Name: Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-15T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 15 s
Description: Lernen Sie die intraventrikuläre AAV-Injektion bei neonatalen Mäusen für weit verbreitete neuronale Transduktion. Diese Methode ermöglicht lebenslange Transgenexpression im gesamten Gehirn.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Diese Forschung wurde unterstützt von der Robert A. and Rene E. Belfer Family Foundation, NIA R21 AG038856 (JLJ), BrightFocus Foundation Alzheimer's Disease Research Grant A2010097 (JLJ) und NIA Biology of Aging Training Grant T32 AG000183 (Unterstützung für SDG).

Führen Sie alle Verfahren und Protokolle mit Tieren in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Guide für die Pflege und Verwendung von Labortieren. Die hier beschriebenen Verfahren wurden überprüft und vom Baylor College of Medicine Institutional Animal Care und Use Committee genehmigt. Replikationsinkompetent Adeno-assoziierte Virus (AAV) Vektoren für Trans Lieferung im Gehirn von Nagetieren sind für Biosafety Level 1 zugelassen. Finden Sie auf der CDC-Website für die US-Regierung die Veröffentlichung &quot;Biosafety in Microbiology and Biomedical Laboratories (BMBL)&quot;, die besondere Anforderungen an einen angemessenen Schutz und Viren Verfahren für den Umgang Details. Bei den örtlichen Veterinär und Umweltsicherheit Personal an institutionelle spezifischen Anforderungen an Verfahren unter Verwendung von Viren zu lernen. Vorschriften über Verfahren Zimmer, Quarantäne, und die Identifizierung von Biohazard Käfige variieren in Institutionen. 1. Vorauspare P0 Pups und Pflegemütter <ol><li> Bieten hohen Fettfutter für alle schwangeren Frauen und still um den Energiebedarf der Zucht und Stillzeit zu unterstützen. </li><li> In den Abend, die Einrichtung eines Zuchtkäfig, indem ein oder zwei gesunde Weibchen in den Käfig eines einzigen Wohnsitz männlich. Am folgenden Morgen, überprüfen Sie die Frauen für einen Gegenstecker, und trennen die Weibchen von den Männchen, wenn ein Stecker vorhanden ist. <ol><li> Verwenden Sie Pflegemütter zu Welpen von einem genetischen Hintergrund mit schlechten mütterlichen Eigenschaften (zB C57BL / 6 oder C3HeJ) zu erhöhen. Pflegemütter akzeptieren Welpen aus einem anderen Wurf, wenn die übertragenen Welpen werden innerhalb von vier Tagen von eigenen Wurf der Pflegemutter geboren. </li><li> Eine separate Steck Käfig mit ICR oder FVB Frauen neben den experimentellen Züchter, so dass die beiden Gruppen von Frauen liefern in etwa die gleiche Zeit eingestellt. </li></ol></li><li> Weibchen werden in 19 ± 1 Tagen ab dem Stecker Termin zu liefern, abhängig von der Hintergrundstamm. Drei Tage vor delivery (16 Tage nach dem Datum Stecker), legen Sie die schwangere Frau in einen sauberen Käfig mit frischem Nistmaterial und eine überdachte Unterstand. </li><li> Überprüfen Sie für neugeborene Welpen zweimal täglich ab 2 Tage vor dem voraussichtlichen Liefertermin (17 Tage nach dem Plug Datum). Untersuchen Sie den Käfig mit Mindest Stress für die Mütter von spähen durch den Boden auf die Anwesenheit von rosa Neugeborenen. Mäuse liefern in der Regel Jungtiere am Morgen, aber in seltenen Fällen wird am Nachmittag zu liefern. </li><li> Planen, Injektionen durchführen, sobald die Welpen Krankenpflege (was sich durch sichtbare Milchflecken sein wird), oder innerhalb von 6 Stunden der Geburt, je nachdem, was zuerst eintritt. </li></ol> 2. Bereiten Sie Material für Injektion <ol><li> Bereiten Sie eine 10 ul Injektionsspritze mit einer 32 G-Nadel für allgemeine P0 Neugeborenen. Bei Durchführung stereotaktische Injektion, montieren Sie die Spritze auf die Manipulatorarmes. </li><li> Bei Verwendung eines stereotaktischen Rahmen für Injektionszwecke, kühlen die Neugeborenen-Bühne, um 4-8 ° C durch Zugabe von 100% Ethanol und Trockeneis auf dem Behälter an dem vorderen Ende des Blocks. Die Temperatur über 1 ° C zu halten, um Erfrierungen der Jungtiere zu vermeiden. </li></ol> 3. Bereiten Viral Verdünnungen zur Injektion <ol><li> Bereiten Sie eine 1% Trypanblau-Lösung (20x Lager). </li><li> Bereiten 5-25 ul Aliquots Adeno-assoziierte Viren (AAV) stock in einer Klasse 2 Biosicherheitswerkbank. Zeigen diese Aliquots bei -80 ° C für zukünftige Verwendung. Vermeiden Sie zusätzliche Frost-Tau-Zyklen, wie dies bewirkt, dass das Virus auf Übertragung Wirksamkeit zu verlieren. </li><li> Entfernen Sie einen aliquoten Teil AAV aus dem -80 ° C Gefrierschrank und auf Eis zu tauen. </li><li> Vorbereiten des viralen Injektionslösung durch Verdünnen des Virus in eiskaltes 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS). Beginnen mit einer zehnfachen Verdünnungsreihe (10. Oktober-10. August Viruspartikel / Hemisphäre) für die anfängliche Optimierung des Übertragungsmusters. </li><li> Hinzufügen 20x Trypanblau in die AAV-Lösung bis zu einer Endkonzentration von 0,05%. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 4. Inszenierung des Neugeborenen Welpen zur Injektion <ol><li> Legen Sie eine kleine Aluminiumplatte auf Eis abkühlen. Legen Sie ein trockenes Wischen Aufgabe auf der Platte, um die Haut des Welpen aus dem kalten Metall zu schützen. Dies dient als eine flache kalten Oberfläche für Anästhesie und Einspritzen der Welpen. </li><li> Bereiten Sie eine Erwärmung Pad geeignet für die Aufbewahrung neugeborenen Mäusen warmen vor und nach der Injektion. </li><li> Sobald die neugeborenen Welpen haben, Krankenschwester begonnen, entfernen Sie etwa die Hälfte von ihnen aus dem Käfig und lassen Sie die andere Hälfte bei der Mutter. Legen Sie die gesammelten Welpen auf dem Pad Erwärmung während der Warte Injektion. HINWEIS: Wenn die biologische Mutter nicht für die Welpen kümmern, entfernen Sie die gesamte Streu aus dem Käfig sofort und setzen die Welpen auf eine Erwärmung Pad der Injektion zu erwarten. Diese Situation kann mit dem ersten Wurf zu C57BL / 6 Weibchen oder mit anderen Inzucht-Stämme, die schlechte Zucht Eigenschaften haben ergeben geboren. In dieser Situation wird Milchflecken nicht neugeborenen Jungen sichtbar. </li><li>Übertragen ein Junges von der Erwärmung Pad auf den kalten Metallplatte zu Unterkühlung Anästhesie zu induzieren. Warten Sie 2-3 Minuten für den Welpen voll narkotisierten zu werden. Anästhesie bestätigen sehr leicht zusammendrücken eine Pfote und Monitor für mangelnde Bewegung oder Atmung. </li></ol> 5. Die Injektion von AAV in neugeborenen Mäusen <ol><li> Freihand intrakranielle Injektion von AAV in neugeborenen Mäusen: <ol><li> Last 5 ul verdünnte AAV mit 0,05% Trypanblau in die Injektionsspritze. </li><li> Wischen Sie den Kopf des narkotisierten Hund mit einem Wattestäbchen in 70% Ethanol getränkt. </li><li> Identifizieren der Einspritzstellen an 2/5 der Abstand von der Lambda-Naht an jedes Auge. Eine Alternative Injektionsstelle befindet sich ca. 0,8-1 mm lateral von der Pfeilnaht, auf halbem Weg zwischen Lambda und Bregma. Diese Landmarken sind durch die Haut bei P0 sichtbar. </li><li> Markieren Sie die Injektionsstelle mit einem nicht-toxischen Labor Stift. </li><li> Halten Sie die Spritze mit der Skala für moni sichtbarchungs das Volumen der Lösung verteilt. </li><li> Sicherzustellen, dass der Daumen die Oberseite des Kolbens zu erreichen. Dann entfernen Sie den Daumen vom Kolben während der Positionierung der Nadel zu vermeiden, versehentlich Abgabe Virus. </li><li> Finden eine bequeme Position, um den Arm für die Injektion, indem Sie den Ellenbogen auf die Bank und lehnte den Arm auf dem Eis Eimer stemmen. </li><li> Legen Sie den Welpen auf seiner Seite mit dem Kopf direkt unter der Spritze. Drehen Sie den Kopf des Welpen, so dass die markierten Injektionsstelle nach oben, und sanft, aber diese Position mit einer offenen Hand fest zu halten. </li><li> Halten Sie die Spritze senkrecht auf der Oberfläche des Schädels und die Nadel an der markierten Injektionsstelle bis zu einer Tiefe von ca. 3 mm. Injizieren der Nadel, bis der Widerstand leicht abnimmt, was anzeigt, dass die Nadel in den lateralen Ventrikel eingedrungen. Wenn ein Referenz benötigt wird, markieren 3 mm von der Spitze der Nadel mit nicht-toxischen ausgestattet. Stellen Sie die Injektionstiefe für Welpen Größe und Belastung auf der Grundlage Farbstoff targeting der Ventrikel. </li><li> Die Spritze fest, so dass der Kolben niedergedrückt wird, ohne den Nadel weiter in das Gehirn. Wenn die Injektion in den Thalamus verschoben wird, wird die Virusausbreitung stark eingeschränkt werden. </li><li> Beginnen Sie langsam injizieren Virus während der Überwachung des Volumens aus der Spritze verzichtet. Verwalten ein Volumen von maximal 2 ul in jede Kammer. Wenn die Nadel in der richtigen Position, wird der Farbstoff zu verbreiten, um die Herzkammer zu füllen. </li><li> Ziehen Sie langsam die Nadel. </li><li> Lassen Sie die erste Injektionsstelle vor der Injektion zu der anderen Hemisphäre zu schließen. HINWEIS: spritzen nicht der gleichen Stelle mehr als einmal. Wiedereinsetzen der Nadel Kräfte Virus, das bereits eingespritzt wurde austreten und verursacht Verletzungen oder zum Tod des Welpen. </li><li> Spritzen Sie die kontralateralen Ventrikel mit dem gleichen Verfahren. </li></ol></li><li> Stereotaktische Injektion von AAV in neugeborenen Mäusen: <ol><li> Last 5 ul verdünnte AAV mit 0,05% Trypanblau into der Injektionsspritze durch den stereotaktischen Manipulator statt. </li><li> Legen sanft den Kopf des Welpen zwischen dem Ohr Bars von der Neugeborenen-Rahmen. Stellen Sie sicher, der Kopf ist Ebene in der Y-Achse (vorne nach hinten) durch Überprüfung, dass die Linie zwischen Lambda und Bregma parallel zur Bühne. Stellen Sie sicher, der Kopf ist in der Ebene X-Achse (Seite zu Seite), indem Sie, dass eine gedachte Linie zwischen den Ohren, oder eine Linie zwischen den Augen, ist parallel zu der Bühne. </li><li> Wischen Sie den Kopf des narkotisierten Welpen mit einem Wattestäbchen in 70% Ethanol getränkt. </li><li> Verwenden Sie den stereotaktischen Manipulator, um die Spritze oben Lambda positionieren und dann die Null X und Y-Koordinaten. Bewegen Sie die Arme, um stereotaktischen (X, Y) = (0,8, 1,5) mm für Standard-P0 Welpen. HINWEIS: Pup Größe und stereotaktischen Koordinaten können durch den Stamm und Alter variieren. Einzustellen Koordinaten bezogen auf Farbstoff Injektionen benötigt, um die lateralen Ventrikel Ziel. </li><li> Langsam senken Sie die Nadel in der Injektionsstelle. Die Oberfläche des Schädels wird indHNO und dann freigeben, sobald die Nadel in die Haut eingedrungen ist. Kanüle zurückziehen, bis der Schädel wieder seine normale konkave Form, aber halten Sie die Abschrägung der Nadel unter die Haut. Null die Z-Koordinate an dieser Stelle. </li><li> Führen Sie die Nadel bis Z = -1.7 mm und dann auf -1,5 mm zurückzuziehen. </li><li> Langsam injizieren das Virus. Jede Hemisphäre bis zu 2 ul der Lösung annehmen. </li><li> Halten Sie die Spritze in Platz für 30-60 Sekunden nach Abschluss der Injektion und dann langsam die Nadel über 1-2 min zurückzuziehen. </li><li> Wiederholen der kontralateralen Hemisphäre mit negativen Koordinaten in der X-Achse für die Injektionsstelle. HINWEIS: Alternative Koordinaten für die Injektion sind (X, Y, Z) = (0.8, 2.0, -1.5) mm und (1.2, 1.0, -1.5) mm. Führen Sie die erste Injektion bei (0,8, 2,0), dann zu (0,8, -2,0), (1.2, 1.0) und schließlich (1.2, -1.0) zu bewegen. Injizieren 1 ul Lösung an jedem Ort, für eine Gesamtzahl von 2 ul pro Hemisphäre. Bewegen sich schnell zwischen den Injektionen, um das Verfahren in les vervollständigens als 10 min. </li></ol></li></ol> 6. Post-Injektion Pflege <ol><li> Nach Abschluss Injektionen in beiden Hemisphären, legen Sie den Welpen wieder auf die Erwärmung Pad, bis seine Körpertemperatur und Hautfarbe, den normalen und der Welpe sich zu bewegen beginnt. </li><li> Wenn Sie die biologische Mutter, die injiziert Neugeborenen stillen, kehren die injizierten Welpen auf die biologische Mutter, nachdem sie erholen normale Bewegung. Die restlichen nicht-injizierten Welpen auf die Warmhalteauflage. Wiederholen Sie den Vorgang, bis alle Mäuse injiziert wurden. </li><li> Wenn Sie eine Pflegemutter, um die injizierten Neugeborenen stillen, übertragen alle injiziert Welpen auf die Pflegemutter für die Pflege nach der sie sich erholen normale Bewegung. <ol><li> Entfernen Sie die meisten oder alle der Welpen, die zu der Pflegemutter aus dem Käfig, um den Erfolg der injizierten Tiere zu gewährleisten. </li><li> Wenn Welpen Pflegemutter und injiziert Welpen haben die gleiche Augen-und Hautfarbe, markieren Welpen von der Pflegemutter mit einem Labor Stift so können siespäter aus. </li><li> Zeigen Welpen der Pflegemutter und einige ihrer Betten zusammen mit den injizierten Welpen. Stellen Sie sicher, dass die eingespritzten Welpen erwerben den Duft ihres biologischen Nachkommen zur Verbesserung der Akzeptanz der neuen Welpen. </li><li> Legen Sie nur die injizierten Welpen zurück in die Pflegemutter in den Käfig. Keulen alle verbleibenden Welpen von der Pflegemutter. </li></ol></li><li> Stellen Sie sicher, dass die Mutter zu Besuch und Pflege von Jungtieren die injizierten innerhalb von 10 min indem sie in den Käfig. Wenn die Mutter nicht die Welpen in dieser Zeit zu sammeln, zu übertragen Welpen zu einem anderen Pflegemutter. </li><li> Beschriften Sie den Käfig mit einem Biohazard Karte zu zeigen, dass es viral-injizierten Tieren enthält. Haus der Käfig in einem zugelassenen Gebiet für 72 Stunden. </li><li> Nach der Quarantänezeit 72 Stunden, übertragen Sie die Mutter und Welpen (aber kein Bettzeug oder andere Käfig Artikel) in einen sauberen Käfig. Führen Sie diese Übertragung innerhalb einer Ebene 2 Biosicherheitswerkbank, um die Exposition zu jeder viral kontaminierte Bettwäsche zu vermeiden. Return den sauberen Käfig mit den Tieren injiziert, um den normalen Maus Möglichkeiten. </li><li> Legen Sie die schmutzigen Käfig in eine Tasche Biohazard, durch Autoklavieren sterilisieren und dann den Käfig, um das Vivarium. </li></ol> 7. Cleanup <ol><li> Die restlichen Virus-Lösung bei 4 ° C für die zukünftige Verwendung. Das Virus behält Transduktionseffizienz für mindestens 2 Monate bei 4 ° C 8 gespeichert. </li><li> Desinfizieren der Injektionsnadel und Spritze mit 2% Bleiche, gefolgt von wiederholten Spülungen mit deionisiertem Wasser. </li><li> Reinigen Sie die Arbeitsfläche mit 2% Bleichmittel, gefolgt von 70% Ethanol. </li><li> Sammeln Sie alle Einwegartikel einschließlich Pipettenspitzen, Rohre, Maske und Handschuhe in einem Kunststoffbeutel Biohazard. Die Entsorgung des geltenden Rechts und institutionelle Politik (dh Autoklaven oder verbrennen) erforderlich. </li></ol> 8. Bereiten Maus Brains for Imaging <ol><li> Ein injiziert Maus in einer Kohlendioxid-Euthanasie Kammer bei 34 Wochen nach der Injektion. Folgen institutionellen Richtlinien für die richtige Euthanasie Verfahren. Tiere Perfusion nicht mit Paraformaldehyd, da dies die Fluoreszenzmarkierung zu löschen. </li><li> Entfernen Sie die gesamte Gehirn aus dem Schädel und fixieren für 3-12 h in 4% Paraformaldehyd in PBS bei 4 ° C. </li><li> Übertragen Sie die Fest Gehirn zu 30% Saccharose für Gefrierschutz. Inkubieren bei 4 ° C, bis das Gehirn zu Boden sinkt. </li><li> Sammeln Sie einen Eimer mit fein gemahlen Trockeneis. Schneiden Sie das Gehirn in der Hälfte auf der Mittellinie. Begraben die Gehirnhälften in der Trockeneis zu frieren. </li><li> Kühlen Sie die Mikrotom Stufe durch Zugabe von Trockeneis und 100% Ethanol. </li><li> Sichern Sie das Gehirn auf die Bühne mit der Mittellinie nach unten mit PBS und gefrieren lassen. </li><li> Schnitt durch das Gehirn bei 30-45 um Dicke mit einem Gefrierpunkt Schlittenmikrotom. </li><li> Ort Abschnitte in 24-Well-Platten, die Frostschutzmittellösung (250 ml Glycerin, 300 ml Ethylenglykol, 500 ml 0,1 M Phosphatpuffer, pH 7,4). Abdeckplatten with Alufolie und bei -20 ° C für die zukünftige Verwendung. </li><li> Sammeln Abschnitte 1-4 Brunnen und waschen 3x in PBS. </li><li> Mount-Schnitte auf Objektträger und Deckglas. Die Objektträger dürfen einen dunklen Ort trocknen. </li><li> Bild Folien mit entsprechenden Filtern für native YFP oder tdTomato, um das Virus Übertragungsmuster zu überprüfen. </li></ol>

<ol><li>De Vry, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+electroporation+of+the+central+nervous+system%3A+a+non-viral+approach+for+targeted+gene+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+neurobiology%22%5BJournal%5D)">In vivo electroporation of the central nervous system: a non-viral approach for targeted gene delivery.</a> Progress in neurobiology. 92, 227-244 (2010).</li>
<li>Sun, B., Gan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Manipulation+of+gene+expression+in+the+central+nervous+system+with+lentiviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Manipulation of gene expression in the central nervous system with lentiviral vectors.</a> Methods Mol Biol. 670, 155-168 (2011).</li>
<li>Puntel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+into+rat+brain+using+adenoviral+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Gene transfer into rat brain using adenoviral vectors.</a> Curr Protoc Neurosci. 4, (2010).</li>
<li>Passini, M. A., Wolfe, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Widespread+gene+delivery+and+structure-specific+patterns+of+expression+in+the+brain+after+intraventricular+injections+of+neonatal+mice+with+an+adeno-associated+virus+vector%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Widespread gene delivery and structure-specific patterns of expression in the brain after intraventricular injections of neonatal mice with an adeno-associated virus vector.</a> J Virol. 75, 12382-12392 (2001).</li>
<li>Passini, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraventricular+brain+injection+of+adeno-associated+virus+type+1+%28AAV1%29+in+neonatal+mice+results+in+complementary+patterns+of+neuronal+transduction+to+AAV2+and+total+long-term+correction+of+storage+lesions+in+the+brains+of+beta-glucuronidase-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">Intraventricular brain injection of adeno-associated virus type 1 (AAV1) in neonatal mice results in complementary patterns of neuronal transduction to AAV2 and total long-term correction of storage lesions in the brains of beta-glucuronidase-deficient mice.</a> J Virol. 77, 7034-7040 (2003).</li>
<li>Kim, J. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Viral+transduction+of+the+neonatal+brain+delivers+controllable+genetic+mosaicism+for+visualising+and+manipulating+neuronal+circuits+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Viral transduction of the neonatal brain delivers controllable genetic mosaicism for visualising and manipulating neuronal circuits in vivo.</a> Eur J Neurosci. 37, 1203-1220 (2013).</li>
<li>Chakrabarty, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capsid+serotype+and+timing+of+injection+determines+AAV+transduction+in+the+neonatal+mice+brain%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+one%22%5BJournal%5D)">Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain.</a> PloS one. 8, (2013).</li>
<li>Croyle, M. A., Cheng, X., Wilson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+formulations+that+enhance+physical+stability+of+viral+vectors+for+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+therapy%22%5BJournal%5D)">Development of formulations that enhance physical stability of viral vectors for gene therapy.</a> Gene therapy. 8, 1281-1290 (2001).</li>
<li>Bauer, H. C., Bauer, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+induction+of+the+blood-brain+barrier%3A+still+an+enigma%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+and+molecular+neurobiology%22%5BJournal%5D)">Neural induction of the blood-brain barrier: still an enigma.</a> Cellular and molecular neurobiology. 20, 13-28 (2000).</li>
<li>Cearley, C. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Expanded+repertoire+of+AAV+vector+serotypes+mediate+unique+patterns+of+transduction+in+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+therapy+%3A+the+journal+of+the+American+Society+of+Gene+Therapy%22%5BJournal%5D)">Expanded repertoire of AAV vector serotypes mediate unique patterns of transduction in mouse brain.</a> Molecular therapy : the journal of the American Society of Gene Therapy. 16, 1710-1718 (2008).</li>
<li>Grimm, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+and+in+vivo+gene+therapy+vector+evolution+via+multispecies+interbreeding+and+retargeting+of+adeno-associated+viruses%5BTitle%5D)+AND+%22J+Virol%22%5BJournal%5D)">In vitro and in vivo gene therapy vector evolution via multispecies interbreeding and retargeting of adeno-associated viruses.</a> J Virol. 82, 5887-5911 (2008).</li>
</ol>

Autoren erklären, dass sie keine finanziellen Interessen konkurrieren.

Wir haben ein vielseitiges Verfahren zum Manipulieren von neuronalen Genexpression unter Verwendung von AAV als Vehikel für die Abgabe in den weit verbreiteten neonatalen Maushirn beschrieben. Im Vergleich zu anderen Methoden der neuronalen Transgenese wie in utero Elektroporation 1 oder stereo intrakranielle Injektion 2,3 ist neonatalen viralen Injektion relativ einfach und unkompliziert. Die grundsätzliche Vorgehensweise ist in wenigen Minuten mit nur einem Eiskübel und ein Mikroliter-Spritze dur...

Traditionelle Methoden zur Modifizierung von neuronalen Genexpression erfordern zeitaufwendig und teuer Keimbahnmanipulationen. Alternative de novo-Ansätze wie in utero Elektroporation oder stereotaktische Injektion lentiviralen ergeben schnellere Ergebnisse und sind weniger teuer, haben aber den Nachteil, dass komplexe chirurgische Intervention 1-3. Darüber hinaus hat die Transgen-Expression einen begrenzten räumlichen Bereich mit diesen Methoden. Hier beschreiben wir eine schnelle, einfache und kostengünstige Methode für die weit verbreiteten neuronalen Manipulation über intraventrikuläre Injektion von Adeno-assoziierte Viren (AAV) in der Neugeborenen-Gehirn der Maus. Das Verfahren wurde von John Wolfe und Marco Passini 2001, wo sie vorgeschlagen kleinen Teilchengröße von AAV gestattet es, innerhalb des Rückenmarksflüssigkeit diffundieren, wie es geht aus den lateralen Ventrikel durch die unreifen Ependymzellen Schranke und in das Hirnparenchym 4, 5. Intraventrikuläre Injektion von AAV in der fIRST 24 Stunden nach der Geburt Ausbeuten verbreiteten viralen Transduktion von neuronalen Teilmengen spannt jede Region des Gehirns, von den Riechkolben des Hirnstamms 6,7. Viral geliefert Transgene exprimiert und innerhalb weniger Tage nach Injektion aktiv und bleiben bis zu einem Jahr nach Transduktion. Somit ermöglicht dieses vielseitige Manipulation von Studien der frühen postnatalen Entwicklung des Gehirns von Alterung und Degeneration in der Erwachsenen. Bei der Anpassung der Technik für unsere spezielle experimentelle Bedürfnisse wir uns hauptsächlich auf AAV8 Serotyp konzentriert, weil es am effizientesten Wandler Neuronen 6. Wir zeigen, dass virale Titer verdünnt, um die Dichte der transduzierten Neuronen für Experimente Testzellengrenz Folgen genetische Manipulation zu steuern. Darüber hinaus zeigen wir, dass die beiden Viren konnte gemeinsam injiziert, um die Expressionsmuster, die in Richtung unterschiedliche oder überlappende Gruppen von Neuronen vorgespannt sind, zu erzeugen, in Abhängigkeit von den für die gewählte Serotypenvirale Verpackungs. Unsere Arbeit erweitert die Vielseitigkeit dieser Technik zum Einsatz in einem breiten Spektrum von experimentellen Neurowissenschaften-Einstellungen.

<table><tbody><tr><td>ICR gezüchtete Mäuse</td><td>Harlan</td><td>Hsd:ICR (CD-1)</td><td>Dieser Stamm ist auch bekannt als CD-1</td></tr><tr><td>FVB Inzuchtmäuse</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>1800</td><td>5-6 Wochen alt</td></tr><tr><td>Nestlets</td><td>Lab Supply</td><td>NESTLETS</td><td></td></tr><tr><td>Shepherd shacks</td><td>Lab Supply</td><td>SS-mouse</td><td></td></tr><tr><td>High fat Nagetier Chow</td><td>Purina Mills</td><td>PicoLab Mouse diet 20, #5058</td><td>Dies ist unser Standard-Zuchtfutter</td></tr> für <tr><td>Nagetiere (Alternative)</td><td>Harlan Laboratories</td><td>Teklad Global 19% Protein Nagetierfutter #2019S</td><td>Wenn ein niedriger Phytoöstrogengehalt erforderlich ist, autoklavierbare</td></tr><tr><td>Diät Injektionsspritze</td><td>Hamilton</td><td>7653-01</td><td>10 ml Spritze</td></tr><tr><td>Injektionsnadeln</td><td>Hamilton</td><td>7803-04, RN 6PK PT4, 0,375"</td><td>32 G, für Standard-P0-Injektionen</td></tr><tr><td>Metallplatte für Kryoanästhesie</td><td>McMaster Carr</td><td>8975K439</td><td>Rohe Aluminiumplatte, 6" x 12", 0,25" dick, muss in 3 gleiche Stücke geschnitten und Kanten von der örtlichen Maschinenwerkstatt geschliffen werden</td></tr><tr><td>Stereotaktisches Gerät für Kleintiere mit digitaler Anzeige</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Modell 940</td><td></td></tr><tr><td>Universal-Spritzenhalter mit Nadelstützfuß</td><td>David Kopf Instruments</td><td>Modell 1772-F1</td><td></td></tr><tr><td>Rahmen für Neugeborene</td><td>Stoelting</td><td>51625</td><td>Offiziell Adapter für Maus und Neugeborenenratte genannt</td></tr><tr><td>Entsorgungsbeutel für Biohazard mit sterilem Indikator</td><td>VWR</td><td>14220-030</td><td>Wichtig! &ndash; Erkundigen Sie sich bei den örtlichen Veterinär- und Umweltsicherheitsmitarbeitern, um sich über Ihr Institut zu informieren. s Protokoll für die Entsorgung biologisch gefährlicher Abfälle</td></tr></tbody></table>

intracerebroventricular viral injektion der neonatal maus gehirn für anhaltenden und verbreiteten neuronale transduction

Intracerebroventricular Viral Injection of the Neonatal Mouse Brain for Persistent and Widespread Neuronal Transduction

Mit dem Tempo der wissenschaftlichen Fortschritt zu beschleunigen schnell, werden neue Methoden zur experimentellen Neurowissenschaften benötigt, um die Genexpression im Gehirn von Mäusen schnell und einfach zu manipulieren. Hier beschreiben wir eine Technik zuerst von Passini und Wolfe für die direkte Lieferung von intrakraniellen viral-kodierte Transgenen in der Neugeborenen-Gehirn der Maus eingeführt. In seiner einfachsten Form benötigt das Verfahren nur einen Eiskübel und ein Mikroliter-Spritze. Jedoch kann das Protokoll auch für die Verwendung mit der stereotaktischen Rahmen angepasst ist, um Konsistenz für Forscher neu in der Technik zu verbessern. Das Verfahren beruht auf der Fähigkeit des Adeno-assoziierten Virus (AAV), frei von den Hirnkammern bewegen in das Hirnparenchym, während die ependymale Futter ist immer noch in der ersten 12-24 h nach der Geburt unreif. Intraventrikuläre Injektion von AAV in diesem Alter weit verbreitet Ergebnisse Übertragung von Nervenzellen im Gehirn. Ausdruck beginnt innerhalb weniger Tage der Injektion und hält für die lifetime des Tieres. Virustiter eingestellt werden, um die Dichte der transduzierten Neuronen steuern, während die Co-Expression eines fluoreszierenden Proteins ist eine notwendige Beschriftung der transduzierten Zellen werden. Mit der steigenden Verfügbarkeit von viralen Kernanlagen, sowohl off-the-shelf, abgepackte Reagenzien und individuelle Viruspräparat zu schaffen, bietet dieser Ansatz eine zeitnahe Verfahren zur Manipulation der Genexpression im Gehirn der Maus, die schnell, einfach und weit weniger teuer ist als traditionelle Keimbahntherapie.

Erfolgreiche intraventrikuläre Injektion Virusausbeuten weit verbreitet und robuste neuronale Ausdruck. Hier untersuchten wir die virale Transduktion unter Verwendung von YFP oder tdTomato fluoreszierende Gene unter der Kontrolle von Hühner beta-Aktin-Promotor (CBA-Promotor). Diese Konstrukte wurden in AAV8 verpackt und in die lateralen Ventrikel von neonatalen (P0) ICR-Mäusen injiziert. Hohe virale Titer (10 10 Partikel pro Hemisphäre) ergab dichte Markierung des Riechkolbens, Striatum, Großhirnrinde, Hippoc...

Hier demonstrieren wir eine Technik zur weit verbreiteten neuronalen Transduktion durch intraventrikuläre Injektion von Adeno-assoziierten Viren in das neonatale Mausgehirn. Diese Methode bietet eine schnelle und einfache Möglichkeit, eine lebenslange Expression von viral transportierten Transgenen zu erreichen.

Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

With the pace of scientific advancement accelerating rapidly, new methods are needed for experimental neuroscience to quickly and easily manipulate gene ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, Neuronen im gesamten Gehirn viral zu transduzieren. Dies wird durch Kryo-Anästhesie von neugeborenen Welpen erreicht, gefolgt von der Überführung des Neugeborenen in das gekühlte Stadium zur Injektion. Identifizieren Sie als Nächstes die Injektionsstelle, an der die lateralen Ventrikel zwischen der Lambda-Naht und jedem Auge oder lateral von der sagittalen Naht auf halbem Weg zwischen Lambda und Bgma anvisiert werden.Der letzte Schritt besteht darin, die Nadel in der richtigen Tiefe einzuführen und langsam bis zu zwei Mikroliter Viruslösung in den Seitenventrikel jeder Hemisphäre zu infundieren. Letztendlich wird eine Fluoreszenzmarkierung oder Immunfluoreszenz für das interessierende Gen verwendet, um das transgene Expressionsmuster zu zeigen, das sich aus der intraventrikulären Injektion ergibt. Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Technik noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, die Seitenventrikel genau zu treffen.Diese Technik wird sowohl durch intrakranielle Freihandinjektion als auch durch stereotaktische Injektion demonstriert, was zeigt, dass die Freihandtechnik von einem anderen Postdoc in meinem Labor begleitet wird. Bereiten Sie zunächst eine 10-Mikroliter-Injektionsspritze mit einer 32-Gauge-Nadel für allgemeine Neugeborene am postnatalen Tag Null vor. Legen Sie dann eine kleine Aluminiumplatte zum Abkühlen auf Eis und legen Sie ein trockenes Arbeitstuch auf die Platte, um die Haut des Welpen vor dem kalten Metall zu schützen.Diese dient als flache kalte Oberfläche für die Betäubung und Injektion der Welpen. Bereiten Sie als Nächstes ein Wärmekissen vor, das geeignet ist, neugeborene Mäuse vor und nach der Injektion warm zu halten. Sobald die neugeborenen Welpen mit dem Stillen begonnen haben, nehmen Sie etwa die Hälfte von ihnen aus dem Käfig und lassen Sie die andere Hälfte bei ihrer Mutter.Legen Sie die gesammelten Welpen auf das Wärmekissen, während Sie auf die Injektion warten. Übertragen Sie einen Welpen vom Warmhaltekissen auf die kalte Metallplatte, um eine Unterkühlung auszulösen. Anästhesie. Warten Sie zwei bis drei Minuten, bis der Welpe vollständig betäubt ist.Bestätigen Sie die Anästhesie, indem Sie eine Pfote sehr sanft zusammendrücken und kostenlos auf Bewegungs- oder Atmungsmangel überwachen. Geben Sie von Hand intrakranielle Injektion fünf Mikroliter verdünntes Adeno-assoziiertes Virus oder ein AV mit 0,05 % Trianblau in die Injektionsspritze. Wischen Sie den Kopf des betäubten Welpen vorsichtig mit einem Wattestäbchen ab, das in 70%igem Ethanol getränkt ist.Identifizieren Sie die Injektionsstellen bei zwei Fünfteln des Abstands von der Lambda-Naht zu jedem Auge, und die alternative Injektionsstelle befindet sich etwa 0,8 bis einen Millimeter lateral von der sagittalen Naht auf halbem Weg zwischen Lambda und Bgma. Diese Orientierungspunkte sind am postnatalen Tag Null durch die Haut sichtbar. Markieren Sie die Injektionsstelle mit einem ungiftigen Laborstift.Halten Sie die Spritze an eine sichtbare Skala, um die Menge der abgegebenen Lösung zu überwachen. Stellen Sie sicher, dass der Daumen die Oberseite des Kolbens erreichen kann. Entfernen Sie dann den Daumen vom Kolben, während Sie die Nadel positionieren.Um eine versehentliche Abgabe von Viren zu vermeiden, legen Sie den Welpen auf die Seite und legen Sie den Kopf direkt unter die Spritze. Drehen Sie den Kopf des P so, dass die markierte Injektionsstelle nach oben zeigt, und zwar sanft, aber fest. Halten Sie diese Position mit einer offenen Hand.Halten Sie die Spritze senkrecht zur Schädeloberfläche und führen Sie die Nadel an der markierten Injektionsstelle in einer Tiefe von etwa drei Millimetern ein. Injizieren Sie die Nadel, bis der Widerstand leicht abnimmt, was darauf hinweist, dass die Nadel in den Seitenventrikel eingedrungen ist. Beginnen Sie mit der langsamen Injektion des Virus, während Sie das aus der Spritze abgegebene Volumen überwachen.Verabreichen Sie ein maximales Volumen von zwei Mikrolitern in den Ventrikel. Ziehen Sie die Nadel langsam zurück. Lassen Sie die erste Injektionsstelle schließen, bevor Sie die andere Hemisphäre injizieren.Wenn sich die Nadel in der richtigen Position befindet, breitet sich der Farbstoff aus, um den Ventrikel zu füllen. Kühlen Sie das Neugeborenenstadium auf vier bis acht Grad Celsius ab, indem Sie 100 % Ethanol und Trockeneis in das Reservoir geben. Am vorderen Ende des Blockschlosses.Halten Sie die Temperatur über einem Grad Celsius, um Erfrierungen der Welpen zu vermeiden. Laden Sie fünf Mikroliter verdünntes A a V mit 0,05 % Trianblau in die Injektionsspritze, die vom stereotaktischen Manipulator gehalten wird. Platzieren Sie später den Kopf des Welpen vorsichtig zwischen den Ohrstangen des Neugeborenenrahmens.Stellen Sie sicher, dass der Kopf in der Y-Achse waagerecht ist, indem Sie überprüfen, ob die Linie zwischen Lambda und Bgma parallel zum Tisch verläuft. Stellen Sie sicher, dass der Kopf in der x-Achse waagerecht ist, indem Sie überprüfen, ob eine imaginäre Linie zwischen den Ohren oder eine Linie zwischen den Augen parallel zum Tisch verläuft. Wischen Sie den Kopf des betäubten Welpen vorsichtig mit einem Watteestäbchen ab, das mit 70%igem Ethanol getränkt ist.Verwenden Sie dann den stereotaktischen Manipulator, um die Spritze über Lambda und Null zu positionieren. Die x- und y-Koordinaten. Bewegen Sie die stereotaktischen Arme in eine Position, die 0,8 Millimeter lateral und 1,5 Millimeter vor der Lambda-Naht liegt, oder senken Sie die Nadel langsam in die Injektionsstelle.Die Oberfläche des Schädels wird eingedrückt und dann wieder freigegeben. Sobald die Nadel in die Haut eingedrungen ist, ziehen Sie die Nadel zurück, bis der Schädel seine normale konkave Form wiedererlangt, aber halten Sie die Abschrägung der Nadel unter der Haut auf Null. Die Z-Koordinate an dieser Stelle.Stechen Sie die Nadel ein, bis Z -1,7 Millimeter entspricht, und ziehen Sie sie dann auf -1,5 Millimeter zurück. Injizieren Sie das Virus langsam. Jede Hemisphäre kann bis zu zwei Mikroliter Lösung aufnehmen.Lassen Sie die Spritze nach Abschluss der Injektion 30 bis 60 Sekunden lang an Ort und Stelle und ziehen Sie die Nadel dann langsam über ein bis zwei Minuten zurück. Wiederholen Sie den Vorgang für die kontralaterale Hemisphäre mit negativen Koordinaten in der x-Achse für die Injektionsstelle. Nachdem Sie die Injektionen in beide Hemisphären abgeschlossen haben, legen Sie den Welpen wieder auf das Wärmekissen, bis sich seine Körpertemperatur und Hautfarbe wieder normalisiert haben und der Welpe sich zu bewegen beginnt.Nehmen Sie als Nächstes die verbleibenden nicht injizierten Welpen auf das Wärmekissen und bringen Sie die injizierten Welpen wieder in den Käfig zurück, nachdem sie sich wieder normal bewegt haben. Wiederholen Sie den Vorgang, bis alle Mäuse injiziert wurden. Eine erfolgreiche intraventrikuläre Virusinjektion führt zu einer weit verbreiteten und robusten Substanz.Neuronale Expressions-, YFP- oder TD-Tomatenfluoreszenz-Genkonstrukte wurden in ein a V acht verpackt und in die lateralen Ventrikel von neugeborenen Mäusen injiziert. Hohe virale Titer führten zu einer dichten Markierung des Riechkolbens, des Striatums, der Großhirnrinde, des Hippocampus und des Kleinhirns. Die Markierung war auch in zerebellären Purkinje-Neuronen zu beobachten, aber das Fehlen von Kleinhirn-Körnerneuronen, die am postnatalen Tag Null noch nicht in großer Zahl vorhanden sind, führte zu einer spärlichen Markierung und einer geringeren Intensitätsexpression.Die Verwendung von AA V acht in einem Konzentrationsbereich zwischen 10 und dem siebten und 10 bis zum 10. Teilchen pro Partikel ist eine einfache und zuverlässige Möglichkeit, den Grad des durch die Injektion erzeugten transgenen Mosaikismus zu kontrollieren. Mehrere Transgene können durch gleichzeitige Injektion von zwei oder mehr Viren exprimiert werden. Die Co-Injektion von zwei Viren, die in denselben Serotyp verpackt sind, verzerrt die resultierende Transduktion zu überlappenden neuronalen Populationen, so dass viele Zellen beide Transgene in niedrigeren Konzentrationen exprimieren.Die Expressionsmuster werden unabhängiger und der Prozentsatz der co-markierten Zellen wird verringert. Eine nicht überlappende Expression kann auch durch Injektion verschiedener a v Serotypen co Injektion von AAV 1 und AAV acht erreicht werden. Die Kodierung unterschiedlicher fluoreszierender Reporter erzeugt ein weitgehend unabhängiges Muster des dualen Mosaiks, sobald es gemeistert ist.Diese Technik kann in fünf bis 10 Minuten pro Neugeborenem abgeschlossen werden, wenn sie richtig durchgeführt wird.

intracerebroventricular-viral-injection-neonatal-mouse-brain-for

Research

Forschung

JoVE Journal

Neuroscience

Neurowissenschaften

Steuern der Expansion von somatischen Stammzellen ist ein Hauptfaktor, was ihrer Studie und therapeutischen Verwendung. Hier beschreiben wir ein System zur zeitlich steuern Nervenstammzellen Expansion während der Entwicklung und im Erwachsenenalter, die verwendet werden, um die Zahl der Neuronen im Gehirn der Maus erzeugt erhöhen kann.

Erweiterung der embryonalen und adulten neuralen Stammzellen<em&gt; In Utero</em&gt; Elektroporation oder Viral stereotaktische Injektion

Dieses Video beschreibt eine effiziente Technik zur Induktion von Glioblastomen (GBM) mit Hilfe von Transposon-DNA, die in die Ventrikel von neugeborenen Mäusen injiziert wird. Zellen der subventrikulären Zone, die das Plasmid aufnehmen, transformieren, vermehren und Tumore mit histopathologischen Merkmalen des menschlichen GBM erzeugen.

Glioblastom-Induktion mittels SB-vermittelter Transposition: Eine Technik zur Generierung eines neuartigen Mausmodells unter Verwendung der Transposon-vermittelten Integration von SB-Plasmid in das Gehirn von Neugeborenen

Dieses Video zeigt den intrazerebroventrikulären Injektionsprozess zur Untersuchung der Verteilung des murinen Cytomegalievirus (MCMV) im Gehirn von Neugeborenen. MCMV, das entwickelt wurde, um ein verstärktes grün fluoreszierendes Protein (EGFP) für die Sichtbarkeit zu exprimieren, wird in den lateralen Ventrikel des Gehirns eines Mäusewelpen injiziert. Das injizierte Virus zirkuliert durch die Zerebrospinalflüssigkeit und infiziert Zellen im periventrikulären Bereich, einschließlich der...

Eine intrazerebroventrikuläre Injektion zur Analyse der Verteilung des murinen Cytomegalievirus in einem neonatalen Mausgehirn

Quelle: Pereira, M. et. al., In vivo direkte Reprogrammierung von residenten Gliazellen in Interneuronen durch intrazerebrale Injektion viraler Vektoren. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt die stereotaktische Injektion eines Adeno-assoziierten Virus in die Großhirnrinde einer transgenen Maus, um Cre-abhängige neuronale Reprogrammierung und fluoreszierende Reportergene in Gliazellen zu bringen.

Stereotaktische Injektion von viralen Vektoren für die Reprogrammierung von Gliazellen in einem Mausmodell

Humanen Cytomegalovirus (HCMV)-Infektion des Neugeborenen stellt eine wichtige Ursache für geistige Behinderung, aber die molekularen Ereignisse, die zum Virus-induzierten Pathogenese sind noch weitgehend unverstanden. Um die Dynamik der Infektion des Gehirns zu untersuchen, passten wir...

Verwenden Sie von<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging zur Überwachung der Progression of Experimental Maus Cytomegalovirus-Infektion bei Neugeborenen

Tiermodelle der pädiatrischen Erkrankung früh einsetzende und aggressiven Krankheitsprogression zu erleben. Klinisch relevante Therapieabgabe, junge Maus-Modellen kann technisch schwierig sein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur intravenösen Injektion neugeborene Mäuse innerhalb der ersten zwei Tage nach der Geburt des Lebens.

Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen

Hier beschreiben wir eine einfache Methode zur intrazerebroventrikulären und intravaskulären Injektion von Viruspartikeln oder fluoreszierenden Mikrokügelchen in das Gehirn von Neugeborenen. Das Lokalisationsmuster des Virus und der Nanopartikel konnte durch mikroskopische Auswertung oder durch in situ Hybridisierung nachgewiesen werden.

Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn

Wir beschreiben ein Protokoll der stereotaktischen Operation mit einer hausgemachten Kopf fixiert Vorrichtung zur microinjecting Reagenzien in das Striatum von Neugeborenen mäusegehirnen. Diese Technik ermöglicht Genmanipulation in neuronalen Zellen bestimmter Regionen des Neugeborenen mäusegehirnen.

Stereotaktischen Chirurgie für Genmanipulation in Striatale Zellen des Neugeborenen Mäusegehirnen

Dieses Protokoll demonstriert eine neuartige Methode zur Anwendung von Gentherapien auf Subpopulationen von Zellen bei neonatalen Ratten im postnatalen Alter von 5-10 Tagen durch Injektion eines anterograden chemogenetischen Modifikators in den somatomotorischen Kortex und einer retrograden transportablen Cre-Rekombinase in das zervikale Rückenmark.

Targeting des kortikospinalen Trakts bei neonatalen Ratten mit einem doppelviralen Vektor mittels kombinierter Gehirn- und Wirbelsäulenchirurgie

Das vorliegende Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt-Anweisungen für die Durchführung intrathekaler Injektionen bei neugeborenen Mäusen zur Geneditierung und Medikamentenabgabe.

Intrathekale Injektion von neugeborenen Mäusen zur Genomeditierung und Medikamentenverabreichung

Es wird eine neue Technik zur großflächigen Verabreichung von Adeno-assoziierten Viren beschrieben, die eine Subarachnoidalvirus-Infusion verwendet. Diese Methode gewährleistet nicht nur eine weit verbreitete Transduktion von neokortikalen Neuronen der Maus in oberflächlichen Schichten, sondern führt auch zu einer selektiven Expression des Transgens in pyramidalen Neuronen der fünften Schicht, selbst wenn ein nicht-selektiver Promotor verwendet wird.

Weit verbreitete Transduktion neokortikaler Neuronen der Maus durch Subarachnoidal-Injektion von AAV2

Lernen Sie die intraventrikuläre AAV-Injektion bei neonatalen Mäusen für weit verbreitete neuronale Transduktion. Diese Methode ermöglicht lebenslange Transgenexpression im gesamten Gehirn.

Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

Weitere Videos entdecken