Murine Hornhauttransplantation: Ein Modell, das die häufigste Form der Organtransplantation Studieren

Das übergeordnete Ziel des folgenden Verfahrens ist es, ein Modell für die akute Abstoßung von Hornhaut-Allotransplantaten einzuführen. Dies wird erreicht, indem zuerst die Spenderhornhaut entfernt wird. Die nächsten Schritte des Eingriffs bestehen darin, das Empfängertransplantatbett vorzubereiten und die Spenderhornhaut an Ort und Stelle zu nähen.

Dann wird die Unversehrtheit des Transplantats getestet, und wenn keine Undichtigkeiten vorhanden sind, wird das Augenlid zugenäht. Nach einer Woche wird die Trübung des Hornhauttransplantats bewertet, um die Abstoßung des Allotransplantats zu messen. Letztendlich kann das Modell verwendet werden, um eine Vielzahl von therapeutischen Strategien zu testen, um die wichtigsten Faktoren zu definieren, die mit der Abstoßung von Allotransplantaten verbunden sind Von den Transplantaten solider Organe.

Hornhauttransplantation ist in den Vereinigten Staaten am häufigsten. Es gibt mehrere Tiermodelle für dieses Verfahren, aber Mäuse werden am häufigsten verwendet. Dieses Modell wurde verwendet, um Faktoren zu definieren, die sowohl die Abstoßung als auch die Akzeptanz des Hornhauttransplantats betreffen.

Nachdem Sie die Spender- und Empfängermäuse betäubt und ihren anästhesierten Zustand durch ein Zehenkneifen bestätigt haben, tragen Sie reine Gleitsalzung auf die Augen auf, die nicht operiert werden. Befestigen Sie dann den Kopf mit dem Spenderauge waagerecht mit einem Klebebandstreifen über den Hals an einer stabilen, beweglichen Stütze. Mit einem Zinken mit einem Durchmesser von zwei Millimetern, dessen Spitze mit Methylblau gefärbt wurde, skizzieren Sie nun die zentrale Hornhauttransplantatstelle.

Stechen Sie dann mit einer 15-Grad-Augenmesserklinge in die Hornhaut ein, um Schäden an der darunter liegenden Linse zu vermeiden. Injizieren Sie die viskoelastische Lösung in die vordere Kammer, so dass die Kammer tiefer wird. Schneiden Sie nun das Spendertransplantat mit einer Venice-Schere heraus und geben Sie das Transplantat in eine Schale mit HBSS auf Eis, bis es zur Herstellung von Madres verwendet wird, verabreichen Sie ein paar Tropfen 1%tpic aide und 2,5% efrinhydrochlorid in das Empfängerauge.

Umreißen Sie dann mit einem 1,5-Millimeter-Zinken die Transplantatstelle, wie zuvor beschrieben, mit einer 15-Grad-Augenmesserklinge, dringen Sie in die Hornhaut ein und injizieren Sie eine viskoelastische Lösung in die Vorderkammer, um sie zu vertiefen. Um den Abstand zwischen der Spenderhornhaut und der Linse zu erhalten, verringert sich die Wahrscheinlichkeit einer Schädigung der darunter liegenden Linse und des Spenderendothels. Entfernen Sie mit einer Venice-Schere den umrandeten zentralen Hornhautknopf vom Empfänger und entsorgen Sie ihn.

Geben Sie viskoelastisches Medium in den Bereich, der durch das Entfernen des Hornhautknopfes frei wird, um die Hornhautendothelzellen vor Schäden durch direkten Kontakt mit der Linse zu schützen. Legen Sie nun die Spenderhornhaut mit einer superfeinen Mikrozange über das Transplantatbett. Platzieren Sie den ersten Bissen der Naht 11.0 Nylon auf der Spenderseite durch die Spenderhornhaut bis zu ca. 90 % der vollen Dicke.

Dann auf die Empfängerseite in gleicher Tiefe, dann abbinden. Fahren Sie mit der Sicherung der transplantierten Hornhaut mit unterbrochenen Nähten in der Mitte des Kardinals fort. Insgesamt sind acht bis 10 Nähte alles, was benötigt wird.

Reformieren und waschen Sie nun die Vorderkammer mit einer Injektion von Kochsalzlösung. Alternativ können Sie Luft in die Vorderkammer injizieren, um sie neu zu bilden. Testen Sie nach der Injektion vorsichtig die Unversehrtheit des Transplantats mit einem Zelluloseschwamm.

Bewerten Sie schließlich das Auge. Stellen Sie fest, ob die Pupille rund ist und ob die Vorderkammer normal erscheint. Wenn das Transplantat gut aussieht, tragen Sie eine antibiotische Salbe auf und verschließen Sie optional postoperativ das Augenlid mit einer laufenden 7.0 Seidennaht.

Überwachen Sie die Maus, bis sie vollständig wach ist, und beobachten Sie sie dann zwei Tage lang in ihrem Heimkäfig. Entfernen Sie die Nähte von der anästhesierten Maus zwischen vier und sieben Tagen nach der Operation. Beobachten Sie die Maus nach dem Entfernen der Nähte mehrere Tage lang.

Bewerten Sie jede Hornhaut anhand einer Opazitätsskala mit einer Punktzahl von null bis fünf. Eine Null gibt an, dass keine Deckkraft vorhanden ist. Eine Punktzahl von eins entspricht einer minimalen oberflächlichen Deckkraft.

Ein Wert von zwei zeigt eine leichte bis tiefere Deckkraft mit einer erkennbaren darunter liegenden Pupille an. Und Iris, ein Zeichen von drei für die Hornhaut mit stromaler Tropazität, wobei die Iris mit Ausnahme der Pupillenränder nicht im Detail zu sehen ist. Wenn eine dichte stromale Opazität vorliegt und keine darunter liegenden Strukturen zu sehen sind, geben Sie dem Transplantat eine Punktzahl von vier.

Wenn bei einem intensiven Stromaödem eine vollständige Trübung vorliegt und sowohl die Pupille als auch die Iris vollständig verdeckt sind, bewerten Sie das Transplantat mit einer Fünf. Das Textprotokoll schlägt auch eine Skala von null bis acht für die Infiltration von Blutgefäßen vor. Mit dem Transplantatmodell kann eine Vielzahl von Manipulationen vorgenommen werden.

So können beispielsweise Milzzellen aus der Spendermaus in die Vorderkammer eingebracht werden. Nachdem der Spender eingeschläfert wurde, entfernen Sie die Milz und übertragen Sie sie mit einem Drei-Milliliter-Spritzenkolben in ein Zellsieb, unterbrechen Sie die Milz, waschen Sie dann die Milzzellen in 10 Millilitern HBSS, resuspendieren Sie die gewaschenen Zellen in 10 Millilitern HBSS und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer. Bewahren Sie die Zellen bis zur späteren Verwendung bei Raumtemperatur auf.

Vor der Durchführung der Hornhauttransplantation injizieren Sie die Zellen mit einem Dissektionsmikroskop in die vordere Kammer des kontralateralen Auges und injizieren Sie 1 Million Milzzellen in fünf Mikroliter HBSS von einer 33-Gauge-Nadel. Das Modell wurde verwendet, um zu testen, ob die systemische Toleranz des allo-Antigens gegenüber allo-Antigenen, die vom Hornhaut-Allotransplantat des Spenders exprimiert werden, das Überleben des Transplantats verbessern könnte. BC-Mäuse wurden gegenüber C 57 black 10 allo Antigenen toleriert, indem sie B 10 Milzzellen in die Vorderkammer injizierten.

Dies verbesserte die Akzeptanz von Hornhaut-Allotransplantaten nicht. Studien zeigen, dass die Etablierung einer antigenspezifischen Toleranz gegenüber dem Allo-Antigen, gemessen durch DTH-Antworten, das Ergebnis von Haut- oder Hornhaut-Allotransplantaten nicht beeinflusst. Eine ähnliche Studie zeigte, dass, wenn eine DTH-Toleranz bei BAB-c-Mäusen gegenüber B-10-Allo-Antigenen festgestellt wurde, eine Hauttransplantation, die einige oder alle B-10-Allo-Antigene verschonte, das Überleben nicht erhöhte.

So profitierte Darm C mit etabliertem antigenspezifischem DTH nicht messbar von Hornhaut- oder Hautallotransplantaten. Wie Sie aus dem heutigen Experiment ersehen können, handelt es sich bei der Hornhauttransplantation um ein technisch anspruchsvolles Verfahren. Dies ist jedoch das beste Modell, um die Zellen und Faktoren zu untersuchen, die den Erfolg oder Misserfolg des Diagramms bestimmen.