Name: Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-01-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 5 s
Description: Lernen Sie die Katheterisierung von Arteria carotis und Vena jugularis bei Ratten für hämodynamische Messungen, Infusionen und Blutentnahmen im wachen Tier. Diese Methode ermöglicht präzise physiologische Studien.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

Intramurales NIH-Programm unterstützte die Entwicklung dieses Modells. Die Veröffentlichung wurde von Harvard Apparatus Inc. und ADInstruments Inc. unterstützt. Die Arbeit der Autoren wurde im Rahmen einer von der US-Regierung finanzierten Forschung durchgeführt; Die geäußerten Meinungen entsprechen jedoch nicht unbedingt denen der National Institutes of Health.

Die nachfolgend beschriebenen Verfahren wurden im Rahmen eines Protokolls von der Animal Care und Verwenden Ausschuss des Klinikzentrums an den National Institutes of Health genehmigt durchgeführt. 1. Vorbereitung für die Chirurgie <ol><li> Gas sterilisieren Katheter und Instrumente. </li></ol> 2. Bereiten Sie den Katheter <ol><li> Reinigen Sie den Katheter mit heparinisierter Glycerin (250 IE Heparin / 1 ml Glycerin), um die Durchgängigkeit zu gewährleisten und Auslaufen zu verhindern. Stecker Ende des Katheters mit einem Metallanschlag (20 ga, 15 mm), um heparinisierte Glycerin erhalten. </li></ol> 3. Bereiten Aseptic Workstation <ol><li> Verwenden Sie 70% Alkohol, um die Workstation und Instrumentensiebe sprühen. Verwenden Sie eine sterile Abdeckung, um die OP-Tisch und Instrumentensiebe und Ort Instrumente auf dem Tablett zu decken. </li></ol> 4. Bereiten Rats für Chirurgie <ol><li> Platz Ratten einzeln in einer Lucite Kammer und setzen auf eine Betäubung; Isofluran (3-5%) Mixmit Sauerstoff ed bis bewusstlos. Entfernen Ratte aus der Kammer und rasieren Pelz von vorderen und hinteren Bereichen des Halses. Schmiermittel Salbe die Augen. </li></ol> 5. Katheter Implantation <ol><li> Zeigen narkotisierten Ratten (von Zehe Prise bestätigt) auf eine beheizte Operationstisch in der Bauchlage; legen ihre Nase in die Bugnase Anästhesie mit spontaner Atmung aufrecht zu erhalten (Isofluran; 3,5%). Reiben der OP-Bereich 3-mal abwechselnd Verwendung Betadin und 70% Alkohol. Machen Sie eine 0,5 cm Mittellinie Hautschnitt zwischen den Schulterblättern mit einer chirurgischen Schere. </li><li> Positionieren Ratte in der Rückenlage; sanft zurückhalten die Beine an jeder Seite des Tisches mit Gummibändern; Aufrechterhaltung einer Narkose. Legen Sie zwei gerollt steril 4x4 Gaze unter Nacken leicht für bessere Belichtung überstrecken. Machen Sie eine 2 cm ventralen zervikalen Hautschnitt rechts der Mittellinie des Halses auf der Ebene des Schlüsselbeins mit einem Skalpell. </li></ol> 6. RechtsVena jugularis Katheterisierung <ol><li> Mit einer Gefäßklemme, stumpf sezieren die rechte Jugularvene, scheiden sich die Speichel und Lymphgewebe, zu visualisieren und zu isolieren, eine 5 mm-Abschnitt des Schiffes. Mit 4-0 Seidennaht, legen Sie eine lose Bindung an beiden kranialen und kaudalen Enden des Schiffes, um die Belichtung des Schiffes zu maximieren. Mit einem Mikro-chirurgische Schere machen ein Einschnitt groß genug, um den Katheter mit dem Schiff zwischen den beiden Ligaturen Pass, in der Zeile und Krawatte die Schädel Ligatur rund um das Schiff. </li><li> Legen des Katheters in das Gefäß in Richtung zum Herzen mit Hilfe des Mikrosektions Haken und Pinzetten und rückt den Katheter, bis das gesamte Segment PU 3F ist im Behälter. Mithilfe der Ligaturen auf die kranialen und kaudalen Enden der Katheter in das Gefäß zu gewährleisten. </li></ol> 7. Linke Halsschlagader Katheterisierung <ol><li> Mit einer Gefäßklemme, stumpf sezieren die M. omohyoideus Längsrichtung, um die linke Halsschlagader zu entlarven und isolate eine 5mm Schnitt des Gefäßes. Achten Sie darauf, den Vagusnerv (weiße Farbe) vollständig aus der Arterie getrennt. Achten Sie darauf, nicht zu zerreißen oder brechen den Nerv. </li><li> Mit 4-0 Seidennaht, legen Sie eine lose Bindung an der kaudalen Ende des Schiffes, binden Sie die Schädel Ende des Behälters und legen Sie eine Bulldogge Klemm kaudal über der Naht, um den Blutfluss nach dem Schnitt zu stoppen. Mit Hilfe eines Mikro chirurgische Schere, einen Einschnitt machen, groß genug, um den Katheter mit dem Schiff zwischen den beiden Ligaturen übergeben, in der Schlange. Legen Sie die Arterienkatheter zum Herzen mit Hilfe des Mikropräparations Haken und Zangen. </li><li> Verwenden Sie eine glatte Nadelhalter ohne Schloss, um den Teil des Katheters innerhalb des Behälters dicht vor dem Entfernen der Bulldog Klemme zu halten. Schieben Sie den Katheter mit einer Pinzette beim Lösen Nadelhalter langsam, bis das gesamte PU 2F Segment der Katheter in das Gefäß. Binden Sie die lose Schwanz Ligatur um den Katheter und Gefäß zu sichern, aber nicht so tight so zu verschließen, den Katheter. </li></ol> 8. Mit einem Hetero Hemostat, Tunnel ein 5 cm Schlauch wieder subkutan hinter dem Ohr und durch den Einschnitt zwischen den Schulterblättern. Exteriorisieren den Katheter durch das Rohr und Entfernen Sie die U-Bahn. 9. Schließen Sie das ventrale Inzision mit drei Edelstahl-Wundklammern, und die dorsale Inzision mit 4-0 Seidennähte, um die nach außen gelegt Katheter zu befestigen. 10. Postoperative Überwachung und Pflege <ol><li> Nach Katheterisierung, beenden die Anästhesie und Wiederherstellung der Ratte in Seitenlage in einem Käfig mit Zellulose Betten. Beachten Sie die Ratten 2 h Abständen für mindestens 4 Stunden oder bis keine Anzeichen von Schmerz und dann einmal täglich. Geben Ketoprofen [5 mg / kg, subkutane Injektion (SQ)] direkt nach dem Verfahren und jede 12 Stunden, wenn die Ratten Anzeichen von Schmerzen oder Leiden. Nach unserer Erfahrung sind keine Ratten zusätzliche Analgesie für Schmerzen nach der initia erforderlichl Injektion. Eigenschaften beobachtet, die Berücksichtigung zusätzlicher Dosen von Analgesie hervorrufen würden umfassen, sind aber nicht darauf beschränkt; abnormale Körperhaltung; Zunahme / Abnahme der Atemfrequenz, unthrifty / ungroomed, Infektionen / Entzündungen der Einschnittstelle, Augenausfluss, Piloerektion (&quot;Stachelhaarkleid&quot;), Reduktion der Aktivität in Reaktion auf akustische oder taktile Reize. HINWEIS: Ratten 72 Stunden, die&gt; 10 g von der Vorschule Katheterisierung Gewichtszunahme wird in die Studie aufgenommen werden wiederhergestellt. </li></ol> 11. Anschluss an hämodynamische Systems <ol><li> Nach der Erholung, einschreiben gesunden Ratten (Gewichtszunahme&gt; 10 g) in der Studie. Platzieren Ratten in Lucite Kammer und zu betäuben, wie zuvor beschrieben. </li><li> Zeigen sterilen Tuch auf OP-Tisch mit sterilem Gefäßklemme, Mikropinzette, 1 ml Spritzen mit stumpfen Nadel auf. HINWEIS: Die Spitzen der blutstill sollte mit Gummi überzogen werden, um eine Beschädigung des Katheters zu vermeiden. Zeigen narkotisierten Ratte auf einem OP-Tabelle in der Bauchlage und Ort Nase in den Nasenkegel auf die Anästhesie (3-5%) mit spontaner Atmung aufrecht zu erhalten. </li><li> Klemm arteriellen und venösen Kathetern unter Verwendung eines Paares von Gummi capped Hämostatika gerade unterhalb der Metallsteckerstiften. Verwenden Sie eine Pinzette, um den Metallstift am Ende des Katheters zu entfernen und eine 1 ml Spritze mit Heparin Kochsalzlösung mit einer stumpfen Nadel befestigt gefüllt. Im Gegenzug, entfernen Sie die Hämostatika und ziehen 0,1 ml, um sicherzustellen, die Katheter-Patent. </li><li> Re-klemmen die Katheter, entfernen Sie die Nadel und befestigen dieses Ziel zu einer längeren Katheter (vorgespült mit Heparin Kochsalzlösung), dass ist mit einem Schwenk angeschlossen und angebunden an der Oberseite des Schuhkarton Käfig. Verbinden Sie diese Katheter zu den Wandlern für die Datenerfassung und Aufzeichnung, die Probenahme, oder Infusion. HINWEIS: Alle Katheter werden mit Spiralfeder Leitungen lang genug, um volle Bewegungsfreiheit eines Tieres im Käfig ermöglichen geschützt. </li><li> Nach Katheterverbindung beenden Anästhesie underholen, die Tiere in der Brustbeinstellung in einem Käfig mit Zellulose Betten. Um arteriellen Katheter Durchgängigkeit zu erhalten, die Linien mit 0,05 ml Heparin Kochsalzlösung (50 IU / ml) jeder 1 Stunde für 24 Stunden, die mit den regelmäßigen Bewertungen der Tiere decken Hand spülen. </li></ol> 12. Blutentnahme, Pressure Monitoring and Drug Administration <ol><li> Bringen Sie leere Spritze angeschlossen Absperrhahn Katheter arteriellen und ziehen 0,6 ml Inline-Flush. Bringen Probenspritze nehmen Probe und senden Sie das 0,6 ml Inline bündig, gefolgt von 0,7 ml heparinisierter Kochsalzlösung spülen. </li><li> Verwenden Sie Datenerfassungshardware und Software zu messen und aufzuzeichnen MAP und die Herzfrequenz kontinuierlich. </li><li> Schließen Sie den automatischen Wirkstoffabgabesystem (ADDS) mit dem Katheter. HINWEIS: ADDS stellt die Rate der Vasopressor Infusion (hoch, niedrig oder 0 Dosis) auf der Grundlage des zu wart Drücke innerhalb des normalen physiologischen Bereich erkannt MAP. </li></ol>

<ol><li>Buckingham, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Indwelling+catheters+for+direct+recording+of+arterial+blood+pressure+and+intravenous+injection+of+drugs+in+the+conscious+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharm.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Indwelling catheters for direct recording of arterial blood pressure and intravenous injection of drugs in the conscious rat.</a> J Pharm. Pharmacol. 28 (5), 459-461 (1976).</li>
<li>Buckle, J. W., Nathaniels, P. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proceedings%3A+A+dual+catheter+system+for+the+simultaneous+infusion+and+sampling+of+the+vascular+system+of+the+unrestrained+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Proceedings: A dual catheter system for the simultaneous infusion and sampling of the vascular system of the unrestrained rat.</a> J. Physiol. 242 (2), 55P-56P (1974).</li>
<li>Solomon, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+dosing+of+lipid+A+analogue+E5564+in+rats+depends+on+the+timing+of+treatment+and+the+route+of+Escherichia+coli+infection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Infect.+Dis%22%5BJournal%5D)">Effective dosing of lipid A analogue E5564 in rats depends on the timing of treatment and the route of Escherichia coli infection.</a> J. Infect. Dis. 193 (5), 634-644 (2006).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacillus+anthracis+cell+wall+produces+injurious+inflammation+but+paradoxically+decreases+the+lethality+of+anthrax+lethal+toxin+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Bacillus anthracis cell wall produces injurious inflammation but paradoxically decreases the lethality of anthrax lethal toxin in a rat model.</a> Intensive Care Med. 36 (1), 148-156 (2010).</li>
<li>Quezado, Z. M., Natanson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+hemodynamic+abnormalities+and+vasopressor+therapy+in+sepsis+and+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Kidney+Dis%22%5BJournal%5D)">Systemic hemodynamic abnormalities and vasopressor therapy in sepsis and septic shock.</a> Am. J. Kidney Dis. 20 (3), 214-222 (1992).</li>
<li>Perdue, P. W., Kazarian, K. K., Nevola, J., Law, W. R., Williams, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+local+and+systemic+antibiotics+in+rat+fecal+peritonitis%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">The use of local and systemic antibiotics in rat fecal peritonitis.</a> J. Surg. Res. 57 (3), 360-365 (1994).</li>
<li>Qiu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+individual+survival+benefits+of+tumor+necrosis+factor+soluble+receptor+and+fluid+administration+are+not+additive+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Med%22%5BJournal%5D)">The individual survival benefits of tumor necrosis factor soluble receptor and fluid administration are not additive in a rat sepsis model.</a> Intensive Care Med. 37 (10), 1688-1695 (2011).</li>
<li>Cui, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Severity+of+sepsis+alters+the+effects+of+superoxide+anion+inhibition+in+a+rat+sepsis+model%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Severity of sepsis alters the effects of superoxide anion inhibition in a rat sepsis model.</a> J. Appl. Physiol. 97 (4), 1349-1357 (2004).</li>
<li>Karzai, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protection+with+antibody+to+tumor+necrosis+factor+differs+with+similarly+lethal+Escherichia+coli+versus+Staphylococcus+aureus+pneumonia+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Protection with antibody to tumor necrosis factor differs with similarly lethal Escherichia coli versus Staphylococcus aureus pneumonia in rats.</a> Anesthesiology. 99 (1), 81-89 (2003).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+Arterial+and+Venous+Catheterization+for+Blood+Sampling%2C+Drug+Administration+and+Conscious+Blood+Pressure+and+Heart+Rate+Measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements.</a> J. Vis. Exp. (59), e3496(2012).</li>
</ol>

Die Autoren haben keine potenziellen Interessenkonflikte.

<html> Untersuchung therapeutischer Ansätze in die klinische Krankheitsmodell erfordert die Fähigkeit, genau durchzuführen hämodynamische Monitoring, also Gefäßzugang erfordern. In unserem Modell der Sepsis stellt arteriellen Katheterisierung systemische Drucküberwachung und Katheterisierung ermöglicht die Anwendung der klinischen Standardtherapie. Die Standardtherapie bei Sepsis umfasst die Infusion von Antibiotika, um bakterielle Infektion und die Infusion von Flüssigkeiten und Vasopressoren behandeln, um arteriellen Druck im gewünschten Bereich zu halten. Beide Katheter zur Blutentnahme verwendet. Bei dieser Konstruktion ist die Anwendung von programmierbaren Infusionspumpen mit automatischer Auslösung der Vasopressor Infusionsrate, basierend auf Echtzeit den mittleren arteriellen Druck ist ein Fortschritt gegenüber der klinischen Einstellung, die manuelle Titration durch das medizinische Personal und in der präklinischen Einstellung lässt die benötigt Verwendung dieser Behandlungsform möglich, das Studium einer großen Anzahl von Tieren. . e_content &quot;&gt; Einige Komplikationen wurden früh in der Entwicklung des Modells erlebt Dazu gehörten teilweise Verstopfung des arteriellen und venösen Kathetern von Überdrehen, Krawatten auf PU2 und PU3 Komponenten (1-2%); Abhanden jugularvenöse Katheter in eine kleinen Zweig, (&lt;1%); ungeklärten plötzlichen Todes nach der Wiederherstellung (keine Lungen Thrombus oder andere Organschäden erkennbar), (1-2%) von mit O 2 Strömungsgeschwindigkeit von 2 l / min halten Isofluran-Konzentration von 2 bis 3,5% gelöst . Andere häufige chirurgischen Komplikationen von Blutungen, lokale Infektion und selbstverschuldete Schäden wurden nicht beobachtet. Nach chirurgischer Kompetenz erreicht wird, die einzelnen Verfahren sollten in der Lage, in nicht mehr als 15 Minuten abgeschlossen sein. Die Erfolgsquote, gemessen als eine gesunde Erholung und Patent Katheter, kann erwartet werden, 90% einmal voll ausgebildet. Eine zusätzliche Tier in jeder Studie überschreiten &quot;, um den Verlust von Daten und die Gesamtzahl der Tiere erforderlich und Rechnung für eine fehlgeschlagene Katheter, sein können, zu minimierenFusion nur &quot;oder Mortalität aufgrund von Komplikationen. Der wichtigste Schritt in diesem Verfahren ist die Konstruktion und die Anordnung der Katheter. Die Materialien müssen an der Spitze, weich zu sein, um nicht die Gefäßwand ohne allzu leicht Crimpen durchbohren. Der Körper des Katheters zu sein steifer (als die Spitze), um in das Gefäß ausreichend voranzutreiben, und an ihrem Platz gesichert werden. Figur 1 zeigt die 3 Durchmesser der Schläuche, die für den Arterienkatheter und 2 verschiedene Rohrdurchmesser verbunden sind, für die Venenkatheter. Diese Komponenten sind ineinander geschoben, um Katheterdurchmesser an der Spitze zu verringern, und werden zusammen mit Ankern hinzugefügt, um die Platzierung des Katheters in dem Gefäß oder Herz aufrechterhalten wird verklebt. Nach der Wiederherstellung und der Dreh- und Halteseil verbunden ist, sollten die MAP und CVP Wellenformen ähnlich den in Abbildung 2 dargestellten Daten angezeigt. Um ein arterieller Katheter patenc pflegeny während der Überwachung sollte eine stündliche Heparin Kochsalzspülung (0,05 ml) durchgeführt werden. Kontinuierliche Infusion erhält die Katheter Durchgängigkeit. Beim Leitungsanschluss und bündig, muss Aufmerksamkeit zu zahlen, um sicherzustellen, dass keine Luftblasen in der Leitung. Eine Luftblase ≥0.1ml kann in einer Embolie in der Lunge, Gehirn oder anderen Organen führen. Hämodynamische Wellenformen erfasst und über den Verlauf der Studie untersucht. Beim Komprimieren der Zeit in der x-Achse, Abbildung 3 zeigt die Entwicklung der MAP und CVP im Laufe von 1 Stunde sowie die Veränderungen der Geschwindigkeit und Wirkung Vasopressor Infusion. Das Verfahren hat mehrere potentielle Einschränkungen. In unseren Studien bleiben die Katheter Patent für bis zu 11 Tage. Es ist nicht bekannt, wie lange die Katheter würde Patent über diesen Zeitraum hinaus bleiben. Um den Katheter zu passen, wie beschrieben, gibt es eine minimale Gefäßgröße, die etwa korreliert mit Nagetier Gewicht, Tiere in dieser Studie aufgenommen erfordern, um größer zu sein200 g. Die Verwendung eines kleineren Katheterdurchmesser würde in zunehmenden Strömungswiderständen Reduktionslässigkeit führen. Das Erreichen der zentrale Venendruck Maßnahmen erfordert eine genaue Platzierung des Katheters im Atrium während der Studiendauer ausreichen, um Konto für Größe und Wachstum und kann eine Herausforderung sein. Einmal gemeistert, arterielle und Gefäßkatheter kann die Basis für eine Vielzahl von Tiermodellen erfordern hämodynamische Monitoring, Blutentnahme und Infusion von Flüssigkeiten oder Therapien bei minimalen Schmerzen und Leiden während der Instrumentierung oder Handhabungs einmal erholt werden. In der Tat, in Verbindung mit einer vorherigen JOVE Veröffentlichung 10 beschreibt Katheterisierung der Vena femoralis, haben wir erfolgreich durchgeführt, dieses Modell mit 3 implantierten Katheter.

Arterielle und venöse Katheterisierung von Ratten ist seit langem in der Laborforschung eingesetzt 1., Können 2 Katheterisierung zur Überwachung der hämodynamischen Parameter einschließlich systolischen, diastolischen und mittleren arteriellen Druck (MAP), Herzfrequenz (HR) und der zentrale Venendruck verwendet werden (CVP) . 3,4 Darüber hinaus sind diese Katheter ermöglicht die Infusion von Standardbehandlungen oder potenzielle Therapien sowie Blutentnahme, um die zugrunde liegende Mechanismus einer Krankheit oder Behandlung weiter analysieren. Daher mit Gefäßzugang in einer Kleintiermodell ist entscheidend für die Untersuchung der klinischen Messgrößen und Behandlungseffekte. Um die Ursachen der kritischen Erkrankung zu untersuchen, ist es wichtig, zunächst ein Modell der menschlichen Lebensbedingungen zu simulieren, zu entwickeln. Intratracheale Inokulation einer bekannten Menge von Bakterien wurde erfolgreich verwendet, um die Pathogenese von Lungenentzündung, eine schwere Lungeninfektion, die dann entwickelt sich Sepsis reproduzieren.3, 5 Überwachung hämodynamischen Maßnahmen und Bereitstellung von Standard-klinische Behandlung ist entscheidend für die Routine unterstützende Pflege zu simulieren. Standard-klinische Behandlung beinhaltet die Infusion von Antibiotika, die für die Klärung der zugrunde liegenden Infektion und die Verabreichung von Flüssigkeiten und Vasopressoren hilft, zwei Therapien bei septischen Patienten eingesetzt werden, um den Blutdruck aufrecht zu erhalten. 5-7 Gefäßzugang, speziell Implantation von Patent Katheter ist besonders wichtig, wenn wir studieren experimentellen Therapien für Sepsis. Seit vielen Jahren wurde die Fähigkeit, Standard-klinische Behandlung, um Nagetiere zu verwalten durch die Verfügbarkeit der Materialien mit den erforderlichen Eigenschaften für den Bau von implantierbaren Katheter und die Fähigkeit der Infusionstechnologie, um kleine Volumina genau mit der Zeit liefern, begrenzt. Darüber hinaus ermöglicht die Fähigkeit, eine Infusion als Reaktion auf die kontinuierliche Überwachung eines spezifischen hämodynamischen Maßnahme auslösen für eine konsistente und reproduzierbare Standard Behandlungsmodell bei der Verwendung von größeren Probengrößen typisch für Studien an Nagetieren. 8, 9 Diese technischen Einschränkungen in Materialien und Präzisions-Hardware, aber überwunden worden, um gleichzeitig Routinetherapien während der Überwachung hämodynamischen Parameter, muß sowohl arteriellen und venösen Gefäßzugang zur Verfügung stehen. Das Video beschreibt die Operationstechnik zur Implantation Halsschlagader und der gemeinsamen Halsschlagader-Katheter in einer narkotisierten Ratten. Nach einer 72-stündigen Erholungsphase werden die Tiere erneut betäubt und auf eine Leine und Schwenkaufbau zum Nagetier Gehäuse verwendet werden, um die implantierten Katheter in die hämodynamischen Monitoring-System zu verbinden angebracht angeschlossen werden. Während der Untersuchung kann das System für eine Fluidinfusion, die entweder auf Abgabe eines vorgegebenen Volumens an einer bestimmten Infusionsrate oder ein automatisiertes System, eine Injektionsrate in Abhängigkeit von dem mittleren arteriellen Druck erfasst, um einen gegebenen Druckbereich aufrechtzuerhalten liefert. Flüssigkeitsinfusionssystemnutzt programmierbare Spritzenpumpen, die eine Schnittstelle mit digitalen Ausgängen des Datenerfassungssystems und werden von der Software die Überwachung der MAP gesteuert. Das Fangband und Schwenk Aufbau ermöglicht eine freie Bewegung der Ratte während der Studie, während Überwachen von Drücken, Infusion von Flüssigkeit und Vasopressoren und die Durchführung der Blutentnahme, ohne die Tiere zu manipulieren. Gleichzeitige Überwachung von bis zu 12 instrumentierten Tiere mit 2 Katheter jeweils (im Setup) mit der Hardware erweiterbar auf bis zu 24 Überwachungs instrumentierten Tiere erlaubt eine hohe Flexibilität für die Untersuchung mehrere geschichtete Gruppen in jedem Experiment. Diese Katheterisierung Verfahren kann vorteilhaft für Forschungseinrichtungen, die ähnlich Nagetiermodellen Gefäßzugang für die Überwachung, Probennahme und Behandlung für bis zu 11 Tage benötigen zu verwenden. Wenn die Forschungseinrichtung der Prüfung dieser Verfahren hat Erfahrung mit Nagetieren und eine richtige Tragekonstruktion für die Pflege dieser Tiere dann developing Diese Fähigkeiten können eine erhebliche Kostenersparnis bieten, die Gesamtbetriebskosten pro katheterisiert Ratte von mehr als $ 180 bis weniger als $ 50 (einschließlich naiven Ratte, Katheter-Komponenten und technische Kosten) und zunehmende Planungsflexibilität (naive Ratten sind leicht verfügbar vs. Unternehmen Lieferplan von implantierten Ratten). Der Erfolg dieses Verfahrens hängt von den Fähigkeiten des einzelnen Durchführen der Katheterisierung. Die Trainings Tieren zur sicheren Beherrschung der dieses Verfahren geworden ist von 20 bis 40 Ratten mit einer daraus resultierenden Katheter Offenheitsrate von&gt; 90% lag.

<table><tbody><tr><td>Gerade Mikro-Präparierzange</td><td>Roboz</td><td>RS-8102</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Zarte gerade hämostatische Pinzette</td><td>Roboz</td><td>RS-7114</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Zart gebogene hämostatische Pinzette</td><td>Miltex</td><td>&nbsp; 7-4</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Serrefine gebogene, sehr filigrane Mikroklemme</td><td>Roboz</td><td>RS-5471</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Mikro-Präparierhaken</td><td>Miltex</td><td>19-220</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Abgewinkelte Mikro-Präparierfederschere</td><td>Roboz</td><td>RS-5618</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Leichte Operationsschere</td><td>Roboz</td><td>RS-6750</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Skalpellgriff und Klinge (#10)</td><td>Cincinnati Surgical</td><td>RS-9843</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Packung mit 4-0 Seidennaht mit gebogener Nadel</td><td>Ethicon</td><td>FS-2</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Gerader Mikronahtnadelhalter</td><td>Roboz</td><td>RS-6410</td><td>chirurgisches Instrument</td></tr><tr><td>Wundclip</td><td>Stoelting</td><td>59027</td> chirurgisches <td>Instrument</td></tr><tr><td>Sterile Gaze 2"x2"&nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>3362</td><td>Verbrauchsmaterial Gaze</td></tr><tr><td>4"x4" &nbsp;</td><td>Covidien</td><td>2556</td><td>Verbrauchsmaterial</td></tr><tr><td>Anästhesie-Vaporizer</td><td>Surgivet</td><td>V703001</td><td>Ausrüstung</td></tr><tr><td>Lucite Box</td><td>Kundenspezifische</td><td></td><td>Ausrüstung</td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Baxter</td><td></td><td>Ausrüstung</td></tr><tr><td>Downdraft Table</td><td>Airscience</td><td></td><td>Ausrüstung</td></tr><tr><td>Tischplatte chirurgische Plattform</td><td>Kundenspezifische</td><td></td><td>Ausrüstung</td></tr><tr><td>Arterienkatheter</td><td>nach Maß - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Verbrauchskatheter für Venenkatheter</td><td>nach Maß - Scientific Commodities Inc.</td><td></td><td>Verbrauchsmaterial</td></tr><tr><td>Datenerfassungssystem</td><td>ADInstruments</td><td>Powerlab 16/30</td><td>Geräte</td></tr><tr><td>Datenanalysesoftware</td><td>ADInstruments</td><td>LabChart v7.3</td><td>Geräte</td></tr><tr><td>Programmierbare Infusionspumpen</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PHD Ultra</td><td>Geräte</td></tr></tbody></table>

katheterisierung der halsschlagader und vena jugularis zur hämodynamischen maßnahmen im conscious rattenmodell durchführen, infusionen und blutentnahme

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

Der Erfolg eines Kleintiermodell, um gegen schwere Krankheiten zu studieren, ist teilweise abhängig von der Fähigkeit des Modells, um den Zustand der Menschheit zu simulieren. Intratracheale Inokulation einer bekannten Menge von Bakterien wurde erfolgreich verwendet, um die Pathogenese von Lungenentzündung, dann entwickelt sich Sepsis reproduzieren. Überwachung hämodynamischen Parameter und Bereitstellung von Standard-klinische Behandlung einschließlich Infusion von Antibiotika, Flüssigkeiten und Medikamenten, um den Blutdruck aufrecht zu erhalten ist entscheidend für die Routine unterstützende Pflege in diesem Modell aber zu tun simulieren erfordert also sowohl arteriellen und venösen Gefäßzugang. Das Video beschreibt die Operationstechnik zur Implantation Halsschlagader und der gemeinsamen Halsschlagader-Katheter in einer narkotisierten Ratten. Nach einer 72-stündigen Erholungsphase werden die Tiere erneut betäubt und auf eine Leine und Schwenkaufbau zum Nagetier Gehäuse, die implantierten Katheter in die hämodynamischen Monitoring-System verbindet angebracht angeschlossen werden. Dieses Setup erlaubt freien derRatte während der Studie, während kontinuierlich Überwachen von Drücken, die Infusion von Flüssigkeiten und Medikamenten (Antibiotika, Vasopressoren) und die Durchführung der Blutentnahme.

Veränderungen in der Gefäßdruck werden durch die Flüssigkeit gefüllt Katheter (1) in elektrische Signale von den hämodynamischen Kurven dargestellt übertragen und umgewandelt (2, 3). Ohne Gefäßzugang könnte diese Maßnahmen nicht hergestellt werden. Echtzeit-Streaming der Wellenformen können zum Nachweis und zur Analyse der Veränderungen auf einer Schlag auf Basis schlagen (Abbildung 2). Komprimierung der Zeitskala der Wellenformen ermöglicht die Quantifizierung Änderungen, die über eine längere Dauer (Minuten bis Tage) auftreten (Abbildung 3, obere 4-Wellenformen), die mit den Veränderungen in Vasopressor Infusionsraten korreliert werden kann (Abbildung 3, untere 4-Wellenformen). <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig1.jpg"> Abbildung 1. Katheter Ausführung: Details zu den Komponenten der arteriellen und venösen Kathetern PU Polyurethan;. PE, PolyEthylen (Segmentlänge) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig1highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Abbildung 2" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig2.jpg"> Abbildung 2. Echtzeit-MAP-Wellenformen von 4 typischen Nagetiere 7 Tage nach der Katheterisierung über 7 sec. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig2highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/51881/51881fig3.jpg"> Abbildung 3. Zeitdruck MAP Wellenformen von 4 typischen Nagetiere (obere 4-Wellenformen) 7 Tage nach der Katheterisierung über 1 Std., Wenn die Karte gemittelt (untere 4-Wellenformen), wird dieser Wert auf Trigger verwendet ADDS hoch (&lt;90 mmHg) , niedrig (&lt;100 mmHg) oder beenden (&gt; 110) Fluss Antwort von der Infusionspumpe. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51881/51881fig3highres.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a>

Vaskuläre Zugänge zur Messung der Hämodynamik, zur Bereitstellung von Flüssigkeiten und zur Durchführung von Blutproben sind wichtig für jede Kleintiermodellstudie. Wir stellen eine Technik zur Implantation von Kathetern in die Halsschlagader und die Vena jugularis communis bei einer anästhesierten Ratte vor, um sie an ein System zur Durchführung von Monitoring, Infusionen und Probenahmen anzuschließen.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, eine Technik zur Implantation von Kathetern in die Halsschlagader und die Vena jugularis communis vorzustellen, um die Hämodynamik zu messen, Flüssigkeiten bereitzustellen und Blutproben bei einer ambulanten Ratte durchzuführen. Dies wird erreicht, indem zuerst ein Katheter in die rechte Halsvene und dann ein Katheter in die linke Halsschlagader eingeführt wird. Die beiden Katheter werden dann unter die Haut getunnelt und zwischen den Schulterblättern nach außen geführt.Letztendlich werden die Katheter an einem Halte- und Schwenksystem befestigt, das eine freie Bewegung der Ratte ermöglicht. Während der Experimentator Drücke messen, Flüssigkeiten infundieren und Blutproben entnehmen kann. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist von entscheidender Bedeutung, da einige der Schritte schwer zu erlernen sind.Die Durchgängigkeit des Katheters hängt von der präzisen Platzierung ab, die sehr technikorientiert ist, was es umso wichtiger macht, vor der Operation zu sehen, wie sie durchgeführt wird. Alle Instrumente und Katheter müssen gassterilisiert werden. Überprüfen Sie die Katheter mit heparinisiertem Glycerin auf Undichtigkeiten, indem Sie jeden Katheter füllen und mit einem Metallstopfen verschließen.Reinigen Sie den Arbeitsplatz und alle Oberflächen mit 70%igem Ethanol. Decken Sie dann den Operationstisch mit einem sterilen Abdecktuch ab und legen Sie ein zusätzliches Abdecktuch auf die Instrumentenablage. Sobald die Ratte bewusstlos ist, rasieren Sie ihren Hals an der vorderen und hinteren Seite.Tragen Sie nach der Rasur Gleitmittel auf die Augen der Ratte auf. Bringen Sie nun das Tier an die Operationsstelle. Legen Sie es über ein warmes Polster, um die Körpertemperatur zu halten.Befestigen Sie dann einen Nasenkonus und geben Sie 3,5% Fluor ab. Vervollständigen Sie die Vorbereitungen, indem Sie die Haut abwechselnd mit Betadin und 70% Ethanol reinigen. Vergewissern Sie sich, dass die Ratte nicht reagiert, indem Sie die Zehen zusammenkneifen.Beginnen Sie dann die Operation zuerst mit einer Schere und machen Sie einen 0,5 Zentimeter großen Hautschnitt in der Mittellinie zwischen den Scapes. Als nächstes drehst du die Ratte in die Rückenposition. Fesseln Sie dann seine Beine vorsichtig mit Gummibändern zu beiden Seiten und legen Sie etwas zusammengerollte Gaze unter seinen Hals, um die Freilegung der Operationsstelle zu verbessern.Machen Sie nun mit einem Skalpell einen zwei Zentimeter großen Schnitt in der ventralen zervikalen Haut rechts von der nächsten Mittellinie und auf Höhe des Schlüsselbeins, um die rechte Halsvene zu katheterisieren. Verwenden Sie zunächst ein Hämostat, um die rechte Halsvene stumpf zu präparieren. Trennen Sie das Speichel- und Lymphgewebe und isolieren Sie einen fünf Millimeter langen Abschnitt der Halsschlagader.Legen Sie dann mit vier Nullseidenfäden ein loses Band sowohl auf das kraniale als auch auf das verhätschelte Ende der Halsvene, um die Freilegung zu maximieren. Machen Sie anschließend mit einer mikrochirurgischen Schere einen Schnitt für den Katheter in Längsrichtung zwischen den Ligaturen. Binden Sie dann nach dem Schnitt die Schädelligatur um das Gefäß.Verwenden Sie den Mikros-Präparierhaken und die Pinzette, um den Katheter in die Halsschlagader in Richtung Herz einzuführen, bis sich das gesamte PU-Drei-F-Segment im Gefäß befindet. Ziehen Sie dann die Ligaturen an den kranialen und verwöhnten Enden fest, um den Katheter zu sichern. Kathetisieren Sie nun die linke Halsschlagader.Verwenden Sie zunächst ein Hämostatat, um den Oma-Muskel stumpf zu präparieren und einen fünf Millimeter großen Abschnitt der linken Halsschlagader freizulegen. Achten Sie darauf, dass der Vagusnerv vollständig von der Arterie getrennt ist. Zerkleinern oder den Nerv nicht brechen.Legen Sie als nächstes vier Nullseidennähte mit einem losen Rotz auf das verhätschelte Ende des Gefäßes. Binden Sie dann das kraniale Ende des Gefäßes ab und platzieren Sie eine Bulldoggenklemme vorsichtig über der Naht, um den Blutfluss nach dem Schnitt zu stoppen. Machen Sie mit einer mikrochirurgischen Schere einen Längsschnitt zwischen den Ligaturen, um den Katheter zu passieren.Führen Sie dann den arteriellen Katheter mit einem Mikropräparierhaken und einer Pinzette in Richtung Herz ein. Verwenden Sie nun einen kleinen Nadelhalter, um den Teil des Katheters fest im Gefäß zu halten, ohne ihn zu verriegeln. Entfernen Sie dann die Bulldog-Klemme.Schieben Sie dann mit der Pinzette den Katheter vor, während Sie den Nadelhalter langsam lockern, und setzen Sie das gesamte PU-Segment mit zwei F in die Halsschlagader ein. Dieser Schritt erfordert Übung, um den Blutverlust zu minimieren. Ziehen Sie nun die Verhätschligatur um den Katheter fest, aber nicht so fest, dass sie sich verschließt.Zum Schluss verwenden Sie ein gerades Hämostatum, um subkutan zu tunneln, einen fünf Zentimeter langen Schlauch hinter dem Ohr und durch den Schnitt zwischen den Schäften. Führen Sie dann die Katheter durch den Schlauch nach außen und entfernen Sie den Schlauch. Verschließen Sie nun den Ventrikelschnitt mit drei gewickelten Clips aus Edelstahl und befestigen Sie dabei die externen Katheter.Schließen Sie dann den dorsalen Schnitt mit vier Nullseidennähten. Beenden Sie nun die Narkose und lassen Sie die Ratte postoperativ in einer lateralen Dekubitusposition auf Zelluloseeinstreu erholen. Beobachten Sie die Ratten alle zwei Stunden für mindestens vier Stunden oder bis sie keine Anzeichen von Schmerzen mehr zeigen.Dann kontrollieren Sie die Ratten täglich. Wenn eine Ratte Schmerzen braucht, geben Sie zur Vorbereitung alle 12 Stunden Ketoprofen. Spülen Sie die mit Heparinkochsalzlösung umwickelten langen Katheter der Spirale vor.Diese Katheter werden mit einem Drehgelenk an der Oberseite eines Schuhkartonkäfigs befestigt und befestigen die externen Katheter an der Ratte, betäuben eine Ratte wie zuvor und versorgen sie über einen Nasenkonus mit einem Narkosemittel, um sicherzustellen, dass die Ratte den Eingriff toleriert. Jetzt wird eine Hämostatenklemme mit Gummikappe verwendet, wobei die arteriellen und venösen Katheter direkt unter den Metallsteckern platziert werden, um eine Beschädigung der Katheter zu vermeiden. Entfernen Sie dann mit einer Pinzette den Metallstift am Ende des Katheters und befestigen Sie mit einer abgestumpften Nadel eine mit Heparinkochsalzlösung gefüllte Ein-Milliliter-Spritze.Entfernen Sie wiederum die Hämostatika und ziehen Sie 0,1 Milliliter ab, um zu überprüfen, ob die Katheter offensichtlich sind. Klemmen Sie nun die Katheter ein, entfernen Sie die Nadel und befestigen Sie die längeren Katheter. Verbinden Sie dann die langen Katheter mit den Schallköpfen.Lassen Sie die Ratte nach Abschluss der Arbeit in sternaler Position auf Zelluloseeinstreu wieder auffrischen. Um die Durchgängigkeit des arteriellen Katheters aufrechtzuerhalten, spülen Sie die Leitungen stündlich mit 0,05 Millilitern Heparin-Kochsalzlösung aus, die mit regelmäßigen Untersuchungen des Tieres zusammenfällt. Befestigen Sie zunächst eine leere Spritze an dem Absperrhahn, der mit dem arteriellen Katheter verbunden ist.Entnehmen Sie eine 0,6 Milliliter Inline-Spülung. Befestigen Sie dann eine Probenspritze an der Leitung und entnehmen Sie die Blutprobe. Geben Sie anschließend das Inline-Spülvolumen zurück und fügen Sie anschließend 0,7 Milliliter heparinisierte Kochsalzlösung hinzu.In der Zwischenzeit werden MAP und Herzfrequenz in der Software aufgezeichnet und Medikamente können mit einem automatisierten System verabreicht werden, das an den Venenkatheter angeschlossen ist und die physiologischen Bedingungen anhand von Echtzeit-Druckdaten aufrechterhält. Änderungen des Gefäßdrucks werden über die Flüssigkeitsfeldkatheter übertragen und in elektrische Signale umgewandelt. Die Daten werden als hämodynamische Wellenformen dargestellt.Ohne Gefäßzugang konnten diese Messungen nicht durchgeführt werden. Echtzeit-Daten-Streaming ermöglicht es dem Experimentator, Veränderungen von Schlag zu Schlag zu erkennen und zu analysieren. Die Komprimierung der Zeitskala der Wellenformen kann erfolgen, um Änderungen zu quantifizieren, die über lange Zeiträume auftreten.Wie erwartet korrelieren diese Daten mit Veränderungen der Vasopressor-Infusionsrate. Einmal gemeistert, kann diese Technik in weniger als 15 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig durchgeführt wird.

catheterization-carotid-artery-jugular-vein-to-perform-hemodynamic

Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die hyperinsulinämische-euglykämische Clamp ist der "Goldstandard" für die Beurteilung der Wirkung von Insulin. Insulin ist mit einer konstanten Rate anregende Glukoseaufnahme infundiert. Die Höhe der exogenen Glucose infundiert, um diese Tropfenzähler ist ein Hinweis auf die Insulinsensitivität. Hier ist das Verfahren auf einer bewussten, hemmungslos Ratte durchgeführt.

Hyperinsulinämische-euglykämische Clamp in der Conscious Rat

Chronische Katheterisierung von Blutgefäßen in der Ratte ist oft für die Verwaltung von Stoffen erforderlich, erhalten Blutprobe über einen Zeitraum oder für den direkten bewussten Blutdruckmessungen. Femoralarterie Katheterisierung der Ratte und entsprechende Messungen des Blutdrucks in der bewussten Tier nachgewiesen werden.

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

In diesem Video demonstrieren wir ein chirurgisches Verfahren zur Kanülierung der linken Halsschlagader in einem Rattenmodell.

Kanülierung der Halsschlagader im Rattenmodell

Bilaterale Carotisokklusion mit systemischer Hypotonie gekoppelt produziert globales Gehirn Ischämie bei der Ratte, was zu einer Beschädigung des Hippocampus mit reproduzierbaren Schwere. Tier Probanden mit vorhersagbaren Mustern der Hirnschädigung beeinträchtigt sind, erholen sie zweckmäßig und Mortalitätsraten sind vergleichsweise gering.

2-Gefäßverschluss / Hypotonie: Eine Ratte Modell der globalen Hirnischämie

Ein Protokoll für chronische Infusion von Glukose und Intralipid in Ratten beschrieben. Dieses Modell kann verwendet werden, um die Auswirkungen der Nährstoff Überschuß auf Organfunktion und physiologischen Parametern zu untersuchen.

Ein Modell der chronischen Nährstoff Infusion in der Ratte

Dieser Artikel beschreibt ein Rattenmodell von elektrisch induziertem Kammerflimmern und Wiederbelebung durch Thoraxkompression, Beatmung und Abgabe von Elektroschocks, das eine Episode eines plötzlichen Herzstillstands und einer konventionellen Herz-Lungen-Wiederbelebung simuliert. Das Modell ermöglicht es, Erkenntnisse über die Pathophysiologie des Herzstillstands zu gewinnen und neue Wiederbelebungsstrategien zu erforschen.

Ein Rattenmodell von Kammerflimmern und Reanimation durch konventionelle Closed-Brust-Technik

Hier wird ein Protokoll zur kontinuierlichen Blutentnahme während der PET/CT-Bildgebung von Ratten zur Messung der arteriellen Eingangsfunktion (AIF) beschrieben. Gezeigt werden die Katheterisierung, die Kalibrierung und Einrichtung des Systems sowie die Datenanalyse der Blutradioaktivität. Die generierten Daten liefern Eingabeparameter für die nachfolgende biokinetische Modellierung.

Kontinuierliche Blutentnahme in der Kleintier-Positronen-Emissionstomographie/Computertomographie ermöglicht die Messung der arteriellen Eingabefunktion

Detaillierte mikrochirurgische Techniken werden demonstriert, um ein längerfristiges Jugularvenen-Kanülvenen-Rattenmodell für die sequentielle Blutentnahme im selben Tier zu etablieren. Physiologische und hämatologische Parameter wurden während der Erholungsphase der Ratte überwacht. Dieses Modell wurde angewendet, um die Pharmakokinetik von oral verabreichtem Polyphenol zu untersuchen, ohne Tierstress zu induzieren.

Mikrochirurgische Fähigkeiten zur Etablierung einer permanenten Jugularvenenkanülierung bei Ratten zur seriellen Blutentnahme von oral verabreichtem Medikament

Hier stellen wir eine Kombination aus effektiver Rattenrestriktion und Subclaviavenenpunktionsmethoden vor, die eine schnelle, sichere und wiederholte Blutentnahme bei Ratten ohne Anästhesie ermöglichen.

Blutentnahme der Vena subclavia bei bewussten Ratten

Dieses experimentelle Protokoll beschreibt ein hepatisches Lymphkanal-Rattenmodell, das eine direkte und quantitative Beurteilung des lebhaften lymphatischen und vaskulären Abflusses ermöglicht. Das Modell ermöglicht die gleichzeitige Probenahme von hepatischer Lymphe und systemischem Blut, um den Lebertransport, den Stoffwechsel und die Immunsignalübertragung zu untersuchen und so Studien zur Pharmakokinetik und der leberspezifischen Biologie zu unterstützen.

Ein umfassendes Rattenmodell zur Bewertung von Lebertransportwegen durch gleichzeitige lymphatische und blutgefäßige Probenahme

Lernen Sie die Katheterisierung von Arteria carotis und Vena jugularis bei Ratten für hämodynamische Messungen, Infusionen und Blutentnahmen im wachen Tier. Diese Methode ermöglicht präzise physiologische Studien.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme (Video) | JoVE Journal

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

Weitere Videos entdecken