Name: Zinkfinger-Nuklease Verbesserte Gene Targeting in humanen embryonalen Stammzellen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-08-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 13 s
Description: Erfahren Sie effizientes Gen-Targeting in humanen embryonalen Stammzellen mit Zinkfinger-Nukleasen am PITX3-Lokus. Diese Methode ermöglicht präzise genetische Modifikationen für die Neuroforschung.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

In diesem Protokoll beschriebenen Arbeiten wurden durch Mittel aus der viktorianischen Regierung als Teil eines kollaborativen Allianz mit dem kalifornischen Institut für Regenerative Medizin (CIRM) möglich.

Alle Verfahren werden in einer sterilen Laminar Flow durchgeführt. Alle Medien und Lösungen werden auf 37 ° C äquilibriert, sofern nicht anders angegeben. 1. Erweiterung des menschlichen PSCs (hES-Zellen und hiPSCs, WA-09 in diesem Protokoll verwendet wird) für die Transfektion Hinweis: Es ist nicht notwendig, auf hES Matrigel oder Geltrex erweitern. hES auf embryonale Maus-Fibroblasten (MEF) erweitert werden kann, für die Elektroporation oder Nukleofektion nach einer MEF-Entfernungsstufe verwendet werden (siehe Abschnitt 2.8). <ol><li> Vorbereitung 1 x 100-mm-Schale und 1 x 75cm2 Kolben DR4 MEFs auf 2,0 x 10 4 Zellen pro cm 2 in MEF Medium (siehe Tabelle 1) auf Platten mit 0,1% w / v Gelatine vorbeschichtet. Hinweis: CF1, BLK6 oder MF1 MEFs verwendet werden, jedoch empfiehlt es sich, Antibiotika-resistenten MEF Leitungen verwendet werden, beispielsweise DR410. </li><li> Am nächsten Tag, Passage hES auf eine 100-mm-Schale mit MEFs in Abschnitt 1.1 vorbereiteten, überzogen. Um dieses zu tun ASPIRate hESC Medien aus Kulturen Geschirr, waschen hES mit Ca2 + / Mg2 + -freie Hanks &#39;Salzlösung (HBSS), fügen Dispase (siehe Tabelle 2 angemessenen Mengen) und in einem befeuchteten Brutschrank bei 37 ° C / 5% CO 2. Nach 3-5 min Inkubation aspirieren Dispase und vorsichtig waschen 1-2 mal mit HBSS auf MEFs entfernen. Fügen hESC Medien (siehe Tabelle 3) und mit einem Zellschaber oder 5 ml Pipette vorsichtig abkratzen die Kolonien von der Oberfläche der Kulturschale. </li><li> Sammeln Sie die Bruchstücke Kolonie in Suspension von der Kulturschale in ein 15 ml-Zentrifugenröhrchen. Spülen Kulturschale mit hESC Medien und Transfer zum 15-ml-Tube. Seien Sie vorsichtig, um nicht brechen Klumpen in einzelne Zellen oder kleine Fragmente. </li><li> Zentrifuge 5 min bei 160 × g pelletiert Kolonie Fragmente. </li><li> Überstand wird abgesaugt. Tippen Sie unten auf 15-ml-Tube mit dem Finger zu Kolonie Fragment Pellet zu lösen. Vorsichtig resuspendieren Kolonie Fragmente in hESC Medien nach Split-Verhältnis (normallya Aufteilungsverhältnis zwischen 1: 4 und 1: 8 angebracht ist). Seien Sie äußerst vorsichtig, nicht zu Klumpen in einzelne Zellen oder kleine Fragmente, da dies machen beeinflussen Neubelegung Effizienz. </li><li> Vor der Neubelegung hESC-Fragmente auf MEFs waschen 1x mit HBSS. Langsam eine entsprechende Menge (siehe Tabelle 2) der Zellsuspension, die hES-Fragmente in hESC Medien, Gerichte mit MEFs vorgestrichen. </li><li> Zeigen Kulturschalen auf Regal im Inkubator und bewegen sich langsam hin und her und her, um gleichmäßig zu verteilen Kolonie Fragmente. </li><li> Ersetzen hESC Medien täglich. </li><li> Um konditionierten Medien von MEF (MEF-CM) vorbereiten waschen die 75 cm 2-Kolben mit MEFs 1 x mit HBSS vorgestrichen. Fügen hESC Medien. Nach 24 Stunden, sammeln konditionierten Medien und ersetzen mit frischen hESC Medien. Wiederholen täglich für maximal 12 Tage. Speichern MEF-cm bei 4 ° C, bis sie benötigt. </li></ol> 2. Vorbereitung der Menschen WSR für die Transfektion <ol><li> Beobachten das Wachstum von hESunter dem Mikroskop täglich. Wenn Kolonien werden 40-50% konfluent, Platte 3 x 100-mm-Schalen mit 2,0 x 10 5 MEFs pro cm 2. </li><li> Wenn Kolonien werden bei 60 - 70% konfluent sind sie bereit, transfiziert werden. &#39;Bräutigam&#39; Kolonien, indem differenzierte Kolonien oder Kolonie Kerne. Hinweis: Da wir glauben, dass höhere Transfektion und Targeting-Effizienz auf, wenn Zellen in der logarithmischen Wachstumsphase, wird vorgeschlagen, dass die Elektroporation durchgeführt werden, bevor hES erreichen ≥ 70% Konfluenz. </li><li> Waschen hESC Kolonien mit HBSS und fügen Accutase. Hinweis: Es ist nicht notwendig, vor der Behandlung mit hES ROCK-Inhibitor Y-27632 als ausreichend Hemmung tritt auf, wenn mit Y-27632 während der Stufe 2,7 inkubiert </li><li> Inkubation für 10 - 20 min bei 37 ° C / 5% CO 2, bis Kolonien gemacht einzelnen Zellen unter einem Mikroskop betrachtet. Man reibt Zellen mit einer 1 ml Pipette. </li><li> Fügen hESC Medien und Filter in eine 15 ml konischen Röhrchen mit einer 40 um Zell Strainer, um Zellklumpen zu entfernen. </li><li> Zentrifuge bei 160 × g für 5 min. Resuspendieren Zellpellet in frischem hESC Medien und wiederholen, um jegliche Rest Accutase Lösung zu entfernen. </li><li> Die Zellen in hESC Medien mit 10 uM Y-27632 und übertragen die gesamte Zellsuspension auf eine 100-mm-Schale mit Gelatine vor-beschichtet. </li><li> Bei 37 ° C / 5% CO 2 für mindestens 30 min. </li><li> Während dieser Zeit wird MEFs auf die Gelatine beschichtete Schale haften. Sammeln Sie nicht haft hES mit einer 1 ml-Pipette in ein frisches 15 ml-Zentrifugenröhrchen und bestimmen die Zelldichte mit einer Zählkammer. </li></ol> 3. Elektroporation von hES <ol><li> Filter CM-MEF Medien mit einem 0,22 um Filter hinzuzufügen und 10 ng / ml rekombinanten humanen Fibroblasten-Wachstumsfaktor 2 (rhFGF2). </li><li> 7,5 x 106 übertragen hES aus Abschnitt 2.9 zu einem neuen 15 ml konischen Röhrchen und Zentrifuge bei 160 xg für 5 min. </li><li> Während dieser Zeit die Elektroporator gesetzt: Wählen Sie das Programm für die exponentielle electroporation und stellen Sie die folgenden Parameter, Spannung: 250 V, Kapazität: 500 uF, und Widerstand: ∞-. </li><li> Saugen Sie den Überstand und resuspendieren Zellpellet in 0,8 ml eiskaltem HBSS 0,22 um filtriert. Die Lösung wird in einer sterilen 0,4 cm Elektroporationsküvette. </li><li> TV-fügen hPITX3-Forward-Targeting-Konstrukt (30 ug DNA) und vorsichtig mit einer Pipette 200 ul. Inkubieren auf Eis für 5 min. Während dieser Zeit entfernen Sie eine aliquote Menge PITX3 ZFN mRNA und auf Eis auftauen. Wenn in Elektroporationsküvette taut Transfer 7,5 ul der ZFN-mRNA, DNA / Zellgemisch. Vorsichtig mischen mit 200 ul Pipette. Anmerkung: Die Ortskurve abgezielt ist der wichtigste Faktor, um Targeting Effizienz beiträgt. Loci Codierung stille Gene, Gene nicht in WSR ausgedrückt, wie PITX3 sind schwer zu zielen mit herkömmlichen homologe Rekombination 6. So nutzt dieses Protokoll speziell für das menschliche PITX3 Ort konzipiert ZFNs einen DNA-Doppelstrang b induzierenreak. </li><li> Elektroporieren, indem Sie die Anweisungen auf dem Bildschirm auf der Elektroporator. </li><li> Mit einem 200 ul Pipette übertragen Sie die Inhalte aus der Elektroporationsküvette zu einem 15-ml-Tube mit 10 ml HES-Medien. Zweimal waschen Sie die Küvette mit 200 ul hESC Medien jedes Mal und in ein 15-ml-Tube. Es wird &quot;Schleim-wie&quot; Schutt, bestehend aus DNA und Protein aus den lysierten Zellen, die sich negativ auf die Zellüberlebens. Zentrifuge bei 160 × g für 5 min auf diese Ablagerungen zu entfernen. </li><li> Saugen Sie den Überstand und klopfen Sie leicht Zellpellet zu lockern. Re-suspend in 30 ml ergänzt MEF-CM mit 10 uM Y-27632 und Ausstrich auf 3 x 100 mm Gerichte mit MEFs vorplattiert. </li><li> Ändern Sie die Medien täglich. An Tag 2, Y-27632 entnommen und in Zellen nur HES Medien gezüchtet. </li><li> Nach 2-3 Tagen werden die HES-Zellen sollten 50-70% konfluent sein. An diesem Punkt beginnen Antibiotika-Selektion (zB 0,5 g / ml Puromycin). </li><li> Pflegen selReflexion durch Zugabe von frischem hESC / Puromycin Medien täglich. Nach ~ 7 Tage sollten kleine Kolonien sichtbar sein. Wenn Antibiotika resistenten MEFs nicht verwendet werden, können MEFs durch Hinzufügen eines zusätzlichen 1,0 x 10 4 Zellen pro cm 2 ergänzt werden. </li></ol> 4. Heben Transgene hESC Clones <ol><li> Ca. 14 - 21 Tage nach Auswahl (wenn Kolonien ~ 1 mm Durchmesser erreicht) vorzubereiten Platten für Expansion und Screening. Beginnen durch Auftauen eines Aliquots von Matrigel oder Geltrex bei 4 ° C für mindestens 5 Stunden. Verdünnen nach den Anweisungen des Herstellers, und fügen Sie 75 ul in jede Vertiefung der 3 x 96-Well-Platten. Vorbereitung 3 x 48-Well-Platten durch Plattieren MEFs auf 2,0 x 10 4 Zellen pro cm 2. Beide Platten O / N bei 37 ° C / 5% CO 2. </li><li> Am folgenden Tag sezieren Kolonien in 16-25 Stücke unter Verwendung einer 21 G-Nadel am Ende einer 2-ml-Pipette, indem ein Raster. </li><li> Absaugen Matrigel von 96-Well-Platten und ersetzen mit Nachtrtierten CM-MEF Medien. Wasch MEFs in 48-Well-Platten 1 x mit HBSS und fügen hESC Medien. </li><li> Mit einer 200 ul Pipette vorsichtig übertragen 3.1 des seziert Kolonie in eine 48-Well-Platte für die Expansion. Übertragen die anderen zwei Drittel der Kolonie präpariert in eine entsprechende 96-Well-Platte, die ergänzt CM-MEF Medien. </li><li> Halten beide Platten durch Veränderung der Medien täglich (ergänzt CM-MEF Medien für 96-Well-Platten und Matrigel beschichtet hESC Medien für 48-Well-Platten, die MEFs, beide mit 0,5 g / ml Puromycin ergänzt). </li><li> Erweitern bis 96-Well-Platten zu 100% konfluent und dann zunächst mittels PCR zu screenen. </li></ol> 5. Screening und Ausbau von positiven Klonen <ol><li> Zur Vorbereitung der genomischen DNA (Methode basierend auf 11) entfernen Sie alle Medien aus Platten durch Umdrehen, dann auf Küchenpapier tupfen. </li><li> Spülen Sie jede Vertiefung zweimal mit RT PBS (100 ul / jeder Wäsche), umdrehen und Blot wie für Schritt 5.1. Ort Platten bei -80 ° C foder 1-2 Stunden in Zell-Lyse zu unterstützen (kann auf unbestimmte Zeit Platten wie diese gespeichert werden). </li><li> Während Zellen bei -80 ° C machen Sarcosyl Lysepuffer (siehe Tabelle 4) (50 ul / Vertiefung). Um Zellen, warme Platten Lyse für 5 min bei RT dann Pipette Lyse-Puffer in jedes Well. Die Ränder jeder Platte mit Band, in einen dicht verschließbaren Behälter mit feuchten Papiertüchern Luftfeuchtigkeit zu schaffen, und Inkubation O / N bei 60 ° C. </li><li> Nach Inkubation mit 150 ul 5 M NaCl auf 10 ml von -20 ° C absolutem Ethanol, gut mischen und mit 100 ul in jede Vertiefung (Hinweis: Ethanol gehen bewölkt wenn NaCl hinzugefügt). Tippen Platten sanft zu mischen (nicht Pipette) und lassen für mindestens 30 min bei RT. Während dieser Zeit wird die Lösung gehen klar und die DNA auszufällen. </li><li> Entfernen Lösung, wie in Schritt 5.1, dann mit 150 ul 70% igem Ethanol zu jeder Vertiefung. Invertieren Platte sanft und tupfen Sie wie zuvor. Wiederholen Sie diesen Schritt eine weitere 2x. Hinweis: Da das ausgefallene DNA natürlich Adheres auf die Gewebekultur Kunststoff es wird nicht bei diesen Waschschritten verrutschen.) </li><li> Nach dem letzten Waschen kurz zentrifugieren Platten mit höchster Geschwindigkeit die DNA auf den Boden jeder Vertiefung dann luftgetrocknet bei Raumtemperatur (oder 37 ° C) für mindestens 30 Minuten zu konzentrieren. </li><li> Fügen 40-50 ul T0.1E (pH 8,0) (siehe Tabelle 5) oder TE (pH 8,0) in jede Vertiefung und Ort Platten bei 65 ° C für 1 h oder bei 4 ° CO / N vor der Verwendung für die PCR. Resuspendieren DNA durch leichtes Antippen der Seiten der Platte. Verwenden Sie 1-2 ul resuspendierten DNA / 10 ul PCR-Reaktion. </li><li> Verwendung des Expand Long Template PCR System mit hPITX3 L Arm gen. F und L hPITX3 Arm GFP R Primer durchzuführen erste Screening der Klone bei 58 ° C Annealing, 45 sec Verlängerung, 35 Zyklen. </li><li> Elektrophorese-Proben mit Hyperladder 1kb in einem 1% Agarose-Gel, das bei 100 V für 45 min GelRed und Erkennung von positiven Klonen durch UV-Beleuchtung. </li><li> Validieren PCR positiven Klone durch Verdauen von genomischer DNA aus EXPANDED Klonen (siehe unten) mit HindIII und Hybridisierungssonden 5 &#39;und 3&#39; der Vektor Homologiearme auf einem Southern-Blot (wie zuvor in 1 beschrieben). Sonden durch PCR unter Verwendung von Primerpaaren hPITX3 5&#39;-Sonde F und R, und hPITX3 3 &#39;Sonde F und R, mit EcoRI verdaut und in einem allgemeinen Klonierungsvektor ligiert. </li><li> Abhängig von der Anzahl von positiven Klonen, Herstellung von 2 Vertiefungen einer Platte mit 6 Vertiefungen von Vor-Galvanisieren mit MEFs (2,0 x 10 4 Zellen pro cm 2). </li><li> Am nächsten Tag vorzubehandeln positive Klone im 48-Well-Platte mit 10 uM Y-27632 für mindestens 1 Stunde. </li><li> Waschen positive Klone mit HBSS und 300 ul Accutase. </li><li> Wenn Kolonien werden einzelne Zellen gemacht, 1 ml der hESC Medien und sammeln in einen 15-ml-Tube. </li><li> Ändern Sie die Medien täglich. An Tag 2, Y-27632 entnommen und in Zellen HES Medien gezüchtet. </li><li> Wenn Kolonien sind 70-80% konfluent, Subkultur und frieren den Rest der Colony Fragmente. </li></ol>

<ol><li>Nefzger, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lmx1a+Allows+Context-Specific+Isolation+of+Progenitors+of+GABAergic+or+Dopaminergic+Neurons+During+Neural+Differentiation+of+Embryonic+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Lmx1a Allows Context-Specific Isolation of Progenitors of GABAergic or Dopaminergic Neurons During Neural Differentiation of Embryonic Stem Cells.</a> Stem Cells. 30 (7), 1349-1361 (2012).</li>
<li>Zeng, W. R., Fabb, S. R. A., Haynes, J. M., Pouton, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extended+periods+of+neural+induction+and+propagation+of+embryonic+stem+cell-derived+neural+progenitors+with+EGF+and+FGF2+enhances+Lmx1a+expression+and+neurogenic+potential%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochemistry+International%22%5BJournal%5D)">Extended periods of neural induction and propagation of embryonic stem cell-derived neural progenitors with EGF and FGF2 enhances Lmx1a expression and neurogenic potential.</a> Neurochemistry International. 59 (3), 394-403 (2011).</li>
<li>Collin, J., Lako, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Concise+review%3A+putting+a+finger+on+stem+cell+biology%3A+zinc+finger+nuclease-driven+targeted+genetic+editing+in+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Concise review: putting a finger on stem cell biology: zinc finger nuclease-driven targeted genetic editing in human embryonic stem cells.</a> Stem Cells. 29 (7), 1021-1033 (2011).</li>
<li>Carroll, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Progress+and+prospects%3A+zinc-finger+nucleases+as+gene+therapy+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Therapy%22%5BJournal%5D)">Progress and prospects: zinc-finger nucleases as gene therapy agents.</a> Gene Therapy. 15 (22), 1463-1468 (2008).</li>
<li>Urnov, F. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+efficient+endogenous+human+gene+correction+using+designed+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Highly efficient endogenous human gene correction using designed zinc-finger nucleases.</a> Nature. 435 (7042), 646-651 (2005).</li>
<li>Hockemeyer, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+targeting+of+expressed+and+silent+genes+in+human+ESCs+and+iESCs+using+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Efficient targeting of expressed and silent genes in human ESCs and iESCs using zinc-finger nucleases.</a> Nature Biotechnology. 27 (9), 851-857 (2009).</li>
<li>Lombardo, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+editing+in+human+stem+cells+using+zinc+finger+nucleases+and+integrase-defective+lentiviral+vector+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Gene editing in human stem cells using zinc finger nucleases and integrase-defective lentiviral vector delivery.</a> Nature Biotechnology. 25 (11), (2007).</li>
<li>Boch, J., Bonas, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xanthomonas+AvrBs3+family-type+III+effectors%3A+discovery+and+function%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Phytopathology%22%5BJournal%5D)">Xanthomonas AvrBs3 family-type III effectors: discovery and function.</a> Annual Review of Phytopathology. 48, 419-436 (2010).</li>
<li>Hockemeyer, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+engineering+of+human+embryonic+cells+using+TALE+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Genetic engineering of human embryonic cells using TALE nucleases.</a> Nature Biotechnology. 29 (8), 731-734 (2011).</li>
<li>Tucker, K. L., Wang, Y., Dausman, J., Jaenisch, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+transgenic+mouse+strain+expressing+four+drug-selectable+marker+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Research%22%5BJournal%5D)">A transgenic mouse strain expressing four drug-selectable marker genes.</a> Nucleic Acids Research. 25 (18), 3745-3746 (1997).</li>
<li>Ramírez-Solis, R., Rivera-Pérez, J., Wallace, J. D., Wims, M., Zheng, H., Bradley, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genomic+DNA+microextraction%3A+a+method+to+screen+numerous+samples%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Genomic DNA microextraction: a method to screen numerous samples.</a> Analytical Biochemistry. 201 (2), 331-335 (1992).</li>
<li>Kawasaki, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+midbrain+dopaminergic+neurons+from+ES+cells+by+stromal+cell-derived+inducing+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Induction of midbrain dopaminergic neurons from ES cells by stromal cell-derived inducing activity.</a> Neuron. 28 (1), 31-40 (2000).</li>
<li>Denham, M., Thompson, L. H., Leung, J., Pébay, A., Björklund, A., Dottori, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gli1+is+an+inducing+factor+in+generating+floor+plate+progenitor+cells+from+human+embryonic+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Gli1 is an inducing factor in generating floor plate progenitor cells from human embryonic stem cells.</a> Stem Cells. 28 (10), 1805-1815 (2010).</li>
<li>Smidt, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+homeodomain+gene+Ptx3+has+highly+restricted+brain+expression+in+mesencephalic+dopaminergic+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+U.S.A%22%5BJournal%5D)">A homeodomain gene Ptx3 has highly restricted brain expression in mesencephalic dopaminergic neurons.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U.S.A. 94, 13305-13310 (1997).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die Erzeugung von Reporterzelllinien bietet ein leistungsfähiges Mittel zu verfolgen, zu visualisieren und zu isolieren Zellen von Interesse aus einer heterogenen Population von hES-Zellen abgeleitet. Allerdings Gen-Targeting über herkömmliche homologe Rekombination hat sich als äußerst ineffizient für den menschlichen WSR 3 zu sein. In diesem Protokoll beschreiben wir eine relativ einfache Technik für die Einführung eines RP in Exon eines der PITX3 Ort, in hES-Zellen mittels eines allgemein verfügba...

Strom embryonalen Stammzellen (ESC) Differenzierungsprotokollen führen in heterogenen Zellpopulationen, insbesondere hinsichtlich der Ableitung von spezifischen neuronalen Phänotypen. Obwohl Kulturen enthalten die gewünschte Mobil Phänotyp, andere neuronale, sind nicht-neuronalen und un-differenzierten Zelltypen häufig vorhanden 1. Diese Eigenschaften beschränken die Anwendung der ESC abgeleiteten Zellquellen für Zellersatztherapie und in vitro-Krankheitsmodelle. Genetische Reporterzelllinien bieten ein Mittel, um zu visualisieren, zu verfolgen und zu isolieren Zellen von Interesse, vorausgesetzt, dass die Expression des Reporterproteins (RP) reproduziert endogene Expression. Verwendung von Promotoren, die unmittelbar stromaufwärts von einem Gen kodierende Region kann verwendet werden, um rohe genetische Reporter abgeleitet werden, sondern solche Konstrukte fehlen die genaue regulatorische Elemente, die endogene Genexpression zu steuern. Im Gegensatz dazu bietet der homologen RekombinationMöglichkeit, High-Fidelity-Expression des RP zu gewährleisten. In der Vergangenheit Targeting-Vektoren für die homologe Rekombination an bestimmten Loci von Interesse entworfen wurden zur RPs in Maus WSR (mESCs) Ziel unter Verwendung von Elektroporation als Mittel zur DNA-Abgabe 1,2. Doch die Generation der Reporterzelllinien über herkömmliche homologen Rekombination ist extrem ineffizient für den menschlichen WSR (hES-Zellen) und damit nur in einer Handvoll von Fällen (3 Bewertung) dokumentiert. Durch die Verwendung eines manipulierten chimären Protein, das eine Fusion eines FokI Nukleaseaktivität mit ortsspezifischen Zinkfingermotiven, die zusammen als Zinkfinger-Nucleasen (ZFNs) bekannt ist, DNA-Doppelstrangbrüche können an vorbestimmten Loci eingeführt werden. Wenn ein DNA-Vektor mit Homologie zu beiden Seiten des DNA-Doppelstrangbruch zugesetzt wird, kann die genomische Stelle durch homologe Rekombination repariert werden, so dass der Einbau der DNA-Donor-Sequenz. Diese Technik hat sich als nützlich erwiesen foder genomische Bearbeitung sowohl in primären humanen Zellen 4,5 und 6,7 HES. Neuere Arbeiten genutzt hat Transkriptionsaktivator-wie Effektor Nukleasen (Talens), Transkriptionsfaktoren durch Pflanzenpathogene verwendet 8, bei der Gestaltung von standortspezifischen Nukleasen 9 unterstützen. In dem folgenden Protokoll zeigen wir die Erzeugung einer HES-Reporterzelllinie durch Elektroporation eines EGFP enthaltende homologe Zielvektor 6 zusammen mit ZFNs der menschlichen Hypophysen-Homeobox-3 (PITX3) Locus. Nach Antibiotika-Selektion für 2-3 Wochen kann mit hES richtig integriert DNA manuell abgeholt werden, erweitert und gesiebt zunächst über PCR und anschließend durch Southern Blotting validiert.

<table><tbody><tr><td>Embryonale Fibroblasten der Maus (DR4)</td><td>GlobalStem</td><td>GSC-6004G</td><td></td></tr><tr><td>Gelatine</td><td>Sigma</td><td>G1393-100ML</td><td></td></tr><tr><td>HBSS, kein Kalzium, kein Magnesium, kein Phenolrot (HBSS)</td><td>Life Technologies</td><td>14175-095</td><td></td></tr><tr><td>Dispase</td><td>StemCell Technologies</td><td>7923</td><td></td></tr><tr><td>Zellschaber</td><td>Corning</td><td>3008</td><td></td></tr><tr><td>Accutase</td><td>Life Technologies</td><td>A11105-01</td><td></td></tr><tr><td>Y27632</td><td>Axon Medchem</td><td>Axon 1683</td><td></td></tr><tr><td>Zellsieb - 40 &mu; m</td><td>BD Biowissenschaften</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>33 mm - 0,22 &mu; m Filter</td><td>Millipore</td><td>SLGP033RS</td><td></td></tr><tr><td>rhFGF2</td><td>R& D Systems</td><td>233-FB-025/CF</td><td></td></tr><tr><td>Elektroporator</td><td>BioRad</td><td>165-2661</td><td></td></tr><tr><td>0,4 cm Elektroporationsküvette</td><td>BioRad</td><td>165-2088</td><td></td></tr><tr><td>Human TV-hPITX3-forward targeting construct</td><td>Addgene</td><td>31942</td><td></td></tr><tr><td>ZFN Kit; Human PITX3</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CKOZFN1050-1KT</td><td></td></tr><tr><td>Puromycin</td><td>InvivoGen</td><td>ant-pr-1</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>BD Biosciences</td><td>354277</td><td></td></tr><tr><td>Geltrex</td><td>Life Technologies</td><td>A1569601</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S3014</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)</td><td>Life Technologies</td><td>10566-016</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum, qualifiziert, hitzeinaktiviert, US-Herkunft (FBS)</td><td>Life Technologies</td><td>16140-071</td><td></td></tr><tr><td>Pen/Strep</td><td>Life Technologies</td><td>15070-063</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's modifiziertes Eagle-Medium/Nährstoff-Gemisch F-12 (DMEM/F12)</td><td>Life Technologies</td><td>11320-033</td><td></td></tr><tr><td>KnockOut-Serumersatz (KSR)</td><td>Life Technologies</td><td>10828-028</td><td></td></tr><tr><td>MEM: Nicht-essentielle Aminosäuren&nbsp; (NEAA)</td><td>Life Technologies</td><td>11140-050</td><td></td></tr><tr><td>GlutaMAX</td><td>Life Technologies</td><td>35050-061</td><td></td></tr>&<tr><td>szlig;-mercaptoethanol</td><td>Life Technologies</td><td>21985-023</td><td></td></tr><tr><td>N-Lauroylsarcosin-Natriumsalzlösung (Sarcosyl) (30%)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>61747</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td><ein href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sial/e9884?lang=en&amp; region=US">E9884</a></td><td></td></tr><tr><td>Trizma Hydrochlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T3253</td><td></td></tr><tr><td>Proteinase K Lösung (20 mg/ml)</td><td>Bioline Australien</td><td>BIO-37084</td><td></td></tr><tr><td>Expand Long Template PCR System</td><td>Roche Australien</td><td>11681834001</td><td></td></tr><tr><td>hPITX3 L Arm gen. F (Primer): 5' TGTCCTAAGGAGAATGGGTAACAGACA 3'</td><td>GeneWorks, Australien</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hPITX3 L Arm GFP R (Primer): 5' ACACGCTGAACTTGTGGCCGTTTA 3'</td><td>GeneWorks, Australien</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HyperLadder 1 KB&nbsp;</td><td>Bioline Australien</td><td>BIO-33025</td><td></td></tr><tr><td>GelRed</td><td>Jomar Bioscience, Australien</td><td>41003</td><td></td></tr></tbody></table>

zinkfinger-nuklease verbesserte gene targeting in humanen embryonalen stammzellen

Zinc-finger Nuclease Enhanced Gene Targeting in Human Embryonic Stem Cells

Eine große Einschränkung mit den aktuellen menschlichen embryonalen Stammzellen (ESC) Differenzierungsprotokollen ist die Erzeugung von heterogenen Zellpopulationen. Diese Kulturen enthalten die Zellen von Interesse, sondern auch mit undifferenzierten WSR nichtneuralen Derivaten und anderen neuronalen Subtypen verunreinigt. Dies beschränkt ihre Verwendung in in vitro-und in vivo-Anwendungen, beispielsweise in vitro-Modellierung für die Arzneimittelentdeckung oder Zellersatztherapie. Zur Überwindung dieser, Reporterzelllinien, die ein Mittel zur Visualisierung, zu verfolgen und zu isolieren Zellen von Interesse anbieten, können entwickelt werden. Um dies jedoch in menschlichen embryonalen Stammzellen zu erreichen über konventionellen homologen Rekombination ist äußerst ineffizient. Dieses Protokoll beschreibt Targeting der Hypophyse Homöobox 3 (PITX3) Locus in menschlichen embryonalen Stammzellen mit maßgeschneiderten Zink-Finger-Nukleasen, die ortsspezifische DNA-Doppelstrangbrüche vorstellen, zusammen mit einemPITX3 - EGFP-spezifischen DNA-Donor-Vektor. Nach der Erzeugung des PITX3 Reporterzelllinie kann dann unter Verwendung veröffentlichter Protokolle für die Verwendung in Studien unterschieden werden, wie in vitro-Parkinson-Krankheit Modellierung oder Zellersatztherapie.

Nach Co-Elektroporation von dem individuell gestalteten PITX3 Zinkfinger-Paar zusammen mit der PITX3 - EGFP-spezifischen DNA-Donor-Vektor und anschließende Puromycin Selektion wurden positive Klone hESC zunächst über genomische PCR-Screening (Abbildung 1) nachgewiesen. Southern-Blot-Hybridisierung dieser PCR-positiven Klone mit 5 'und 3' spezifischen Sonden bestätigt korrekte Ausrichtung zu Exon 1 des PITX3 Locus (Abbildung 2), mit einem Wirkungsgrad ...

Reporterzelllinien bieten ein Mittel, um zu visualisieren, zu verfolgen und zu isolieren Zellen von Interesse aus heterogenen Populationen. Jedoch Gen-Targeting unter Verwendung von herkömmlichen homologen Rekombination in embryonalen Stammzellen äußerst ineffizient. Hier beschreiben wir Targeting ZNS Mittelhirn spezifischen Transkriptionsfaktor PITX3 Ortes mit EGFP mit Zink-Finger-Nuklease verbesserte homologe Rekombination.

Zinkfinger-Nuklease Verbesserte Gene Targeting in humanen embryonalen Stammzellen

One major limitation with current human embryonic stem cell (ESC) differentiation protocols is the generation of heterogeneous cell ...

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, Transgene effizient auf Loci von Interesse in menschlichen embryonalen Stammzellen auszurichten, wobei speziell entwickelte Zinkfingernukleasen verwendet werden, um dies zu erreichen. Humane embryonale Stammzellen oder HSCs werden gezüchtet, um genügend Material für die Elektroporation zu erzeugen, und dann verdaut, um einzelne Zellen zu erhalten. Als nächstes wird die mRNA, die für zwei kundenspezifische Zinkfinger-Nukleasen kodiert, mit der linearisierten EGFP-Donorsequenz in die HSCs co-elektroporiert, und die Zellen werden dann auf frische Mausembryonen, Fibroblasten oder MEFs plattiert.Die elektroporierten Zinkfingernukleasen führen einen Doppelstrangbruch in das erste Exon der Grube X drei Locus in die Zellen ein. Dann wird die EFGP-Donorsequenz, die von Targeting-Armen mit Homologie zur DNA-Dublettenstrangsequenz flankiert wird, während der Zellteilung nach 14 bis 21 Tagen eingebaut. Ein Drittel einer einzelnen HESC-Kolonie wird auf jede Vertiefung einer mit Matrigel beschichteten 96-Well-Platte geleitet und die anderen zwei Drittel werden in eine entsprechende Vertiefung einer 48-Well-Platte mit frischem ME Fs übertragen.Wenn die Zellen auf den 96-Well-Platten die Kofluenz erreichen, werden sie durch PCR auf den Einbau der Donorsequenz untersucht.Anschließend wird ein Southern-Blotting durchgeführt, um die korrekte Integration zu bestätigen. Sobald positive Klone bestätigt sind, werden sie expandiert und dann für die weitere Verwendung eingefroren. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden, wie z. B. der konventionellen homologen Rekombination, besteht darin, dass Zinkfinger vorbestimmte DNA-Doppelstrangbrüche erzeugen, die das effiziente Targeting von Transgenen zur Vorbestimmung von Loci in menschlichen embryonalen Stammzellen erleichtern.Obwohl wir hier ein Trans-Gen in die Grube X drei Locus menschlicher Stammzellen einführen, kann diese Methode auf jedes andere System übertragen werden, bei dem die Verwendung von Reporterzelllinien vorteilhaft wäre. Beginnen Sie dieses Protokoll mit der Vermehrung menschlicher embryonaler Stammzellen oder HSCs für die Transfektion, wie im Begleitdokument beschrieben. Wenn die Kolonien zu 60 bis 70 % zusammenfließen, legen Sie die Gewebekulturplatte auf ein Präpariermikroskop.Verwenden Sie eine 21-Gauge-Nadel am Ende einer Zwei-Mil-Liter-Pipette, um die Kolonien zu pflegen, indem Sie differenzierte Kolonien oder Koloniekerne entfernen. Nach dem Waschen saugen die HESC-Kolonien das Medium an. Fügen Sie dann fünf Milliliter HBSS hinzu und inkubieren Sie zwei Minuten lang.Nach dem Inkubationsaspirat fügen die HBSS fünf Milliliter Accutane hinzu und inkubieren 10 bis 20 Minuten lang bei 37 Grad Celsius und 5 % CO2, bis die Kolonien unter dem Mikroskop zu einzelnen Zellen werden. Mit einer Ein-Milliliter-Pipette werden die Zellen verdreifacht. Als nächstes fügen Sie 10 Milliliter HESC-Medium hinzu und filtrieren es mit einem 40-Mikron-Zellsieb in ein konisches 15-Milliliter-Röhrchen.Um Zellklumpen zu entfernen, zentrifugieren Sie den Durchfluss fünf Minuten lang bei der 160-fachen Schwerkraft. Nach dem Schleudern der Resus das Zellpellet in fünf Millilitern frischem HESC-Medium suspendieren und erneut drehen, um alle Reste der Accutane-Lösung zu entfernen. Resuspendieren Sie die Zellen in einem HESC-Medium, das 10 mikromolare Y 2 7 6 3 2 enthält, und überführen Sie sie für mindestens 30 Minuten in eine 100-Millimeter-Schale, die mit Gelatine vorbeschichtet ist und bei 37 Grad Celsius und 5 % CO2 inkubiert wurde.Während dieser Zeit haften die MEFs an der mit Gelatine überzogenen Schale. Verwenden Sie nach der Inkubation eine Ein-Milliliter-Pipette, um die nicht adhärenten HE-SSCs in ein frisches 15-Milliliter-Zentrifugenröhrchen zu sammeln, und bestimmen Sie die Zelldichte mit einem Hämozytometer zur Vorbereitung der Elektroporation. Übertragen Sie 7,5 Millionen HSCs, wie im vorherigen Abschnitt dieses Videos vorbereitet, in ein neues konisches 15-Milliliter-Röhrchen und zentrifugieren Sie es fünf Minuten lang bei der 160-fachen Schwerkraft.Nach dem Schleudern der Resus das Zellpellet in 0,8 Milliliter eiskaltem, 0,22 Mikrometer filtriertem HBSS suspendieren und die Lösung in einen sterilen 0,4 Zentimeter großen Elektroporationstierarzt überführen. Fügen Sie als Nächstes 30 Mikrogramm TVH Pit X drei Vorwärtszielen hinzu. DNA konstruieren und vorsichtig mit einer 200-Mikroliter-Pipette mischen, während der Inkubation fünf Minuten lang auf Eis inkubieren, auftauen und aliquotieren von Grube X drei ZFN-mRNA auf Eis.Nach dem Auftauen 7,5 Mikroliter aus dem DNA-Zellgemisch in die Elektroporation geben Q vet vorsichtig mit einer 200-Mikroliter-Pipette mischen. Drücken Sie den roten Knopf am Elektro, um die Zellen zu transfizieren. Übertragen Sie dann mit einer 200-Mikroliter-Pipette den Inhalt aus der Elektroporation Q Vet in ein 15-Milliliter-Röhrchen mit 10 Millilitern HESC-Medium.Waschen Sie den Q VET zweimal mit 200 Mikrolitern HESC-Medium und sammeln Sie die Waschlösungen in derselben 15-Milliliter-Tube. Um die entstehenden schleimartigen Trümmer, bestehend aus DNA und Proteinen, aus den lysierten Zellen zu entfernen. Zentrifugieren Sie fünf Minuten lang bei 160-facher Schwerkraft.Nach dem Schleudern den Überstand ansaugen und vorsichtig auf das Zellpellet klopfen, um das Reese-Futter in 30 Millilitern zu lockern. M-E-F-C-M, ergänzt mit RH, FGF, zwei und 10 Mikromolaren Y, 2, 7, 6, 3, 2 und Platte auf drei 100-Millimeter-Schalen mit MEFs. Inkubieren bei 37 Grad Celsius 5 % CO2 95 % O2.Täglicher Wechsel des Mediums am zweiten Tag, Entnahme von Y 2 76 32 und Bruttozellen nur im HESC-Medium. Nach zwei bis drei Tagen sollte der HES CS zu diesem Zeitpunkt zu 50 bis 70 % konfluent sein. Beginnen Sie mit der Auswahl der Antibiotika.Behalten Sie die Auswahl bei, indem Sie täglich frisches HESC pro Mycinmedium hinzufügen. Nach etwa sieben Tagen sollten kleine Kolonien sichtbar sein, wenn keine antibiotikaresistenten MEFs verwendet werden. MEFs können ergänzt werden, indem zusätzlich eine mal 10 der vierten Zellen pro Quadratzentimeter hinzugefügt wird.14 bis 21 Tage nach der Selektion, wenn die Völker einen Durchmesser von etwa einem Millimeter erreicht haben. Bereiten Sie die Platten für die Expansion und das Screening vor, indem Sie 75 Mikroliter Matrigel oder Gel TRE in jede Vertiefung von 3 96 geben. Well-Platten bereiten auch 3 48 Well-Platten mit MEFs bei zweimal 10 bis 4 Zellen pro Quadratzentimeter vor, inkubieren Sie beide Plattensätze über Nacht bei 37 Grad Celsius, 5 % CO2 am nächsten Tag.Verwenden Sie eine 21-Gauge-Nadel am Ende einer Zwei-Milliliter-Pipette, um HESC-Kolonien in 16 bis 25 Stücke zu zerlegen, indem Sie ein Gitter schneiden. Als nächstes aspirieren Sie das Matrigel von 96-Well-Platten und ersetzen es durch CM MEF-Medium, das mit R hf, GF zwei und pro Mycin ergänzt wird. Waschen Sie die MEFs in den 48-Well-Platten mit HBSS und fügen Sie dann mit einer 200-Mikroliter-Pipette HESC-Medium mit pro Mycin hinzu.Übertragen Sie ein Drittel der präparierten Kolonie vorsichtig in eine 48-Well-Platte zur Expansion. Die anderen zwei Drittel der präparierten Kolonie werden in die entsprechende 90-Well-Platte mit dem supplementierten C-M-M-E-F-Medium überführt. Der schwierigste Aspekt dieses Verfahrens ist der Transfer von Koloniestücken.Wir empfehlen Ihnen, das Übertragen und Sezieren von Farbstücken vorher zu üben. Pflegen Sie beide Platten, indem Sie die mit Antibiotika ergänzten Medien täglich wechseln. Expandieren, bis die 96-Well-Platten zu 100 % konfluent sind, sobald die Platten konfluent sind.Entfernen Sie das gesamte Medium durch Umdrehen von den Platten und tupfen Sie es dann auf Küchenpapier ab. Fahren Sie fort mit der Vorbereitung der genomischen DNA für die PCR, wie im Begleitdokument beschrieben, nachdem Sie die DNA in TE oder TO 0,1 E durch Resus suspendiert haben. Führen Sie die PCR unter Verwendung des Expand-Long-Template-PCR-Systems durch, wie im Begleitdokument beschrieben, verwenden Sie ein bis zwei Mikroliter resuspendierte DNA pro 10 Mikroliter PCR-Reaktion nach PCR-Screening auf positive Klone durch Elektrophorese und bestätigen Sie durch Southern-Blotting. Sobald die positiven Klone bestätigt sind, fahren Sie mit der Subkultur fort und frieren Sie den Rest der Koloniefragmente ein, um ein PIT X drei zu erzeugen.Reporter-Zelllinie hecs. Wurden mit einem speziell entwickelten Pit X drei Zink-Fingerpaar und dem Pit X drei EGFB-spezifischen DNA-Donorvektor gezüchtet, wie in diesem Videoartikel beschrieben, wurden nach PERY und Selektion positive HESC-Klone mittels genomischem PCR-Screening nachgewiesen, wie hier zu sehen ist. Es gab zahlreiche positive Klone, wie die Banden bei 9 84 Basenpaaren zeigen.Die Southern-Blot-Hybridisierung dieser PCR-positiven Klone wurde dann mit fünf und drei spezifischen Sonden durchgeführt. Diese Abbildung zeigt das Schema des linearisierten Zielvektors sowie die Position der fünf und drei externen Sonden hier. Dargestellt sind die fünf und drei südlichen Blots sowohl des Wildtyps als auch des Zielalleles.Die einzelne Bande in der Wildtyp-Spur zeigt zwei identische Allele, wenn das Transgen korrekt auf die Grube ausgerichtet ist, x drei Locus, zwei Banden werden beobachtet. Eines entspricht dem korrekt anvisierten Allel, das andere dem Wildtyp-Allel. Einmal gemeistert, kann diese Methode in zwei bis drei Monaten durchgeführt werden.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Sie menschliche Stammzellen mit Hilfe von Zinkfinger-Nukleasen angreifen und wie Sie PCR- und Southern-Blot-Strategien verwenden, um nach korrekt zielgerichteten Cls zu suchen.

zinc-finger-nuclease-enhanced-gene-targeting-human-embryonic-stem

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Trotz der jüngsten Fortschritte in der Gentechnik, bleibt Transfektion von humanen embryonalen Stammzellen (hES) ein launischer Prozess. Nach unserem Kenntnisstand haben systematische und effiziente Methoden, um Menschen induzierte pluripotente Stammzellen (iPS) transfizieren nicht berichtet worden. Hier beschreiben wir robuste Protokolle effizient transfizieren und nucleofect menschlichen iPS.

Transfektion und Nucleofecting menschlichen induzierten pluripotenten Stammzellen

Die CompoZr Benutzerdefinierte Zinkfinger-Nuclease (ZFN) Service ermöglicht die präzise Bearbeitung Genoms in jedem Organismus oder einer Zelllinie an jedem Ort durch den Anwender definiert. Dieser Artikel beschreibt das Verfahren für die Konstruktion, Herstellung, Prüfung und Umsetzung der CompoZr Benutzerdefinierte ZFN-Service.

Genome Editing mit CompoZr Benutzerdefinierte Zinkfinger Nukleasen (ZFNs)

Dieses Video demonstriert eine Technik der Zinkfinger-Nuklease-basierten Genomeditierung in menschlichen pluripotenten Stammzellen (hPSCs). Da hPSCs potenziell in verschiedene Zelltypen differenziert werden können, ist diese Technologie hilfreich für patientenspezifische in vitro pathologische und pharmakologische Studien.

Zinkfinger-Nuklease-basierte Genomeditierung: Eine Technik zur Modifikation des Genoms in menschlichen pluripotenten Stammzellen durch doppelsträngigen homologieabhängigen Reparaturmechanismus

Designer-Nukleasen wie Zink-Finger-Nukleasen (ZFNs) und Transkriptionsaktivator-Effektor wie Nukleasen (Talens) kann verwendet werden, um das Genom der Maus Präimplantationsembryonen durch Auslösen sowohl die nicht-homologe Ende (NHEJ) und die homologe Rekombination (HR) Wege ändern. Diese Fortschritte ermöglichen die schnelle Generierung von Mäusen, die mit präzisen genetischen Veränderungen.

Maus-Genom-Engineering mit Designer Nukleasen

TALEN-vermittelte Geneditierung am Safe-Harbor-AAVS1-Locus ermöglicht eine hocheffiziente Transgen-Addition in humanen iPSCs. Dieses Protokoll beschreibt die Verfahren zur Vorbereitung von iPSCs für die TALEN- und Donorvektorverabreichung, zur Transfektion von iPSCs und zur Auswahl und Isolierung von iPSC-Klonen, um eine gezielte Integration eines GFP-Gens zur Erzeugung von Reporterlinien zu erreichen.

Transfektion, Selektion und Colony-Picking für Menschen induzierten pluripotenten Stammzellen mit einem GFP-Gen in die AAVS1 Safe Harbor TALEN ziel

Genom-Editierung von humanen pluripotenten Stammzellen (hPSCs) kann schnell und effizient durchgeführt werden. Hier wird ein robustes experimentelles Verfahren zur genetischen Veränderung von hPSCs vorgestellt, wie es am Beispiel der Editierung des AAVS1-Safe-Harbor-Locus zur Expression von EGFP und zur Einführung von Antibiotikaresistenzen veranschaulicht wird.

Einrichtung von Genom bearbeitet humanen pluripotenten Stammzelllinien: Von Targeting zur Isolation

Hier berichten wir eine schnelle und effiziente Gen Editierverfahren basierend auf RMCE im AAVS1 Locus der menschlichen pluripotenten Stammzellen (hPSCs), die auf die zuvor beschriebenen Systeme verbessert. Mit dieser Technik können isogene Linien schnell und zuverlässig für die richtige Vergleichsstudien erzeugt, erleichtert Transgenität vermittelte Forschung mit hPSCs.

Eine schnelle und effiziente Erzeugung von rekombinanten humanen pluripotenten Stammzellen durch Rekombinase-vermittelten Kassettenaustausch in der<em&gt; AAVS1</em&gt; Locus

Proteine ​​enthalten oft mehrere Domänen, die verschiedene zelluläre Funktionen ausüben kann. Gen-Knock-outs (KO) nicht über diese funktionelle Vielfalt berücksichtigen. Hier berichten wir über eine Rekombination vermittelten Kassettenaustausch (RMCE) -basierte Struktur-Funktions-Ansatz in KO embryonalen Stammzellen, die für die molekulare Präparation von verschiedenen funktionellen Domänen oder Varianten eines Proteins ermöglicht.

Struktur-Funktions-Studien in embryonalen Maus-Stammzellen Rekombinase-vermittelten Kassettenaustausch

Hier beschreiben wir eine detaillierte Methode zur nahtlosen Genbearbeitung in humanen pluripotenten Stammzellen unter Verwendung eines piggyBac-basierten Donorplasmids und der Cas9-Nickase-Mutante. Zwei Punktmutationen wurden in Exon 8 des Hepatozyten-Kernfaktor-4-alpha-Locus (HNF4α) in humanen embryonalen Stammzellen (hES-Zellen) eingeführt.

Einführung von Punktmutationen in humane pluripotente Stammzellen durch nahtlose Genom-Editierung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Entwicklung genetisch veränderter Mausmodelle mit embryonalen Stammzellen vor, insbesondere für große DNA-Knock-In (KI). Dieses Protokoll wird mithilfe der CRISPR/Cas9-Genom-Editierung optimiert, was zu einer signifikant verbesserten KI-Effizienz im Vergleich zur konventionellen homologen rekombinationsvermittelten linearisierten DNA-Targeting-Methode führt.

CRISPR/Cas9-vermitteltes hocheffizientes Gen-Targeting in embryonalen Stammzellen zur Entwicklung genmanipulierter Mausmodelle

Die vorgestellte Methode beschreibt die Erzeugung eines CRISPR-vermittelten Gen-Knockouts in der humanen embryonalen Stammzelllinie (hESC) H9, die sgRNAs, die auf das L2HGDH-Gen abzielen, unter Verwendung eines hocheffizienten lentiviralen Gentransfersystems stabil exprimiert.

CRISPR-Cas9-vermittelte Gendeletion in humanen pluripotenten Stammzellen, die unter feederfreien Bedingungen kultiviert wurden

Erfahren Sie effizientes Gen-Targeting in humanen embryonalen Stammzellen mit Zinkfinger-Nukleasen am PITX3-Lokus. Diese Methode ermöglicht präzise genetische Modifikationen für die Neuroforschung.

Zinkfinger-Nuklease Verbesserte Gene Targeting in humanen embryonalen Stammzellen

Weitere Videos entdecken