Name: Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 15 s
Description: Lernen Sie die chirurgische Technik der Nierentransplantation bei Mäusen zur Untersuchung akuter und chronischer Transplantatabstoßung. Dieses Modell ermöglicht reproduzierbare Studien zur Transplantationsimmunologie.

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Finanzierung von Kidney Research UK, The Royal College of Surgeons of Edinburgh und der Europäischen Gesellschaft für Organtransplantation unterstützt diese Studie.

Entsprechenden nationalen und lokalen Ethik sollten vor der Durchführung von Tierversuchen sein. Insbesondere in Großbritannien die folgenden Experimente wurden unter den Tiere (Scientific Procedures) Act 1986 Wo zwei Mikrochirurgen zur Verfügung, um gleichzeitig arbeiten der Spender Chirurgen durchführen sollten unternommen Schritte 1,1-1,16 dann 3.1 bis 3.5, während der Empfänger Chirurg führt 2.1 bis 2.8 . Für einen einzelnen Bediener kann die Schritte nacheinander folgen. 1. Spender Vorbereitung Hinweis: Die hier vorgestellte Verfahren ist auf ein Spender C57BL / 6 BM12 und Empfänger C57BL / 6 männlichen Mäusen zwischen 8 bis 16 Wochen alt im Alter mit einem Körpergewicht von mehr als 20 g. Jedoch kann dieses Verfahren reproduzierbar auf einer Vielzahl von Maus-Stämmen durchgeführt werden. Die in der repräsentative Ergebnisse Abschnitt vorgestellten Daten wurden aus C57BL / 6, C57BL / 6 BM12 und BALB / c-Mäusen erhalten. <ol><li> Verhalten Verfahren Using sterilen chirurgischen Instrumenten und Verbrauchsmaterialien (autoklaviert), mit Bemühungen, die Betriebsbereich so steril wie möglich zu halten. Führen Sie die Vorbereitung Spender gleichzeitig mit dem Empfänger Vorbereitung, wenn zwei Chirurgen zur Verfügung. </li><li> Betäuben die Maus mit einer intraperitonealen Injektion (31G-Nadel) von Medetomidin (0,5 mg / kg) und Ketamin-Hydrochlorid (200 mg / kg). Dies führt zu einem Anästhetikum-Ebene, die für 4 Stunden mit genügend Zeit für das gesamte Verfahren gehalten wird, um durchgeführt werden. Zusätzliche Betäubung ist nicht erforderlich. </li><li> Bestätigen Sie, dass die Maus betäubt (keine Antwort auf Zehen Prise). </li><li> Rasieren Sie die Maus Bauch und entfernen Sie alle losen Haare mit Klebeband. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Rücken auf einem steril drapiert beheizten Matte und die Glieder mit sterilem Kreppband locker zu immobilisieren. </li><li> Überwachen Sie die Maus während des gesamten Verfahrens für Verbrennungen. Wenn möglich verwenden Sie eine nicht-elektrische Wärmequelle. </li><li> Gelten ein Auge Schmiermittel und sanitize die Bauchdecke mit einer verdünnten Jodlösung. </li><li> Machen Sie eine Mittellinienschnitt in den Bauch, um die Bauchhöhle geben und legen Sie eine 3 cm Bauchdeckenhalter Calibri. </li><li> Gelten erwärmt Kochsalzlösung, um den Darm und chirurgischen Bereich feucht halten und vermeiden unnötige Trocknen der Eingeweide. </li><li> Decken Sie die Maus mit sterilen Tüchern und bewegen den Darm zur Fahrer linken (rechten Maus), um die Aorta, Vena Cava und linke Niere freizulegen. </li><li> Tragen Sie eine ratcheted forcep in den Magen und ziehen souverän, um die großen Gefäße und linke Niere vollständig freizulegen. Packung dämpfen sterile Tupfer (2 mm x 2 mm) in die Bauchhöhle, um Gewebe zurückzuziehen aus dem Operationsbereich, wie den Leberlappen, Samenblasen und Darm. </li><li> Isolieren Sie die linke Niere aus den umliegenden Adventitia, Fett und der linken Nebenniere in der Bauchhöhle durch unverblümt Sezieren des Bindegewebes mit feiner Spitze Pinzette. Legen Sie die geschlossene Spitzen der Zange zwischen den Bereichen, die need getrennt werden und langsam, damit die Pinzettenspitzen zu öffnen, um den Raum zu sezieren. </li><li> Isolieren Sie die linke Nierenvene durch Ligation und dann Teilen des linken Neben Vene und links Gonaden Vene mit 9 / O-Nylon. Legen Sie den Faden in der Nähe des Nierenvenen. </li><li> Ligat und teilen den Harnleiter mit 7 / A-Seidennaht in der Nähe der Blase Verlassen der Fadenenden lang. Diese lange Fadenenden wird verwendet, wenn die Nieren geerntet und für die Harnleiter-Anastomose erforderlich ist. </li><li> Zu mobilisieren und voll sezieren die Aorta und Vena Cava superior und inferior in die Nierenarterie und Vene verwenden feine Spitze Pinzette stumpf sezieren Lymphgefäße und Fett von der Front und an den Seiten der Gefäße. </li><li> Finden Sie die Gewebeebene zwischen der Aorta und Vena Cava und langsam breitete der Zange. Langsam öffnen die Spitzen der Pinzette mit feiner Spitze, um das Gewebe mit minimalem Trauma zu verbreiten. </li><li> Binden Sie eine lockere 7 / A-Seide um die Aorta oberhalb und unterhalb der Nierenarterie, indem eine abgewinkelte FeinSpitze Pinzette um die Rückseite der Gefäße und Zeichnen einer Naht durch. Diese Nähte vor dem Nieren Abruf angezogen werden, um retrograde Perfusion der University of Wisconsin-Lösung zu ermöglichen. </li></ol> 2. Empfänger Vorbereitung Nach dem Spender Vorbereitung Folgeschritte 1.2 bis 1.8. <ol><li> Bewegen Sie den Darm, um das Recht des Betreibers (Maus links), um die Aorta, Hohlvene aus. Decken den Darm mit einer sterilen Kochsalzlösung getränkten Tupfer. </li><li> Führen Sie ein Recht Nephrektomie durch Ligation des rechten Nierenarterie und Vene zusammen mit 7/0 Seidennaht und dann teilen. </li><li> Ligieren das Recht Harnleiter mit 7 / A-Seidennaht und teilen. </li><li> Mobilisieren und voll sezieren die Aorta und untere Hohlvene in die Nierenarterie und Vene, wie in Schritt 1.14 und 1.15 beschrieben. Stellen Sie sicher, komplette Dissektion zwischen der Aorta und Vena Cava. Achten Sie darauf, um die interne Samen Arterie, die anterior der Hohlvene und aort läuft bewahrenein zusammen mit dem lymphatischen Bündel. </li><li> Identifizieren Lendengefäße im retroperitoneum aus der Vena cava und Vene an der Wirbelsäule ausgeführt werden, zu ligieren, mit 9 / O-Seide in Kontinuität, gibt es keine Notwendigkeit, die Behälter zu unterteilen. </li><li> Identifizieren ausreichend Platz, um mikrovaskuläre Schellen mit Platz für zwischen Gefäßanastomosen zu platzieren. </li><li> Verwalten intravenösen Heparin (5 Einheiten) über dorsalis penis Vene. </li></ol> 3. Spenderniere Retrieval Ziehen Sie die 7 / A-Seidenkrawatten, die um den unteren und oberen Aorta platziert wurden, um die Niere aus dem arteriellen Blutkreislauf zu isolieren. <ol><li> Infuse retrograde kalt 0.2 - 0.5 ml University of Wisconsin-Lösung mit einer Nadel (31G) in die Aorta. </li><li> Teilen Sie die Aorta in den Nähten und teilen das Nierenvenen an ihrer Verbindung mit der Vena Cava, die Nieren und die Nierenarterie mit einer Länge von Aorta zu entfernen. Teilen Sie Lendenwirbelgefäße aus der Aorta, wenn sie vorhanden sind, whne Ligation. </li><li> Legen Sie die Niere in kalten Kochsalzlösung auf einem sterilen Tupfer in einer Kulturschale. </li><li> Euthanize den Spender Maus durch zervikale Dislokation. </li></ol> 4. Nierentransplantation - Nieren-Vorbereitung <ol><li> Erstellen Sie ein Aorten-Patch durch Division der Aortenwand in Längsrichtung direkt gegenüber der Nierenarterie. Identifizieren Sie alle Gefäßlumen in der Patch, der auf ligiert oder vermieden werden müssen, wenn die Durchführung der arteriellen Anastomose. </li><li> Legen Sie eine 10 / O Naht von außen nach innen der Nierenvenenlumen nach oben und ein zweites separates Naht inferior. Die Nahtmaterialien verwendet, um die Nebennierenvenen teilen und Gonaden Vene verwendet, um das Gefäß zu orientieren. </li><li> Legen Sie die Niere in der rechten Flanke des Empfängers (Abbildung 1.1) und sicherzustellen, dass die Nähte sind gut aufgestellt, um sicherzustellen, Gefäßanastomosen kann, ohne die Nähte werden bei Tupfer oder andere Instrumente verflochten abgeschlossen sein. </li></ol> 5. Nierentransplantation - Gefäßanastomose Gelten mikrovaskulären Schellen ersten inferior dann souverän umfasst die Vena Cava und Aorta. <ol><li> Machen Sie eine ventomy mit einer Nadel (31G), die durch Punktion der vorderen Wand der Vena Cava. Bündig Blut aus der Vena cava durch die Injektion etwa 50 ul 0,9% NaCl. </li><li> Erweitern die Venenschnitt mit feiner Spitze Pinzette von innerhalb der Venenschnitt zu öffnen, so dass die Länge entspricht der Durchmesser des Spendernierenvenen. </li><li> Platzieren Sie die 10 / A überlegen Naht (die bereits in dem Lumen der Nierenvene ist) zuerst an der Spitze des Venenschnitt (Figur 1.2) und sich der Rückwand der Anastomose in einem laufenden Faden, bis der untere Scheitelpunkt erreicht ist (Abbildung 1.3). </li><li> Legen Sie die 10 / A unterlegen und erste Naht eine Krawatte mit einem einzigen Knoten (Abbildung 1.4), dann auf die fortlaufende Naht binden von der Rückwand. </li><li> Verwendung des minderwertigen Faden schaffen die Front wall der Anastomose (Abbildung 1.5) mit einer fortlaufenden Naht und binden an das übergeordnete Nahtende am oberen Scheitelpunkt (Abbildung 1.6). </li><li> Neues Aortotomie durch Abheben des Aortawand mit einer Zange und Schneiden einer elliptischen Fleck mit einer Schere (ungefähr die Aortotomie sollte ein Fünftel des Umfangs der Aorta und dreimal der Nierenarterie Lumen in der Länge). </li><li> Legen Sie eine 10 / O Naht am oberen Punkt der Aorten-Patch von außen nach innen (Abbildung 1.7) und durch die Aorta, um außerhalb der Gefäße an der oberen Spitze des Aortotomie zu binden. </li><li> Erstellen Sie die arterielle Anastomose mit einer fortlaufenden Naht ab superior (Abbildung 1.8) Anastomosieren dem Spender-Patch an den Empfänger Aorta, darauf achten, nicht die Anastomose durch das Binden die Naht zu eng (Abbildung 1.9) einengen. </li><li> Entfernen Sie die schlechtere Gefäßklemmen zuerst, dann die überlegene Haken, um den Nieren reperfuse (Abbildung 1.10 und 1.11). Sichtbare Peristaltik des Ureters vielleicht gesehen, wenn ausreichende Blutversorgung des Ureters erreicht. </li></ol> 6. Nieren-Transplantation - Ureteric Anastomose <ol><li> Teilen Sie alle Anhänge der Blase von der Bauchwand. </li><li> Übergeben Sie eine Nadel (21G) von links nach rechts von der Blase durch beide Wände. </li><li> Zeigen gerade Pinzettenspitzen in den Nadellumen und passieren beide wieder durch die Blase, so dass die Zange passieren jetzt von rechts, aus der linken Seite der Blase gelassen. </li><li> Ziehen des Fadens auf der Spender Harnleiter durch die Blase, so dass die Harnröhre verläuft auf der linken Schlauchdefekt dann von der rechten Seite. </li><li> Naht der Adventitia des Harnleiters in die Adventitia der Blase mit drei Einzelknopfnähten um die Eintrittsstelle mit 9 / O Nylonnaht auf einem runden Körper Nadel. </li><li> Schneiden Sie den Harnleiter proximal der Ligatur und eröffnet damit the Harnleiter, damit Urin zu fließen und es dem Harnleiter Ende in den Körper der Blase zurückziehen. Sichtbar Produktion von Urin kann zusammen mit Blutungen aus peri-ureteric Gefäße beobachtet werden. </li><li> Schließen Sie die rechte Blasendefekt mit einer einzigen Unterbrechung 9 / O Seidennaht. </li></ol> 7. Wiederherstellung und post-operative Betreuung Ersetzen Sie den Magen-Darm-Eingeweide in die Bauchhöhle in ihrer ursprünglichen Ausrichtung und schließen Sie die Bauchwand durch die Angleichung der geraden Muskeln mit 6 / O resorbierbares Nahtmaterial. <ol><li> Annäherung an die Haut mit Metall-Haut-Clips. </li><li> Teilweise Umkehr der Anästhesie mit einer subkutanen Injektion von atipamazole Hydrochlorid (10 ul / g). </li><li> Verabreichen Analgesie durch subkutane Buprenorphin-Hydrochlorid (0,05 mg / kg) und für Haltefluid Injektion von 1 ml 0,9% NaCl subkutane. </li><li> Wiederherstellen der Maus in einem Wärmeschrank bei 28 ° C für 24 bis 48 Stunden. Beachten Sie die Maus für die Krankheit bis zu derBeendigung des Experiments. </li><li> Entfernen Metallhautklammern 7-10 Tage nach der Operation. </li><li> Nachdem das Experiment abgeschlossen ist einschläfern die Maus durch Genickbruch. </li><li> Entfernen und die kontralateralen Niere und Allograft für die histologische Analyse. </li></ol>

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<li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li>
<li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die bekann beschriebenen Weise, um die arterielle Anastomose an dem distalen Aorta des Spender zum Empfänger Aorta zu verwenden, mit der Nierenarterie in Fortsetzung, die in einem Ende-zu-Seite-Weise. Wir beschreiben die Verwendung eines aortischen Patch, ähnlich dem &quot;Carrell Patch&quot; Spiegeln, die in der menschlichen Niere Transplantation von denen wir glauben, um bequemer durchgeführt. Obwohl in der Literatur von Spender und Empfänger operativen Zeit spärlich sind wir der Meinung, dass die Verwendung eines aor...

Erfolgreiche Nierentransplantation für die Behandlung von Nierenversagen wurde erstmals im Jahr 1955 zwischen eineiigen Zwillingen 1 beschrieben, seitdem hat es sich eine revolutionäre Behandlung für Patienten mit terminaler Niereninsuffizienz in der ganzen Welt und bietet sowohl eine Verbesserung in der Länge und der Lebensqualität 2. Langfristige Transplantatüberleben hat sich jedoch durch eine Vielzahl von pathologischen Prozessen, was zu chronischen Allograft-Schaden 3 behindert. Abstoßung des transplantierten Niere beim Menschen bleibt eine der Hauptursachen für Morbidität, trotz erheblicher Verbesserungen in immunosupporessive Regimen. Das Ziel der Entwicklung eines Maus-Modell der Nierentransplantation ist es, den Prozess und die Pathologie im menschlichen Nierentransplantation 4 gefunden eng replizieren. Skoskiewicz et al. Beschrieb als erster die Maus-Modell der Nierentransplantation im Jahr 1973 5. Obwohl fortgeschrittenen mikrochirurgischen Fähigkeiten erforderlich sind, ist es ein wertvolles tool aus mehreren Gründen: die Maus-Genom ist gut charakterisiert und es gibt eine große Vielfalt von experimentellen Methoden und Techniken für die Maus-Studien zur Verfügung. Viele Gruppen unter Verwendung des Maus-Modell der Nierentransplantation wurden die transplantierten Niere als lebenserhaltende Organ jedoch in anderen Studien und in unserem beschriebenen Methodik einer nativen Nieren des Empfängermaus wird in situ während der Dauer des Experiments 4 links verwendet. Der Vorteil ist, dass die Maus durchläuft einen einzigen Narkose und Operation, wodurch die Morbidität an die Maus und das Risiko des Todes von einem zweiten Verfahren zu reduzieren. Zusätzlich wird die Maus nicht von den negativen Auswirkungen der schrittweisen Nierenversagen leiden. Obwohl Modelle von allogenen Abstoßung in anderen Organen wie dem Herzen und der Haut vorhanden sind, sind diese nicht immer unmittelbar relevant Nierentransplantation. Es gibt Hinweise, dass diese Modelle zu entlocken verschiedenen Modi und dymik der Abstoßung, beispielsweise der zeitliche Verlauf der Abstoßung des Herztransplantat und Nierentransplantat unterscheidet sich signifikant in bestimmten Stammkombinationen 6. Wir haben akute Nierentransplantatabstoßung Muster in BALB / c-Spendern in den nicht-transgenen FVB / NJ Mäusen beschrieben, zeigte das Modell zellulären vermittelte Schädigung mit Anhäufung von T-Zellen und Makrophagen 7. Alternativ haben wir auch beschrieben ein Modell der chronischen Transplantatschäden, die interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie zeigt, führt dies aus Transplantation einer Niere von C57BL / 6 BM12 Spender in C57BL / 6 Empfängern, da diese Mäuse werden von einem einzigen MHC-Klasse-II-Loci mis gekennzeichnet -match 8. Mehrere Aspekte der Transplantation wurden mit dem Maus-Modell der Nierentransplantation einschließlich akuten Abstoßung, zelluläre und humorale Ablehnung, Ischämie Reperfusionsschaden und Erprobung neuartiger therapeutischer Wirkstoffe untersucht. Wir haben die chirurgischen t modifiziertenechnik um die Betriebszeit zu verringern und die Leichtigkeit der Operation. Besonders haben wir gleichzeitige Spender und Empfänger Vorbereitung und eine vereinfachte Gefäßanastomose Technik durch die Verwendung eines kontinuierlichen Aorten-Patch-Anastomose beschrieben. Dieses Video und Manuskript liefert wichtige Punkte bei der Errichtung dieser Technik zu unterstützen.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Chirurgische Instrumente</td></tr><tr><td>Stumpfe Präparierschere</td><td>feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>&nbsp; 14072-10</td><td>Zum Schneiden der Haut</td></tr><tr><td>Gebogene Castoviejo-Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15017-10</td><td>Zum Schneiden von Gewebe</td></tr><tr><td>Federschere &ndash; gerade</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>Zum Schneiden von Nähten</td></tr><tr><td>Zahnzange 1x2 Zähne</td><td>Fine Science Tools</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>2 x Pinzette mit feiner Spitze (Dumont Nr.5)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Abgewinkelte Pinzette mit feiner Spitze (Dumont Nr. 5/45)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td>Für stumpfes Präparieren</td></tr><tr><td>Gebogene Pinzette mit feiner Spitze (Dumont Nr.7)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11273-22</td><td>Nützlich zum Herumführen</td></tr><tr><td>von Gefäßen Curved Crile Haemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>1300-04</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Clip-Applikator mit Schloss</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>2 x Micro Serrefines Federbreite 2mm, Backenlänge 4mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Mikrovaskuläre Klemmen</td></tr><tr><td>2 x Colibri 3cm Drahtaufroller</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo Nadelhalter mit Schloss</td><td>Fine Science Tools</td><td>120660-01</td><td></td></tr><tr><td>Wundclip-Applikator</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>7mm gewickelte</td><td>Clips Fine Science Werkzeuge</td><td>12032-07</td><td>Entfernen 7 bis 10 Tage nach der Operation</td></tr><tr><td colspan="4">Ausrüstung</td></tr><tr><td>OPMI Pico-Mikroskop</td><td>Carl Zeiss</td><td>S100</td><td></td></tr><tr><td>Thermisches Kautergerät mit feiner Spitze</td><td>Geiger</td><td>150A</td><td></td></tr><tr><td>Heat electronic</td><td>pad Cozee Cumfort</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Euroklav 23-S Melag</td><td></td><td>n/a</td><td>Autoklav</td></tr><tr><td colspan="4">Einweg Ausrüstung</td></tr><tr><td>7/O Geflochtenes Nahtmaterial aus Seide</td><td>Pearsall</td><td>30514</td><td></td></tr><tr><td>10/O Naht aus Dafilon (Polyamid)</td><td>B-Braun</td><td>&nbsp; </td><td></td>G1118099</tr><tr><td>6/O Vicryl (Plygalectin)</td><td>Ethicon</td><td>W9537</td><td></td></tr><tr><td>Normale Abschrägungsnadel, 1 Zoll, 21 G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305175</td><td>Für Harnleiter-Anastamose</td></tr><tr><td>Normale Abschrägungsnadel, 5/8 Zoll, 25 G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Normale Abschrägungsnadel, 1/2 Zoll, 30 G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>Insulinnadel 1 ml, 29 g</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324827</td><td></td></tr><tr><td>Insulinnadel 0,3 ml, 30 g</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Spritzenaufsteckspitze</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>300184</td><td></td></tr><tr><td>5 ml Spritzenaufsteckspitze</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>302187</td><td></td></tr><tr><td>Wypall Papiertupfer</td><td>Kimberley-Clark</td><td>L40</td><td>sterilisiert durch Autoklav</td></tr><tr><td>Wattestäbchen</td><td>Johnson & Johnson</td><td>n/a</td><td>sterilisiert durch Autoklav</td></tr><tr><td>Einfache Vorhänge</td><td>Guardian</td><td>CB03</td><td>sterilisiert durch Autoklav</td></tr><tr><td>Zellkulturschale 60mm x 15mm</td><td>Corning Integriert</td><td>430166</td><td></td></tr><tr><td>Dosierstift</td><td>B-Braun</td><td>DP3500L / 413501</td><td>Verwendet mit NaCl 0,9%</td></tr><tr><td>Reagenzien und Arzneimittel</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Lacri-Lube) Weißes weiches Paraffin 57,3%, Mineralöl 42,5% und Lanolinalkohole 0,2%</td><td>Allergan Ltd</td><td>21956GB10X</td><td></td></tr> <tr><td>(Videne) Povidon-Jod 10%</td><td>Ecolab Ltd</td><td>PL 04509/0041</td><td></td></tr> <tr><td>(Vetalar V) Ketaminhydrochlorid</td><td>Pfizer Animal Health</td><td>Vm 42058/4165</td><td>100 mg/ml Lösung (Dosis 200 mg/kg)</td></tr> <tr><td>(Domitor) Medetomidinhydrochlorid</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4003</td><td>1mg/ml (Dosis 0,5mg/kg)</td></tr><tr><td>(Vetergesiekum) Bupernorphin Hydrochlorid&nbsp;</td><td>Alsto Animal Health</td><td>Vm 00063/4002</td><td>0,3 mg/ml (Dosis 0,05 mg/kg)</td></tr> <tr><td>(Antisedan) Atipamezolhydrochorid</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4004</td><td>5 mg/ml (Dosis 2 mg/kg)</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Lösung</td><td>Belzer Bridge to Life</td><td>n/a</td><td>Dosis ca. 500 Mikroliter/Maus</td></tr><tr><td>NaCl 0,9 %</td><td>Baxter</td><td>FKE1323</td><td></td></tr><tr><td>Heparinsulfat</td><td>nicht proprietär</td><td>N/A</td><td>5000 Einheiten/ml (Dosis 5 Einheiten/Maus)</td></tr></tbody></table>

maus nierentransplantation: modelle der transplantatabstoßung

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Die Abstoßung der transplantierten Niere beim Menschen ist immer noch eine der Hauptursachen für Morbidität und Mortalität. Das Mausmodell der Nierentransplantation repliziert sowohl die technischen als auch die pathologischen Prozesse, die bei der menschlichen Nierentransplantation ablaufen. Obwohl Mausmodelle der allogenen Abstoßung in anderen Organen als der Niere existieren und technisch besser machbar sind, gibt es Hinweise darauf, dass verschiedene Organe unterschiedliche Abstoßungsmodi und -dynamiken hervorrufen, zum Beispiel unterscheidet sich der zeitliche Verlauf der Abstoßung bei kardialen und renalen Allotransplantaten in bestimmten Stammkombinationen signifikant. Dieses Modell ist trotz seiner technischen Herausforderungen aus vielen Gründen ein attraktives Werkzeug. Da die Haplotypen von Inzucht-Mausstämmen gut charakterisiert sind, ist es möglich, Spender- und Empfängerkombinationen auszuwählen, um die akute Abstoßung von Allotransplantaten durch Transplantation über MHC-Klass-I- und -II-Loci zu modellieren. Umgekehrt kann durch Transplantation zwischen Stämmen mit ähnlichen Haplotypen ein chronischer Prozess ausgelöst werden, bei dem die Allotransplantatniere interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie entwickelt. Wir haben die Operationstechnik modifiziert, um die Operationszeit zu verkürzen und die Operation zu erleichtern, aber es muss noch eine Lernkurve überwunden werden, um das Modell originalgetreu zu replizieren. Diese Studie wird wichtige Punkte im chirurgischen Verfahren liefern und den Prozess der Etablierung dieser Technik unterstützen.

Nierentransplantatabstoßung durch histologische Analyse Methacarn in Paraffin eingebetteten Gewebeschnitten der transplantierten Niere (2) bewertet werden. Transplantation von Nieren Isotransplantat zwischen syngenen Mäusen zu einer Nieren ischämischen Reperfusionsschäden jedoch um 4 Wochen werden die Tubuli haben sich erholt und sind histologisch vergleichbar mit nativen Nieren. Akute Abstoßung kann durch C57BL / 6 Nierentransplantation in BALB / c-Empfänger modelliert werden, innerhalb von 1 Woche gib...

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Untersuchung der Immunologie der Abstoßung. Das vorgestellte Operationsmodell berichtet von einer kurzen Operationszeit und einer prägnanten Technik. Abhängig von der Kombination aus Spender-Empfänger-Stamm kann die transplantierte Niere eine akute zelluläre Abstoßung oder eine chronische Schädigung des Allotransplantats entwickeln, die durch interstitielle Fibrose und tubuläre Atrophie definiert ist.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

Dieses Video zeigt ein Mausmodell für eine Nierentransplantation. Durch die Verwendung der verschiedenen Inzuchtstämme, die bekannte Haupthistokompatibilitätsklassen haben, sind wir in der Lage, verschiedene Aspekte der Abstoßung des renalen Allotransplantats nachzubilden. Die vorgestellten Daten zeigen, wie nützlich dieses Modell ist. Bei der Untersuchung dieser Mechanismen zeigt diese schematische Karikatur die wichtigsten Schritte dieses Modells.An einer Spendermaus wird eine linke Nephrektomie durchgeführt und die Spenderniere anschließend mit einem sterilen Tupfer präpariert. In einer Kulturschale wird die Empfängermaus einer rechten Nephrektomie unterzogen, bevor die Spenderniere transplantiert wird. Der Eingriff wird mit sterilen autoklavierten Instrumenten und Verbrauchsmaterialien durchgeführt, die in einem sterilen Operationsfeld positioniert sind.Wenn mehrere Tiere operiert werden, wird entweder für jeden Eingriff ein neuer Satz steriler Instrumente verwendet oder die Instrumente werden zwischen den Eingriffen sterilisiert. Bei Verwendung eines Perlensterilisators trägt der Bediener einen sterilen Kittel, eine Maske, einen Hut und Handschuhe. Ein einzelner Bediener kann

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Allogene Hauttransplantation ist ein Standard-Modell zum Testen Host T-Zell-Antworten auf MHC-disparate Spender-Antigene. Dieses Video-Artikel bietet eine visuelle Anleitung für jeden Schritt bei der Durchführung einer BALB/c--&gt; C57BL / 6 Hauttransplantat beteiligt.

Murine Hauttransplantation

Mäuse wurden als Modell für die Untersuchung vieler Formen der Transplantation verwendet, einschließlich der Hornhauttransplantation.  In diesem Bericht beschreiben wir ein Mausmodell sowohl für die akute als auch für die späte Hornhauttransplantation.

Murine Hornhauttransplantation: Ein Modell, das die häufigste Form der Organtransplantation Studieren

Wir beschreiben ein Protokoll für die Aorteninterpositionstransplantation bei Mäusen. Ziel des Protokolls ist es, ein Modell zur Verfügung zu stellen, mit dem pathologische Prozesse und therapeutische Strategien, die für alloimmune Reaktionen in den Arterien relevant sind, und die daraus resultierenden arteriellen Veränderungen, die zum Versagen von Organtransplantaten beitragen, untersucht werden können.

Maus-Modell der Alloimmune-induzierte Gefäßabstoßung und Transplantat-Arteriosklerose

Das Ziel dieses Manuskripts ist es, die Schritte zu beschreiben, die erforderlich sind, um eine Nierentransplantation bei einer Maus durchzuführen, wobei besonderes Augenmerk auf die Details der arteriellen Anastomose  gelegt wird.

Murine Nierentransplantations Technik

Der Zweck dieses Manuskripts und Protokolls ist es, den chirurgischen Eingriff der orthotopischen Nierentransplantation bei Ratten im Detail zu erklären und zu demonstrieren. Diese Methode wird vereinfacht, um die korrekte Durchblutung der Spenderniere zu erreichen und die Reperfusionszeit durch die venöse und urterische Manschette Anastomose-Technik zu verkürzen.

Orthotopic Rat Nierentransplantation: Ein neuartierter und vereinfachter chirurgischer Ansatz

Dieses Protokoll stellt eine neue chirurgische Technik der Nierentransplantation von Mäusen vor, die sich auf eine modifizierte Strategie der arteriellen Anastomose konzentriert. Eine vaskuläre Nahttechnik, einschließlich einer einfachen und sichereren Harnleiter-Blasen-Anastomose-Methode, wird ebenfalls vorgestellt. Diese Modifikationen verkürzen die Operationszeit und verbessern die Erfolgsquote der Nierentransplantation der Maus.

Eine modifizierte Operationstechnik zur Nierentransplantation bei Mäusen

Das orthotope Nierentransplantationsmodell der Ratte trägt dazu bei, den Mechanismus der renalen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. Das aktuelle Modell erhöht das Überleben der Empfänger ohne Beeinträchtigung der Blutversorgung und venösen Reflux des Unterkörpers unter Verwendung einer End-to-End-Anastomose der Nierenimplantation und einer End-to-Side-"Tunnel" -Methode der Harnleiter-Blasen-Anastomose.

Ein orthotopes Nierentransplantationsmodell für die renale Allotransplantatabstoßung

Das hier beschriebene heterotope Hilfslebertransplantationsprotokoll der Ratte bietet ein praktisches Untersuchungswerkzeug zur Erforschung der Mechanismen der Abstoßung von Lebertransplantaten. Dieses Modell trägt dazu bei, die chirurgischen Hürden und den Stress der orthotopen Lebertransplantation bei Ratten zu verringern.

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten

Diese Studie etabliert zwei standardisierte Maus-Xenotransplantationsmodelle, um gezielt akute zelluläre Abstoßung und akute antikörpervermittelte Abstoßung zu replizieren. Diese Modelle dienen als verlässliche Plattform zur Untersuchung von Mechanismen der Xenograft-Immunabstoßung, zur Bewertung immunsuppressiver Strategien und zur Weiterentwicklung präklinischer Xenotransplantationsforschung.

Ein standardisiertes Mausmodell mit einem drei-Personen-Arbeitsablauf zur Untersuchung akuter zellulärer und antikörpervermittelter Abstoßung bei Xenotransplantation

Wir präsentieren hier eine Ratte Nierentransplantation Modell zur nicht-invasiven Bestimmung von akuter Abstoßung mittels Positronen-Emissions-Tomographie mit 18F-FDG.

Nicht-invasive Bildgebung des akuten Abstoßung nach Nierentransplantation mit Rat<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

Lernen Sie die chirurgische Technik der Nierentransplantation bei Mäusen zur Untersuchung akuter und chronischer Transplantatabstoßung. Dieses Modell ermöglicht reproduzierbare Studien zur Transplantationsimmunologie.

Maus Nierentransplantation: Modelle der Transplantatabstoßung

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