Name: Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Lernen Sie die nicht-invasive intravenöse Injektion bei neugeborenen Mäusen für pädiatrische Krankheitsforschung. Diese Methode ermöglicht die präzise Verabreichung von Testsubstanzen an ein- bis zweitägige Mäuse.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren möchten die NINDS, FightSMA und Familien von SMA für die finanzielle Unterstützung zu bestätigen. SEGL durch NINDS Bildungsprämie # 5T32NS077984-02 unterstützt.

Alle im Protokoll aufgeführten Verfahren genehmigt worden Institut für Tier Benutzung und Pflege Ausschuss (IACUC) der Ohio State University. 1. Herstellung von Workspace <ol><li> Gather nassem Eis, um die Maus Welpen zu betäuben, einen leeren Käfig, um den Damm aus dem Wurf, einem Binokular, einer Lichtquelle, die in einem Winkel zu der Injektion (Verwendung einer Lichtquelle mit einer 90 ° positioniert werden kann trennen &#160; Winkel zu der Injektionsstelle verdeckt die Vene), eine saubere Oberfläche, um das Tier für die Einspritzung, Wattestäbchen, 3/10 cc-Insulinspritze mit 3/8 &quot;30 G-Nadel (eines pro Tier) und 1% Evans Blue-Farbstoff ( mit Phosphat gepufferter Salzlösung (PBS)) Lösung für die Ausbildung gemacht. </li><li> Entfernen Sie die Staumauer in einen separaten Käfig, während die Manipulation der Welpen. </li></ol> 2. Injektionsverfahren <ol><li> Legen Sie eine einzelne Welpe direkt auf dem nassen Eis für 30-60 sec, um das Tier zu betäuben. Lassen Sie keine ter Tier auf Eis zu lange wegen einer Gefahr der Unterkühlung im Zusammenhang mit Komplikationen einschließlich Kammerflimmern, Gewebehypoxie und metabolische Azidose. HINWEIS: Unsere Erfahrung ist, dass 30 bis 60 sec ist ausreichend, um die Welpen Bewegungen verlangsamen, um die Injektion zu ermöglichen. Wenn tiefer Narkose erforderlich ist, kann Inhalationsmittel, wie 1-2% Isofluran geeignet. </li><li> Während das Tier auf dem Eis, laden Sie die Spritze mit 30 ul Evans blauen Farbstoff. </li><li> Wenn das Tier vollständig betäubt wird, durch den Mangel an Bewegung auf dem Eis, während noch atmete bestätigt, verschieben Sie sie unter dem Mikroskop. Für einen rechtshändigen Injektion gegen Schnauze des Tieres nach rechts. Platzieren Sie den linken Zeigefinger auf die Schnauze und dem linken Mittelfinger kaudal der Ohrhörer, so dass der Ohrhörer ist zwischen dem Zeige- und Mittelfinger (Abbildung 1). </li><li> Untersuchen nur der vordere Ohrstöpsel für eine oberflächliche Kapillare, wenn die Haut Stell bewegt. Diese Kapillare ist nicht das Ziel, aberIdentifikation ist wichtig für zeitliche Venenerkennung. Als nächstes suchen Sie einen dunklen, schattenhaften Venen schlechter als die Kapillare, die unabhängig von Haut Position fixiert bleibt. Die zeitliche Vene erscheint schemen läuft dorsal nach ventral und mündet in die Halsschlagader (Abbildung 1). </li><li> Geben Sie den zeitlichen Vene mit der Nadel Kegel up. Wenn richtig eingesetzt, ist es möglich, sehen die Nadelkegel mit Blut zu füllen durch die Haut. Dann den Kolben langsam drücken und Mitteilungsblanc der Vene an der Seite des Gesichts. </li><li> Dass die Nadel in der Vene für eine zusätzliche 10-15 sec, um eine Rückströmung der Einspritzmittel zu verhindern bleibt. </li></ol> 3. Post-Injektion <ol><li> Nach einer korrekten Injektion sollte der Welpe blau fast sofort einzuschalten. Entfernen Sie die Nadel und benutzen sanfter Gewalt zu einem Wattestäbchen auf die Injektionsstelle, bis die Blutgerinnsel gelten. </li><li> Überwachen Sie den Welpen für Anzeichen von Leiden. Lassen Sie den Welpen 2-3 min zu erholen und aufwärmen, recognize wenn der Welpe bei Bewusstsein ist, aufrecht und bewegt, vor der Rückkehr in den Käfig. Cup die Welpen in behandschuhten Händen des Untersuchers, angemessene Wärme in der Erholung bei Bedarf Hilfe zu leisten. Alternativ legen Sie ein Heizkissen unter dem Käfig zu erleichtern Erwärmung des eingespritzten pup. In der Regel nach einem Evans blauen Farbstoff Injektion, einschläfern Welpen. Enthalten Farbstoff nicht bei der Injektion Testmaterial. </li><li> Platzieren Sie den Welpen wieder in den Heimkäfig und sicherstellen, der Welpe ist mit Bettwäsche und / oder nestlet beschichtet, um Wiederaufnahme durch den Damm zu sichern. </li><li> Verwenden Sie eine neue Spritze und Wattestäbchen für jeden Welpen, um die Sterilität zu erhalten. </li></ol>

<ol><li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravascular+AAV9+preferentially+targets+neonatal+neurons+and+adult+astrocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Intravascular AAV9 preferentially targets neonatal neurons and adult astrocytes.</a> Nature. 27, 59-65 (2009).</li>
<li>Dominguez, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+scAAV9+delivery+of+a+codon-optimized+SMN1+sequence+rescues+SMA+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Intravenous scAAV9 delivery of a codon-optimized SMN1 sequence rescues SMA mice.</a> Human molecular genetics. 20, 681-693 (2011).</li>
<li>Rahim, A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+AAV2%2F9+to+the+fetal+and+neonatal+mouse+leads+to+differential+targeting+of+CNS+cell+types+and+extensive+transduction+of+the+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+journal+%3A+official+publication+of+the+Federation+of+American+Societies+for+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of AAV2/9 to the fetal and neonatal mouse leads to differential targeting of CNS cell types and extensive transduction of the nervous system.</a> FASEB journal : official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 25, 3505-3518 (2011).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+the+spinal+muscular+atrophy+phenotype+in+a+mouse+model+by+early+postnatal+delivery+of+SMN%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Rescue of the spinal muscular atrophy phenotype in a mouse model by early postnatal delivery of SMN.</a> Nat Biotechnol. 28, 271-274 (2010).</li>
<li>Duque, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intravenous+administration+of+self-complementary+AAV9+enables+transgene+delivery+to+adult+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intravenous administration of self-complementary AAV9 enables transgene delivery to adult motor neurons.</a> Mol Ther. 17, 1187-1196 (2009).</li>
<li>Bostick, B., Ghosh, A., Yue, Y., Long, C., Duan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+AAV-9+transduction+in+mice+is+influenced+by+animal+age+but+not+by+the+route+of+administration%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic AAV-9 transduction in mice is influenced by animal age but not by the route of administration.</a> Gene Ther. 14, 1605-1609 (2007).</li>
<li>Miyake, N., Miyake, K., Yamamoto, M., Hirai, Y., Shimada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+gene+transfer+into+the+CNS+across+the+BBB+after+neonatal+systemic+delivery+of+single-stranded+AAV+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+research%22%5BJournal%5D)">Global gene transfer into the CNS across the BBB after neonatal systemic delivery of single-stranded AAV vectors.</a> Brain research. 1389, 19-26 (2011).</li>
<li>Porensky, P. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+administration+of+morpholino+antisense+oligomer+rescues+spinal+muscular+atrophy+in+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">A single administration of morpholino antisense oligomer rescues spinal muscular atrophy in mouse.</a> Human molecular genetics. 21, 1625-1638 (2012).</li>
<li>Hua, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+SMN+restoration+is+essential+for+long-term+rescue+of+a+severe+spinal+muscular+atrophy+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Peripheral SMN restoration is essential for long-term rescue of a severe spinal muscular atrophy mouse model.</a> Nature. 478, 123-126 (2011).</li>
<li>Kienstra, K. A., Freysdottir, D., Gonzales, N. M., Hirschi, K. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+neonatal+intravascular+injections%3A+modeling+newborn+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Association+for+Laboratory+Animal+Science+%3A+JAALAS%22%5BJournal%5D)">Murine neonatal intravascular injections: modeling newborn disease.</a> Journal of the American Association for Laboratory Animal Science : JAALAS. 46, 50-54 (2007).</li>
<li>Glascock, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Delivery+of+therapeutic+agents+through+intracerebroventricular+%28ICV%29+and+intravenous+%28IV%29+injection+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Delivery of therapeutic agents through intracerebroventricular (ICV) and intravenous (IV) injection in mice.</a> J. vis. Exp. (56), (2011).</li>
<li>Sands, M. S., Barker, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+intravenous+injection+in+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+animal+science%22%5BJournal%5D)">Percutaneous intravenous injection in neonatal mice.</a> Laboratory animal science. 49, 328-330 (1999).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+heart+failure+in+the+SMNDelta7+model+of+spinal+muscular+atrophy+and+correction+by+postnatal+scAAV9-SMN+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Human+molecular+genetics%22%5BJournal%5D)">Early heart failure in the SMNDelta7 model of spinal muscular atrophy and correction by postnatal scAAV9-SMN delivery.</a> Human molecular genetics. 19, 3895-3905 (2010).</li>
<li>Valori, C. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+delivery+of+scAAV9+expressing+SMN+prolongs+survival+in+a+model+of+spinal+muscular+atrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Science+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Systemic delivery of scAAV9 expressing SMN prolongs survival in a model of spinal muscular atrophy.</a> Science translational medicine. 2, (2010).</li>
<li>Foust, K. D., Poirier, A., Pacak, C. A., Mandel, R. J., Flotte, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+intraperitoneal+or+intravenous+injections+of+recombinant+adeno-associated+virus+type+8+transduce+dorsal+root+ganglia+and+lower+motor+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Neonatal intraperitoneal or intravenous injections of recombinant adeno-associated virus type 8 transduce dorsal root ganglia and lower motor neurons.</a> Hum Gene Ther. 19, 61-70 (2008).</li>
<li>Guggenbuhl, P., Grosbois, B., Chales, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gaucher+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Joint%2C+bone%2C+spine+%3A+revue+du+rhumatisme%22%5BJournal%5D)">Gaucher disease.</a> Joint, bone, spine : revue du rhumatisme. 75, 116-124 (2008).</li>
<li>Daly, T. M., Vogler, C., Levy, B., Haskins, M. E., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+gene+transfer+leads+to+widespread+correction+of+pathology+in+a+murine+model+of+lysosomal+storage+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Neonatal gene transfer leads to widespread correction of pathology in a murine model of lysosomal storage disease.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 96, 2296-2300 (1999).</li>
<li>Daly, T. M., Ohlemiller, K. K., Roberts, M. S., Vogler, C. A., Sands, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prevention+of+systemic+clinical+disease+in+MPS+VII+mice+following+AAV-mediated+neonatal+gene+transfer%5BTitle%5D)+AND+%22Gene+Ther%22%5BJournal%5D)">Prevention of systemic clinical disease in MPS VII mice following AAV-mediated neonatal gene transfer.</a> Gene Ther. 8, 1291-1298 (2001).</li>
<li>Wang, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Juvenile+neuronal+ceroid+lipofuscinoses%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+experimental+medicine+and+biology%22%5BJournal%5D)">Juvenile neuronal ceroid lipofuscinoses.</a> Advances in experimental medicine and biology. 724, 138-142 (2012).</li>
<li>Forsythe, E., Beales, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bardet-Biedl+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22European+journal+of+human+genetics%22%5BJournal%5D)">Bardet-Biedl syndrome.</a> European journal of human genetics. 21, 8-13 (2013).</li>
<li>Bevan, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+gene+delivery+in+large+species+for+targeting+spinal+cord%2C+brain%2C+and+peripheral+tissues+for+pediatric+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Systemic gene delivery in large species for targeting spinal cord, brain, and peripheral tissues for pediatric disorders.</a> Mol Ther. 19, 1971-1980 (2011).</li>
<li>Yardeni, T., Eckhaus, M., Morris, H. D., Huizing, M., Hoogstraten-Miller, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Retro-orbital+injections+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+animal%22%5BJournal%5D)">Retro-orbital injections in mice.</a> Lab animal. 40, 155-160 (2011).</li>
<li>Saunders, N. R., Joakim Ek, C., Dziegielewska, K. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neonatal+blood-brain+barrier+is+functionally+effective%2C+and+immaturity+does+not+explain+differential+targeting+of+AAV9%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+biotechnology%22%5BJournal%5D)">The neonatal blood-brain barrier is functionally effective, and immaturity does not explain differential targeting of AAV9.</a> Nature biotechnology. 27, 804-805 (2009).</li>
<li>Foust, K. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+AAV9-mediated+suppression+of+mutant+SOD1+slows+disease+progression+and+extends+survival+in+models+of+inherited+ALS%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Therapeutic AAV9-mediated suppression of mutant SOD1 slows disease progression and extends survival in models of inherited ALS.</a> Mol Ther. 21, 2148-2159 (2013).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Intravaskuläre Abgabe von Mitteln an das ZNS oder im ganzen Körper ist schwer in neonatalen Mausmodellen von Krankheiten. Das beschriebene Protokoll ist eine schnelle, relativ nicht-invasive Weise, intravenös verabreichen Lösungen in neugeborenen Mäusen mit minimalen Anforderungen an die Ausrüstung. Wenn die zeitliche Fläche Vene mit dem bloßen Auge gesehen werden kann, können Injektionen größere Genauigkeit unter Verwendung des Mikroskops und faseroptische Lichtquelle, vor allem für einen ungeübten Injektors. Intravask...

Lieferung von Therapeutika auf das zentrale Nervensystem (ZNS) in Mausmodellen der pädiatrische Erkrankung bleibt eine Herausforderung. Mäuse, die Modell Neugeborenen Krankheitszustände sind unterdimensioniert und entwicklungs unreif, und kann daher schwer direkt in geeignete Strukturen im ZNS zu injizieren. Intravaskuläre Injektion von therapeutischen Mitteln ist eine nicht-invasive, gut verträgliche Methode, um Zellen, Drogen oder viralen Vektoren an den gesamten Körper einschließlich des CNS 1-5 und Retina 3,5-9 liefern. Zurück Publikationen beschreiben zeitliche Gesicht Veneninjektion mit einem Transilluminator 10,11, ohne Dissektionsmikroskop 11,12 oder zwei Individuen erfordern spritzen 10. Die Injektionstechnik in diesem Protokoll beschrieben ist vorteilhaft, weil eine einzelne Person kann Welpen zu injizieren, und die Lichtquelle zu sehen die zeitliche Vene den Welpen nicht zu berühren, wodurch die Notwendigkeit für chirurgische Band oder das Anbringen eines Welpen auf eine feste Oberflächewie einem Transilluminator 11. Lieferung von Adeno-assoziierten viralen Vektor Serotyp 9 (AAV9) in Mäusen erzeugt robuste Expression in Neuronen und Astrozyten im Gehirn und Rückenmark (Abbildung 1). Intravaskuläre Lieferung von viralen Vektoren in die temporalis superficialis V. facialis wurde zuverlässig in verschiedenen Studien in neugeborenen Mäusen verwendet, um die pädiatrische neuromuskuläre Erkrankung Spinale Muskelatrophie (SMA) 2,4,13,14 behandeln und letztlich erhöhte die Lebensdauer der behandelten Mäuse. Intravaskuläre Injektion von neugeborenen Mäusen auch effektiv zielt auf das periphere Nervensystem und peripheren Organen (Abbildung 2). Nach Injektion von AAV hat Transduktion von Spinalganglien, Leber, Herz, Skelettmuskel, Lunge und Plexus myentericus des Darms beobachtet 1,3,6,7,15. Verbreitete Transduktion des ZNS und Peripherie macht dieses Verfahren ideal für Injektionskrankheiten globalen Expression erforderlichein Transgen, wie Morbus Gaucher 16 und andere lysosomale Speicherkrankheiten 17,18, Batten-Krankheit und verwandte neuronale Zeroidlipofuszinosen, 19 und Bardet-Biedl-Syndrom, einer genetischen Multisystemerkrankung mit Beginn der Symptome in der frühen Kindheit 20 auftritt. Intravaskulärer Injektion in neugeborenen Mäusen sollte auch als ein neuartiges Verfahren zur Modellierung systemweite pädiatrische Erkrankungen angesehen werden. Diese Technik hat den großen Tiermodellen 5,21 übersetzt und intravaskuläre Injektion als eine klinisch akzeptable Methode der Bereitstellung von Therapeutika ist bereits vorhanden. Das aktuelle Protokoll beschreibt eine einfache, effiziente Methode der Bereitstellung von Mitteln, um neugeborenen Mäusen durch die temporalis superficialis Gesicht Vene spätestens postnatalen Tag 2. Injektion kann durch eine einzige abgeschlossen werden, praktiziert einzelnen und ist gut von den beiden Jungtieren und die Dämme toleriert. Pups erleben minimal Not und erholen sich schnell. Importantly werden erfolgreiche Injektion in globalen Auslieferung des verabreichten Mittels führen. Dieses Protokoll ist für die Lieferung von viralen Vektoren, pharmazeutische Mittel oder Zellen neugeborener Mäuse geeignet.

<table><tbody><tr><td>Thinpro Insulinspritze</td><td>Terumo</td><td>SS30M3009</td><td>3/10 cc, 3/8" Nadel, 30 G, 1 pro Maus</td></tr><tr><td>Evans blauer Farbstoff</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td>Verdünnen auf 1% mit 1x Phosphat gepufferte Kochsalzlösung</td></tr><tr><td>Applikatoren mit Wattespitze</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>Faseroptische Lichtquelle</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>Präparieren Mikroskop</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

intravenöse injektionen in neugeborenen mäusen

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Die intravenöse Injektion ist eine klinisch anwendbare Weise Therapeutika liefern. Für erwachsene Nager und größere Tiere, sind intravenöse Injektionen technisch möglich und Routine. Jedoch können einige Mausmodellen frühen Ausbruch der Krankheit mit einem schnellen Fortschreiten, die Verabreichung von potentiellen Therapien schwierig macht. Die zeitliche (oder Gesichts) Vene nur an das Ohr Knospe anterioren bei Mäusen und ist eindeutig für die ersten zwei Tage nach der Geburt sichtbar auf beiden Seiten des Kopfes mit einem Binokular. Während diesem Fenster können die zeitliche Vene mit einem Volumen von bis zu 50 &amp; mgr; l injiziert werden. Die Injektion ist sicher und gut durch sowohl den Welpen und der Muttertiere vertragen. Eine typische Injektionsverfahren wird innerhalb von 1-2 min, wonach der Welpe ist mit dem Heimkäfig zurück abgeschlossen. Mit dem dritten Tag nach der Geburt die Vene ist schwierig zu visualisieren und das Einspritzverfahren wird technisch unzuverlässig. Diese Technik ist für die Lieferung von Adeno-assoziierten Virus (AAV) vect verwendetors, die wiederum fast körper breit, stabile Transgenexpression für das Leben des Tieres in Abhängigkeit von dem viralen Serotyp ausgewählt ist.

Während einer richtigen Injektion sollte die Vene vorübergehend drehen klar oder blanchieren. Wenn Injizieren färben die gesamte pup sollte blau innerhalb von Sekunden zu drehen. Wenn eine fehlerhafte Einspritzung stattgefunden hat, gibt es oft eine konzentrierte subkutaner Bolus in den Kopf oder Nacken und Injektionsmittel kann aus der Injektionsstelle zu lecken. Unsachgemäße Injektionen können auch im Erscheinungsbild des Blutergüsse um den Hals führen. Pups, die subkutane Injektionen erhalten (dh die Injekti...

Tiermodelle der pädiatrischen Erkrankung früh einsetzende und aggressiven Krankheitsprogression zu erleben. Klinisch relevante Therapieabgabe, junge Maus-Modellen kann technisch schwierig sein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-invasive Methode zur intravenösen Injektion neugeborene Mäuse innerhalb der ersten zwei Tage nach der Geburt des Lebens.

Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, einer Neugeborenenmaus intravenös einen Testartikel zu verabreichen. Dazu werden zunächst die ein bis zwei Tage alten Mäuse identifiziert, die behandelt werden sollen. Der zweite Schritt ist die Vorbereitung der Injektionsmaterialien.Als nächstes wird die Injektion durchgeführt. Der letzte Schritt besteht darin, die behandelten und wachen Mäuse zu ihrer Mutter zurückzubringen. Letztlich ist ein nachgeschalteter Assay erforderlich, um festzustellen, ob der Prüfling die gewünschte Wirkung hat.Im Allgemeinen haben Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, am meisten Schwierigkeiten, die geeignete Vene zu identifizieren und zu identifizieren. Stellen Sie zunächst alle für den Injektionsvorgang erforderlichen Geräte zusammen. Bereiten Sie außerdem 1 % Evans-Blau-Farbstoff in PBS und eine Insulinspritze mit einer 30-Gauge-Nadel pro Tier vor, das injiziert werden soll.Als nächstes entfernst du den Damm in einen separaten Käfig, während du die Welpen manipulierst. Wenn es soweit ist. Lege einen einzelnen Welpen für 30 bis 60 Sekunden direkt auf nasses Eis.Betäuben. Lassen Sie das Tier nicht zu lange auf Eis, da das Risiko von Komplikationen im Zusammenhang mit Unterkühlung besteht, während das Tier auf Eis liegt. Lotus-Spritze mit 30 Mikrolitern Evan's Blue Farbstoff.Wenn das Tier vollständig betäubt ist, was durch Bewegungsmangel auf dem Eis bestätigt wird, während es noch atmet, bewegen Sie es für eine Rechtshänder-Injektion unter das Mikroskop und platzieren Sie die Schnauze des Tieres an der richtigen Stelle. Der linke Zeigefinger an der Schnauze und der linke Mittelfinger sind so an den Ohrhörer gehätschelt, dass sich der Ohrhörer zwischen Zeige- und Mittelfinger befindet. Untersuchen Sie direkt vor dem Ohrhörer eine oberflächliche Kapillare, die sich bewegt, wenn die Haut manipuliert wird.Diese Kapillare ist nicht das Ziel. Die Identifizierung ist jedoch wichtig für die Identifizierung der Schläfenvene. Lokalisieren Sie als Nächstes eine dunkle schattenhafte Vene, die der Kapillare untergeordnet ist und unabhängig von der Hautposition fixiert bleibt.Die Schläfenvena erscheint schattig, verläuft dorsal bis ventral und mündet in die Vena jugularis. Führen Sie die Schläfenvene mit der Nadelschräge nach oben ein. Wenn korrekt eingesetzt.Es ist möglich, die Nadelschräge zu sehen, die mit Blut durch die Haut gefüllt ist. Drücken Sie dann den Kolben langsam und bemerken Sie, dass die Vene an der Seite des Gesichts blanchiert. Lassen Sie die Nadel weitere 10 bis 15 Sekunden in der Vene verbleiben, um einen Rückfluss der Injektion zu verhindern.Nach einer richtigen Injektion sollte sich der Welpe blau verfärben. Fast sofort. Entfernen Sie die Nadel und tragen Sie mit sanfter Gewalt ein Wattestäbchen auf die Injektionsstelle auf, bis das Blut gerinnt.Lassen Sie den Welpen zwei bis drei Minuten warten, um sich zu erholen und wieder aufzuwärmen. Vergewissern Sie sich, dass der Welpe bei Bewusstsein ist, aufrecht steht und sich bewegt. Bevor sie in den Käfig zurückkehren, können die Welpen in die behandschuhten Hände des Untersuchers gelegt werden, um die Genesung zu unterstützen.Alternativ können Sie ein Heizkissen unter den Käfig legen, um das Erwärmen des injizierten Welpen zu erleichtern. Setzen Sie den Welpen zurück in den Käfig und decken Sie ihn mit Einstreu ab. Um die Akzeptanz durch das Muttertier sicherzustellen, verwenden Sie für jedes Jungtier eine neue Spritze und ein neues Wattestäbchen, um die Sterilität nach der intravenösen Injektion eines A V neun Inod GFP-Transgens im gesamten Gehirn zu gewährleisten, einschließlich des vorderen Striatums sowie des Pons und des Kleinhirns.Die GFP-Expression wird auch im Rückenmark nachgewiesen und ist sowohl in spinalen Motoneuronen als auch in Neuronen der Spinsalganglien zu beobachten. GFP-Immunfluoreszenz ist bei erwachsenen Mäusen, im Herzen und in der Leber nach intravenöser Injektion von selbstkomplementärem A-A-V-neun GFP bei Neugeborenen nachweisbar. Im Vergleich dazu fehlt die GFP-Expression im Herzen und in der Leber von nicht injizierten Mäusen, sobald sie beherrscht wurden.Diese Technik sollte drei bis fünf Minuten pro Tier dauern. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie intravenöse Injektionen bei neugeborenen Mäusen durchgeführt werden.

Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Dieser Artikel zeigt zwei sehr unterschiedliche Methoden der Injektion: 1) in das Gehirn (intracerebroventrikuläre) und 2) systemischen (intravenösen), um die therapeutischen Wirkstoffe in das zentrale Nervensystem von neugeborenen Mäusen einzuführen.

Abgabe therapeutischer Wirkstoffe durch intracerebroventrikuläre (ICV) und intravenöse (IV) Injektion in Mäuse

Quelle: Seman, B. G. et al. Ein neonatales Bildgebungsmodell der gramnegativen bakteriellen Sepsis. J. Vis. Exp. (2020)Das Video demonstriert ein neonatales Mausmodell zur Untersuchung systemischer Infektionen mit gekapselten biolumineszenten Bakterien. Neugeborene Welpen werden mit hoch- oder niedrigdosierten bakteriellen Suspensionen injiziert und zur Nachsorge zu ihrer Mutter zurückgegeben. Die gekapselten Bakterien entgehen der frühen Immundetektion, breiten sich systemisch aus und werden...

Modellierung von Infektionen bei neonatalen Mäusen mit gekapselten biolumineszenten Bakterien

Dieses Video zeigt den intrazerebroventrikulären Injektionsprozess zur Untersuchung der Verteilung des murinen Cytomegalievirus (MCMV) im Gehirn von Neugeborenen. MCMV, das entwickelt wurde, um ein verstärktes grün fluoreszierendes Protein (EGFP) für die Sichtbarkeit zu exprimieren, wird in den lateralen Ventrikel des Gehirns eines Mäusewelpen injiziert. Das injizierte Virus zirkuliert durch die Zerebrospinalflüssigkeit und infiziert Zellen im periventrikulären Bereich, einschließlich der...

Eine intrazerebroventrikuläre Injektion zur Analyse der Verteilung des murinen Cytomegalievirus in einem neonatalen Mausgehirn

Humanen Cytomegalovirus (HCMV)-Infektion des Neugeborenen stellt eine wichtige Ursache für geistige Behinderung, aber die molekularen Ereignisse, die zum Virus-induzierten Pathogenese sind noch weitgehend unverstanden. Um die Dynamik der Infektion des Gehirns zu untersuchen, passten wir...

Verwenden Sie von<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging zur Überwachung der Progression of Experimental Maus Cytomegalovirus-Infektion bei Neugeborenen

Hier demonstrieren wir eine Technik zur weit verbreiteten neuronalen Transduktion durch intraventrikuläre Injektion von Adeno-assoziierten Viren in das neonatale Mausgehirn.  Diese Methode bietet eine schnelle und einfache Möglichkeit, eine lebenslange Expression von viral transportierten Transgenen zu erreichen.

Intracerebroventricular Viral Injektion der Neonatal Maus Gehirn für anhaltenden und verbreiteten Neuronale Transduction

Hier beschreiben wir eine einfache Methode zur intrazerebroventrikulären und intravaskulären Injektion von Viruspartikeln oder fluoreszierenden Mikrokügelchen in das Gehirn von Neugeborenen. Das Lokalisationsmuster des Virus und der Nanopartikel konnte durch mikroskopische Auswertung oder durch in situ Hybridisierung nachgewiesen werden.

Intracerebroventricular und intravaskuläre Injektion von Viruspartikeln und Fluorescent Microbeads in die neonatale Gehirn

Wir beschreiben ein Protokoll für eine Transplantation in Utero (IUT) durch intravenöse und Intra-Fruchtwasser Routen der Injektion in das Mausmodell ausführen. Dieses Protokoll kann verwendet werden, Zellen, virale Vektoren und anderen Stoffen in die einzigartige immun-toleranten fetalen Umgebung einzuführen.

Intravenöse und Intra-Fruchtwasser In der Gebärmutter Transplantation in den Mausmodell

Hier wird ein einfacher und schneller Ansatz zur Durchführung von intrazerebroventrikulären Injektionen bei Mäusen unter Verwendung eines Freihandansatzes (d.h. ohne stereotaktische Vorrichtung) beschrieben.

Intrazerebroventrikuläre Freihandinjektionen bei Mäusen

Dieses Protokoll zielt darauf ab, einen reproduzierbaren venösen Verabreichungsweg zu demonstrieren, der bei Ratten und Mäusen während der gesamten Neugeborenenperiode angewendet werden kann. Dieses Verfahren ist wichtig für präklinische Studien an Nagetieren, die die Verabreichung von Medikamenten auf Neugeborenenstationen in erster Linie durch intravenöse Verabreichung widerspiegeln möchten.

Ein neonatales Nagetiermodell der retroorbitalen Veneninjektion

Das vorliegende Protokoll beschreibt Schritt-für-Schritt-Anweisungen für die Durchführung intrathekaler Injektionen bei neugeborenen Mäusen zur Geneditierung und Medikamentenabgabe.

Intrathekale Injektion von neugeborenen Mäusen zur Genomeditierung und Medikamentenverabreichung

Dieses Protokoll demonstriert eine temporale Veneninjektion zur intravenösen Abgabe von pädiatrischen Krebszellen an Neugeborenenmäuse und ermöglicht so eine präzise, reproduzierbare Modellierung früher Immunantworten gegen Krebs. Die Methode ermöglicht die Bewertung der Wirkung von Interventionen, wie Immunmodulation oder Therapie, wenn sie während der neonatalen Periode angewendet werden.

Ein neonatales Modell der intravenösen Transplantation zur Bewertung früher Immunaktivitäten gegen Krebszellen

Lernen Sie die nicht-invasive intravenöse Injektion bei neugeborenen Mäusen für pädiatrische Krankheitsforschung. Diese Methode ermöglicht die präzise Verabreichung von Testsubstanzen an ein- bis zweitägige Mäuse.

Intravenöse Injektionen in neugeborenen Mäusen

Weitere Videos entdecken