Name: Herstellung und Implantation von Miniatur-Zweielement Dehnungsmessstreifen für Mess In Vivo Magen-Darm-Kontraktionen in Nagetiere. (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 29 s
Description: Lernen Sie die Herstellung eines flexiblen, wiederverwendbaren Zweielement-Dehnungsmessstreifens zur präzisen Erfassung von gastrointestinalen Kontraktionen in Nagetieren. Diese kostengünstige Methode ermöglicht akute und chronische Implantationen.

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Forschungsförderung wurde durch das National Institute of Neurological Disorders and Stroke (NS049177 und NS087834) erhalten. Die Autoren möchten die intellektuellen Beiträge des verstorbenen Dr. Paul Bass und seiner Kollegen zum ursprünglichen Design der Dehnungsmessstreifen anerkennen; und Carol Tollefsrud für die Herstellung und Vermarktung der Dehnungsmessstreifen bis zur Einstellung der Produktion im Jahr 2010 sowie für ihre aufschlussreiche Korrespondenz.

Alle Verfahren folgten den Richtlinien der National Institutes of Health und wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee am Penn State Hershey College of Medicine genehmigt. Die Ratten wurden nach den üblichen Vivariumpraktiken untergebracht. Hinweis: Dieses Protokoll verwendet männliche Wistar-Ratten im Alter von ≥8 Wochen und einem Anfangsgewicht von 175 bis 200 g.
1. Verfahren zur Herstellung von Dehnungsmessstreifen
<ol>
	<li>Die meisten Werkzeuge und Komponenten sind weiterhin von den ursprünglichen oder Nachfolgeunternehmen erhältlich und in Tabelle 1 zusammengefasst.</li>
	<li>Vorbereitung und Verklebung von zwei Einzelelement-Dehnungsmessstreifen
	<ol>
		<li>Behandeln Sie die DMS-Elemente (EA-06-031-350) vorsichtig mit einer sauberen Dumont #5 Pinzette. Um unerwünschte Bewegungen von Elementen zu begrenzen, verwenden Sie ein kleines, sauberes, selbstklebendes Blatt Papier mit der Klebeseite nach oben, um die Elemente ohne das Risiko einer Kontamination oder übermäßigen Haftung auf der Arbeitsfläche zu befestigen.</li>
		<li>Verbinden Sie zwei einzelne DMS-Elemente Rücken an Rücken, um ein Doppelelement zu bilden. Reinigen Sie die Rückseite jedes Elementfilms mit Isopropylalkohol und lassen Sie es durch Verdampfen trocknen (das Trocknen mit Gaze führt oft zu Faserverunreinigungen, die schwer zu entfernen sind). Tragen Sie unter stereomikroskopischer Führung (1 - 3x) und mit einem sauberen Künstlerpinsel (10-0 Kamelhaar) einen dünnen Film aus Epoxid-Phenol-Klebstoff auf die Rückseite eines Elements auf und bringen Sie sofort die gegenüberliegende Rückseite des zweiten Elements in Kontakt und richten Sie die Foliengitter aus (Abbildung 1A).</li>
		<li>Legen Sie die gebundenen Elemente in einen 50 - 60 °C heißen Ofen O/N, um das Epoxidharz vollständig auszuhärten. 
		HINWEIS: Klemmen Sie die verklebten Elemente nicht fest, da überschüssiges Epoxidharz auf die Elemente sickern kann und Druck zu einer Fehlausrichtung der Gitter führen kann. Das zweikomponentige Epoxidharz hat eine nutzbare Kühllebensdauer von nur 6 Wochen nach dem Mischen. Verkleben und härten Sie einen ausreichenden Vorrat an Elementen gleichzeitig aus und lagern Sie sie in einer sauberen, staubfreien Umgebung für die spätere Verwendung.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dimensionierung und Verdrahtung von Dehnungsmessstreifen mit zwei Elementen
	<ol>
		<li>Schneiden Sie die verklebten Doppelelemente mit einem #11 Skalpell oder einer einschneidigen Rasierklinge auf eine Endgröße von 3 x 3 mm ab. Verzögern Sie das Kürzen des obersten Teils der Doppelelemente zu diesem Zeitpunkt, um einen Bereich für die sichere Handhabung des Elements zu haben (Abbildung 1A).</li>
		<li>Jedes Element erfordert einen vieradrigen Draht, der aus einem dreiadrigen, bondbaren, teflonisolierten Draht (P/N 336-FTE) hergestellt wird. Zerlegen Sie einen 30 cm langen geflochtenen Strang aus dreiadrigem Draht in drei Bestandteile.</li>
		<li>Um ein vieradriges Kabel herzustellen, koppeln Sie einen der resultierenden Einzeladern mit dem gleichfarbigen Draht, der in einem zweiten 30 cm langen dreiadrigen Draht enthalten ist. In den folgenden Schritten werden diese farblich passenden Drähte am Anschlussende zu einem gemeinsamen Draht für den endgültigen Dehnungsmessstreifen verbunden (Abbildung 1B).</li>
		<li>Entfernen Sie ca. 1 mm Teflonisolierung von beiden Enden jedes Drahtes mit thermischen Abisolierzangen. Mit aktiviertem Kolophonium, Lötflussmittel und Niedertemperaturlot (Schmelzpunkt 183 ºC) verzinnen Sie die Drahtenden mit einem Lötstift.</li>
		<li>Für den nächsten Schritt wird eine Mikrolötspitze benötigt, um eine diskretere Lötstelle zu bilden, um Hitzeschäden an der Folienschicht des Elements zu vermeiden (Abbildung 1C). Um eine kleinere Mikrolötspitze herzustellen, wickeln Sie ein kleines Stück Kupferdraht (~0,25 mm Durchmesser) einmal um die Standardlötspitze und stellen Sie sicher, dass der Kupferdraht über die Länge der Standardlötspitze hinausragt.</li>
		<li>Fluxen Sie nur die Lötpads auf einer Seite des gebondeten Doppelelements mit einer sauberen 10-0-Bürste und löten Sie eine einzelne Leitung und eine der gepaarten gemeinsamen Leitungen an das Lötpad (Abbildung 1D). Flussmittelreste können anschließend mit einer sauberen, in Harzlösungsmittel getauchten Bürste entfernt werden.</li>
		<li>Wiederholen Sie den Vorgang auf der gegenüberliegenden Seite und stellen Sie sicher, dass die verbleibende gemeinsame Drahtleitung mit dem Pad gegenüber der ursprünglichen gemeinsamen Leitung verlötet ist.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Prüfung und Epoxidierung von Doppelelement-Dehnungsmessstreifen
	<ol>
		<li>Löten Sie Goldbuchsenstecker (E363/0) an die freien Enden der Aderleitungen. Schließen Sie an dieser Stelle den Dehnungsmessstreifen an einen Aufnahmeverstärker (siehe unten) an, um die Integrität der Doppelelementbaugruppe zu testen.</li>
		<li>Messen Sie den Widerstand mit einem hochwertigen Volt-Ohm-Meter. Die Elemente weisen einen Widerstand von ca. 350 Ω auf. Unzureichende Verbindungen an dieser Stelle mit frischem Lötzinn neu löten.</li>
		<li>Wenn die Lötverbindungen und die Doppelelementbaugruppe als zufriedenstellend erachtet werden, schneiden Sie die verbleibende Elementfolie ab.</li>
		<li>Isolieren Sie die Lötstellen auf den Element-Lötpads mit einer dünnen Schicht aus zweikomponentigem Silikon-Kautschuk-Epoxidharz (Art.-Nr. E211). Um ein optimales Ergebnis zu erzielen, härten Sie das Harz 20 - 30 Minuten vor dem Auftragen teilweise aus (Abbildung 1E).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Verkapselung von Doppelelement-Dehnungsmessstreifen in Silikon
	<ol>
		<li>Schneiden Sie drei Stücke 0,5 mm dicke Silikonplatte (P/N 20-20) auf 15 mm 2 zu und reinigen Sie das Silikon mit destilliertem Wasser. Schneiden Sie ein Stück Silikonfolie in eine U-Form, um die endgültige Doppelelementbaugruppe aufzunehmen, ohne das verkapselnde Silikon zu verformen (Abbildung 1F).</li>
		<li>Beschichten Sie die Innenflächen der kerbfreien Silikonplatten mit klarem Silikonkleber.</li>
		<li>Stecken Sie die Doppelelement-Einheit in die Kerbe und die ausgerichteten Außenbleche und drücken Sie dann überschüssiges Silikon sowie Luftblasen vorsichtig von der Mitte nach außen aus. Klemmen Sie die gekapselte Baugruppe vorsichtig 24 Stunden lang zwischen zwei Blöcken Metallstangenmaterial ein, um eine gleichmäßige Dicke zu gewährleisten und keine Verformungen zu vermeiden.</li>
		<li>Lassen Sie das überschüssige Silikon entlang der Grenzen der Baugruppe verbleiben und härten Sie es aus. Dieser Überschuss wird entfernt, wenn die Silikonfolie auf die gewünschten Endabmessungen zugeschnitten wird (in der Regel 6 mm x 8 mm; Abbildung 1G).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Fertigstellung des Drahtverbinders und der Kalibrierung
	<ol>
		<li>Verstärken Sie die Lötstelle der Goldbuchsenstecker an den einzelnen Anschlussdrähten mit einem 3 mm (1/8 Zoll) Schrumpfschlauch und richten Sie sie in einem Kunststoffelektrodensockel aus (MS363, Abbildung 1H). Befestigen Sie den Elektrodensockel und die Drähte mit einem Schrumpfschlauch mit einem Durchmesser von 0,125 und 0,25 Zoll, um eine Trennung während des Experiments zu verhindern (Abbildung 1I).</li>
		<li>DMS-Signale werden über einen Brückenverstärker mit hoher Verstärkung (P/N AMP-01-SG) verarbeitet. Verbinden Sie den Dehnungsmessstreifen mit einem Kabel mit einem Stecker (363 - SL/6), das zum Elektrodensockel passt, an den Verstärker. Die Gewindekappe bietet zusätzliche Sicherheit, um während des Experiments ununterbrochene Signale aufrechtzuerhalten.</li>
		<li>Stellen Sie die Bridge-, Balance- und Gain-Einstellungen am Verstärker gemäß den Anweisungen des Herstellers auf einen speziellen Dehnungsmessstreifen ein. Befestigen Sie das Ende des Dehnungsmessstreifens, an dem die Drähte horizontal austreten, an einer starren Klemme und kalibrieren Sie, indem Sie eine statische Last von 1 g auf das gegenüberliegende Ende legen, wie ursprünglich von Pascaud und Kollegen 2, 16, 17 beschrieben.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Chirurgische Verfahren zur akuten Implantation von Dehnungsmessstreifen
<ol>
	<li>Tierpflege und -vorbereitung:
	<ol>
		<li>Versuchstieren wird in der Nacht vor der chirurgischen Implantation die Nahrung entzogen (Wasser kann ad libitum bereitgestellt werden).</li>
		<li>Betäuben Sie das Tier tief. Thiobutabarbital (100 – 150 mg/kg; i.p. für Ratten) wird aufgrund der anhaltenden anästhetischen Wirkung und der minimalen Veränderung der Magenreflexe bei der Ratte für die terminale (d. h. nicht überlebende) Implantation und Experimente mit Dehnungsmessstreifen bevorzugt 10. Test auf Abwesenheit eines Pfotenkneifreflexes, um die Narkosetiefe zu bestimmen.</li>
		<li>Bereiten Sie die Ratte auf die aseptische Operation vor, wie es das Versuchsdesign und die genehmigten IACUC-Richtlinien vorschreiben, einschließlich der Sterilisation von chirurgischen Instrumenten, der Rasur von Schnittstellen, des Auftragens von Tierarzt-Augensalbe und der Desinfektion aller chirurgischen Bereiche. HINWEIS: Wenn der Dehnungsmessstreifen für den chronischen Gebrauch angepasst wird, sterilisieren Sie den Dehnungsmessstreifen nur mit Ethylenoxid (Gas)-Sterilisation. Die Verwendung von Hitze oder chemischen Sterilisationstechniken kann den Dehnungsmessstreifen beschädigen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Trachealintubation für terminale Experimente:
	<ol>
		<li>Für eine lange Dauer intubieren terminale Experimente die Ratte mit einem Trachealtubus, um einen offenen Atemweg zu erhalten. Machen Sie einen 1 - 2 cm langen Schnitt in der Mittellinie an der ventralen Seite des Halses vom unteren Rand des Unterkiefers bis zur sternalen Kerbe.</li>
		<li>Trennen Sie die darunter liegenden Gurtmuskeln durch stumpfe Dissektion an der Mittellinie, um die Luftröhre freizulegen. Isolieren Sie die Luftröhre von der darunter liegenden Speiseröhre und platzieren Sie eine Schlaufe aus 3-0 Ethilon-Naht zwischen Luftröhre und Speiseröhre, um eine Ligatur zu bilden.</li>
		<li>Öffnen Sie die Luftröhre anterior, indem Sie einen kleinen Schnitt in der Membran zwischen zwei der Knorpelringe der Luftröhre direkt distal der Schilddrüse machen. Führen Sie ein kleines Stück Polyethylenschlauch (P/N PE-270) mit einer Länge von 5 mm (und an einem Ende abgeschrägt) in die Luftröhre ein und befestigen Sie es mit der Ligatur.</li>
		<li>Legen Sie die Gurtmuskulatur wieder an ihren Platz und vernähen Sie die darüber liegende Haut mit 3-0 Ethilon.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dehnungsmessstreifen-Instrumentierung an der Magen-Darm-Oberfläche:
	<ol>
		<li>Fädeln Sie die vier Ecken des Dehnungsmessstreifens vor der Operation mit einer 4 - 5 cm langen sterilen Seidennaht 4-0 oder kleiner mit einer 3/8-Kreisnadel #14 ein. Seidennaht bietet ein hohes Maß an Flexibilität und es ist weniger wahrscheinlich, dass das Silikon, das das DMS-Element umschließt, beschädigt wird. 
		HINWEIS: Seidenfaden ist akzeptabel für Operationen, bei denen das Überleben nicht überleben muss, und für interne Anwendungen, bei denen der Abtransport von Bakterien durch eine Epithelbarriere kein Risiko darstellt. Bei Anwendungen, die eine Überlebensoperation erfordern, ist eine Prolene-Naht erforderlich, um das Infektionsrisiko zu verringern, das den geflochtenen Stofffasern der Seidennaht innewohnt.</li>
		<li>Führen Sie eine Laparotomie durch, indem Sie die Bauchhaut entlang der Mittellinie einschneiden. Die Muskulatur des rectus abdominus entlang der verbindenden Linea alba (avaskulär) durchtrennen, um Blutungen zu vermeiden. Machen Sie dann einen sehr oberflächlichen Mittellinienschnitt im parietalen Peritoneum, um eine Verletzung der darunter liegenden Baucheingeweide zu vermeiden.</li>
		<li>Den Magen mit Hilfe von in Kochsalzlösung getränkten Applikatoren mit Wattespitze nach außen verschönern. Halten Sie den Magen in Position, indem Sie ihn vorsichtig auf ein mit Kochsalzlösung getränktes Mullkissen am kaudalen Ende des Bauchschnitts legen.</li>
		<li>Richten Sie das Gitter des gekapselten Dehnungsmessstreifens parallel zu den kreisförmigen glatten Muskelfasern aus. Befestigen Sie die Ecken des Messgeräts mit den zuvor eingefädelten Nähten (Schritt 2.3.1) mit einer Kreisnadel #14 konisch Punkt 3/8 an der ventralen serösen Fläche des Magenkörpers. Um Gewebeschäden und mögliche Blutungen zu minimieren, verwenden Sie keine schneidenden Nadeln und perforieren Sie keine oberflächlichen Blutgefäße auf der Oberfläche des Magens.</li>
		<li>Beginnen Sie das Nahtmuster des Messgeräts entlang der größeren Krümmung des Magens in der Nähe der Fundus/Corpus-Grenze und fahren Sie als nächstes entlang der Fundus/Corpus-Grenze in Richtung der kleineren Krümmung fort. Die dem Dehnungsmessstreifen zugrunde liegende Serosa sollte weder locker noch übermäßig gedehnt werden, um die besten Ergebnisse zu erzielen.</li>
		<li>Bringen Sie den Magen vorsichtig mit in Kochsalzlösung getränkten Applikatoren mit Wattespitze wieder in seine anatomische Position zurück.</li>
		<li>In einem akuten Modell werden die DMS-Ableitungen am kaudalen Ende des Mittellinienschnitts vor dem Verschluss des abdominalen Schnitts nach außen verlagert. Befestigen Sie die freien Drähte am Tier (z. B. Hinterfuß), um eine Zugentlastung bei der Manipulation des Tier- oder Anschlussdrahtsteckers zu gewährleisten. Verschließen Sie die geraden Bauchmuskeln und die Bauchhaut separat mit einer 3-0 Nylonnaht. In einem chronischen Modell werden die Elektroden subkutan entlang der dorsalen Seite der Ratte befestigt und oberhalb des Schädels 18 nach außen geführt.</li>
		<li>Platzieren Sie die Tiere nach der chirurgischen Instrumentierung in einem stereotaktischen Rahmen, um den Kopf zu stützen und den Oberkörper anzuheben. Der letzte Schritt trägt dazu bei, Atmungsartefakte während der Aufnahme zu reduzieren. Überwachen Sie die Rektaltemperatur und halten Sie sie mit einem rückkopplungsgesteuerten Heizkissen auf 37±1 °C.</li>
		<li>Nach Abschluss von Experimenten im Endstadium mit Thiobutabarbital-Anästhesie muss das Tier in Übereinstimmung mit den Euthanasierichtlinien der American Veterinary Medical Association (AVMA) eingeschläfert werden.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Aufzeichnungen der Magenmotilität:
	<ol>
		<li>Verstärken Sie das DMS-Signal mit jedem handelsüblichen DC-Brückenverstärker.</li>
		<li>Zeichnen Sie die DC-Ausgangssignale auf einem Computer mit der Diagrammschreiberfunktion eines handelsüblichen Datenerfassungssystems auf. 
		HINWEIS: Eine Hardcopy des Verstärkerausgangs kann über einen Polygraph-Diagrammschreiber erstellt werden.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Repräsentative Messung von Magenkontraktionen nach Hirnstammstimulation
<ol>
	<li>Freilegung des Hirnstamms und des vierten Ventrikels
	<ol>
		<li>Nach der chirurgischen Instrumentierung und der Platzierung des Thiobutabarbital-anästhesierten Tieres in einem stereotaktischen Rahmen wird ein 1,5 - 2 cm langer Hautschnitt in der Mittellinie vom Hinterhauptbein zur Basis des Halses vorgenommen.</li>
		<li>Trennen Sie das Bindegewebe, das die bilateralen Muskelbäuche der darunter liegenden Nackenmuskulatur entlang der Mittellinie verbindet (Muskeln von oberflächlich bis tief sind der Levator auris longus kraniale Teil, der levator auris longus kaudale Teil und der platysma kraniale Teil).</li>
		<li>Löse den Levator auris longus vom Hinterhauptbein, sobald die Mittellinie klar definiert und freigelegt ist.</li>
		<li>Legen Sie die kaudale Region des Schädels vorsichtig frei, indem Sie den Platysma-Muskel mit stumpfer Dissektion von der darunter liegenden Dura mater lösen.</li>
		<li>Mit einer neuen 25-G-Nadel lösen Sie die Dura mater vorsichtig entlang des Foramen magnum, das sich beidseitig bis zu den Hinterhauptkondylen erstreckt.</li>
		<li>Verwenden Sie die Dumont-Pinzette #5, um die Pia und die Arachnoidal-Meninge über dem vierten Ventrikel zu entfernen und den Hirnstamm freizulegen.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Verabreichung von Thyreotropin-Releasing-Hormon des vierten Ventrikels oder intravenöser Natriumnitroprussid
	<ol>
		<li>Wiegen und lösen Sie das Thyreotropin-Releasing-Hormon (TRH) in steriler Kochsalzlösung auf, um eine Endkonzentration von 50 μM TRH zu erreichen.</li>
		<li>Natriumnitroprussid (SNP) wird in steriler Kochsalzlösung gewogen und gelöst, um eine Endkonzentration von 150 μM SNP zu erreichen.</li>
		<li>Verabreichen Sie mit einer 10-μl-Spritze 2 μl TRH (die Enddosis entspricht 100 pmol) auf die dorsale Oberfläche des vierten Ventrikels des Hirnstamms, um die Aufzeichnung von Magenkontraktionen zu erleichtern.</li>
		<li>Verabreichen Sie mit einer sterilen Spritze und einer 27-G-Nadel 150 μmol/kg SNP durch die Schwanzvene, um die Aufzeichnung der Magenentspannung zu erleichtern.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Szarka, L. A., Camilleri, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+measurement+of+gastric+motility%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Methods for measurement of gastric motility.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 296 (3), G461-G475 (2009).</li>
<li>Pascaud XB, F. A. U., Genton, M. J., Bass, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+miniature+transducer+for+recording+intestinal+motility+in+unrestrained+chronic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Endocrinol.+Metab.+Gastrointest.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A miniature transducer for recording intestinal motility in unrestrained chronic rats.</a> Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. Gastrointest. Physiol. 4 (5), 532-538 (1978).</li>
<li>Gourcerol, G., Adelson, D. W., Million, M., Wang, L., Tache, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+gastric+motility+by+brain-gut+peptides+using+a+novel+non-invasive+miniaturized+pressure+transducer+method+in+anesthetized+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Peptides%22%5BJournal%5D)">Modulation of gastric motility by brain-gut peptides using a novel non-invasive miniaturized pressure transducer method in anesthetized rodents.</a> Peptides. 32 (4), 737-746 (2011).</li>
<li>Américo, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Validation+of+ACB+in+vitro+and+in+vivo+as+a+biomagnetic+method+for+measuring+stomach+contraction%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Validation of ACB in vitro and in vivo as a biomagnetic method for measuring stomach contraction.</a> Neurogastroenterol. Motil. 22 (12), 1340-1374 (2010).</li>
<li>Fujitsuka, N., Asakawa, A., Amitani, H., Fujimiya, M., Inui, A. Chapter Eighteen - Ghrelin and Gastrointestinal Movement. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFujitsuka%2C+N+%22Ghrelin+and+Gastrointestinal+Movement%22">Ghrelin and Gastrointestinal Movement</a>. , Academic Press. 289-301 (2012).</li>
<li>Monroe, M. J., Hornby, P. J., Partosoedarso, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Central+vagal+stimulation+evokes+gastric+volume+changes+in+mice%3A+a+novel+technique+using+a+miniaturized+barostat%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Central vagal stimulation evokes gastric volume changes in mice: a novel technique using a miniaturized barostat.</a> Neurogastroenterol. Motil. 16 (1), 5-11 (2004).</li>
<li>Herman, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+noradrenergic+transmission+at+the+dorsal+motor+nucleus+of+the+vagus+involved+in+reflex+control+of+fundus+tone%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of noradrenergic transmission at the dorsal motor nucleus of the vagus involved in reflex control of fundus tone.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 294 (3), 720-729 (2008).</li>
<li>Gondim, F. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complete+cervical+or+thoracic+spinal+cord+transections+delay+gastric+emptying+and+gastrointestinal+transit+of+liquid+in+awake+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Spinal+Cord%22%5BJournal%5D)">Complete cervical or thoracic spinal cord transections delay gastric emptying and gastrointestinal transit of liquid in awake rats.</a> Spinal Cord. 37 (11), 793-799 (1999).</li>
<li>Van Bree, S. H. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+inflammation+with+enhanced+brain+activation+contributes+to+more+severe+delay+in+postoperative+ileus%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Systemic inflammation with enhanced brain activation contributes to more severe delay in postoperative ileus.</a> Neurogastroenterol. Motil. 25 (8), 540-549 (2013).</li>
<li>Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gastric+emptying+of+enterally+administered+liquid+meal+in+conscious+rats+and+during+sustained+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Gastric emptying of enterally administered liquid meal in conscious rats and during sustained anaesthesia.</a> Neurogastroenterol. Motil. 22 (2), 181-185 (2010).</li>
<li>Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Time-course+of+recovery+of+gastric+emptying+and+motility+in+rats+with+experimental+spinal+cord+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Time-course of recovery of gastric emptying and motility in rats with experimental spinal cord injury.</a> Neurogastroenterol. Motil. 22 (1), 62(2010).</li>
<li>Choi, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+gastric+emptying+in+nonobese+diabetic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Determination of gastric emptying in nonobese diabetic mice.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 293 (5), G1039-G1045 (2007).</li>
<li>Adelson, D. W., Million, M., Kanamoto, K., Palanca, T., Tache, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coordinated+gastric+and+sphincter+motility+evoked+by+intravenous+CCK-8+as+monitored+by+ultrasonomicrometry+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Coordinated gastric and sphincter motility evoked by intravenous CCK-8 as monitored by ultrasonomicrometry in rats.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 286 (2), G321-G332 (2004).</li>
<li>Xue, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+modulation+of+serotonergic%2C+cholinergic%2C+and+nitrergic+pathways+on+murine+fundic+size+and+compliance+measured+by+ultrasonomicrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Gastrointest.+Liver+Physiol%22%5BJournal%5D)">Effect of modulation of serotonergic, cholinergic, and nitrergic pathways on murine fundic size and compliance measured by ultrasonomicrometry.</a> Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 290 (1), G74-G82 (2005).</li>
<li>Bass, P., Wiley, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contractile+force+transducer+for+recording+muscle+activity+in+unanesthetized+animals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Contractile force transducer for recording muscle activity in unanesthetized animals.</a> J. Appl. Physiol. 32 (4), 567-570 (1972).</li>
<li>Holmes, G. M., Browning, K. N., Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Travagli, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vagally+mediated+effects+of+glucagon-like+peptide+1%3A+in+vitro+and+in+vivo+gastric+actions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Vagally mediated effects of glucagon-like peptide 1: in vitro and in vivo gastric actions.</a> J. Physiol. 587 (19), 4749-4759 (2009).</li>
<li>Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Browning, K. N., Travagli, R. A., Holmes, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+spinal+cord+injury+in+rats+diminishes+vagally-mediated+gastric+responses+to+cholecystokinin-8s%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Experimental spinal cord injury in rats diminishes vagally-mediated gastric responses to cholecystokinin-8s.</a> Neurogastroenterol. Motil. 23 (2), e69-e79 (2011).</li>
<li>Miyano, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+the+vagus+nerve+in+the+migrating+motor+complex+and+ghrelin-+and+motilin-induced+gastric+contraction+in+suncus%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">The role of the vagus nerve in the migrating motor complex and ghrelin- and motilin-induced gastric contraction in suncus.</a> PLoS ONE. 8 (5), e64777(2013).</li>
<li>Holmes, G. M., Rogers, R. C., Bresnahan, J. C., Beattie, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thyrotropin-releasing+hormone+%28TRH%29+and+CNS+regulation+of+anorectal+motility+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Auton.+Nerv.+Syst%22%5BJournal%5D)">Thyrotropin-releasing hormone (TRH) and CNS regulation of anorectal motility in the rat.</a> J Auton. Nerv. Syst. 56, 8-14 (1995).</li>
<li>Ormsbee, H. S., Bass, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gastroduodenal+motor+gradients+in+the+dog+after+pyloroplasty%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Gastroduodenal motor gradients in the dog after pyloroplasty.</a> Am. J. Physiol. 230, 389-397 (1976).</li>
<li>Fukuda, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impaired+gastric+motor+activity+after+abdominal+surgery+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Neurogastroenterol.+Motil%22%5BJournal%5D)">Impaired gastric motor activity after abdominal surgery in rats.</a> Neurogastroenterol. Motil. 17 (2), 245-250 (2005).</li>
<li>Browning, K. N., Babic, T., Holmes, G. M., Swartz, E., Travagli, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+critical+re-evaluation+of+the+specificity+of+action+of+perivagal+capsaicin%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">A critical re-evaluation of the specificity of action of perivagal capsaicin.</a> J. Physiol. 591 (6), 1563-1580 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben. Die in diesem Manuskript aufgeführten Lieferanten dienen nur als Referenz.

Die hier vorgestellten Verfahren ermöglichen es einzelnen Laboratorien, empfindliche Miniatur-Dehnungsmessstreifen für biologische Anwendungen herzustellen, einschließlich, aber nicht beschränkt auf die gastrointestinale Motilität bei kleinen Labortieren. Da die kommerzielle Herstellung dieser Dehnungsmessstreifen eingestellt wurde, sind Laboratorien, die die gastrointestinale Funktion untersuchen, auf andere Techniken beschränkt, die möglicherweise nicht das gesamte Spektrum der verfügbaren experimentellen Anwendungen e...

Experimentelle Studien, die Aufzeichnung in vivo gastrointestinale (GI) Motilität in einer Reihe von experimentellen Bedingungen bleiben ein leistungsfähiges Werkzeug für das Verständnis der zugrunde liegenden normalen und pathophysiologischen Prozesse für die Nährstoff Homöostase notwendig. Traditionell zahlreiche experimentelle Methoden, einige mit Ähnlichkeiten zu den in der klinischen Praxis 1, wurden eingesetzt, um Veränderungen in der GI Kontraktionsrate 2-5, intraluminale Druck 6, 7, oder die GI Transit von nicht-resorbierbaren Marker 8, 9 direkt quantifizieren gefunden oder stabile Isotope 10-12. Jede dieser Techniken hat eindeutige Vorteile und Nachteile, die bisher in der Literatur nicht behandelt wurden. Zum Beispiel hat die Nützlichkeit Ballon Manometrie auf Druckveränderungen Quantifizierung aufgrund der inhärenten Nachgiebigkeit des Ballonmaterials in Frage gestellt worden, während gastrointestinalen Rückgewinnung von nicht-resorbierbaren Marker erfordert euthanizing experimentelle animaL für einen einzelnen Datenpunkt. Kürzlich wurde die Anwendung und Validierung eines miniaturisierten arteriellen Druckkatheter wurde berichtet, dass ein nicht-chirurgisches Verfahren zur Überwachung der Kontraktionsfähigkeit des Magens bei Ratten und Mäusen 3 bietet. Während ein orogastrically angeordnet Druckaufnehmer beseitigt wirksam Störvariablen auf die gastrointestinale Funktion durch Vermeidung invasiver chirurgischer Verfahren ist ein solches Vorgehen nur für anästhesiert Zubereitungen geeignet. Darüber hinaus bedeutet der Mangel an visuellen Führung ermöglicht nicht konsistente Platzierung der Wandler innerhalb spezifischer Regionen des Magens. Als solche ist diese Anwendung in den Magen-oder Dickdarmkrebs, da die Visualisierung in Verbindung mit der relativ steifen Sensordraht beschränkt, in den Zwölffingerdarm oder Ileum ist keine Option. Ebenso hat die biomagnetische Wechselstrom biosusceptometry (ACB)-Technik für GI Kontraktion Analyse 4 validiert. Während die ACB Technik eine nicht-invasive apherangehen zum Messen gastrointestinalen Kontraktionen leidet ACB aus einem ähnlichen Einschränkung, daß die Verwendung der aufgenommenen magnetischen Erfassungsmittel nicht die genaue Erfassung von spezifischen Regionen des Gastrointestinaltrakts zu erlauben. Diese Einschränkung kann durch die chirurgische Implantation von magnetischen Markern überwunden werden. Dennoch erfordert die ACB-Technik, dass das Tier für die Datensammlung betäubt werden. Ultrasonomicrometry in irgendeiner GI verwendet wurden studiert 13, 14, um den Vorteil der geringen Größe, räumliche nehmen und zeitliche Vorteile der piezoelektrischen Kristall-Sender / Empfänger. Wellen der Kontraktion der glatten Muskulatur des Magens sind keine Hochfrequenzereignis und treten mit einer Rate von etwa 3 - 5 Werk Zyklen / min. Daher kann die zeitliche Vorteile sonomicrometry nicht notwendig, die Kosten zu rechtfertigen. Darüber hinaus, während lineare Bewegung wird genau mit sonomicrometry gemessen, Beschränkungen wurden in Bezug auf Magen-Darm-genaue Daten vorgelegtInterpretation, die von der Implantation eine unzureichende Anzahl von Kristallen 14 führen kann. Basierend auf den Original-Designs von Bass und Kollegen 2, 15 diese visualisiert Protokoll ausführlicher dokumentiert die Schritt-für-Schritt-Fertigung und experimentelle Anwendung von Miniatur-, Dual-Element-Dehnungsmessstreifen, die eine hohe Empfindlichkeit und Flexibilität für die Aufnahme Kontraktionen der glatten Muskulatur entlang der gesamten GI besitzen Darm-Trakt. Die Abmessungen der DMS-Elemente eignen sich für jede Anwendung, da Nagetier Empfindlichkeit und Größe des fertigen DMS sind die meisten abhängig von den Silikonfolien Kapselung der Elemente. Diese Dehnungsmessstreifen lassen sich leicht für akute und chronische Anwendung bei narkotisierten und frei verhalten Labortiermodelle, wodurch eine einzige Technik für die Quantifizierung von Kontraktionen der glatten Muskulatur angepasst.

<table><tbody><tr>Mikromessungen für <td>Dehnungsmessstreifen</td><td>(Produktgruppe Vishay)</td><td>EA-06-031-350</td><td>&nbsp; Lineares Muster, Folie, Dehnungsmessstreifen für die Spannungsanalyse (2 erforderlich) <a href="http://www.vishaypg.com/micro-measurements/">www.vishaypg.com/micro-measurements/</a> oder <a href="http://www.vishaypg.com/docs/11070/031ce.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11070/031ce.pdf</a></td></tr><tr><td>Epoxid-Phenol-Klebstoff</td><td>M-bond 610</td><td>Allzweckklebstoff zum Verkleben von DMS-Elementen</td><td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf</a></td></tr><tr><td>3-Leiter isolierter Draht</td><td>336-FTE</td><td>Feindicker, flexibler Allzweckdraht</td><td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf</a></td></tr><tr><td>Flussmittel- und Kolophonium-Lösungsmittel-Kit</td><td>FAR-2 M-Flux AR-Kit</td><td>Flüssiglötflussmittel</td><td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf</a></td></tr><tr><td>Löten</td><td>361A-20R-25</td><td>Optimiert und empfohlen für DMS-Anwendungen</td><td><a href="http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf">http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf</a></td></tr><tr><td>Gold-Steckverbinder</td><td>PlasticsOne</td><td>E363/0</td><td>Buchsenkontakt für Elektrodensockel <a href="http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=407">http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=407</a></td></tr><tr><td>Elektrodensockel</td><td>MS363</td><td>Sichere Plattform für Drahtkontakte</td><td><a href="http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=499">http:// www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=499</A></td></tr><tr><td>6-adriges Kabel</td><td>363 STECKER MIT VINYL SL/6</td><td>Vorkonfektioniertes vinylbeschichtetes Kabel (in kundenspezifischen Längen) mit Steckeradapter passend zum Elektrodensockel und verzinnten Lötfahnen am Anschlussende</td><td></td></tr><tr><td>Silikonkautschuk-Gießmasse</td><td>EIS-Elektroprodukte</td><td>Elan Tron E211</td><td>Vergussmedium für Mess-/Drahtlötstellen <a href="http://www.eis-inc.com/">http://www.eis-inc.com</a></td></tr><tr><td>HOTpinzette</td><td>Meisei Corporation</td><td>Modell 4B</td><td>Abisolierzangen für Drahtisolierungen <a href="http://www.impexron.us/">http://www.impexron.us</a></td></tr><tr><td>Lötstation</td><td>Weller (Apex Tool Group)</td><td>WES 51</td><td>Hochwertige Lötausrüstung <a href="http://www.apexhandtools.com/weller/index.cfm">http://www.apexhandtools.com/weller/index.cfm</a></td></tr><tr><td>Erhältlich über http://www.eis-inc.com oder http://www.amazon.com</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silikonplatte</td><td>Trelleborg Sealing Solutions Northborough-Life Sciences</td><td>Pharmelast 20-20</td><td>Verkapselung von DMS-Elementen 10 B Forbes Road Northborough, MA 01532 (800) 634-2000</td></tr><tr><td>Amplifier</td><td>Experimetria Ltd</td><td>AMP-01-SG</td><<td>br/> <a href="http://experimetria.com/Biological_amplifiers.php">http://experimetria.com/Biological_amplifiers.php</a></td></tr></tbody></table>

herstellung und implantation von miniatur-zweielement dehnungsmessstreifen für mess<em&gt; in vivo</em&gt; magen-darm-kontraktionen in nagetiere.

Fabrication and Implantation of Miniature Dual-element Strain Gages for Measuring In Vivo Gastrointestinal Contractions in Rodents.

Gastrointestinale Dysfunktion ist nach wie vor eine der Hauptursachen für Morbidität und Mortalität. In der Tat bleibt die gastrointestinale (GI) Motilität bei Gesundheit und Krankheit ein Bereich produktiver Forschung mit über 1.400 veröffentlichten Tierversuchen allein in den letzten 5 Jahren. Zahlreiche Techniken wurden entwickelt, um die Aktivität der glatten Muskulatur des Magens, des Dünndarms und des Dickdarms zu quantifizieren. In-vitro- und Ex-vivo-Techniken bieten leistungsfähige Werkzeuge für mechanistische Untersuchungen der GI-Funktion, jedoch außerhalb des Kontexts der integrierten Systeme, die einem intakten Organismus inhärent sind. Typischerweise beinhaltet die In-vivo-Messung der Kontraktionen der glatten Muskulatur des Magens ein anästhesiertes Präparat in Verbindung mit der Einführung eines chirurgisch platzierten Drucksensors, einer statischen Druckbelastung wie einem leicht aufgeblähten Ballon oder durch Aufblähen des Magens mit Flüssigkeit unter barostatisch kontrollierter Rückkopplung. Viele dieser Ansätze weisen jedoch einzigartige Nachteile auf, sowohl hinsichtlich der Interpretation der Ergebnisse als auch hinsichtlich der Anwendbarkeit für den in vivo Einsatz in bewussten experimentellen Tiermodellen. Die Verwendung von Doppelelement-Dehnungsmessstreifen, die auf der serösen Oberfläche des Magen-Darm-Trakts angebracht wurden, hat zahlreiche experimentelle Vorteile geboten, die die Nachteile weiterhin überwiegen können. Da diese Messgeräte nicht im Handel erhältlich sind, bietet diese Videopräsentation eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Anleitung zur Herstellung des aktuellen Designs dieser Messgeräte. Der in diesem Protokoll beschriebene Dehnungsmessstreifen ist ein Design zur Aufzeichnung der Magenmotilität bei Ratten. Dieses Design wurde für die Aufzeichnung der Aktivität der glatten Muskulatur entlang des gesamten Magen-Darm-Trakts modifiziert und erfordert nur geringfügige Variationen in der Gesamtherstellung. Repräsentative Daten aus dem gesamten Magen-Darm-Trakt werden ebenso einbezogen wie die Diskussion von Analysemethoden, Dateninterpretation und -darstellung.

Daten aus einem mit Thiobutabarbital anesthetisierten Rattenversuch sind in Abbildung 2 dargestellt. Die obere Kurve zeigt die Kontraktionen des Magenkörpers der Ratte während der Applikation von Thyreotropin-freisetzendem Hormon (TRH, 100 pmol) im Hirnstamm, einem bekannten motilitätssteigernden Peptid 3, 19. Dargestellt sind die Kontraktionen im Grundzustand vor der Zunahme der phasischen Aktivität der glatten Magenmuskulatur. Hinweis: Die Analyse dieser Peaks in den Magenkontraktionen folgt...

Die in vivo Messung von Kontraktionen der glatten Muskulatur entlang des Magen-Darm-Trakts von Versuchstieren ist nach wie vor eine leistungsfähige, wenn auch wenig genutzte Technik. Flexible Dehnungsmessstreifen mit zwei Elementen sind nicht im Handel erhältlich und müssen hergestellt werden. Dieses Protokoll beschreibt die Konstruktion von zuverlässigen, kostengünstigen Dehnungsmessstreifen für die akute oder chronische Implantation bei Nagetieren.

Herstellung und Implantation von Miniatur-Zweielement Dehnungsmessstreifen für Mess<em&gt; In Vivo</em&gt; Magen-Darm-Kontraktionen in Nagetiere.

Gastrointestinal dysfunction remains a major cause of morbidity and mortality. Indeed, gastrointestinal (GI) motility in health and disease remains an ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Verfahrens besteht darin, die Herstellung eines Dehnungsmessstreifens mit zwei Elementen zu demonstrieren. Dies wird erreicht, indem zunächst Einzelelement-DMS-Komponenten auf ausgerichtete Individuen verklebt werden. Im zweiten Schritt werden die Verbindungsdrähte montiert und mit den geklebten Elementen verlötet, wobei darauf geachtet wird, dass das Trägermaterial und das Messelement nicht beschädigt werden.Die Dual-Element-Baugruppe wird dann zwischen Schichten einer Silikonfolie eingebettet, um einen flexiblen, wasserdichten und wiederverwendbaren Dehnungsmessstreifen zu bilden. Im letzten Schritt wird das Messgerät mit einem stabilen Stecker für eine sichere Kopplung an einen geeigneten Brückenverstärker kombiniert. Letztendlich kann das hergestellte Messgerät verwendet werden, um die Geschwindigkeit und das relative Ausmaß von In-vivo-Kontraktionen entlang des Verdauungstrakts aufzuzeichnen.Sobald die Herstellung der einzelnen Dehnungsmessstreifen gemeistert ist, bieten die Messgeräte eine relativ kostengünstige Option für den Einsatz in mehreren Regionen des Gastrointestinaltrakts, die für den Untersucher von Interesse sind. Die DMS-Technik hat mehrere Vorteile gegenüber alternativen Methoden wie der Verwendung von Ballonmanometern, Druckwandlern oder Piso, elektrischen Kristallsendern und -empfängern, da die String-Messgeräte akut bei narkotisierten Probanden eingesetzt oder chronisch für Langzeitaufzeichnungen bei wachen, sich frei verhaltenden Tieren implantiert werden können. Um den Doppelelement-Dehnungsmessstreifen herzustellen, befestigen Sie zunächst ein kleines, sauberes selbstklebendes Blatt Papier mit der Klebeseite nach oben auf der Werkbank.Befestigen Sie dann die Elemente auf der Arbeitsfläche, um unerwünschte Bewegungen oder Verunreinigungen der Elemente zu begrenzen. Fassen Sie dann jedes Element der Reihe nach mit einer Mont-Pinzette der Nummer fünf an und reinigen Sie dann die Rückseite der Elementfolien mit Isopropylalkohol. Nachdem Sie die Elemente an der Luft trocknen gelassen haben, verwenden Sie eine saubere 10-Null-Kamelhaarbürste unter einem Stereomikroskop, um einen dünnen Film aus Epoxid-Phenol-Klebstoff auf die Rückseite eines der Elemente aufzutragen.Legen Sie dann sofort die gegenüberliegende Rückseite des zweiten Elements auf den Kleber und richten Sie die Foliengitter aus. Legen Sie die gebundenen Elemente über Nacht in einen 50 bis 60 Grad Celsius heißen Ofen, um das Epoxidharz vollständig auszuhärten. Schneiden Sie am nächsten Morgen mit einer einschneidigen Rasierklinge die verklebten Doppelelemente auf eine endgültige Größe von drei mal drei Millimetern zu, ohne die Oberseite der Elemente zu beschneiden.Zerlegen Sie als Nächstes einen 30 Zentimeter langen geflochtenen Strang eines dreiadrigen Drahtes in seine drei Bestandteile. Um dann ein vieradriges Kabelpaar herzustellen, ist einer der resultierenden Einzeladern mit einem hellen Draht in einem zweiten 30 Zentimeter langen dreiadrigen Draht enthalten. Entfernen Sie anschließend etwa einen Millimeter der Teflonisolierung von beiden Enden jedes Drahtes und verwenden Sie aktiviertes Kolophoniumlötmittel und Niedertemperaturlöten.Verzinnen Sie die Drahtenden mit einem Lötstift, flicken Sie dann die Lötpads auf einer Seite des geklebten Doppelelements mit einer sauberen 10-Null-Bürste und löten Sie eine einzelne Leitung und eine der gepaarten gemeinsamen Leitungen an das Lötpad. Nachdem Sie den Vorgang auf der gegenüberliegenden Seite wiederholt und sichergestellt haben, dass die verbleibende gemeinsame Drahtleitung mit dem Pad gegenüber der ursprünglichen gemeinsamen Leitung verlötet ist, verwenden Sie eine saubere, in Harzlösungsmittel getauchte Bürste, um nach dem Reinigungsvorgang alle Flussmittelreste zu entfernen. Zweikomponenten-Silikonkautschuk-Epoxidharz 20 bis 30 Minuten lang teilweise aushärten.Löten Sie dann Goldsockelverbinder an die freien Enden der Drahtleitungen und isolieren Sie die Lötstellen auf den Elementlötpads mit einer dünnen Schicht des Harzes. Schneiden Sie anschließend drei Stücke einer 0,5 Millimeter dicken Silikonfolie auf 15 Millimeter x 15 Millimeter große Quadrate und reinigen Sie das Silikon mit destilliertem Wasser. Schneiden Sie dann eine der Platten in eine U-Form, um die endgültige Doppelelementbaugruppe aufzunehmen, ohne die verkapselnde Silikonbeschichtung zu verformen, die Innenflächen der kerbfreien Silikonplatten mit klarem Silikonkleber, und stecken Sie dann die Doppelelementbaugruppe in die Kerbe und die ausgerichteten Außenbleche.Überschüssiges Silikon und Luftblasen sanft von der Mitte nach außen drücken. Klemmen Sie die gekapselte Baugruppe vorsichtig 24 Stunden lang zwischen zwei Blöcken Metallstangenmaterial fest, um eine gleichmäßige Dicke und keine Verformung am nächsten Tag zu gewährleisten, wobei Sie das überschüssige Silikon entlang der Grenzen der Baugruppe belassen und die Lötstelle der Goldbuchse verstärken. Die Steckverbinder an den einzelnen Anschlussdrähten sind mit einem drei Millimeter dicken Schrumpfschlauch versehen, der den Schlauch vor dem ersten Einsatz eines neuen Dehnungsmessstreifens in einem Elektrodensockel aus Kunststoff ausrichtet.Schneiden Sie das überschüssige Silikon von den Rändern des Messgeräts ab, um die gewünschten Abmessungen zu erreichen. Achten Sie darauf, das Doppelelement oder die Drahtleitungen nicht zu beschädigen. Befestigen Sie dann den Elektrodensockel und die Drähte mit einem Schrumpfschlauch mit einem Durchmesser von 0,125 und 0,25 Zoll, um ein Trennen während des Experiments zu verhindern.Um den Doppelelement-Dehnungsmessstreifen zu implantieren, beginnen Sie mit einer Nadel mit 0,3 Achtelkreisen der Nummer 14, um die vier Ecken des Dehnungsmessstreifens mit vier bis fünf Zentimetern Länge von vier sterilen Seidennahten mit null oder kleinerem Sieb einzufädeln. Als nächstes wird nach Durchführung eines Laparotomieschnitts die Muskulatur des rectus abdominis entlang des verbindenden linearen Ellenbogens untersucht, um Blutungen zu verhindern. Machen Sie dann eine sehr oberflächliche Mittellinie im parietalen Peritoneum, um eine Zerrissenheit der darunter liegenden Baucheingeweide mit Hilfe von in Kochsalzlösung getränkten Applikatoren mit Wattespitze zu vermeiden.Legen Sie den Magen vorsichtig auf ein mit Kochsalzlösung getränktes Mullpolster am verhätschelten Ende des Bauchschnitts. Halten Sie das Organ in seiner anatomischen Position, richten Sie das Gitter des gekapselten Dehnungsmessstreifens parallel zu den kreisförmigen glatten Muskelfasern aus. Befestigen Sie dann mit den zuvor eingefädelten Nähten und einer Nadel mit dem Kegel 0,3 Achtel der Stärke die Ecken des Messgeräts an der ventralen Zirusoberfläche des Magenkörpers.Beginnen Sie nun das Nahtmuster des Messgeräts entlang der größeren Krümmung des Magens in der Nähe der Fundus-Corpus-Grenze und fahren Sie entlang dieser Grenze in Richtung der kleineren Krümmung fort, um die besten Ergebnisse zu erzielen. Das dem Dehnungsmessstreifen zugrunde liegende Ci rosa sollte weder locker sein wie in diesem Bild noch übermäßig gedehnt wie in diesem Bild. Verwenden Sie nach dem Platzieren der Naht in Kochsalzlösung getränkte Applikatoren mit Wattespitze, um den Magen wieder in seine anatomische Position zu bringen.Für eine akute Modelläußerung führt der Dehnungsmessstreifen am verhätschelten Ende des Mittellinienschnitts, bevor er den Bauchschnitt schließt. Verschließen Sie dann die Rectus adom Muskeln und die Bauchhaut mit drei separaten Null-Nylon-Nähten. Befestigen Sie die freien Drähte am Tier, um eine Zugentlastung bei der Manipulation des Tieres oder des Anschlussdrahtsteckers zu gewährleisten.Platzieren Sie das Tier schließlich in einem stereotaktischen Rahmen, um den Kopf zu stützen, und heben Sie den Oberkörper an, um die Atemartefakte während der Aufnahme zu reduzieren. Halten Sie die Rektaltemperatur bei 37 plus oder minus einem Grad Celsius mit einem rückkopplungsgesteuerten Heizkissen. Repräsentative Daten von Aobut Barbital anästhesierten Ratten sind in der Grafik dargestellt.Die obere Spur stellt die Magenkörperkontraktionen des Tieres während der Verabreichung des Hirnstamms mit dem Thyreotropin-Releasing-Hormon, einem bekannten motilitätssteigernden Peptid, dar und veranschaulicht die Ausgangskontraktionsniveaus vor der Zunahme der phasischen Aktivität der glatten Magenmuskulatur. Die zweite Spur zeigt eine Verringerung des Tonus der glatten Magenmuskulatur bei demselben Tier. Als Reaktion auf die Stickstoffmonoxid-Donator-Natriumnitropress-Seite kann dieses Spannungssignal dann verwendet werden, um die äquivalente statische Belastung in Gramm abzuleiten.Diese repräsentativen Daten zeigen die bidirektionalen Fähigkeiten eines Dualelement-Dehnungsmessstreifens, der ordnungsgemäß an der Magencirr rosa befestigt wurde. Die dritte Spur stellt die basalen Kontraktionen der glatten Muskulatur dar, die von einem Subminiatur-Dehnungsmessstreifen aufgezeichnet wurden, der an die Ciero-Oberfläche des Zwölffingerdarms einer nüchternen Ratte genäht wurde. In diesem repräsentativen Experiment verlief die Orientierung der DMS-Elemente ebenfalls parallel zum Zirkularmuskel des Zwölffingerdarms.Während der Dehnungsmessstreifen auf den Magen-Darm-Trakt aufgebracht wird, ist es wichtig, daran zu denken, den Dehnungsmessstreifen mit minimaler Störung des Ci und des Gefäßsystems zu nähen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Subminiatur-Dehnungsmessstreifen herstellt und gleichzeitig einige der frühen Fallstricke vermeidet, die mit technisch anspruchsvolleren Aspekten des Prozesses verbunden sind, wie z. B. dem diskreten Löten kleiner, empfindlicher Komponenten.

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Forschung

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