Name: Lumineszenz-Resonanzenergietransfer zu Konformationsänderungen in Membranproteinen in Säugerzellen exprimiert Studieren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-09-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 31 s
Description: Lernen Sie die verbesserte LRET-Methode zur Untersuchung von Konformationsänderungen in Membranproteinen in Säugerzellen. Diese Technik ermöglicht die Echtzeitbeobachtung ohne vorherige Proteinreinigung.

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Diese Arbeit wurde vom National Institutes of Health Grants GM094246, der American Heart Association Grants 11GRNT7890004, und der National Science Foundation Grant MCB-1110501 unterstützt.

1. Erstellen Sie das Konstrukt, das das Protein von Interesse Klonierung des Gens für das Protein von Interesse exprimieren, in einen geeigneten Vektor. Verwendung Vektoren wie der pcDNA-Reihe oder pRK5 wie sie sind für die Expression in Säugersystemen wie HEK293 und CHO-Zellen geeignet. 2. Wählen Sie die Stellen auf dem Protein mit der Fluorophore markiert werden <ol><li> Wählen Kennzeichnung Websites, die in der Lage, mögliche Konformationsänderungen innerhalb des Proteins widerspiegeln. Wenn möglich, verwenden Sie eine Kristallstruktur des Proteins oder eines homologen Proteins zu helfen, diese Bestimmung. Wenn es keine Kristallstruktur vorhanden, verwenden Sie Online-Software, um die mögliche Struktur des Proteins vorherzusagen und damit erhalten Einblick in geeigneten Standorten. </li><li> Wählen Reste, so dass die Seitenketten der Reste, ausgewählt Oberfläche freigelegt und zugänglich zu den Fluorophoren, so dass das Protein markiert werden. <ol><li> Wählen Rückstände,sind nicht kritisch für die Proteinfunktion, beispielsweise Websites, die nicht an der Ligandenbindung beteiligt sind. </li><li> Bei der Einführung Cystein Mutation bevorzugen Websites, die ähnlich sind, zum Beispiel Serin, die eine minimale Störung der Proteinstruktur führen würde. </li><li> Nach der Auswahl der Markierungsstellen, machen die Mutationen, um sicherzustellen, dass das Protein gibt nur LRET von diesen bestimmt Sites. Verwenden Standardortsgerichtete Mutagenese-Protokolle entfernt mutieren nicht-Disulfid-gebundenen Cysteine, die möglicherweise zu binden könnte Fluoreszenzmarkierungen konjugiert Maleimid. Mutieren nicht weg Disulfid-gebundene Cystein und begraben, freie Cysteine, da sie nicht mit Fluoreszenzfarbstoffen in der gefalteten Form des Proteins reagieren. </li></ol></li><li> Vorstellen Cysteinreste in den gewünschten Stellen, indem Punktmutationen mit Standard-gerichtete Mutagenese-Protokolle. </li><li> Gehören eine Protease-Spaltstelle, die spezifisch spalten kann, die einen der Cysteine ​​von dem Protein. Wenn dieProteinsequenz ermöglicht es, stellen die Website von konservativ Mutation des Proteins, ein Thrombin haben (Erkennungssequenz LVPRGS) oder Faktor Xa (Erkennungssequenz IDGR oder IEGR)-Sequenz in der Nähe des eingeführten Cystein und zugänglich Spaltung Protease; andernfalls kann das Tetra oder Hexa-Peptid-Sequenz als Ganzes eingefügt werden. Wähle die Website, so dass bei der Spaltung einer der eingeführten Cysteine ​​distanziert vom Rest des Proteins in einigen Fällen kann dies erfordern zwei Spaltstellen flankiert, die ein mutiertes Cystein. </li></ol> 3. Testen Sie die Expression und Funktionalität des Proteins <ol><li> Durchführen eines Western-Blot auf die Expression des mutierten Proteins zu bestätigen. </li><li> Eine Funktionstest des Proteins zu gewährleisten, dass die Mutationen die Proteinfunktion nur minimal verändert wird, wenn überhaupt, zu vermeiden Studium Konformationsänderungen eines dysfunktionalen Protein. Hinweis: Da alle Proteine ​​haben verschiedene Funktionen, es gibt keinen einzigen f unctional Test, der speziell für LRET verwendet wird; jedoch einige Beispiele für funktionelle Assays umfassen Enzym-Aktivitätstests für Enzyme, Liganden-Bindungsassays für Rezeptoren und elektrophysiologischen Studien für Ionenkanäle. </li></ol> 4. Wählen Sie die zu verwendenden Fluorophore Wählen Fluorophoren auf der Grundlage der erwarteten Abstandsbereich ist, so dass der Bereich zwischen 0.5-1x R 0 des Fluorophors Paar gemessen. ANMERKUNG: Dies ermöglicht eine einfachere Subtraktion des Hintergrunds, die typischerweise eine wesentlich längere Lebensdauer. Wenn beispielsweise die erwartete Abstandsbereich gemessen etwa 35 Å, ein geeignetes Fluorophor-Paar zu verwenden, würde Terbiumchelat als Donor und Alexa 594 als Akzeptor sein, weil die R 0 für dieses Paar ist 53 Å (Tabelle 1). 5. das Protein durch transiente Transfektion der erforderlichen Menge an Säugerzellen ntent "&gt; transient zu transfizieren, die das Protein von Interesse in der ausgewählten Säugetierzellen mit einem gemeinsamen Transfektionsreagenzien Typischerweise können vier 10-cm-Schalen pro LRET Experiment HEK und CHO-Zelllinien;. jedoch kann diese Menge in Abhängigkeit von der Proteinexpression variieren , Stabilität, etc.. Lassen Sie die Zellen, die das Protein für 36-48 h vor der Ernte auszudrücken. 6. Beschriften Sie die Proteine <ol><li> Lösen Zellen von der Kulturschale. HEK-Zellen zu lösen, indem Sie einfach Pipettieren Puffer gegen den Boden der Schale. Lösen CHO-Zellen mit einem Zellschaber, Abwaschen der Medien mit extrazellulären Puffer. </li><li> Sammle die Zellen durch Zentrifugation bei 1.100 × g für 3 min. Verwenden Sie die gleichen Einstellungen für Zentrifugen Sammeln von Zellen nach der Markierung, als auch nach den nachfolgenden Wäschen. </li><li> Aussetzen Zellen in 3 ml extrazelluläre Puffer, dann fügen Donor und Akzeptor-Fluorophore in äquimolaren Mengen bis zu einer Endkonzentration von 100-300 nM. Inkubieren auf einem Rotor foder 1 h bei RT. </li><li> Diese markierten Zellen 3-4x mit extrazellulären Puffer, um ungebundenen Fluorophore zu entfernen, dann diese Zellen in der extrazellulären Puffer (in der Regel 2 ml) für Messungen LRET auszusetzen waschen. </li><li> Als Kontrolle zu kennzeichnen einen separaten Satz von Zellen mit nur Donorfluorophor (Terbiumchelat) ohne Zusatz eines Akzeptor-Fluorophor. HINWEIS: Die Daten aus diesen Donor-Experimente nur notwendig ist, um die Analyse zu vervollständigen. Diese Versuche können für den gleichen oder verschiedenen Tagen durchgeführt werden. </li><li> Wieder, führen Funktionsvalidierung, dieses Mal mit der Bezeichnung mutierte Protein, wie der Labelling-Verfahren kann auch mit der Funktion abhängig von der Website für die Etikettierung verwendet werden, beeinträchtigt. ANMERKUNG: Diese Experimente können auf der gleichen oder verschiedenen Tagen durchgeführt werden. </li></ol> 7. die LRET Experiment Set <ol><li> Platzieren Sie die resuspendierten Zellen in eine Quarzküvette mit einem Mindestvolumen von 1 ml. </li><li> Einschalten des Computers und des Instruments und die Parameter des DATein Akquisitionsprogramm entsprechend. <ol><li> Stellen Sie die Anregungswellenlänge auf dem Absorptionsbereich des Donor-Fluorophors (330-340 nm gut für Terbium-Chelat). </li><li> Stellen Sie die Emissionswellenlänge entsprechend, wenn man bedenkt, dass der Akzeptor-Emission hängt von der Akzeptor verwendet wird. Wichtig ist, wählen Sie eine Detektionswellenlänge, die nur die Akzeptor-Emission misst und keine Durchschlagen von Emissions des Spenders enthalten. Verwenden Sie beispielsweise eine Wellenlänge von 565 nm für Alexa 555 als Akzeptor Tabelle 1. Für Donor-nur Messungen, in denen Protein wurde nur mit Spender aber ohne Akzeptor markiert, verwenden Sie eine Wellenlänge von 545 nm zur Messung Terbiumchelat Emission. </li><li> Stellen Sie die Länge des Emissionsdetektion auf mindestens das Dreifache der erwarteten Lebensdauer LRET sein, um sicherzustellen, dass eine lange Lebensdauer-Komponente nicht fehlen. </li></ol></li><li> Führen Sie den Scan. Sie mindestens drei Scans von 99 Sweeps, um die Konsistenz der Ergebnisse zu gewährleisten. Sparen the Ergebnisse als Textdatei (TXT). </li><li> Konformationsänderungen des Proteins im Hinblick auf unterschiedliche Bedingungen (wie die Zugabe eines Liganden) zu messen, zu ändern und diese Bedingungen wieder mindestens drei Abtastungen je 99 Durchläufe durchzuführen auf die gleiche Probe nach diesem neuen Zustand. Wenn die Untersuchung der Auswirkungen von Glutamat auf die Konformation von Glutamat-Rezeptoren, zum Beispiel, fügen Glutamat bis 1 mm zu den gleichen Probe in Schritt 7.3 gescannt und anschließend erneut zu scannen. </li><li> Fügen Sie bis zu fünf Einheiten der entsprechenden Protease und nehmen Scans kontinuierlich, bis die Spaltung abgeschlossen ist und keine weitere Änderung in der Lebenszeit für drei aufeinanderfolgende Scans gesehen. Normalerweise ist die Spaltung in zwei bis 3 Stunden abgeschlossen. Wenn ein Faktor Xa-Spaltstelle, die für Protease-Schnittstelle verwendet, zum Beispiel werden 3 ul Faktor Xa zur Probe und scannen alle 30 min für 3 Stunden. </li></ol> 8. Analysieren Sie die erhaltenen Daten <ol><li> Öffnen Sie die Datenanalyse-Software. </li><li> Laden Sie die FluoreszenzlebensdauerDaten mithilfe von ASCII-Import, um die Text-Dateien zu öffnen. Laden Sie alle Wiederholungen sowie die letzten Hintergrundmessungen, in einer Datei. </li><li> Der Mittelwert der Daten aus allen Scans für jede experimentelle Bedingung, um die endgültigen Daten zu erhalten. Dazu markieren Sie die Spalten, die die einzelnen Studien enthalten, dann unter dem Menü Daten in der Menüleiste, klicken Sie auf Zeilenstatistik, die durchschnittlichen Fluoreszenzintensitäten aus den Prüfungen, sowie die Standardabweichung und Standardfehler anzuzeigen. </li><li> Plotten der Mittelwerte als Liniendiagramm mit der Fluoreszenzintensität auf der Y-Achse und der Lebensdauer in Mikrosekunden auf der X-Achse, um eine Kurve, die die Lebensdauer der sensibilisierten Emission des Akzeptors repräsentiert. Ändern Sie die Y-Achse des Diagramms auf einer logarithmischen Skala, um für eine bessere Visualisierung der Daten zu ermöglichen. </li><li> Wiederholen Sie Schritt 8.3 auf dem Hintergrund von Messdaten, die Mittelung der letzten Scans, die Überlappung zeigen, was eine vollständige Spaltung. </li><li> Zeigen Sie die mittlere Hintergrunddaten auf derelbe Handlung, die den gemittelten Rohdaten enthält. Um dies zu tun, öffnen Sie das Dialogfeld Layer Control unter dem Menü Zeichnen gefunden. Dann übertragen Sie die Daten, die den Hintergrund bedeuten, in die Liste der Layer-Inhalt. </li><li> Richten Sie die mittlere Hintergrunddaten zu den Durchschnitts Rohdaten. Um dies zu tun, verwenden Sie die Funktion Einfaches Mathe unter der Math-Menü zu multiplizieren oder dividieren Sie die Hintergrunddaten wie nötig, bis das hintere Ende des Hinterüberschneidet sich mit dem hinteren Ende der Rohdaten. HINWEIS: Bei dieser Schwanzende, die Lebensdauer von dem Protein von Interesse sollte bereits vollständig abgeklungen ist weg; Was ausgerichtet ist einfach das Hintergrundsignal vorhanden vor und nach Protease-Spaltung. </li><li> Subtrahieren Sie die Hintergrundsignal ausgerichtet von der ersten rohen LRET Signal, wieder unter Verwendung des Simple Math-Funktion. </li><li> Passen die Daten zu einem exponentiellen Abfall (einzelne oder mehrere Exponenten, abhängig von den Standorten und dem experimentellen Design). <ol><li> Stellen Sie die Startgrenze für die Montage nach dem Ende beginnendes Laserpulses. Verwenden Sie diese gleichen Startpunkt für alle nachfolgenden Kurve Armaturen. </li><li> Im Dialogfeld Fit-Funktions, wählen exponentiellen Abfall, um die Lebensdauer der folgenden Gleichung für einen einzigen exponentiellen Abfall passen zu: <img alt="Gleichung 4" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51895/51895eq4.jpg" width="200"> Gl. 4 wobei die Fluoreszenzintensität repräsentiert y, y 0 die Hintergrund-Intensität aufgrund von Rauschen aus dem System ist, A 1 die Signalintensität, t ist die Fluoreszenzlebensdauer, x die Zeit, und x 0 ist der Zeitversatz. </li><li> Fix x 0-0, starten Sie den Fitting-Funktion, und passen Sie die Daten. HINWEIS: Wenn das Experiment entworfen, um das Signal nur von einem Paar von Websites haben, sollten die daraus resultierenden Daten passen leicht durch einen einzigen exponentiellen Abfall 8 sein. Die Rest der Passform ist eine gute Methode, um die Güte der Anpassung zu bestimmen, und wenn zusätzliche Zerfall Lebensdauern requirHrsg. </li></ol></li><li> Mit den von den Datenlaufzeiten erhalten, den Abstand zwischen Fluorophoren mit der Förster Gleichung (A Umordnung der Gleichungen 1 und 2) zu berechnen: <img alt="Gleichung 5" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/51895/51895eq5.jpg" width="200"> Gl. 5 HINWEIS: Alle Variablen wie oben mit τ DA, die als der sensibilisierten Akzeptor Emissionslebensdauer gemessen wurde erwähnt. Weitere Details und Beispiele von Messungen von R 0 und R 7,9,10 anderswo gefunden werden. </li><li> Versuch wiederholen und Datenanalyse mindestens dreimal, um die Reproduzierbarkeit zu gewährleisten. Inkonsistenz zwischen den einzelnen Wiederholungen der gleichen Messung in Frage, die Gültigkeit der Daten; verwenden Sie zusätzliche Kontrollexperimente oder Wiederholungen. Berechnen Messfehler mit der kostenlosen Gustavus Fehleranalyse-Rechner (von Dr. Thomas Huber entwickelt) oder ein ähnliches System, das den Fehler in der propagiertpasst der Lebensdauer. </li></ol>

<ol><li>Selvin, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+and+biophysical+applications+of+lanthanide-based+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Biophysics+and+Biomolecular+Structure%22%5BJournal%5D)">Principles and biophysical applications of lanthanide-based probes.</a> Annual Review of Biophysics and Biomolecular Structure. 31, 275-302 (2002).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

LRET ist eine leistungsfähige Technik, die Wissenschaftler Abstände zwischen Domänen innerhalb eines einzelnen Proteins als auch zwischen Untereinheiten eines multimeren Proteins messen. Als solche LRET auf die Untersuchung der Konformationsänderungen und Dynamik von Proteinen oder anderen Makromolekülen gut geeignet. Das obige Protokoll sollte den entsprechend ausgerüsteten Labor zu ermöglichen, ihre Hypothesen einfach testen; Allerdings gibt es viele gemeinsame Fehlerquellen, die das neue Ermittler plagen können. Wenn...

Lumineszenz-Resonanz-Energie-Transfer (LRET) ist ein Derivat des bekannten Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer (FRET) Technik 1. Ähnlich FRET kann LRET verwendet, um Abstände und Abstandsänderungen zwischen Donor und Akzeptor-Fluorophore an spezifische Stellen auf dem Protein von Interesse in dem Bereich von 10-100 Å 1-3 befestigt messen. Die Prinzipien der LRET sind auch ähnlich in dem Resonanzenergietransfer zwischen zwei FRET auftritt proximalen Fluorophore wenn das Emissionsspektrum des Donor-Fluorophors überlappt sich mit dem Absorptionsspektrum des Akzeptor-Fluorophors. Die Effizienz dieser Übertragung wird der Abstand zwischen den beiden Fluorophoren, die durch die folgende Gleichung in Beziehung: <img alt="Gleichung 1" fo:content-width="1.2in" src="/files/ftp_upload/51895/51895eq1.jpg" width="120"> Gl. 1 wobei R der Abstand zwischen den beiden Fluorophoren, E die Effizienz der DEEnergietransfer und R 0, wie unten diskutiert, ist der Förster-Radius für den Fluorophor-Paar, dh der Abstand, bei dem die Effizienz der Übertragung ist eine halbmaximale. Aus dieser Gleichung kann man erkennen, dass die Effizienz der Grße des Abstandes zu der inversen sechsten Potenz 1 angesprochen wird. Es ist dieser inversen sechsten Potenz Abhängigkeit, die für FRET-Messungen und LRET ermöglicht außerordentlich empfindlich auch auf kleine Abstandsänderungen, wenn in der Nähe des R 0 des FRET-Paar sein. Die Fähigkeit, spezifisch zu markieren gewünschten Stellen auf Proteinen oder anderen Makromolekülen ermöglicht es, die Vorteile dieser Empfindlichkeit, um Konformationsänderungen zu überwachen. Im Vergleich zu FRET, die herkömmliche organische Farbstoffmoleküle nutzt, bietet LRET zusätzliche Vorteile. In LRET, anstelle der Verwendung eines organischen Farbstoffs als Donor-Fluorophor, einem Lanthaniden-Reihe Kation, typischerweise Tb 3 + oder Eu 3 +, verwendet wird, 1,4-6. Fluorophore, die u fallennder die Kategorie, beispielsweise Terbium-Chelat, sind auch sehr vielseitig, dass sie mit einer Vielzahl von Akzeptor-Fluorophore verwendet werden. Diese Flexibilität ist möglich, weil die Emissionsspektren von Chelat Lanthaniden enthalten mehrere scharfe Emissionsspitzen, so dass für eine einzige Art von Donor-Fluorophor mit einem von einer Vielzahl von Akzeptor-Fluorophore verwendet werden. Somit kann sensibilisierten Akzeptor-Emission ohne Angst vor kontaminierenden Durchbluten von Donoremission 5 detektiert werden. Der Experimentator wählt den spezifischen Akzeptor auf Basis der erwarteten Abstand zwischen den beiden Fluorophoren (Abbildung 1 und Tabelle 1). In dieser chelatisierten Lanthanid Fluorophore, die Metallionen von einem Molekül, das eine Antennengruppe, die in der Regel schlecht absorbierende Lanthanid sensibilisiert als auch als Anregungs bioreaktiven funktionellen Gruppe, um die Ionen auf eine bestimmte funktionelle Gruppe an das Makromolekül anzubinden 1 enthält chelatisierte 5,6. ONCe aufgeregt, Lanthaniden entspannen in den Grundzustand über die Freisetzung von Photonen mit einer Zerfallsrate im Millisekundenbereich. Da der Zerfall weder ein Singulett-Singulett-zu-Entspannung noch eine Triplett-Singulett-zu-Entspannung, die Emission von Photonen nicht richtig Fluoreszenz oder Phosphoreszenz genannt werden, ist jedoch genauer Lumineszenz 1 bezeichnet. Der lange Verfall der Lanthaniden-Lumineszenz hilft sehr bei Lebensdauermessungen. Lebensdauermessungen können dann verwendet werden, um die Effizienz über folgende Beziehung zu bestimmen: <img alt="Gleichung 2" fo:content-width="1.2in" src="/files/ftp_upload/51895/51895eq2.jpg" width="120"> Gl. 2 wo E ist die Effizienz der Übertragung, ist τ D die Lebensdauer des Donors (chelatisiert Lanthanid), wenn nicht in der Energieübertragung teilnehmen, und τ DA ist die Lebensdauer des Donors bei der Teilnahme an der Energieübertragung mit dem Akzeptor. Mit LRET, kann τ DA alum so die Lebensdauer der sensibilisierten Akzeptor-Emission gemessen werden, da Terbium Lebenszeit so viel größer ist als die eines organischen Akzeptor-Fluorophor. Der Akzeptor emittiert mit der gleichen Laufzeit wie der Anstiftung Anregung (Donor Lanthaniden) und jeder Beitrag auf die Lebensdauer aus der Akzeptor eigene intrinsische Fluoreszenzlebensdauer ist relativ unbedeutend. Durch Messen der sensibilisierten Emission statt Donoremission wir auch die Notwendigkeit der Kennzeichnung an genau einer 1 zu gewährleisten: 1-Verhältnis von Donor zu Akzeptor. Protein kann statt gleichzeitig mit sowohl Akzeptor und Donor Fluorophoren markiert werden. Eine heterogen markiert Bevölkerung resultieren, aber doppelt Donor markierten Proteine ​​nicht in der Akzeptor-Wellenlänge zu emittieren, und doppelklicken Akzeptor markierten Proteine ​​werden nicht angeregt werden. Darüber hinaus ist der Abstand zwischen Fluorophoren sollte unabhängig von der Cystein-Website eine gegebene Fluorophor isst, insbesondere bei Verwendung der isotropen Lanthanide als Donor gleich sein, so dass der geborened, um eine bestimmte Website, um entweder der Spender oder Akzeptor ist unnötig angeben. Intensität kann mit einer heterogenen Population betroffen sein, aber sollte noch mehr als ausreichend, um erkannt zu werden. Bei der Planung Experimente, sollte die Wahl der Fluorophore von der R 0-Wert des Paares als auch die zu erwartende Reichweite diktiert werden gemessen. Der R 0-Wert wird durch die folgende Gleichung definiert ist: <img alt="Gleichung 3" fo:content-width="2.5in" src="/files/ftp_upload/51895/51895eq3.jpg" width="250"> Gl. 3 wobei R 0 der Förster-Radius in Angström, κ 2 der Orientierungsfaktor zwischen den beiden Farbstoffen (gewöhnlich angenommen 2/3 sein), φ D ist die Quantenausbeute des Donors, j die spektrale Überlappungsintegral zwischen Donor ist Emissionsspektrum und Akzeptor des Absorptionsspektrums in M - 1cm -1 nm 4 und n der Brechungsindex des Mediums 1. Unser Labor hat eine Modifikation der herkömmlichen LRET Technik durch die Einführung einer Protease-Erkennungsstelle zwischen dem Donor und Akzeptor-Markierung Stellen auf dem Protein, die geprüft wird zugegeben. Diese Modifikation ermöglicht eine Untersuchung nicht gereinigten Systemen wie ganze Säugerzellen 7. Diese Technik ist besonders nützlich, wenn Cysteine ​​als Stellen für die Kennzeichnung, da in dem Verfahren der Markierung mit Maleimid-konjugierten Farbstoffe, die in Cystein Sulfhydrylgruppen, andere Proteine ​​von den Zellen, die Cysteine ​​auch markiert sind binden. Jedoch, indem Proteasespaltstellen an dem Protein von Interesse und Mess Lebensdauer vor und nach der Spaltung der Experimentator kann quantitativ subtrahiert die Hintergrundsignal nach der Protease-Spalt aus dem Rohsignal. Diese Subtraktion isoliert das spezifische Signal aus dem Protein von Interesse (Figure 2). Unter Verwendung der oben beschriebenen Modifikation kann LRET zur Abstandsänderungen zwischen dem Terbium-Chelat-Donor und dem Akzeptor-Sonde auf einem Protein zu messen und zu kontrollieren, Konformationsänderungen in der Nähe von physiologischen Zustand des Proteins ohne das Erfordernis der Reinigung werden. <img alt="Figur 1" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51895/51895fig1highres.jpg" width="500"> Abbildung 1. Die Absorption und Emissionsspektren von Chelat Terbium in schwarz, sowie einem Vertreter Akzeptor, Alexa 488, rot. Beachten Sie die mehrere Emissionsspitzen und den scharfen, schmalen Emissionsbereich für jeden Höhepunkt der Terbiumchelat. Dieses Muster ermöglicht Terbium, mit einer Vielzahl von Akzeptor-Fluorophore verwendet werden und ermöglicht die Messung der sensibilisierten Emission innerhalb dieser Bereiche, wo Terbium zeigt keine Emission. Terbium der Emissionsmaximum bei 486 nm sehr gut mit der ein überlappt bsorption Spitze des Alexa 488, so dass für Resonanzenergietransfer zwischen den beiden Fluorophoren auftreten. Eine Wellenlänge von 515 nm ist eine ausgezeichnete Wahl an sensibilisierte Emission für dieses Paar zu erkennen, wie es ist im Tal zwischen den Terbium Emissionsspitzen, und ganz in der Nähe des Alexa 488 Emissionsmaximum von 520 nm auf. Beachten Sie, dass die Nähe der Akzeptor-Spitze, obwohl wünschenswert, ist nicht erforderlich-565 nm ist immer noch in der Lage, Alexa 488 Emissions erkennen, ohne auch Erkennen Terbium-Emission. <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="374"><tbody><tr height="27"><td height="27" style="height:27px;width:147px;"> Akzeptor-Fluorophor </td><td style="width:45px;"> R 0 (a) </td><td style="width:183px;"> Emissionswellenlänge (nm) </td></tr><tr height="23"><td height="23" style="height:23px;width:147px;"> Atto 465 </td><td align="right" style="width:45px;"> 36 </td>3px; "&gt; 508 </tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:147px;"> Fluorescein </td><td align="right" style="width:45px;"> 45 </td><td align="right" style="width:183px;"> 515 </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:147px;"> Alexa 488 </td><td align="right" style="width:45px;"> 46 </td><td align="right" style="width:183px;"> 515 </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:147px;"> Alexa 680 </td><td align="right" style="width:45px;"> 52 </td><td align="right" style="width:183px;"> 700 </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:147px;"> Alexa 594 </td><td align="right" style="width:45px;"> 53 </td><td align="right" style="width:183px;"> 630 </td></tr><tr height="22"><td height="22" style="height:22px;width:147px;"> Alexa 555 </td><td align="right" style="width:45px;"> 65 </td><td align="right" style="width:183px;"> 565 </td></tr><trheight height="22" style="height:22px;width:147px;"> Cy3 <td align="right" style="width:45px;"> 65 </td><td align="right" style="width:183px;"> 575 </td></trheight></tbody></table> Tabelle 1. Liste der am häufigsten verwendeten Akzeptorfluorophore für LRET mit Terbiumchelat als Donor 11. Die R 0-Werte wurden gemessen, wenn der Donor und Akzeptor wurden dem löslichen Agonisten-Bindungsdomäne von AMPA-Rezeptoren gebunden. Es ist ideal, um die R 0-Wert erneut zu messen für jeden neuen System untersucht. <img alt="Figur 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51895/51895fig2highres.jpg" width="500"> Abbildung 2. Eine Übersicht der Verfahren vorgestellt LRET. (A) Die AMPA-Rezeptor ist ein Membranprotein, das Konformationsänderungen bei Ligandenbindungs ​​erfährt. Das Clamshell-förmigen Liganden-binden Domain ist hier rot eingekreist. (B) Das Liganden-bindende Domäne von AMPA als nicht an Proteine ​​gebunden vorliegt in einer offenen Konformation (links). Wenn gebunden an Glutamat Ligand schließt das Protein um seine Liganden (rechts). Durch Anordnen Fluorophore an Beweisstellen auf der LBD kann die Natur dieser Konformationsänderung, wenn der Abstand zwischen den Fluorophoren Änderungen, die dann beeinflussen Fluoreszenzlebensdauer zu sehen. (C) Wenn die Kennzeichnung ganze Zellen, die Kennzeichnung sowohl der Protein von Interesse sowie Hintergrundmembranproteinen auftreten (links). Nach Protease-Schnittstelle, wird LRET Signal aus dem Protein von Interesse durch die Freisetzung eines löslichen Fragment verschwinden, so dass Hintergrundsignal intakt (rechts). Dieses Hintergrundsignal kann dann von dem Ausgangssignal subtrahiert werden.

<table><tbody><tr><td>LanthaScreen Thiol Reactive Tb Chelate</td><td>Life Technologies</td><td>PV3579</td><td></td></tr><tr><td>Akzeptor Fluorophor-Fluorescein-5-Maleimid</td><td>Life Technologies&nbsp;</td><td>F-150</td><td>Die Wahl des Akzeptors hängt vom jeweiligen Experiment ab</td></tr><tr><td>Akzeptor Fluorophor-Alexa Fluor 488 C5 Maleimide</td><td>Life Technologies&nbsp;</td><td>A-10254</td><td>Die Wahl des Akzeptors hängt vom jeweiligen Experiment ab</td></tr><tr><td>Akzeptor Fluorophor-Alexa Fluor 555 C2 Maleimide</td><td>Life Technologies&nbsp;</td><td>A-20346</td><td>Die Wahl des Akzeptors hängt vom jeweiligen Experiment ab</td></tr><tr><td>Akzeptor Fluorophor-Alexa Fluor 594 C5 Maleimide</td><td>Life Technologies&nbsp;</td><td>A-10256</td><td>Die Wahl des Akzeptors hängt vom jeweiligen Experiment ab</td></tr><tr><td>Akzeptor Fluorophor-Alexa Fluor 680 C2 Maleimide</td><td>Life Technologies&nbsp;</td><td>A-20344</td><td>Die Wahl des Akzeptors hängt vom jeweiligen Experiment ab</td></tr><tr><td>QuantaMaster 3-SS</td><td>Photon Technology International</td><td></td><td>Spektrofluorometer sollte über eine gepulste Anregung verfügen und die Lebensdauer im Millisekundenbereich messen können</td></tr><tr><td>FluoreScan 2.0</td><td>Photon Technology International</td><td></td><td>Data Acquisition Software, die im Manuskript verwendet wird. Software, die mit dem Fluoreszenzmessgerät</td></tr><tr><td>Origin 8.6</td> geliefert <td>wird OriginLab</td><td></td><td>Origin ist die Datenanalysesoftware, die im Protokoll verwendet wird. Kann andere ähnliche Datenanalysesoftware</td></tr><tr><td>verwenden Quarzküvette</td><td>Starna Cells, Inc</td><td>3-Q-10</td><td></td></tr><tr><td>Rührstab&nbsp;</td><td>Bel-Art Products</td><td>F37119-0007</td><td>Wird in Küvetten verwendet, um Zellen in Suspension zu halten. Kann jeden Rührstab verwenden, der zur Küvette passt</td></tr></tbody></table>

lumineszenz-resonanzenergietransfer zu konformationsänderungen in membranproteinen in säugerzellen exprimiert studieren

Luminescence Resonance Energy Transfer to Study Conformational Changes in Membrane Proteins Expressed in Mammalian Cells

Lumineszenz-Resonanz-Energie-Transfer oder LRET, ist eine leistungsstarke Technik verwendet, um Abstände zwischen zwei Standorten in Proteine ​​innerhalb der Reichweite von 10-100 Å messen. Durch Messen der Abstände unter verschiedenen Bedingungen ligiert, können Konformationsänderungen des Proteins leicht beurteilt werden. Mit LRET, einem Lanthaniden, meist Chelat Terbium, als Donorfluorophor verwendet, BIETEN Vorteile wie eine längere Donor-Emission nur Lebenszeit, die Flexibilität, mehrere Akzeptorfluorophore zu verwenden, und die Möglichkeit, sensibilisierte Akzeptor-Emission als eine einfache Möglichkeit zu erkennen Energieübertragung ohne das Risiko der auch Donor-Erfassungssignal nur zu messen. Hier beschreiben wir ein Verfahren zur LRET auf Membranproteine ​​exprimiert und auf der Oberfläche von intakten Säugetierzellen getestet verwenden. Wir stellen eine Protease-Schnittstelle zwischen der LRET Fluorophor-Paar. Nach dem Erhalt des ursprünglichen LRET Signal, Spaltung an dieser Stelle entfernt die spezifischen LRET Signal von dem Protein vonInteresse ermöglicht es uns, das Hintergrundsignal, das nach der Spaltung bleibt quantitativ zu subtrahieren. Dieses Verfahren ermöglicht eine physiologisch relevante Messungen ohne die Notwendigkeit für die Reinigung von Protein hergestellt werden.

Eine erfolgreiche LRET Messung mit einem Lanthaniden Spender sollte ein Spender nur Lebenszeit im Millisekunden-Zeitbereich. Die Lebensdauer der sensibilisierten LRET Emission für das Protein sowohl mit dem Spender und dem Akzeptor markiert wird deutlich kürzer sein, mit einer Lebensdauer im Mikrosekundenbereich nach Abzug des Hinter Abbildung 3. Protease-Schnittstelle führt zu einer Erhöhung der Lebensdauer, die stabiler geworden ist im Laufe der Zeit ( dh nicht mehr ändern), die zeigen, dass ...

Wir beschreiben hier eine verbesserte Lumineszenz-Resonanz-Energie-Transfer (LRET) Verfahren, wo wir eine Protease-Schnittstelle zwischen dem Spender und Akzeptor-Fluorophor Stellen einzuführen. Diese Modifikation erlaubt es uns, spezifische LRET Signale aus Membranproteinen von Interesse, so dass für die Untersuchung von Membranproteinen ohne Proteinreinigung erhalten.

Lumineszenz-Resonanzenergietransfer zu Konformationsänderungen in Membranproteinen in Säugerzellen exprimiert Studieren

Luminescence Resonance Energy Transfer, or LRET, is a powerful technique used to measure distances between two sites in proteins within the distance range ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments ist es, die bestätigenden Veränderungen in Membranproteinen in ihrem physiologischen Zustand zu messen. Dies wird durch die ortsspezifische Markierung von Membranproteinen erreicht, um ihre LRE-Lebensdauer und damit den Abstand zwischen den beiden Stellen zu messen. In einem zweiten Schritt wird ein Ligand hinzugefügt, der eine bestätigende Änderung induziert, die gemessen werden kann.Als nächstes wird die entsprechende Protease hinzugefügt, um eine der Etagenvieren zu spalten und das Hintergrundsignal zu erhalten. Letztendlich kann die Änderung der Fluoreszenzlebensdauer durch den Energietransfer der resultierenden Bewohner gemessen werden, um die bestätigenden Änderungen zu messen, die in der Proteinstruktur auftreten. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der X-Extra-Kristallographie besteht darin, dass wir mit dieser Methode die dynamischen Veränderungen von Proteinen in ihrem physiologischen Zustand messen können.Obwohl diese Methode Einblicke in inotrope Liderezeptoren oder asay sensorische Ionenkanäle geben kann, kann sie auch auf andere Arten von Proteinen wie NICO-Rezeptoren angewendet werden. Wir werden die Technik des Luminesses und des Stress- und Energietransfers zeigen, insbesondere im Zusammenhang mit der Untersuchung von bestätigenden Veränderungen von Membranproteinen in Säugetierzellen. Meine Schüler, Dino und Swara Swami, werden das Verfahren vor Beginn des Experiments demonstrieren.Es ist wichtig, Markierungsstellen zu wählen, die in der Lage sind, die möglichen Konformationsänderungen innerhalb des Proteins widerzuspiegeln. Wenn möglich, verwenden Sie eine Kristallstruktur des Proteins oder eines homologen Proteins, um diese Bestimmung zu treffen. Wählen Sie die Reste so, dass die Seitenketten der ausgewählten Reste oberflächenexponiert und für die Fluor-Vierer zugänglich sind, damit das Protein markiert werden kann.Fügen Sie eine Protease-Spaltstelle hinzu, die spezifisch eines der Cystine vom Protein abspalten kann, wenn die Proteinsequenz dies zulässt. Führen Sie eine Stelle ein, indem Sie das Protein konservativ mutieren, um ein Thrombin oder Faktor 10 zu haben, eine Sequenz in der Nähe des eingeführten Cystins und zugänglich für die Proteasespaltung. Wählen Sie eine Stelle so, dass sich eines der eingeführten Cystine bei der Spaltung vom Rest des Proteins dissoziiert.In bestimmten Fällen kann dies zwei Spaltstellen erfordern, die ein mutiertes Cystin flankieren. Wählen Sie die Etagenvierer basierend auf dem erwarteten Entfernungsbereich aus, der gemessen wird, sodass der Bereich zwischen 0,5 und dem Einsfachen des R-Nullpunkts des Etagenviererpaars liegt. Dies ermöglicht eine einfachere Subtraktion des Hintergrunds, der typischerweise eine viel längere Lebensdauer für einen Bereich von etwa 35 Ångström aufweist, und ein geeignetes Bodenviererpaar wäre tur chelat als Donor und Alexa 5 94 als Akzeptor mit einem R-Nullpunkt von 53 Ångström.Sobald das gewünschte Protein ausgewählt wurde, lösen Sie die HEK-Zellen ab, indem Sie einfach den Puffer gegen den Boden der Schale pipettieren. Schleudern Sie dann die Zellen herunter und resuspendieren Sie das Pellet in drei Millilitern extrazellulärem Puffer. Inkubieren Sie als Nächstes die Zellen im Spender und nehmen Sie ihren Boden auf.Vieren in äquimolaren Mengen bis zu einer Endkonzentration von 100 bis 300 Nanomolar auf einem Rotator für eine Stunde bei Raumtemperatur. Waschen Sie die Zellen nach der Markierung drei- bis viermal mit extrazellulärem Puffer, um ungebundenes Fluor zu entfernen, und resuspendieren Sie das Pellet in zwei Millilitern frischem extrazellulärem Puffer. Um die Elastizität der Zellen zu messen, überführt man die Zellsuspension in einen Quarz mit einem Mindestvolumen von einem Milliliter und stellt die Anregungswellenlänge des Photolumineszenzspektrometers auf den Absorptionsbereich des Donor-Fluoro-Vier ein.Stellen Sie die Emissionswellenlänge entsprechend ein. Stellen Sie dann die Länge der Emissionserkennung auf mindestens das Dreifache der erwarteten LRE-Lebensdauer ein, um sicherzustellen, dass eine Komponente mit langer Lebensdauer nicht übersehen wird, und führen Sie mindestens drei Scans mit 99 Sweeps durch, um konsistente Ergebnisse zu gewährleisten. Speichern Sie die Ergebnisse als Textdatei und messen Sie dann die Bestätigungsänderungen eines Proteins als Reaktion auf die Zugabe eines Liganden.Fügen Sie den Liganden hinzu und führen Sie unter dieser neuen Bedingung mindestens drei Scans mit jeweils 99 Sweeps an derselben Probe durch. Fügen Sie dann bis zu fünf Einheiten der entsprechenden Protease hinzu. Kontinuierliches Scannen, bis die Spaltung abgeschlossen ist und keine weitere Veränderung während der Lebensdauer für drei aufeinanderfolgende Scans zu sehen ist, etwa zwei bis drei Stunden, um die LRE-Daten zu analysieren.Beginnen Sie mit der Einstellung der Durchschnittswerte als Liniendiagramm mit der Fluoreszenzintensität auf der Y-Achse und der Lebensdauer in Mikrosekunden auf der X-Achse, um eine Kurve zu erstellen, die die Lebensdauer der sensibilisierten Emission des Akzeptors darstellt. Ändern Sie die Y-Achse des Diagramms in einen logarithmischen Maßstab. Öffnen Sie dann im Menü Plotten das Dialogfeld zur Layersteuerung und übertragen Sie die Daten mit dem Hintergrundmittelwert in die Liste der Layerinhalte.Verwenden Sie als Nächstes im Menü "Mathematik" die einfache mathematische Funktion, um die Hintergrunddaten nach Bedarf zu multiplizieren oder zu dividieren, bis sich das hintere Ende des Hintergrunds mit dem hinteren Ende der Rohdaten überschneidet und das Hintergrundsignal vor und nach der Proteinspaltung vorhanden bleibt. Verwenden Sie dann erneut die einfache mathematische Funktion, um das ausgerichtete Hintergrundsignal vom anfänglichen LRE-Rohsignal zu subtrahieren und die Daten an einen exponentiellen Zerfall anzupassen. Legen Sie die Startbegrenzung für die Anpassung so fest, dass sie nach dem Ende des Laserpulses beginnt.Wählen Sie dann im Dialogfeld Anpassungsfunktion auswählen die Option Exponentialer Zerfall aus, um die Lebensdauer an die Gleichung für einen einzelnen exponentiellen Abfall anzupassen. Dabei steht Y für die Fluoreszenzintensität, Y Null für die Hintergrundintensität aufgrund des Rauschens des Systems. A Eins ist die Signalintensität, T ist die Fluoreszenzlebensdauer, X ist die Zeit und X Null ist der Zeitversatz.Korrigieren Sie schließlich X null auf null. Starten Sie die Anpassungsfunktion, und passen Sie die Daten mit den aus den Daten erhaltenen Lebensdauern an. Verwenden Sie die Forstgleichung, um den Abstand zwischen den Etagenvieren zu berechnen.Eine erfolgreiche LRE-Messung mit einem Lahane-Spender sollte eine Lebensdauer des Spenders nur im Millisekundenbereich haben. Bei der Messung von Bestätigungsänderungen sollte das spezifische LRE-Signal eine Änderung der Lebensdauer außerhalb des Messfehlers anzeigen, die dann durch die Ausbreitung der mit der Anpassung der Lebensdauern verbundenen Fehler berechnet werden kann. Die Lebensdauer der sensibilisierten LRE-Emission für das Protein, das sowohl mit dem Donor als auch mit dem Akzeptor markiert ist, ist mit einer Lebensdauer im Millisekundenbereich deutlich kürzer.Nach der Hintergrundsubtraktion führt die Proteasespaltung zu einer Verlängerung der Lebensdauer, die im Laufe der Zeit stabil werden sollte, was darauf hindeutet, dass die Proteasespaltung abgeschlossen ist. Wenn das LRE-Signal nur von einer Gruppe von Standorten stammt, sollte die resultierende Emissionslebensdauer nach Subtraktion des Hintergrunds eine exponentielle Lebensdauer von einer einzigen exponentiellen Lebensdauer ergeben. Einmal gemeistert, kann diese Technik in vier bis fünf Stunden abgeschlossen werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, die Parameter, Wellenlängen und die Steroidgeschwindigkeit nach seiner Entwicklung zu überwachen. Diese Technik hat den Weg für die Untersuchung von Konformationsänderungen in Membranproteinen in ihrem neurophysiologischen Zustand geebnet.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Wir beschreiben eine Methode, die die Kinetik von Ionen-Transport von Membranproteinen Maßnahmen neben site-spezifische Analyse von Konformationsänderungen mittels Fluoreszenz an einzelnen Zellen. Diese Technik ist anpassungsfähig an Ionenkanälen, Transportern und Ionenpumpen und kann genutzt werden, um Einschränkungen bei den Protein-Untereinheiten zu bestimmen.

Die Untersuchung der Konformationsänderungen Dynamics von Membranproteinen In situ Mit Site-directed Fluoreszenzmarkierung

Wir beschreiben die bildgebenden Verfahren verwenden wir, um die Verteilung und Mobilität der transfizierten fluoreszierenden Proteinen in das endoplasmatische Retikulum (ER) mittels des konfokalen Abbildung von lebenden Zellen resident untersuchen. Wir haben auch ultrastrukturell analysieren die Wirkung ihrer Expression auf die Architektur dieser subzellulären Kompartiment.

Visualisierung des endoplasmatischen Reticulum Subdomains in kultivierten Zellen

Wechselwirkungen zwischen Proteinen sind von grundlegender Bedeutung für alle zellulären Prozesse. Verwendung Biolumineszenz-Resonanzenergie-Transfer, kann die Wechselwirkung zwischen einem Paar von Proteinen in lebenden Zellen und in Echtzeit überwacht werden. Darüber hinaus können die Auswirkungen von potentiell pathogenen Mutationen zu beurteilen.

Untersuchung von Protein-Protein-Interaktionen in lebenden Zellen Mit Biolumineszenz-Resonanz-Energie-Transfer

Wir beschreiben eine Technik zur gleichzeitigen Messung der kraftregulierten Einzelrezeptor-Liganden-Bindungskinetik und Echtzeit-Bildgebung der Kalzium-Signalübertragung in einem einzelnen T-Lymphozyten.

Fluoreszenz Biomembrane Kraft Sonde: Concurrent Quantifizierung von Rezeptor-Ligand-Kinetik und Binding-induzierte intrazelluläre Signaling auf Einzelzell

Kennzeichnung für die extrazelluläre Domäne eines Membranproteins mit einem pH-empfindlichen Fluorophors, superecliptic pHluorin (SEP), erlaubt die subzelluläre Lokalisierung, Ausdruck und Handel bestimmt werden. Imaging September-markierten Proteinen mit Totalreflexions-Fluoreszenzmikroskopie (TIRFM) ermöglicht die Quantifizierung von Proteinspiegel im peripheren ER und Plasmamembran.

pHluorin-getaggt Receptors Verwendung zu überwachen subzelluläre Lokalisierung und Handel

Protein-Protein-Interaktionen sind von entscheidender Bedeutung für biologische Systeme, und Studien der verbindliche Kinetik geben Einblicke in die Dynamik und Funktion von Proteinkomplexen. Wir beschreiben eine Methode, die die kinetischen Parameter von einem Proteinkomplex mit Fluoreszenz-Resonanz-Energie-Transfer und die gestoppt-Flow-Technik quantifiziert.

In-vitro-Fluoreszenz Resonanz Energietransfer verwenden, um die Dynamik der Proteinkomplexe auf einer Millisekunde Zeitskala studieren

Der Einzelmolekül-Fluoreszenz-Energietransfer ist eine Methode, die die tRNA-Dynamik während der ribosomalen Proteinsynthese verfolgt. Durch die Verfolgung einzelner Ribosomen werden inhomogene Populationen identifiziert, die Aufschluss über Mechanismen geben. Diese Methode kann verwendet werden, um biologische Konformationsänderungen im Allgemeinen zu verfolgen, um dynamische Funktionsbeziehungen in vielen anderen komplexen Biosystemen aufzudecken. Einzelmolekülmethoden können...

Einzelmolekül-Fluoreszenz-Energieübertragungsstudie zur Ribosomenproteinsynthese

Wir präsentieren ein experimentelles Protokoll und einen Datenanalyse-Workflow zur Durchführung der zweifarbigen Fluoreszenz-Kreuzkorrelationsspektroskopie (FCCS) in Kombination mit Förster Resonance Energy Transfer (FRET), um die Membranrezeptordynamik in lebenden Zellen mit modernen Fluoreszenzmarkierungstechniken zu untersuchen.

Zweifarbige Fluoreszenz-Kreuzkorrelationsspektroskopie zur Untersuchung der Protein-Protein-Interaktion und Proteindynamik in lebenden Zellen

Die Studie beschreibt die Methodik der FRET-Kartierung, einschließlich der Auswahl der Markierungsstellen, der Auswahl der Farbstoffe, der Erfassung und der Datenanalyse. Diese Methodik ist effektiv bei der Bestimmung von Bindungsstellen, Konformationsänderungen und dynamischen Bewegungen in Proteinsystemen und ist am nützlichsten, wenn sie in Verbindung mit vorhandenen 3D-Strukturinformationen durchgeführt wird.

Förster Resonance Energy Transfer Mapping: Eine neue Methodik zur Aufklärung globaler Strukturmerkmale

Diese Studie stellt ein detailliertes Verfahren zur Durchführung von Einzelmolekül-Fluoreszenz-Resonanzenergietransfer-Experimenten (smFRET) an G-Protein-gekoppelten Rezeptoren (GPCRs) unter Verwendung ortsspezifischer Markierung durch unnatürliche Aminosäureinkorporation (UAA) vor. Das Protokoll bietet eine Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Vorbereitung von smFRET-Proben, Experimente und Datenanalysen.

Visualisierung der Konformationsdynamik von Membranrezeptoren mit Einzelmolekül-FRET

Dieses Protokoll beschreibt einen BRET-basierten Assay zur Messung der Wechselwirkungen der CRAF-Kinase mit 14-3-3-Proteinen in lebenden Zellen. Das Protokoll beschreibt die Schritte zur Vorbereitung der Zellen, zum Ablesen der BRET-Emissionen und zur Datenanalyse. Ein Beispielergebnis mit der Identifizierung geeigneter Kontrollen und der Fehlerbehebung für die Assay-Optimierung wird ebenfalls vorgestellt.

Biolumineszenz-Resonanz-Energietransfer (BRET)-basierter Assay zur Messung der Wechselwirkungen von CRAF mit 14-3-3-Proteinen in lebenden Zellen

Lernen Sie die verbesserte LRET-Methode zur Untersuchung von Konformationsänderungen in Membranproteinen in Säugerzellen. Diese Technik ermöglicht die Echtzeitbeobachtung ohne vorherige Proteinreinigung.

Lumineszenz-Resonanzenergietransfer zu Konformationsänderungen in Membranproteinen in Säugerzellen exprimiert Studieren

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