Name: Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-12-23T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 41 s
Description: Lernen Sie die Ballonkatheter-Verletzung der Rattenkarotis zur Untersuchung vaskulärer Remodeling-Mechanismen und neointimaler Hyperplasie. Diese Methode ermöglicht die Evaluation therapeutischer Ansätze bei Gefäßerkrankungen.

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Wir danken Dr. Clowes für die erste Entwicklung und Beschreibung dieser Methode. Wir danken auch Dr. Tulis für sein detailliertes Protokoll, das für unsere bisherige, aktuelle und zukünftige Arbeit von grundlegender Bedeutung war. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse R01HL097111 und R01HL123364 von den NIH an M.T. und durch das American Heart Association Stipendium 14GRNT18880008 an M.T. unterstützt.
Wir möchten Rachel Newton für ihre fachkundige technische Unterstützung und für ihre wertvolle Hilfe während des Drehprozesses danken.

HINWEIS: Die Verwendung von Tieren für die folgenden Versuche wurde überprüft und von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) zugelassen. 1. Präoperative Prozeduren <ol style="margin-left: 40px;"><li> Sterilisieren chirurgischer Instrumente vor Gebrauch. <ol><li> Autoklavieren alle chirurgischen Instrumente 24 Stunden oder weniger vor der Operation. Wenn mehrere Operationen werden am selben Tag durchgeführt, sterilisieren die Instrumente von einem trockenen Perle Sterilisator zwischen Operationen. </li></ol></li><li> Filter-sterilisiert die Salzlösung vor dem Gebrauch. </li><li> Man wiegt die Ratte und die Berechnung der Dosis von Anästhetika (Ketamin 80 mg / kg und Xylazin 7 mg / kg). </li><li> Verwalten Sie die Anästhetika intraperitoneal (ip). <ol><li> Stellen Sie sicher, die Angemessenheit der Sedierung durch toe Prise in 5-10 min. Verwaltung eines zusätzlichen kleinen Drogendosis (Ketamin 7 mg / kg und Xylazin 0,6 mg / kg), wenn Sedierung ist nicht vollständig. </li><li> Achten Sie darauf, die Nadel tief genug, um Liefer Drogen inner proitoneally wegen Nichteinhaltung der gesamten Wirkstofflösung in die Bauchhöhle zu liefern verursacht unzureichende Sedierung. HINWEIS: Geschwüre und Haarausfall in der Haut an der Injektionsstelle sichtbar einige Tage nach der Operation, durch versehentliches subkutane (sc) Medikamentenlösung Injektion sein. </li></ol></li><li> Spritzen Sie 3 ml steriler Kochsalzlösung subkutan (sc). Mit einem sterilen Wattestäbchen, eine kleine Menge von Augensalbe für beide Augen, um die Hornhaut vor dem Austrocknen zu verhindern. </li><li> Bereiten Sie die Heizungsanlagen. Pre-warmen Heizkissen durch Mikrowelle oder Wasserbad. </li><li> Legen Sie das Tier supinely auf dem OP-Plattform. <ol><li> Entfernen Sie die Haare in der ventralen Halsbereich. Übernehmen Sie die Haarentfernung mit einem Wattestäbchen, warten Sie 30 Sekunden und wischen Sie komplett mit Gaze. </li><li> Wischen Sie die Hals mit PVP-Jod-Peeling und 70% Ethanol. </li></ol></li><li> Setzen Sie auf persönliche Schutzausrüstung, einschließlich Kleid, Haarabdeckung, Mundschutz und Brille. Setzen Sie auf sterile OP-Handschuhen am Ende, bevor Sie die sterilen chirurgischen Instrumenten und Verbrauchsmaterialien. </li><li> Hängen Sie die Ratte mit einem sterilen OP-Blatt nur mit dem Halsbereich ausgesetzt. </li></ol> 2. Chirurgische Verfahren <ol style="margin-left: 40px;"><li> Während des chirurgischen Eingriffs, überprüfen Sedierungstiefe tierischer toe Prise in alle 15 min. Wenn Tier reagiert auf Zehe Prise, fügen Sie zusätzliche kleine Dosis (10% der Initialdosis) von Ketamin und Xylazin. </li><li> Sezieren linke A. carotis communis (CCA) <ol><li> Verwenden Sie ein Skalpell, um einen geraden Längsschnitt in der Mitte des Halses zu machen. Die ungefähre Länge Hautinzision 1,5-2 cm, für den Zweck der Isolierung einer 1,5-2 cm Abschnitt Arterie. Die Länge kann variieren abhängig von der Studienzwecken. </li><li> Stumpf sezieren das Bindegewebe der Haut. Halten Sie die Pinzettenspitzen und stellen Sie sicher, nicht in die Haut oder das darunter liegende Gewebe durchstechen. </li><li> Sezieren Muskelschichten längs along die linke Seite der Luftröhre. </li><li> Beim Öffnen der Muskelschicht, visualisieren Sie die linke CCA mit dem Vagusnerv eng verbunden ist. Stumpf sezieren neben die linke Halsschlagader mit äußerster Vorsicht, um den Vagusnerv bei minimaler Dehnung zu trennen. </li><li> Sezieren CCA distal bis zur Gabelung. Sorgfältig sezieren die Gabelung und zwei Zweige - A. carotis interna (ICA) und A. carotis externa (ECA). </li><li> Halten Sezieren um die CCA, bis etwa ein Teil von 1,5-2 cm von der Arterie von dem umgebenden Gewebe isoliert. </li></ol></li><li> Ballonverletzung <ol><li> Dauerhaft machen eine Ligatur an der ECA bei ca. 5 mm von Bifurkation. Dauerhaft ligieren die Hinterhauptzweig der ECA, der in der Nähe der Gabelung der ECA und ICA ist. Auch dauerhaft ligieren anderen Branchen, wenn überhaupt, Ortung zwischen der Gabelung und ECA Ligatur - zum Beispiel die überlegene Schilddrüsen Branche. Nahtmaterial, das für alle Ligaturen verwendet 4-0 schwarzSeide. Clip auf dem proximalen Ende des CCA und dem distalen Ende des ICA. HINWEIS: Nun, den Blutfluss gestoppt wurde entweder permanent durch Ligation (auf ECA) oder vorübergehend durch Clipping (auf CCA und ICA). Luminalen Inhalte in dem Abzweigbereich wurden aus dem systemischen Kreislauf isoliert. </li><li> Vereinbaren Sie einen Arteriotomie Schnitt auf ECA durch Kleinmikro Schere. Sicherzustellen, dass der Einschnitt in der Nähe des distalen Nahtknotens. Reinigen Sie das Blut mit Kochsalzlösung und Wattestäbchen. </li><li> Legen Sie die aufgeblasenen 2F-Ballonkatheter in die ECA Lumen. Schieben Sie den Ballonkatheter proximal zu den CCA Lumen. Halten Vorschieben des Katheters proximal, bis seine Spitze erreicht, wo der Clip bleibt. </li><li> Verbinden des Balloninflationsvorrichtung mit einem weiblichen Luer-Lock an einem 3-Wegehahn und eine Verbindung des männlichen Luer-Lock des 3-Wege-Absperrhahn, um den Ballonkatheter. </li><li> Langsam aufzublasen Ballon mit etwa 1,5 atm Druck, um die Halsschlagader bis 1,5-fachen des Durchmessers ausdehnt. </li&gt; <li> Ziehen Sie den Ballon rotations zurück zur Gabelung. </li><li> Die Luft aus dem Ballon und voran es zurück zu dem proximalen Ende. Pumpen Sie es noch einmal und wiederholen Sie die Ziehen-back-Verfahren zwei weitere Male. </li><li> Ziehen Sie den Ballonkatheter von den Arterie Lumen. </li></ol></li><li> Intraluminale Gabe von Reagenzien (zB siRNA, Drogen) Anmerkung: Hier wird das Reagenz war eine Lösung lentivirale Partikel kodieren, die entweder shRNA Targeting Stromal Interaktion Molecule 1 (STIM1) oder Nicht-Ziel shRNA Steuerung enthält. STIM1 ist eine einzelne Transmembran Endoplasmatischen Retikulum (ER) Protein, das ein ER Ca2 + Sensor Steuerung der Aktivierung der Plasmamembran Ca2 + Kanäle und ist in der glatten Gefäßmuskulatur Entdifferenzierung hochreguliert in eine proliferative Migrations Phänotyp 12,30-33. <ol><li> Befestigen eines intravaskulären over-the-Nadel-Katheter mit einer Spritze (24 G, 1,6 cm). Saugen Sie 30 ul Lösung der Test REAGents. Stecken Sie den Katheter in der gleichen Schnitt auf ECA. </li><li> Voraus die Katheterspitze in die CCA und binden ein Stück Faden mit einem einzelnen Knoten den Rechnungshof auf, den Katheter zu beheben und schließen Sie das Schnitt vorübergehend. </li><li> Spritzen Sie das Testreagenz Lösung in das Lumen des CCA. Die Lösung wird in das Gefäßlumen für 30 min. Halten Sie das freiliegende Gewebe feucht mit Kochsalzlösung und bedecken Sie es mit einem Stück feuchten Gaze. </li><li> Nach der Inkubation saugen Sie den verbleibenden Lösung. Lösen Sie, dass einzelne Knoten und den Katheter zurückziehen. </li><li> Binden Sie die ECA mit einem Stück Faden proximal des Arteriotomie Einschnitt. Stellen Sie den Knoten so nah wie möglich an der Gabelung. </li></ol></li><li> Schließen Sie die Wunde. <ol><li> Da der Ballon-Verletzung und Katheter Einführung kann ein Leck oder Punktion des Blutgefäßes führen, entfernen Sie den Clip auf der ICA und prüfen Sie, ob es eine undichte Stelle. Wenn die Blutung beobachtet wird, mit einem Stück Gaze und sanften Druck die Blutung zu stoppen. </li><li> Entfernender andere Clip auf CCA. </li><li> Stellen Sie sicher, es gibt keine Anzeichen von Blutungen, und entfernen Sie alle Klammern und andere chirurgische Instrumente. Das überstehende Fäden. </li><li> Schließen Wunde mit Hautnähte (4-0 schwarzer Seide). Tupfer auf allen Seiten der geschlossenen Wunde mit dem Povidon-Jod oder andere antiseptische / Bakterizid / viruzide Mittel. Injizieren 3 ml steriler Kochsalzlösung sc </li></ol></li></ol> 3. Postoperative Verfahren <ol style="margin-left: 40px;"><li> Halten Ratte auf Heizkissen nach der Operation. Eine Dosis von 0,05 mg / kg Buprenorphin durch intramuskuläre Injektion (im) bei der Ratte. Während des Wiederherstellungsverfahren, zu halten Augen und Mund der Tiere feucht. Überwachen Sie das Tier, bis er wach und ambulante ist. </li><li> Legen Sie das Tier in einen sauberen Käfig ohne Einstreu, bis sie vollständig zurückgewonnen wird. Nach der Wiederherstellung wird das Tier an den Tierraum zurückgeführt und einzeln gehalten werden. </li></ol>

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<li>Zhang, W., Trebak, M. Balloon Injury in Rats as a Model for Studying TRP Channel Contribution to Vascular Smooth Muscle Remodeling. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aZhang%2C+W+%22T+TRP+Channels+in+Drug+DiscoveryMethods+in+Pharmacology+and+Toxicology%22">T TRP Channels in Drug DiscoveryMethods in Pharmacology and Toxicology</a>. Szallasi, A., Bíró, T. , Humana Press. 101-111 (2012).</li>
<li>Tulis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histological+and+morphometric+analyses+for+rat+carotid+balloon+injury+model%29%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+In+Molecular+Medicine%22%5BJournal%5D)">Histological and morphometric analyses for rat carotid balloon injury model).</a> Methods In Molecular Medicine. 139, 31-66 (2007).</li>
<li>Advanced Sterilization Products. How to use Cidex OPA solution. , Available at: 
 <a target="_blank" href="http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf">http://www.hopkinsmedicine.org/hse/forms/cidexopa/OPAHowToUse.pdf</a> (2014).</li>
</ol>

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Die Rattenhalsschlagballonverletzung wurde auch von Tulis 2007 34 beschrieben. Es wurde umfassend diskutiert alle Einzelheiten dieses Verfahrens von Dr. Tulis. Die Leser, die Interesse an der Durchführung dieses Verfahrens sind dringend empfohlen, Tulis &quot;Protokoll lesen. Allerdings gibt es eine Sache, die wir nicht mit Dr. Tulis Vereinbarung: Statt Aufblasen des Ballons mit Kochsalzlösung oder jede Art von Flüssigkeit, schlug vor, es mit Luft aufzublasen. Nach unseren persönlichen Erfahrungen, Aufblasen mit Flüssigkeit kaum ...

Ballonkatheter sind Medizinprodukte in dem Verfahren der Angioplastie verwendet wird, zum Zwecke der Verbreiterung behindert Ort (e) von Atheromen oder eines Thrombus in einem Blutgefß. Die verengten Gefäßlumen ist gezwungen durch den aufgeblasenen Ballon zu öffnen und die Blutversorgung wiederhergestellt würde, sequentiell an nachgeschaltete Ischämie Symptome, wie Angina pectoris, Myokardinfarkt und Beinschmerzen zu lindern. Dennoch hat sich der große Erfolg der Angioplastie von postoperativen Komplikationen, wie Ergebnisse von Kraft, die Gefäß Barotrauma (Ballon-Verletzung), nämlich Gefäßwandumbau und in vielen Fällen wieder Verengung der Gefäßlumen (Restenose) 1 verringert worden. Eine Reihe von Tiermodellen entwickelt, imitiert die Angioplastie zu helfen Forscher verstehen Mechanismen der Ballon-Verletzungen im Zusammenhang mit Gefäßwandumbau 2 zugrunde. Unter den für die Modellierung verwendete Tierspezies Ratte ist die gebräuchlichste. CKaninchen, Hunden und Schweinen ompared, die Vorteile von Ratten sind ihre geringen Kosten, ihre relative Einfachheit der Verwendung und die aktuelle Kenntnis der Ratte Physiologie. Obwohl Mäuse haben einen zusätzlichen Vorteil in einem breiten Bereich von genmanipulierten Stämme ist die Mäuse Gefäß zu klein, um einen Ballon-Katheter einzuführen. In den vergangenen drei Jahrzehnten haben die experimentellen Ratten konnten die Forscher zu einem besseren Verständnis der molekularen und zellulären Mechanismen zugrunde Neointimabildung und vaskuläre Remodeling 3-6 gewinnen. Jenseits der Ballonverletzung werden Gefäßumbau auch in den meisten wichtigen Gefäßerkrankungen wie Atherosklerose 7,8, Hypertension 9 und Aneurysma 10 beteiligt. Somit wird durch die Ballonverletzung Modell gewonnenen Erkenntnisse ist in der Regel positiv auf die allgemeine Gefäßwand Krankheit Studien. Das übergeordnete Ziel der Ratte Ballonverletzung Modell ist nicht nur, um Gefäßerkrankungen weiter zu verstehen, sondern auch, um die Wirksamkeit von neuen Wirkstoffen zur testenKrankheitsbekämpfung 11,12. Aktuelle klinische medikamentöse Behandlung eine Restenose von medikamentenbeschichteten Stents über das Gefäßlumen direkt nach Angioplastie platziert angewendet. In Tiermodellen eine effiziente noch wirtschaftlicher Weg für neue Agent Test ist eine gut ausgebaute lokale intraluminale Perfusion Methode. Kandidatenmittel, die durch diese Methode getestet wurden, gehören, niedermolekulare Medikamente 13,14, Zytokin oder Wachstumsfaktoren 15,16, Gen manipuliert Mitteln (cDNA-Klone, siRNA etc.) 17-20 und neue pharmazeutische Formulierungen 21,22. Bisher ist die Ratte Ballon-Verletzungsmodell eines der nützliche Modelle zur Untersuchung Gefäßerkrankungen / Erkrankungen. Es ist die grundlegende Schritt vom Labor zum Krankenbett, in der Regel als der erste Schritt, sich von in vitro, in vivo, aber es sollte nicht die letzte sein. Das Ergebnis der Rattenexperimente muss beraten werden, und ferner dadurch gekennzeichnet, vor der Übersetzung in die menschlicheklinische Anwendung, aufgrund der Differenz in Gefßbetten und Gefäßanatomie sowie die intrinsischen Spezies Unterschiede zwischen Mensch und Ratte 23-26. Dennoch ist es nach wie vor ein wichtiges Instrument in der translationalen medizinischen Forschung. Während diese Forschung verwendet werden, um durch das Fehlen von genetisch veränderten Ratten beschränkt ist, hat es nicht länger ein Problem gewesen, da neue genomische Ansätze wie Zinkfinger-Nucleasen 27. TALENS 28 und CRISPR-Cas 29 haben knockout Ratten leicht zugänglich.

<table><tbody><tr><td>Fogarty Ballon-Embolektomie-Katheter, 2 französische Katheter&nbsp;</td><td>Edwards Lifesciences, Deutschland</td><td>&nbsp; 120602F</td><td></td></tr><tr><td>Deltaphase Operating Board - Enthält 2 Pads und 2 Isolatoren</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>39OP</td><td></td></tr><tr><td>LED-Lichtquelle</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-563-501&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Hartmann Mosquito Pinzette 4" gebogen</td><td>Apiary Medical, Inc. San Diego, CA</td><td>gS 22.1670</td><td></td></tr><tr><td>Crile Retractor 4" doppelseitig</td><td>Apiary Medical, Inc.</td><td>gS 34.1934</td><td></td></tr><tr><td>Sonstige chirurgische Instrumente</td><td>Roboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Periphere intravenöse (I.V.) Kanüle, 24 g</td><td>BD</td><td>381312</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin HCl, 100 mg/ml, 10 ml</td><td>Ketaset - Patterson Vet</td><td>07-803-6637&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin (AnaSed), 20 mg/ml, 20 ml</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-808-1947</td><td></td></tr><tr><td>Buprenex, 0,3 mg/1 ml (5 Ampullen/Box)</td><td>Ketaset- Patterson Vet</td><td>07-850-2280</td><td></td></tr><tr><td>Nair Baby Öl Haarentfernungslotion - 9 oz</td><td>Amazon/Walmart/CVS</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Aufblasgerät</td><td>Demax Medical</td><td>DID30</td><td></td></tr><tr><td>D300 3-Wege-Absperrhahn</td><td>B.Braun Medical Inc.</td><td></td><td></td>4599543</tr><tr><td>Künstliche Tränen Salbe&nbsp;</td><td>Rugby Laboratories, Duluth, GA</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

gefäßballon verletzung und intraluminale verwaltung in rattenhalsschlagader

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

Die Halsschlagader Ballonverletzung Modell an Ratten hat sich seit mehr als zwei Jahrzehnten etabliert. Es bleibt ein wichtiges Verfahren, um die molekularen und zellulären Mechanismen in der glatten Gefäßmuskel Dedifferenzierung Neointimabildung und vaskuläre Remodelling beteiligt studieren. Männliche Sprague-Dawley-Ratten sind die am häufigsten verwendeten Tiere für dieses Modell. Weibliche Ratten sind nicht bevorzugt, da die weiblichen Hormone sind Schutzmaßnahmen gegen Gefässerkrankungen und damit die Einführung einer Variation in diesem Verfahren. Die linke Halsschlagader wird typischerweise mit der rechten Hals als Negativkontrolle dien verletzt. Linke Halsschlagschäden wird durch die aufgeblasenen Ballons, die das Endothel entblößt und dehnen s die Behälterwand. Nach Verletzung, können potentielle therapeutische Strategien, wie die Verwendung von pharmakologischen Verbindungen und entweder Gen oder shRNA Übertragungs ausgewertet werden. Typisch für Gen oder shRNA Übertragung wird der verletzte Teil der Gefäßlumen vor Ort für 30 Minuten mit v transduziertenIRAL Partikel entweder ein Protein oder shRNA Codierung für die Lieferung und Ausdruck in der verletzten Gefäßwand. Neointimale Verdickung darstellt proliferative vaskuläre glatte Muskelzellen Peaks üblicherweise bei 2 Wochen nach der Verletzung. Gefäße werden meist zu diesem Zeitpunkt für die zelluläre und molekulare Analyse von Zellsignalwegen sowie Gen- und Proteinexpression geerntet. Schiffen können auch zu früheren Zeitpunkten entnommen, um den Beginn der Expression und / oder Aktivierung eines spezifischen Proteins oder Pathway bestimmen, abhängig von den Versuchszielen bestimmt. Gefäße können mit histologischen Färbung, Immunhistochemie, Protein / mRNA-Assays und Aktivitätstests charakterisiert und bewertet werden. Das intakte rechte Arteria carotis vom gleichen Tier eine ideale interne Kontrolle. Verletzungsbedingte Veränderungen in der molekularen und zellulären Parameter durch Vergleichen der verletzten Arterie in den internen rechten Kontrollarterie ausgewertet werden. Ebenso können therapeutische Modalitäten, indem die verletzen bewertet werdend und behandelten Arterie zum Steuer verletzt nur Arterie.

Zwei Wochen nach der Verletzung sind Karotisarterien geerntet, geschnitten und zur morphologischen Analyse unterworfen. Arterien sind im Querschnitt und mit H &amp; E gefärbt (Figuren 1, 2B, C und 3). Rattenhalsschlagader Wand besteht aus vier Schichten von Elastica, das als rosa Linien erscheinen. Der Bereich zwischen der äußeren Laminatschicht, externe elastische Lamina (EEL) und der innersten Schicht ist die interne elastische Lamina (IEL) die Medien glatten Muskulatur (Abbildung 1)....

Dieses Protokoll verwendet einen Ballon-Katheter, eine intraluminale Verletzungen auf der Rattenhalsschlagader verursachen und künftig zu entlocken neointimalen Hyperplasie. Dies ist ein gut etabliertes Modell zur Untersuchung der Mechanismen des vaskulären Remodelling in Reaktion auf eine Verletzung. Es wird auch häufig verwendet, um die Gültigkeit der potenzielle therapeutische Ansätze zu bestimmen.

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, eine in vivo-Plattform zur Untersuchung der molekularen Grundlagen von Gefäßerkrankungen bei einer Ratte bereitzustellen. Die linke Seitenhalsschlagader wird freigelegt und vorübergehend vom Blutkreislauf abgeschnitten. Der zweite Schritt besteht darin, einen Ballonkatheter in das Lumen einzuführen und eine Ballonverletzung durchzuführen.Als nächstes wird ein Testreagenz in das verletzte Gefäßlumen perfundiert. Der letzte Schritt besteht darin, die Arteria carotis externa zu ligatisieren und den Blutfluss wiederherzustellen. Schließlich wird die verletzte Arterie zwei Wochen später entnommen und zur Untersuchung der morphologischen und zellulären Reaktionen auf die Verletzung und der relativen Wirkung des Testmittels verwendet.Diese Methode kann helfen, wichtige Fragen zu den molekularen Mechanismen des Umbaus der glatten Muskulatur zu beantworten, der bei Herz-Kreislauf-Erkrankungen wie Restenose, Atherosklerose und Bluthochdruck auftritt. Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, die Interlock-Halsschlagader zu lokalisieren. Und beim Einführen eines Ballonkatheters in das Arterienlumen achten Sie darauf, eine sterile Technik zu verwenden.Alle chirurgischen Instrumente sollten autoklaviert oder durch trockene Kügelchen sterilisiert werden, und die Kochsalzlösung sollte durch Filtration sterilisiert werden. Nachdem Sie die Ratte betäubt und eine chirurgische Anästhesieebene durch ein Zehenkneifen überprüft haben, injizieren Sie drei Milliliter Kochsalzlösung subkutan zur Flüssigkeitszufuhr. Tragen Sie dann die Augensalbe mit einem Wattestäbchen auf beide Augen auf.Legen Sie nun die Ratte in Rückenlage über ein warmes Wärmekissen auf die dortige Operationsplattform. Entfernen Sie die Haare aus dem ventralen Halsbereich mit einer Haarentfernungssalbe vollständig Wischen Sie die Salbe nach 30 Sekunden ab und tauschen Sie die Haut mit abwechselnden Anwendungen von Jod und 70% Ethanol aus. Ziehen Sie jetzt die Schutzausrüstung an.Bereiten Sie die Werkzeuge vor und drapieren Sie die Ratte. Fahren Sie dann mit der Operation alle 15 Minuten fort. Überprüfen Sie während des chirurgischen Eingriffs erneut, wie das Tier auf ein Zehenklemmen reagiert.Wenn es eine Reaktion gibt, verabreichen Sie eine Dosis von 10% eines Anästhesiecocktails. Beginnen Sie die Operation mit der Dissektion der Arteria carotis communis. Zuerst machst du mit einem Skalpell einen Schnitt durch den Hals.Präparieren Sie dann stumpf das Bindegewebe von der Haut und achten Sie darauf, dass das darunter liegende Gewebe nicht durchstochen wird. Zweitens präparieren Sie die Muskelschicht entlang der linken Seite der Luftröhre, um die linke Arteria carotis communis und den daran befestigten Vagusnerv sichtbar zu machen. Trennen Sie dann vorsichtig den Nerv von der Arterie, um den Nerv nicht zu beschädigen oder zu dehnen.Setzen Sie nun die Dissektion distal bis zur arteriellen Bifurkation fort. Fahren Sie dann an den beiden Ästen entlang fort, bis eineinhalb bis zwei Zentimeter der Arterie isoliert sind. Bereiten Sie sich auf die Ballonverletzung vor, indem Sie zuerst die ECA an der proximalen Seite des oberen Schilddrüsenastes ligieren.Ligatieren Sie als Nächstes den okzipitalen Ast der ECA. Dies liegt sehr nahe an der Zweiteilung von ECA und ICA. Anschließend das proximale Ende des CCA und das distale Ende des IC aufclipsen.Ein Blutfluss sollte nun durch Ligatur dauerhaft und durch Clipping vorübergehend gestoppt werden.Somit wurden die luminalen Gehalte im Bifurkationsbereich isoliert. Machen Sie nun mit einer kleinen Mikroschere bei Bedarf einen Arterien-Otomie-Schnitt am ECA in der Nähe des distalen Nahtknotens, reinigen Sie das Blut mit Kochsalzlösung und Wattestäbchen. Stellen Sie sicher, dass Sie einen langen Teil der äußeren Arterie isoliert haben, da der Ballonkatheter den Schnitt vergrößert, wenn Sie ihn nach vorne schieben und zurückziehen.Der nächste Schritt besteht darin, einen nicht aufgeblasenen Zwei-F-Ballonkatheter in das ECA-Lumen einzuführen. Schieben Sie den Katheter proximal zum CCA-Lumen vor, bis seine Spitze die Position des Clips erreicht. Verbinden Sie dann den Ballon-Inflator mit einem weiblichen Köderschloss an einem Drei-Wege-Stopphahn und verbinden Sie ein männliches Köderschloss des Drei-Wege-Stopphahns mit dem Ballonkatheter.Blasen Sie nun den Ballon mit etwa eineinhalb Atmosphären Druck langsam auf und dehnen Sie die Halsschlagader auf etwa das Eineinhalbfache ihres ursprünglichen Durchmessers aus. Ziehen Sie den Ballon nach dem Aufblasen vorsichtig zurück, während Sie ihn zur Bifurkation drehen. Lassen Sie dann die Luft aus dem Ballon herunter und schieben Sie ihn zurück zu seinem proximalen Ende.Wiederholen Sie diesen Deflationsprozess zum Aufblasen noch zwei weitere Male. Ziehen Sie dann den Ballonkatheter aus dem Arterienlumen heraus. Für diese Demonstration.Lentivirale Partikel, die für eine kurze Haarnadel-RNA kodieren, werden mit einem intravaskulären über dem Nadelkatheter mit einer Spritze getestet: Aspirieren Sie 30 Mikroliter der Testreagenzien. Führen Sie dann den Katheter in den ECA-Schnitt ein und schieben Sie ihn in den CCA vor. Um den Katheter zu sichern, verwenden Sie eine verknotete Nahtschlaufe auf dem EC, um den Schnitt vorübergehend zu schließen.Injizieren Sie anschließend das Testreagenz und lassen Sie es 30 Minuten lang im CCA-Lumen inkubieren. Lassen Sie das Taschentuch während dieser Zeit nicht austrocknen. Lassen Sie das Tier während der 30-minütigen Inkubationszeit niemals allein.Stellen Sie sicher, dass die Ratte sediert ist und die Inkubationslösung ohne Auslaufen im Lumen verbleibt. Nach der Inkubation aspirieren Sie die Lösung aus dem Gefäß. Lösen Sie den Knoten und entfernen Sie den Katheter.Binden Sie dann die ECA mit einem Stück Naht proximal zum Schnitt und so nah wie möglich an der Bifurkation ab, da die Verletzung ein Leck verursachen oder Blutgefäße durchstechen kann. Entfernen Sie den Clip an der ICA-Inspektion, um sie auf Beschädigungen zu überprüfen, und unterdrücken Sie Blutungen. Entfernen Sie dann den Clip am CCA und wiederholen Sie den Vorgang mit allen Blutungen.Entfernen Sie die Klammern, andere chirurgische Instrumente und überschüssiges Nahtmaterial. Dann verschließen Sie die Wunde mit Hautnähten. Anschließend das sanfte Peeling mit antiseptischem Bakterizid oder Ide auftragen.Mittel zur Hydratation. Verabreichen Sie drei Milliliter sterile Kochsalzlösung subkutan. Beobachten Sie nun die Ratte auf einem Wärmekissen, verabreichen Sie eine Dosis Buprenorphin intramuskulär und halten Sie die Augen und den Mund des Tieres feucht, bis sie ambulant geweckt wird.Wenn es vollständig wiederhergestellt ist. Bringen Sie die Ratte in den Tierraum zurück und bringen Sie sie einzeln unter. Zwei Wochen nach der Verletzung wurden die Halsschlagadern im Schnitt geschnitten und mit h und d gefärbt. Normalerweise enthalten die Gefäßwände vier Schichten elastischer Lamina, die im Gewebe, das der Ballonverletzung ausgesetzt ist, als rosa Linien erscheinen.Es gibt eine offensichtliche Neointima-Bildung und Adventitia- und Medienverdickung. Die Dicke der Neointima ist gleich groß oder größer als die Dicke des Mediums im selben Arterienstamm S-H-R-N-A wurde verwendet, um die Rolle von STEM 1 bei der Neointimabildung zu testen: Zuerst wurden DPI und Stim 1 Immunfluoreszenz überprüft, um den Knockdown der Expression von Stamm eins in der Versuchsbedingung zu bestätigen. H und d im Stehen zeigten dann, dass die Expression des ersten Stammes die Neointima des verletzten Gefäßes im Vergleich zur Kontrolle verringerte.Für Chirurgen ist es wichtig, vorsichtig zu sein und sich nicht zu stark aufzublähen. Der Ballon Unsachgemäßes Ballonieren führt zu exzentrischer im Gegensatz zur konzentrischen Neointimabildung. Eine übermäßige Ballonschädigung kann zu einem Bruch der Gefäßwand führen, was zu einer robusten Thrombusbildung sowohl im Lumen als auch an der Außenfläche der Arterie führt.Einmal gemeistert, kann diese Technik in eineinhalb Stunden durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Die Verwendung dieser In-vivo-Technik hat es den Forschern, die sich mit Herz-Kreislauf-Erkrankungen befassen, ermöglicht, die molekularen Mechanismen zu untersuchen, die am Umbau der glatten Gefäßmuskulatur beteiligt sind, und die Eignung neuartiger therapeutischer Ziele zur Kontrolle der neointimalen Hyperplasie zu bestimmen. In einer in vivo se.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Neointimahyperplasie ist die primäre Ursache von Stenosen in arterialisierte Adern. Wir schlagen ein neues Protokoll, wobei der rechte äußere Jugularvene gepfropft mit der Manschette Technik in der Arteria carotis communis von Sprague Dawley Ratten. Die Überlebensrate betrug 100% zum Zeitpunkt des Opfers.

Trainieren eines Sophisticated mikrochirurgische Technik: Interposition der Vena jugularis externa Graft in der Arteria carotis communis bei Ratten

In diesem Video demonstrieren wir ein chirurgisches Verfahren zur Kanülierung der linken Halsschlagader in einem Rattenmodell.

Kanülierung der Halsschlagader im Rattenmodell

Bilaterale Carotisokklusion mit systemischer Hypotonie gekoppelt produziert globales Gehirn Ischämie bei der Ratte, was zu einer Beschädigung des Hippocampus mit reproduzierbaren Schwere. Tier Probanden mit vorhersagbaren Mustern der Hirnschädigung beeinträchtigt sind, erholen sie zweckmäßig und Mortalitätsraten sind vergleichsweise gering.

2-Gefäßverschluss / Hypotonie: Eine Ratte Modell der globalen Hirnischämie

Diese Studien berichten über die reversible Bindung von adenoviralen Genvektoren an beschichtungslose Metalloberflächen von Stents und Modellnetzscheiben. Die anhaltende Freisetzung von transduktionskompetenten Viruspartikeln in Abhängigkeit von der Hydrolyse von Vernetzern, die für die Vektorimmobilisierung verwendet werden, führt zu einer dauerhaften ortsspezifischen Transgenexpression in Gefäßzellen und in Stentarterien.

Gefäß Gentransfer von metallischen Stent Oberflächen mit Adenovirus-Vektoren durch Tethered Hydrolysierbare Vernetzer

Das unten beschriebene Modell der Karotisballonverletzung bei Ratten ermöglicht es Forschern, Medikamente oder Therapeutika zu bewerten, die die verletzungsinduzierte arterielle Hyperplasie negieren. Es werden detaillierte präoperative Vorbereitungen, chirurgische Eingriffe und postoperative Behandlungen des Tieres beschrieben.

Eine Ratte Karotis-Ballon-Verletzung Modell Anti-vaskuläre Remodeling Therapeutics zu Test

Diese Studie beschreibt ein invasives Verfahren zur Induktion von beschleunigter Arteriosklerose bei Mäusen. Im Vergleich zu anderen Methoden, bei der elektrisch oder kryoinduzierte Verletzungen verwendet werden, imitiert die mechanisch induzierte Verletzung den menschlichen Zustand der Restenose nach Revaskularisationstherapien und ist ideal für die Untersuchung der beteiligten molekularen Mechanismen.

Induktion von beschleunigter Atherosklerose bei Mäusen: Das "Wire-Injury"-Modell

die zellulären und molekularen Mechanismen der Reendothelialisierung nach einer arteriellen Verletzung Denudation zu verstehen, ist von größter Bedeutung, Thrombose und Restenose von Arterien zu verhindern. Hier beschreiben wir ein Protokoll für eine reproduzierbare arterielle denudation Verletzung der infraBauchAorta. Das Verfahren wurde entwickelt, um die zugrunde liegenden Mechanismen zu untersuchen, die endotheliale Regeneration unter Verwendung von Maus-Modellen regulieren.

Reproduzierbare Arterielle Denudation Verletzung von Infra Abdominal Aortic Spannen in einem Mausmodell

Diese Studie zeigt die Technik, um ein minimal-invasives und leicht reproduzierbares Modell der Rückenmark-Ischämie bei Ratten zu machen. Verschiedene Grade des Hinterbein-Motor-Defizits können durch die Kontrolle der Aorten-Okklusionszeit erzeugt werden.

Reproduzierbare motorische Defizit nach Aortengelenk in einem Rattenmodell der Rückenmark Ischämie

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, eine hoch reproduzierbare Technik für in Vivo Beurteilung der Blut - Hirn-Schranke Störung in Ratte-Modelle des ischämischen Schlaganfalls liefern.

Eine In-Vivo -Bewertung der Störung der Blut - Hirn-Schranke in einem Rattenmodell des ischämischen Schlaganfalls

Die Ratten-Carotis-Arterie Ballon-Verletzung imitiert das klinische Angioplastie-Verfahren zur Wiederherstellung des Blutflusses in atherosklerotischen Gefäßen. Dieses Modell induziert die arterielle Verletzungsreaktion, indem es die arterielle Wand distend und die Intimschicht von Endothelzellen denudiert, was letztlich zu einer Umgestaltung und einer intimalen hyperplastischen Reaktion führt.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Das Protokoll stellt ein Überlebensmodell für Nagetiere vor, um Venoplastik-Ballon-Eingriffe (VB) in nicht-thrombotischen, thrombotischen und postthrombotischen tiefen Venen zu testen.

Nagetier untere Vena Cava Venoplastik Ballonmodell

Lernen Sie die Ballonkatheter-Verletzung der Rattenkarotis zur Untersuchung vaskulärer Remodeling-Mechanismen und neointimaler Hyperplasie. Diese Methode ermöglicht die Evaluation therapeutischer Ansätze bei Gefäßerkrankungen.

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

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