Name: Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-07-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 56 s
Description: Erfahren Sie die heterotope Herztransplantation mit Pulmonalklappe im Mausmodell zur Untersuchung von Neogewebebildung und Stenoseentwicklung bei Gewebeklappen. Diese Methode ermöglicht molekulare Analysen.

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Diese Arbeit wurde unterstützt, zum Teil durch einen Zuschuss aus dem NIH (RO1 HL098228), um CKB.

Hinweis: Alle Tierversuche wurden von der Nationwide Kinderkrankenhaus Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. 1. Pulmonale Herzklappen Ernte von einer Herzklappe Donor-Maus <ol><li> Autoklav alle chirurgischen Werkzeugen vor der Operation: 1x feinen Schere, 3x Mikropinzette, 2x Mikrogefäßklemmen, 1x Klemmanlegezange, 1x Mikro-Nadelhalter, 1x Feder Schere, 1x Aufroller. </li><li> Ein 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 Maus wird als Lungenspenderherzklappe eingesetzt. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin, 200 mg / kg Xylazin und 20 mg / kg, IP) Überdosis einschläfern. </li><li> Clip den Brustkorb und die Maus in einer dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Dann machen die Thorakotomie. Expose das Herz, machen einen kleinen Schnitt auf der rechten Atrium und versorgen die linke Herzkammer mit eiskalter Kochsalzlösung. </li><li> Unverblümt sezieren die Lungenarterie (PA) von der aufsteige einorta. Schneiden Sie die Pulmonalklappe (PV) zusammen mit 2 mm Manschette der Lungenarterie. Entsorgen der Rest des Herzens. </li><li> Bewahren Sie die PV in kaltem Heparin und Kochsalzlösung (100 Einheiten / ml). Hinweis: Der PV in der Lösung für zwei Stunden vor der Transplantation an die Spenderherz gehalten werden. </li></ol> 2. Donor Heart Vorbereitung <ol><li> Ein 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 Maus ist wie ein Herz-Donor verwendet. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin 200 mg / kg Xylazin und 20 mg / kg, IP) Überdosis einschläfern. Dies ist ein Anschluss Verfahren. </li><li> Clip den Brustkorb und die Maus in einer dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Dann machen die Thorakotomie. Unverblümt trennen das Herz, die untere Hohlvene (IVC), der oberen Hohlvene (SVC), aufsteigenden Aorta, PA, und Lungenvenen. Versorgen die IVC mit eiskaltem sterilen Kochsalzlösung. </li><li> Ligieren des IVC, SVC, und Lungenvenen mit 6-0 Seidenfaden dann überlegen die geschnittenLigaturen. </li><li> Schneiden Sie die Aorta und PA mit 2 mm Manschette. </li><li> Schneiden Sie die PV und entsorgen Sie es. </li></ol> 3. Herzklappentransplantation auf ein Spenderherz <ol><li> Unmittelbar nach dem Schritt 2,5, legen Sie die Herzklappe von Schritt 1.5 in das Spenderherz und richten Sie die Herzklappe. </li><li> Sichern Sie die PV mit einer Masche auf der rechten Seite des Ventils mit 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln und beginnen, kontinuierlich mit 5-6 Stichen von der anderen Seite der PV-Naht. </li><li> Nach Abschluss der Frontseite, drehen Sie das Herz horizontal und beginnen, die Rückseite des PV auf den Spenderherz zu nähen. </li><li> Bewahren Sie das Herz in einer kalten sterilen Heparin / Kochsalzlösung. Hinweis: Das Spenderherz in der Lösung für zwei Stunden vor der Implantation auf die Empfängermaus gehalten werden. </li></ol> 4. Heterotope Herztransplantation auf eine Empfängermaus <ol><li> Ein 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 Maus wurde als reci verwendetpient. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann mit Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin 100 mg / kg Xylazin und 10 mg / kg) anästhesiert. Ketoprofen (5 mg / kg) als preanesthesia Analgetikum. </li><li> Nach Überprüfung der Ebene der Sedierung durch Schwanz kneifen, klemmen Sie den Bauch-und Brusthaar. Schmieren Sie die Augen mit einer sterilen Augensalbe, und legen Sie die Maus in einem dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Desinfizieren Sie den Bauch mit Betadine und Alkohol-Pads. Dann decken Sie die Maus mit einem sterilen Tuch und setzen nur die Schnittbereich. </li><li> Machen Sie eine Mittellinie Laparotomieschnitts von unterhalb des Schwertfortsatz an der suprapubischen Region, und legen Sie eine Selbsthalte Aufroller. Wickeln Sie den Darm in Kochsalzlösung befeuchtet Gaze. Unverblümt definieren die infrarenale Aorta und Vena Cava. </li><li> Legen Sie zwei 6-0 Seidenfäden proximal und distal um die Aorta und IVC um die Blutzirkulation zu beschränken. </li><li> Legen Sie das Spenderherz auf der rechten Seite der Bauchaorta und bedecken Sie es mit sterilem gauze. Befeuchten Sie es mit Kochsalzlösung. </li><li> Abgeben Aortotomie in der abdominalen Aorta unter Verwendung einer 30 G-Nadel und sich die Öffnung mit einer Schere auf die Größe der Spender Aorta. </li><li> Führen Sie eine Ende-zu Anastomose mit sterilen 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln. Sicherung des Spenders Aorta mit einer Masche auf dem proximalen Ende der Öffnung in der Bauchaorta und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Maschen von dem distalen Ende der Bauchaorta zu vernähen. </li><li> Flip das Herz auf die linke Seite, bedecken Sie es mit Kochsalzlösung infundiert Gaze, und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Stichen aus dem distalen Ende der Bauchaorta zu nähen. </li><li> Einen Venenschnitt in der IVC unter Verwendung einer 30 G-Nadel und sich die Öffnung mit der Größe des Spenders Lungenarterie. </li><li> Führen Sie ein Ende Anastomose mit sterilen 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln. Sichern Sie den Spender PA mit einem Stich am proximalen Ende der Öffnung in der IVC und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Stichen nähen ausdas distale Ende der unteren Hohlvene. Diese Zeit, da die Aorta in der Weise sicher, dass die Vernähung der linken Wand des Spenders PA ist auf der Innenseite der IVC. </li><li> Spülen Sie die IVC-Lumen mit Heparin und Kochsalzlösung (100 Einheiten / ml). Die rechte Wand des Spenders und des Empfängers PA IVC durch kontinuierliches Nähen sie zu dem distalen Ende. </li><li> Entfernen Sie den distalen Blattschraube und die Blutung steuern, indem eine topische sterile resorbierbare Gefäßklemme Mittel. Wenn die Blutung vollständig stoppt, entfernen Sie das proximale Naht und die Kontrolle der Blutung die gleiche Weise. </li><li> Zurück in den Darm und schließen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut in zwei Schichten mit einem 6-0 schwarzem Polyamid Monofilament Naht. </li><li> Spritzen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan und legen Sie die Maus in einem Käfig auf einer Recovery-Erwärmung bis die Maus-Pad ist voll mobil. Nach Wiederaufnahme, kehren Sie die Maus auf einen neuen Käfig mit Papier Betten. Geben Sie Schmerzmittel (Ibuprofen, 30 mg / kg, Trinkwasser) für 48 Stunden. Tunein Tier, dass eine Operation für das Unternehmen von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. </li></ol>

<ol><li>Polito, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+morbidity+and+mortality+in+very+preterm+VLBW+infants+with+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Intens+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Increased morbidity and mortality in very preterm VLBW infants with congenital heart disease.</a> Intens Care Med. 39, 1104-1112 (2013).</li>
<li>Wren, C., Reinhardt, Z., Khawaja, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Twenty+year+trends+in+diagnosis+of+life+threatening+neonatal+cardiovascular+malformations%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dis+Child+Fetal%22%5BJournal%5D)">Twenty year trends in diagnosis of life threatening neonatal cardiovascular malformations.</a> Arch Dis Child Fetal. 93, F33-F35 (2008).</li>
<li>Vacanti, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+transplantation+Third+annual+Samuel+Jason+Mixter+lecture%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+surgery%22%5BJournal%5D)">Beyond transplantation Third annual Samuel Jason Mixter lecture.</a> Archives of surgery. 123, Chicago Ill. 545-549 (1960).</li>
<li>Tudorache, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+replacement+of+aortic+heart+valves+with+tissue-engineered+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Orthotopic replacement of aortic heart valves with tissue-engineered grafts.</a> Tissue engineering Part A. 19, 1686-1694 (2013).</li>
<li>van Geldorp, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patient+outcome+after+aortic+valve+replacement+with+a+mechanical+or+biological+prosthesis+weighing+lifetime+anticoagulant+related+event+risk+against+reoperation+risk%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+thoracic+and+cardiovascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Patient outcome after aortic valve replacement with a mechanical or biological prosthesis weighing lifetime anticoagulant related event risk against reoperation risk.</a> The Journal of thoracic and cardiovascular surgery. 137, 881-886 (2009).</li>
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<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+heart+valves+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering heart valves valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> The Annals of thoracic surgery. 60, S513-S516 (1995).</li>
<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineering+of+heart+valves+in+vitro+experiences%5BTitle%5D)+AND+%22The+Annals+of+thoracic+surgery%22%5BJournal%5D)">Tissue engineering of heart valves in vitro experiences.</a> The Annals of thoracic surgery. 70, 140-144 (2000).</li>
<li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+heart+valves.+Autologous+valve+leaflet+replacement+study+in+a+lamb+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered heart valves. Autologous valve leaflet replacement study in a lamb model.</a> Circulation. 94, II164-II168 (1996).</li>
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<li>Sodian, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+in+vivo+experience+with+tissue-engineered+trileaflet+heart+valves%29%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Early in vivo experience with tissue-engineered trileaflet heart valves).</a> Circulation. 102, III22-III29 (2000).</li>
</ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Die Mortalitätsrate dieses Verfahrens ist, fast 20%, was vor allem durch Blutungen an der PV-Transplantation Website und Anastomose an der Aorta Spender zum Empfänger Bauchschlagader verursacht wurde. In den meisten Fällen nimmt die Sterblichkeit signifikant von 48 Stunden nach der Operation. Die Überlebens Mäuse zeigten starke Herzschlag und den Blutfluss durch die PV implantiert. Der gesamte Prozess dauert vier Stunden für einen erfahrenen Mikrochirurgen. Es wird rund 250 Mäuse, um die Technik zu beherrschen. Die hete...

Angeborene Herz-Kreislauf Mängel sind eine der Hauptursachen der Kindersterblichkeit in der westlichen Welt 1,2. Unter ihnen Pulmonalklappe Stenose und Prämolaren Aortenklappe Defekte sind eine häufig auftretende Form 3. Herzklappenersatz-Operation ist eine Routine Wahl rekonstruktive Operationen; jedoch Komplikationen wie Stenose und Verkalkung der Herzklappe, und des lebenslangen Abhängigkeit von Antikoagulantien sind eine bedeutende Quelle der chronischen Krankheit und Tod 07.04. Darüber hinaus der Mangel an Wachstumspotenzial erfordert Revisionsoperationen, die die Sterblichkeit von diesen jungen Patienten 4,8,9 weiter erhöht. In einem Versuch, eine funktionelle Herzklappenersatz mit Wachstumspotenzial, Shinoka et al. Ausgesät autologen Zellen auf einem biologisch abbaubaren, synthetischen Herzklappen 8 zu entwickeln. Das synthetische Ventil zu einer nativen Herzklappe artige Struktur mit Wachstums Potentiometer umgewandeltal. Vorläufige Großtierstudien gezeigt, die Machbarkeit der Verwendung dieser Methode, um eine funktionelle Herzklappe 10 zu schaffen. Jedoch zeigte langfristig Implantationsstudien schlechte Haltbarkeit aufgrund der progressiven Verdickung der Ventil neotissue resultierende Verengung der Herzklappe. Arbeiten von Sodian et al. Nutzten die Shinoka Methodik, aber letztlich ersetzt die PGA-Matrix mit einem biologisch abbaubaren Elastomer, das die biomechanischen Eigenschaften des Gewebes entwickelt Ventil gab konstruieren eine physiologische Profil 9,11,12. Bei der in-vivo-Untersuchung trotz der Erfolg der Implantation eine konfluente Endothelzellen-Auskleidung wurde nicht gebildet, der den langfristigen Erfolg dieses Gerüst 12 zu begrenzen könnte. Um rationell zu gestalten, eine verbesserte zweite Generation synthetischer Herzklappe wurde ein Mausmodell der Herzklappentransplantation geschaffen, um die zellulären und molekularen Mechanismen zu untersuchen Sekundärmarkg neotissue Bildung, Ventil Verdickung und Stenose Entwicklung. Murine Modelle bieten eine breite Palette von molekularen Reagenzien, einschließlich Transgenen, die nicht in anderen Spezies 7 leicht verfügbar sind. In diesem Herzklappe Transplantationsmodell wurde ein ex vivo syngenen Lungenherzklappenersatz zuerst durchgeführt; und dann das Herz mit der implantierten Herzklappe wurde heterotop in einem syngenen Wirt mit einem mikrochirurgischen Technik implantiert. Dieses Modell ermöglicht Herzklappenersatz ohne kardiopulmonalen Bypass. In diesem Papier, eine ausführliche Erläuterung einer Herzklappe Ernte Spenderherz Präparate, Herzklappentransplantation und heterotope Herztransplantation beschrieben. Die Ergebnisse zeigten eine kontinuierliche Herzschlag aus dem Spenderherzens, die unabhängig von der Empfängerherzschlag war. Der Blutfluss durch die Pulmonalklappe implantiert wurde mit Hilfe eines Hochfrequenz-Ultraschallsystem mit einem gepulsten Wellen Haben gemessenppler.

<table><tbody><tr><td>DPBS</td><td>Gibco</td><td>14190-144</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Leica</td><td>M80</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J (H-2b), Weiblich</td><td>Jackson Laboratories</td><td>664</td><td>8-12 Wochen</td></tr><tr><td>Ketaminhydrochlorid Injektion</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-2053</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin Sterile Lösung</td><td>Akorn Inc.</td><td>NADA# 139-236</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Tiergesundheit</td><td>NDC 0856-4396-01</td><td></td></tr><tr><td>Ibuprofen</td><td>PrecisionDose</td><td>NDC 68094-494-59</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Natrium-Sagent</td><td>Pharmaceticals</td><td>NDC 25021-400</td><td></td></tr><tr><td>Kochsalzlösung (steril 0,9% Natriumchlorid)</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-0138-22</td><td></td></tr><tr><td>0,9 % Natriumchlorid-Injektion</td><td>Hospira Inc.</td><td>NDC 0409-4888-10</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline Augensalbe</td><td>Dechra Veterinärprodukte</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Jod-Vorbereitungspads</td><td>Triad Disposables, Inc.</td><td>NDC 50730-3201-1</td><td></td></tr><tr><td>Alkohol-Vorbereitungspads</td><td>McKesson Corp.</td><td>NDC 68599-5805-1</td><td></td></tr><tr><td>Applikatoren mit Wattespitze</td><td>Fisher Sientific</td><td>23-400-118</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere</td><td>FST</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Adson Pinzette</td><td>FST</td><td>11018-12</td><td></td></tr><tr><td>Klemmzange</td><td>FST</td><td>00072-14</td><td></td></tr><tr><td>S & T Gefäßklemme</td><td>FST</td><td>00396-01</td><td></td></tr><tr><td>Federschere</td><td>FST</td><td>15008-08</td><td></td></tr><tr><td>Colibri Retraktoren</td><td>FST</td><td>17000-04</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 Pinzette</td><td>FST</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #7 - Feine Pinzette</td><td>FST</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5/45 Pinzette</td><td>FST</td><td>11251-35</td><td></td></tr><tr><td>Tish Nadelhalter/ Pinzette</td><td>Micrins</td><td>MI1540</td><td></td></tr><tr><td>Schwarzes Polyamid-Monofilament-Nahtmaterial, 10-0</td><td>AROSurgical Instruments Corporation</td><td>TI638402</td><td>Zum Nähen des Transplantats</td></tr><tr><td>Schwarzes Polyamid-Monofilament-Nahtmaterial, 6-0</td><td>AROSurgical Instruments</td><td>SN-1956</td><td>Für den Verschluss von Muskulatur und Haut</td></tr><tr><td>Vliesschwämme</td><td>McKesson Corp.</td><td>94442000</td><td></td></tr><tr><td>Resorbierbares Hämostatikum</td><td>Ethicon</td><td>1961</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>3 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309657</td><td></td></tr><tr><td>10 ml Spritze</td><td>BD</td><td>309604</td><td></td></tr><tr><td>18 G 1 1/2 Zoll, Nadel</td><td>BD</td><td>305190</td><td></td></tr><tr><td>25 G 1 Zoll, Nadel</td><td>BD</td><td>305125</td><td></td></tr><tr><td>30 G 1 Zoll, Nadel</td><td>BD</td><td>305106</td><td></td></tr><tr><td>Warmwasser-Umwälzpumpe</td><td>Gaymar</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>Wärmekissen</td><td>Gaymar</td><td>TP-22G</td><td></td></tr><tr><td>Trimmer</td><td>Wahl</td><td>9854-500</td><td></td></tr><tr><td>VEVO2100 Hochfrequenz-Ultraschall</td><td>VisualSonics</td><td><a href="http://www.visualsonics.com/vevo2100">http://www.visualsonics.com/vevo2100</a></td><td>Die Katalognummer und die Preise können bei den Außendienstmitarbeitern erfragt werden.</td></tr><tr><td>Ultraschall-Transmissionsgel</td><td>Parker Laboratories, INC.</td><td>01-02</td><td></td></tr><tr><td>Tisch-Anästhesiesystem für Labortiere</td><td>VetEquip, INC.</td><td></td><td></td>901806</tr><tr><td>Isofluran</td><td>Baxter</td><td>1001936060</td><td></td></tr></tbody></table>

transplantation von pulmonalklappe mit einem maus-modell der heterotopen herztransplantation

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Gewebezüchtungen Herzklappen, insbesondere dezellularisiert Ventile, beginnen die Dynamik in der klinischen Anwendung der rekonstruktiven Chirurgie mit gemischten Ergebnissen zu gewinnen. Allerdings sind die zellulären und molekularen Mechanismen der Entwicklung neotissue Ventil Verdickung und Stenose Entwicklung nicht umfassend erforscht. Um die oben genannten Fragen zu beantworten, haben wir eine Maus heterotopen Herztransplantationsmodell Ventil. Herzklappe aus einer Ventil Donor Maus geerntet und in einem Herzen Spendermaus transplantiert. Das Herz mit einem neuen Ventil wurde heterotop an einen Empfänger der Maus transplantiert. Das transplantierte Herz zeigte seinen eigenen Herzschlag, unabhängig von der Herzschlag des Empfängers. Der Blutfluss wurde mit Hilfe eines Hochfrequenz-Ultraschallsystem mit einem gepulsten Doppler quantifiziert. Der Fluss durch die Pulmonalklappe implantiert zeigte Vorlauf mit minimaler Regurgitation und der Peak-Flow-nahe 100 mm / Sek. Dieses Mausmodell der Herzklappentransplantation ist highly vielseitig, so kann es modifiziert und angepasst ist, um verschiedene hämodynamische Umgebungen und / oder mit verschiedenen transgenen Mäusen verwendet, um neotissue Entwicklung in einer Gewebezüchtung Herzklappe zu untersuchen ist.

Figur 1 zeigt den Schaltplan der Herzklappe Transplantationsmodell mit heterotopen Herztransplantation. Die Herzklappe wurde aus einem Spenderherz geerntet und auf ein Herz von einer zweiten Spendermaus implantiert. Dann wurde das Herz mit der neuen Herzklappe auf den Bauch eines Empfängermaus implantiert. Fig. 2 zeigt eine Darstellung des implantierten Herzens auf dem Bauchraum (A), direkt nach der Herztransplantation (B) und 5 min nach der Transplanta...

Um die zellulären und molekularen Mechanismen neotissue Bildung und Stenose Entwicklung in Gewebezüchtungen Herzklappen zugrunde liegen, wurde ein Maus-Modell der heterotopen Herzklappentransplantation entwickelt. Eine Lungenherzklappe wurde mit der heterotopen Herztransplantation Technik, um Empfänger transplantiert.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die zellulären und molekularen Mechanismen zu untersuchen, die der Neubildung von Gewebe, der Verdickung der Herzklappe und der Entwicklung einer Stenose in einer gewebeengineeringbasierten Herzklappe zugrunde liegen. Dies wird erreicht, indem zunächst die Lungenherzkappe aus dem Herzzellgewebe eines Spendermäuses entnommen wird. Im zweiten Schritt wird das gesamte Herz von einem zweiten Spender entnommen.Die spendende pulmonale Herzklappe wird anschließend in das Spenderherz implantiert, und das Herz mit der neuen Herzklappe wird heterotop in eine empfängende Maus transplantiert. Letztendlich kann die Funktion des transplantierten Herzens sowie der Blutfluss durch die Pulmonalklappe mittels eines Hochfrequenz-Ultraschallsystems im Pulswellen-Doppler-Modus überwacht werden. Der Hauptvorteil der Verwendung des Mausmodells gegenüber anderen großen Tiermodellen liegt darin, dass das murine Modell die Nutzung einer breiten Palette molekularer Reagenzien ermöglicht, die es uns erlauben, die zellulären und molekularen Mechanismen, die der Bildung von vaskulärem Neogewebe bei der Entwicklung von Stenosen und gewebetechnisch hergestellten Herzklappen zugrunde liegen, zu untersuchen. In der Regel haben Personen, die neu in dieser Methode sind, aufgrund der Komplexität der Überlebens-Mikrochirurgie Schwierigkeiten.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da die korrekte Durchführung der Anastomosierung an den Transplantationsstellen schwer zu erlernen ist und da es schwierig ist, die Anastomosierung an Gefäßen mit kleinem Durchmesser ohne Blutung durchzuführen. Um die Spender-Lungenklappe zu entnehmen, klemmen Sie zunächst den Brustbereich einer sechs bis acht Wochen alten weiblichen Spendertiermaus der Linie C57BL/6 und positionieren die Maus in dorsaler Rückenlage. Nach Eröffnung des Thorax freilegen Sie das Herz, führen einen kleinen Schnitt am rechten Vorhof durch und spülen den linken Ventrikel mit eiskalter Kochsalzlösung aus. Danach dissezieren Sie die Lungenarterie stumpf von der Aorta ascendens ab und schneiden die Lungenklappe zusammen mit einem zwei Millimeter langen Abschnitt der Lungenarterie aus. Lagern Sie die Lungenklappe anschließend bis zu zwei Stunden vor der Transplantation in einer kalten Lösung aus Heparin und Kochsalzlösung, bis die Spenderherz entnommen wird.Nach Durchführung einer Thorakotomie an einer euthanasierten weiblichen Spendertiermaus im Alter von sechs bis acht Wochen, einer C57BL/6-Maus, wie zuvor grob demonstriert, trennen Sie das Herz, die Vena cava inferior, die Vena cava superior, die Aorta ascendens, die Pulmonalarterie und die Lungenvene ab. Spülen Sie die Vena cava inferior mit eiskaltem, sterilen Kochsalzlösung aus und ligieren Sie anschließend die Vena cava inferior, die Vena cava superior und die Lungenvene mit einer 6,0 Seidennaht. Schneiden Sie dann oberhalb der Ligaturen ab, die Aorta und die Pulmonalarterie mit einem zwei Millimeter breiten Saum und entfernen Sie die Pulmonalklappe, um die pulmonale Herzklappe auf das Spenderherz zu transplantieren. Legen Sie zunächst die Klappe in das Spenderherz ein und orientieren Sie das Gewebe.Verwenden Sie anschließend 10-0-Monofileinheften auf konischen Nadeln, um eine Naht auf der rechten Seite der Klappe anzubringen, um diese zu fixieren. Bringen Sie danach fünf bis sechs kontinuierliche Nähte entlang der anderen Seite der Lungenklappe an. Nachdem die vordere Seite der Klappe versorgt ist, drehen Sie das Herz horizontal und nähen Sie die Rückseite der Lungenklappe an das Spenderherz.Dann ligieren Sie die Lungenvene des Spenderherzens und entnehmen das Herz. Anschließend wird das Herz bis zu zwei Stunden vor der Implantation in eine kalte Heparin-Salzlösung gelegt. Überprüfen Sie nun die Sedierung einer sechs bis acht Wochen alten weiblichen Empfängermaus der C57BL/6-Linie durch Zehenquetschung.Und danach, nachdem das Bauchhaar abgeschnitten und die Augen mit steriler Augensalbe bestrichen wurden, das Tier in Rückenlage positionieren, den Bauch mit Betadine- und Alkoholtüchern desinfizieren und die Maus mit einem sterilen Tuch abdecken, wobei nur der Schnittbereich freiliegt. Anschließend einen medianen Laparotomieschnitt von unterhalb des Schwertfortsatzes bis in den über dem Schambein liegenden Bereich durchführen. Danach einen selbsthaltenden Retraktor einsetzen und die Därme in mit Kochsalzlösung angefeuchteter Gaze einwickeln.Definieren Sie grob die infrarenale Aorta und die Vena cava. Legen Sie anschließend zwei Seidenligaturen (6-0) an, um die Aorta und die untere Vena cava proximal und distal zu umschließen und abzubinden. Um die Durchblutung zu unterbinden, verwenden Sie eine 30-G-Nadel, um eine Aortotomie in der Bauchaorta und eine Venotomie in der unteren Vena cava anzulegen.Erweitern Sie die Öffnung mit der Schere auf die Größe der Spender-Aorta und des Arteria-pulmonalis. Legen Sie das Spenderherz auf die rechte Seite der Aorta abdominalis und bedecken Sie es mit feuchter steriler Gaze, die Sie weiterhin feucht halten. Sichern Sie die Spender-Aorta mit einem Stich am proximalen Ende der Öffnung in der Aorta abdominalis und setzen Sie anschließend vier bis fünf kontinuierliche Nähte vom distalen Ende der Aorta abdominalis aus.Drehen Sie das Herz auf die linke Seite. Bedecken Sie es mit in Kochsalzlösung getränkter Gaze und nähen Sie das distale Ende der Bauchaorta mit vier bis fünf weiteren fortlaufenden Nähten zu. Sichern Sie die Spender-Lungenarterie mit einer Naht am proximalen Ende der Öffnung in der unteren Hohlvene und setzen Sie anschließend vier bis fünf fortlaufende Nähte vom distalen Ende der unteren Hohlvene aus.Anschließend spülen Sie den Lumen der unteren Hohlvene CVA mit Heparin und Kochsalzlösung aus. Schließen Sie die rechte Wand der Spender-Lungenarterie und der Empfänger-unteren Hohlvene CVA mit kontinuierlichen Nähten am distalen Ende. Entfernen Sie nun die distale Ligatur und tragen Sie ein topisch resorbierbares steriles Hämostyptikum auf, um die Blutung zu kontrollieren.Wenn die Blutung vollständig gestoppt ist, entfernen Sie die proximale Naht und kontrollieren Sie die zweite Blutung auf dieselbe Weise; das transplantierte Herz wird innerhalb von fünf Minuten nach erfolgreicher Anastomose zu schlagen beginnen. Danach bringen Sie die Därme zurück und schließen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut in zwei Schichten mit sechs Einzelknopfnähten. Schließlich injizieren Sie subkutan 0,5 Milliliter physiologische Kochsalzlösung und stellen die Maus in einen Erholungskäfig auf eine Wärmematte, bis das Tier vollständig beweglich ist.Nach der Erholung das Tier allein in einem neuen Käfig mit Papierunterlage unterbringen und Schmerzmittel verabreichen. Trinkwasser für 48 Stunden bereitstellen. In diesen Bildern ist das implantierte Herz im Bauchraum direkt nach der Herztransplantation sowie fünf Minuten nach der Transplantation dargestellt.Nach dem Entfernen der Nähte an beiden Seiten der Aorta und der unteren Hohlvene beginnt das Herz innerhalb von ein bis zwei Minuten zu schlagen und nimmt eine hellere Färbung an, während das Blut zirkulieren beginnt. Achten Sie auf die stärkere Dilatation des rechten Vorhofs. Während sich der Herzschlag allmählich verstärkt und nach 24 Stunden stabilisiert, kann der Blutfluss durch die implantierte Pulmalklappe 10 Tage nach der Implantation perkutan gemessen werden.Mithilfe eines Ultraschallsystems mit hoher Frequenz und pulswellenartigem Doppler-Modus können die Positionen der Aorta, des rechten Ventrikels, der implantierten Pulmonalklappe und der Pulmonalarterie im B-Modus beobachtet werden. Das gelbe Messvolumen-Overlay befindet sich an der implantierten Pulmonalklappe, wie in der schematischen Darstellung veranschaulicht. Wie im Diagramm dargestellt, wird die QRS-Welle des Spenderherzens rhythmisch und unabhängig von der Welle des Empfängerherzens erfasst, mit einer Spitzengeschwindigkeit von etwa 100 Millimetern pro Sekunde.Während des Durchführens dieses Verfahrens ist es wichtig, jegliche Blutung an der Transplantationsstelle der Pulmonalventil oder an einer Osmose zwischen der Spender-Aorta und der abdominalen Aorta des Empfängers nach diesem Eingriff vollständig zu stoppen. Andere Methoden, wie beispielsweise die Transplantation von gewebetechnisch hergestellten Herzklappen an transgenen Mäusen, können durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen bezüglich der Herkunft der Zellen, die die erkrankte Herzklappe besiedeln, zu beantworten. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür entwickelt haben, wie man die pulmonale Herzklappe gewinnt, wie man einen Herzklappenersatz und eine heterotopische Herztransplantation in einem Mausmodell durchführt.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Es wird eine Technik für das mikrochirurgische Verfahren zur heterotopen Transplantation von Herzen bei Mäusen demonstriert, einschließlich vereinfachter Methoden für die Spenderentnahme und die Anastomose der Empfängergefäße.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Das Manuskript beschreibt die erforderlich sind, um die heterotopen Herztransplantation in der Maus führen Sie die Schritte.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Hier beschreiben wir ein präklinisches Großtiermodell (Schweine) der orthotopischen Herztransplantation, das fest etabliert und zur Untersuchung neuartiger kardioprotektive Strategien genutzt wurde.

Ein präklinisches Porcine-Modell der orthotopischen Herztransplantation

Eine neuartige Technik zur Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem heterotopen abdominalen Mausherztransplantationsmodell wird demonstriert.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache und effiziente Methode zur Transplantation von Aortenklappenblättchen unter die Nierenkapsel, um die Alloreaktivität von Herzklappen untersuchen zu können.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Erfahren Sie die heterotope Herztransplantation mit Pulmonalklappe im Mausmodell zur Untersuchung von Neogewebebildung und Stenoseentwicklung bei Gewebeklappen. Diese Methode ermöglicht molekulare Analysen.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

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