der Herzkammer verbessert die Schleife Morphologie drastisch (Fig. 4b), was für die Messung zu erhalten. ve_content &quot;&gt; Trotz Optimierung der Katheterposition können die auf dem Ex-vivo-Schaltung (Abbildung 5, obere Reihe) erworben Schleifen eine andere Morphologie als die in-vivo-Schleifen (Abbildung 5, untere Reihe) haben. Diese Änderungen sind in einer Schleife Morphologie wahrscheinlich aufgrund die unterschiedliche Orientierung des Herzens auf der Leiter Vergleich zum in Rücken Tieres sowie das Fehlen der anatomischen Anlagen innerhalb eines lebenden Tiers gefunden (wie Perikard). Weiterhin ist die Verwendung von Schrittmacherleitungen zur Regulierung der Herzfrequenz ( empfohlene Befestigungsstelle: Scheidewand) stellt eine externe elektrische Strom, der zu den Spitzen in der unteren rechten Teil der Ex-vivo-Schleifen gesehen jedoch, wie lange diese noch Schlaufen verfügen über die Herzzyklus-Komponenten, sie noch interpretierbare Daten liefern können.. Tabelle 1 listet die von dieser Druck-Volumen-Schleifen unter Verwendung des PV-Katheter erhalten mehrere Funktionsparameter. Die<html> Kalt statische Speicher wahrscheinlich verursacht eine intrinsische Schädigungen des Herzens, die erklären einige der Änderungen in den auf der Leiter erhaltenen Werte im Vergleich zu den in-vivo-Messungen beiträgt. Einige der Variation innerhalb der lastabhängigen Variablen ist auch aufgrund der Unterschiede in der wahrscheinlich die Vorspannung zwischen dem Schaltkreis und dem lebenden Tier. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51671/51671fig1highres.jpg" width="500" /> Abbildung 1. Diagramm der Vorrichtung. <img alt="Figur 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51671/51671fig2highres.jpg" width="500" /> Abbildung 2. Vertreter Aortenwurzel Druckmessungen während der Reperfusion. <html> g3highres.jpg &quot;width =&quot; 500 &quot;/&gt; 3. Beispiele von Änderungen Aortenwurzel Druck, der während der Reperfusion auftreten können. Diese Veränderungen können stufenweise und selbstkorrigierende (A) oder abrupt sein und erfordern Änderungen an den Einstellungen auf der Kreiselpumpe (B). <img alt="Fig. 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51671/51671fig4highres.jpg" width="500" /> 4. Druck-Volumen-Schleifen beim anfänglichen Einführen des Katheters transapikal (A) und nach kleinere Kathetermanipulation (B) erhalten. Hinweis zur Verbesserung der Morphologie der Schleife, wobei die Schleife Crossover eliminiert wird und die Elemente des Herzzyklus erkennbar . Die Spitzen in der unteren rechten Abschnitt der beiden Sätze von Schlaufen sind durch die Verwendung eines Schrittmachers, der einen äußeren elektrischen Signals führt. <img alt="&lt;/ Html">&quot;Abbildung 5&quot; fo: content-width = &quot;5in&quot; src = &quot;/ files/ftp_upload/51671/51671fig5highres.jpg&quot; width = &quot;500&quot; /&gt; Abbildung 5. Vertreter Druck-Volumen-Messungen am Ex-vivo-Schaltung (obere Reihe), mit der in vivo-Messungen (untere Reihe) zum Vergleich. Auch hier können Schrittmacher-Spikes in der rechten unteren Ecke der beiden Sätze von Ex-vivo-Loops zu sehen. <img alt="Tabelle 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51671/51671table1.jpg" width="500" /> Tabelle 1 Schweineherzens in vivo (linke Spalte) und auf der Arbeitsherzvorrichtung nach 2 h Lagerung in der Kälte (rechte Spalte) CO erhaltenen Funktionsparameter:.. Herzleistung; E a: arterielle Elastance; EDPVR: Ende diastolischen Druck-Volumen-Beziehung; EDV: Ende diastolische Volumen; ESPVR: Ende systolischen Druck-Volumen-Beziehung; PRSW: Preload-rekrutierbar Schlagarbeit; PVA:Druck-Volumen-Bereich; SV: Schlagvolumen; SW: Schlagarbeit.

Die meisten Studien mit dem Langendorff-Apparat verwenden Kleintiermodelle aufgrund der erhöhten Komplexität von Systemen für größere Säugetiere. Wir beschreiben ein Langendorff-System für Großtiermodelle, das den Einsatz bei einer Reihe von Spezies, einschließlich des Menschen, und eine relativ einfache Datenerfassung ermöglicht.

Eine isolierte Arbeits Herz-System für Großtiermodelle

Since its introduction in the late 19th century, the Langendorff isolated heart perfusion apparatus, and the subsequent development of the working heart ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Herzfunktion von großen Tieren an einem ex vivo-Kreislauf zu messen. Dies wird erreicht, indem zunächst die Apparatur für das arbeitende Herz zusammengestellt wird. Im zweiten Schritt wird das Blut ausgewaschen, mit physiologischer Kochsalzlösung rekonstituiert, und in einem letzten Schritt werden die Elektrolyte optimiert. Das Herz ist an ein System angeschlossen, das die hämodynamischen Parameter in vivo nachbildet. Letztendlich kann ein Leitungskatheter, der in das Ventrikel eingeführt wird, zur quantitativen Messung der ventrikulären Funktion verwendet werden. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, wie der Verwendung von Kleintiermodellen, liegt darin, dass sie klinisch relevante Daten liefert und gleichzeitig immunologische Störfaktoren vermeidet, wie sie bei der Transplantation an Großtieren auftreten.Um die Langor-Apparatur aufzubauen, verbinden Sie zunächst das Herzreservoir mit dem Blutreservoir mittels eines Schlauchs mit einem Durchmesser von drei Achtel Zoll, wobei sichergestellt werden muss, dass der Schlauch durch eine Rollerpumpe geführt wird. Anschließend verbinden Sie das Blutreservoir mit dem Heiz- und Sauerstoffaustauscher mittels weiterem Schlauch mit einem Durchmesser von drei Achtel Zoll und verbinden danach den Heiz- und Sauerstoffaustauscher mit einem Y-Stück. Verbinden Sie einen Arm des Y-Stücks mit der Zentrifugalpumpe.Verbinden Sie dann die Zentrifugalpumpe mit einem zweiten Y-Anschluss, um eine Blasenfalle und eine Möglichkeit zur Einführung des Druckmesswandlers zu schaffen. Befestigen Sie ein Stück 3/8-Zoll-Schlauch, um ein H&aelig;mostaseventil am nach oben weisenden Schenkel zu befestigen. Befestigen Sie dann ein weiteres Stück 3/8-Zoll-Schlauch am nach unten weisenden Schenkel und verbinden Sie den anderen Schenkel des Y-Anschlusses mit dem Zufluss der Vorspannkammer.Dafür sorgen, dass dieser Schlauch durch die zweite Rollenpumpe verläuft. Verbinden Sie zunächst die Vordruckleitung mit dem Ausflussbereich der Vordruckkammer. Diese wird letztendlich mit dem linken Vorhof verbunden.Schließen Sie das überschüssige 3/8-Zoll-Schlauchstück an den Auslass dieser Kammer an und verbinden Sie anschließend die Sauerstoffflasche und die Heizvorrichtung mit dem Heiz-Sauerstoffator. Klemmen Sie nun die Leitung, die vom Y-Verbinder zur Vorspannkammer führt, ab, da diese Leitung erst verwendet wird, wenn das Herz in den Arbeitsmodus geschaltet wird. Schalten Sie nun die Heizvorrichtung der Sauerstoffflasche, die Rollerpumpe ein, verbinden Sie die beiden Reservoirs mit der Zentrifugalpumpe und waschen Sie das Blut gemäß den Herstelleranweisungen.Als Nächstes resuspendieren Sie die gewaschenen roten Blutkörperchen in physiologischer Kochsalzlösung auf die gewünschte Hämatokritkonzentration. Geben Sie das verdünnte Blut in die Langor-Vorrichtung und überprüfen Sie den Hämatokrit. Stellen Sie die Drehzahlen der beiden Pumpen so ein, dass der Blutfluss durch das System beginnt, ausgenommen die Vordruckkammer.Überprüfen Sie den pH-Wert und die Elektrolyte der Blutmischung und passen Sie diese so lange an, bis sie physiologisch für die verwendete Spezies sind, um einen schädlichen Calciumeinstrom während der Reperfusion zu verhindern. Halten Sie den Calciumspiegel am Languor-Apparat zunächst bei 0,3 bis 0,5 Millimol pro Liter. Nach der Kalibrierung des Languor-Apparats entfernen Sie schnell ein ausreichend ruhendes Herz aus dem Lagertopf.Geben Sie jegliche Lagerungslösung aus den Ventrikeln ab. Tupfen Sie das Gewebe trocken und wiegen Sie es. Danach bringen Sie das Herz in den Lagerungsbehälter zurück und positionieren es so, dass die Aorta nach oben zeigt, um eine kalte myokardiale Temperatur aufrechtzuerhalten.Als Nächstes führen Sie eine Kanüle mit einem Durchmesser von drei Achtel Zoll in die Aorta ein und befestigen sie mit einem Kabelbinder. Verringern Sie die Zentrifugalpumpe so weit, dass das Blut nur noch tröpfchenweise fließt, und lassen Sie es in die Aorta tropfen, bis diese gefüllt und vollständig entleert ist. Sobald die Aorta mit Blut gefüllt ist, befestigen Sie die aortale Kanüle vorsichtig an dem Aortenschlauch am Langendorf-Apparat und notieren Sie den Zeitpunkt der Befestigung.Danach den kalibrierten Druckmesswandler durch das H&auml;mostaseventil in die native Aorta einf&uuml;hren. Beginnen Sie mit den Druckmessungen und stellen Sie die Drehzahl der Zentrifugalpumpe so ein, bis der gew&uuml;nschte Reperfusionsdruck erreicht ist. &Uuml;berwachen Sie den aortalen Druck sorgf&auml;ltig, insbesondere w&auml;hrend der initialen Reperfusion, und erh&ouml;hen Sie schrittweise die Temperatur an der W&auml;rmeeinheit, bis die intramyokardiale Temperatur 37 Grad Celsius erreicht.Entnehmen Sie eine Nullzeitpunkt-Referenzprobe aus dem venösen Blutreservoir, um den pH-Wert, Elektrolyte und andere biochemische Parameter zu messen. Anschließend führen Sie eine Temperatursonde durch die Septummembran ein und überwachen die myokardiale Temperatur. Nehmen Sie alle 15 Minuten Blutproben, passen Sie die physiologischen Parameter nach Bedarf für das Experiment an und geben Sie alle fünf Minuten etwa ein Millimol Calcium zur Blutlösung hinzu.Sicherstellen, dass die Konzentration an ionischem Calcium vor Beginn des Arbeitsmodus über 0,8 Millimol pro Liter liegt. Nachdem das Herz in den Arbeitsmodus versetzt wurde, mit einer dreifach null Polypropylennah eine Beutelnaht an der linken Ventrikelspitze anlegen. Anschließend mit einer 16-Gauge-Nadel einen Stichschnitt innerhalb der Beutelnaht durchführen.Führen Sie den Druck-Volumen-Leitfähigkeitskatheter über den apikalen Einschnitt ein. Überprüfen Sie die Datenausgabe, um festzustellen, wie viele Volumensegmente aktiv sind. Falls nicht alle Segmente aktiv sind, justieren Sie die Katheterposition, bis alle aktiv sind; gegebenenfalls ist eine leichte Drehung des Katheters erforderlich, um die Schleifenmorphologie zu optimieren.Danach mithilfe eines korrekt kalibrierten Katheters mindestens 30 Sekunden Basaldruck-Volumen-Daten erfassen, um die volumenabhängigen Messgrößen der Herzfunktion zu bestimmen. Sobald ausreichend Schleifen aufgezeichnet wurden, mit einer Schlauchklemme langsam den Vorspannungsschlauch verschließen. Die Druck-Volumen-Schleifen sollten daraufhin kleiner werden und sich nach unten und links verschieben.Dies wird als „Walk-down“ bezeichnet. Nachdem 10 bis 15 Sekunden Walk-down-Daten erfasst wurden, öffnen Sie die Tubing-Klammer, um die Vorspannung in das linke Vorhof zurückfließen zu lassen und volumenunabhängige Messungen der Herzfunktion zu erhalten. Klicken Sie abschließend auf die Schaltfläche „Stop“, um die Datenerfassung zu beenden und Wiederholmessungen durchzuführen.Nach fünf Minuten das Verfahren wiederholen. Beginnend mit dem Okklusionsschritt können Änderungen des koronaren Widerstands Schwankungen des Perfusionsdrucks verursachen. Diese Variationen können geringfügig sein und sich im Laufe der Zeit allmählich von selbst korrigieren.Jedoch können diese Variationen in einigen Fällen abrupt sein und erfordern eine Anpassung des Durchflusses durch die Kreiselpumpe, um den gewünschten Reperfusionsdruck aufrechtzuerhalten. In diesem Experiment wiesen die Schleifen unmittelbar nach der Einführung des Druck-Volumen-Katheters in ein Schweineherz, das zwei Stunden lang bei vier Grad Celsius gelagert worden war, eine schlechte Qualität auf, mit mehreren Überkreuzungsbereichen und ohne erkennbare Komponenten des Herzzyklus. Durch minimale Manipulation des Katheters innerhalb des Ventrikels verbesserte sich jedoch die Schleifenmorphologie deutlich, sodass trotz Optimierung der Katheterposition Messungen durchgeführt werden konnten.Die an dem ex vivo-Kreislauf gewonnenen Schleifen können eine andere Morphologie aufweisen als die in vivo-Schleifen, was wahrscheinlich auf die unterschiedliche Orientierung des Herzens am Kreislauf im Vergleich zu einem liegenden Tier sowie auf das Fehlen der anatomischen Verbindungen in einem lebenden Tier zurückzuführen ist. Außerdem führt die Verwendung von Reizleitungsdrahten zur Regulierung der Herzfrequenz zu einem externen elektrischen Strom, der den im unteren rechten Bereich der ex vivo-Schleifen sichtbaren Spike verursacht. Solange diese Schleifen jedoch weiterhin die Bestandteile des Herzzyklus aufweisen, können sie dennoch interpretierbare Daten liefern.Nach Durchführung dieses Verfahrens können andere Methoden wie die Elektrokardiographie und die Echokardiographie durchgeführt werden, um andere physikalische Eigenschaften des Herzens zu untersuchen, einschließlich der Erregungsleitung.

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Research

Forschung

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