Name: Operationstechnik zur Implantation von Tissue Engineered Gefäßprothesen und Folge In-vivo- Überwachung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 17 s
Description: Lernen Sie die chirurgische Implantation von tissue engineered vessels in die Arteria carotis von Schafen mit Echtzeit-Überwachung von Blutfluss und arteriellem Druck. Diese optimierte Methode minimiert operative Variabilität.

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Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse aus dem National Heart and Lung Institute (R01 HL086582) und der New York Stammzellwissenschaftsfonds (NYSTEM, Vertrag # unterstützt &#160; C024316), um STA und in JoVE Video verwendet wurden von John Nyquist abgeschlossen DDS Abbildungen; Medical Illustrator von State University of New York in Buffalo.

HINWEIS: Dieses Protokoll wurde von der Animal Care und Verwenden Committee an der State University of New York in Buffalo zugelassen. 1. Präoperative Vorbereitung <ol><li> Verwenden Schafe (Dorset Quer, weiblich, ca. 1-3 Jahre alt mit einem Gewicht von 40 bis 60 kg) für die folgende Studie. Verwalten Cyclosporin A (200 mg / Tag), Aspirin (975 mg / Tag) und Coumadin (20-30 mg / Tag) durch den Mund, ab 3 Tage vor der Operation und auch weiterhin für die Dauer aller Studien. </li><li> Stellen Sie sicher, das Schaf hat 12 Stunden vor der Operation (normales Futter = 1,8 kg Heu und 0,4 kg Getreide) gefastet. </li><li> Sterilisieren Sie alle chirurgisches Material werden in einem Autoklav bei 121 ° C und 15 psi für 30 Minuten. </li><li> Setzen Sie die folgenden Elemente in einer Para Exsikkator 48 Stunden vor der Operation: 4 mm Doppler Strömungssonden, 1 mm Ultraschallkristallen, Dauer arteriellen Katheter, Verlängerungsschlauch, und 42 &quot;Tygon Schläuche. HINWEIS: Eine Tabelle mit den relevanten medizinischen Geräten für die notwendigeChirurgie und für die Sterilisation ist in Tabelle 1 aufgeführt. Vorabplatzierung der Instrumente in die Tygon-Schlauch in diesem Schritt wird dazu beitragen, sparen Zeit während der Operation. <ol><li> Beschriften jedes Ende der Sonden, Katheter und Kristalle als links und rechts, falls zutreffend. </li></ol></li></ol> 2. Chirurgische Operation <ol><li> Induzieren Schafe Anästhesie mit Diazepam (0,5 mg / kg) und Ketamin (4 mg / kg) intravenös (IV). Alternativ können Sie Telazol (4 mg / kg) IV. <ol><li> Führen orotracheale Intubation mit einem 8,5 bis 10,0 mm Innendurchmesser Endotrachealtubus mit Manschette 7. </li><li> Verabreichen Inhalationsnarkose durch eine Rückatmungskreislauf mit einem Tidalvolumen Ventilator (7-10 ml / kg) oder eine druckgeregelte Ventilator (15-20 cm H 2 O). Verwenden Sie einen Präzisions Verdampfer zu Isofluran oder Sevofluran in angemessener Höhe (3% -4% zunächst) zu verabreichen, um einen mittleren bis tiefen chirurgischen Narkosestadium zu erreichen. Die minimale alveoläre KonzentrationSchaf ist 1,4% oder 1,9% 8. </li><li> Beurteilen Sie Narkosetiefe durch Beobachtung motorische Reaktion auf Reize, Augenlidreflexe, Augenposition, und die Herzfrequenz. Überwachen der Blutsauerstoffsättigung (95% -100%) mittels Pulsoximetrie, CO 2 -Konzentration (45-55 mmHg) in Ausatmungsgase Verwendung capnography und Aufrechterhaltung der Körpertemperatur während der Prozedur (38,5 bis 39,5 ° C) mit Hilfe eines automatisch regulierten Wärmedecke. </li></ol></li><li> Rasur Wolle aus dem gesamten Hals der Schafe, und über eine Kopfvene, mit einem # 40 Klinge auf Standard-Schneidemaschinen. Bereiten Sie die Haut von beiden Standorten für die Chirurgie mit 70% Isopropylalkohol und 7,5% betadine Peeling gesättigten Gaze. Beginnen Sie mit Alkohol Gaze um die Entfernung von Hautöle zu erleichtern. Wechseln Sie zwischen Betadin und Alkohol Gaze Gaze dreimal. </li><li> Zeigen Schafe auf dem Operationstisch in Rückenlage auf einer Wärmedecke. Übergeben Sie einen mittelgroßen Magensonde für passive Vertreibung der Mageninhalt zu ermöglichen. Verlängern Sie dieSchafs Hals und nutzen unterstützende Polsterung wie nötig, um die Platzierung zu halten. <ol><li> Führen Sie eine abschließende aseptischen Peeling mit 7,5% betadine getränkten Gaze und lassen Sie es für 5 min vor der Operation zu sitzen. </li></ol></li><li> Verabreichen Infusionen (Ringer Lactatlösung oder 0,9% Salzlösung) mit 10 ml / kg / h durch ein Angiokatheter in der Vena cephalica gegeben. Verwalten Sie intraoperative Antibiotika und Analgetika: Procain Penicillin G 6600 U / kg intramuskulär (IM), Gentamicin 1,6 mg / kg IM und Buprenorphin 0,005-0,01 mg iv oder im. </li><li> Machen Sie eine ~ 12 cm langer Schnitt in Längsrichtung über den ventralen Mittellinie Hals mit Elektrokauter. Isolieren linken und rechten Halsschlagadern (~ 6 cm) durch Entfernen des Bindegewebes mit einem stumpfen Dissektionstechnik. Binden Sie ab und ätzen Mikrogefäße Verzweigung von der Halsschlagadern, um Blutungen zu minimieren. </li><li> Pflegen Sterilität durch den Einsatz (eine nicht sterile) OP-Schwester mit grab alle Kabel und Rohre verlegt (Strömungssonde, Ultraschallkristall Leitungen unterstützenund der Katheterschlauch) in die subkutane Schicht der Haut. Verwenden Sie einen stumpfen Trokar, der durch den chirurgisch vorbereitet Schnitt an der dorsolateralen Hals verlässt. <ol><li> Zu erreichen unter der sterilen Tuch und drehen Sie den Kopf der Schafe, so dass die Seite des Halses unter dem Tuch sichtbar gemacht werden. </li><li> Einen 8 cm gekrümmten hemostat tunneln durch den subkutanen Raum zwischen dem ventralen Mittellinie Halsschnitt auf und die Seite des Halses. Öffnen und Schließen der Gefäßklemme, einen Raum breit stumpf sezieren für den Schlauch ~ 1,5 cm. Die Spitzen der Gefäßklemme sollte in der Mitte zwischen den Kopf und die Schultern, ca. 10 cm kaudal des rechten oder linken Ohr befinden. Drehen Sie den Gefäßklemme, so dass die Spitzen in Richtung der oberflächlichen Haut zeigt. </li><li> Zu erreichen unter der sterilen Tuch und einen 1,5 cm Inzision durch die Haut, über die Spitzen der Hämostat mit einer sterilen # 11 Klinge. Visualisieren Sie die Spitzen der Gefäßklemme, um eine klare Exit durch die Haut zu bestätigen. </li><li> Übergeben Sie die Tygon Röhrchen, das einell Kabel und Rohre verlegt durch den subkutanen Tunnel. Halten Sie die Kabel und Schläuche über dem sterilen Tuch. </li><li> Zu erreichen unter der Abdeckung, um die äußere Tygon-Schlauch vom Hals zu entfernen, indem die implantierte Verdrahtung wie es den Hals der Schafe verlässt. Ziehen Sie einzelne Zeilen aus den Schlaufen im subkutanen Raum zu minimieren. Lassen Sie genügend Abstand, um die Instrumente richtig zu befestigen, um die Arterie. </li></ol></li><li> Zeigen 4 mm Doppler-Sonden auf beiden Halsschlagadern und erreichen eine erste Lesung (Abbildung 1). Verabreichen 100 U / kg Heparin IV 30 min vor dem Spannen der Arterie. </li><li> Weiter Heparingabe bei 100 U / kg / h bis zum Ende der Operation. Klemmen Sie die Halsschlagader unter Verwendung von nicht-Brech-Gefäßklemmen und Verbrauchsteuern einen Teil (ca. 4 cm Länge). Die kontralaterale Halsschlag Flußrate erhöht 50% -100%, um den Blutfluß zum Gehirn aufrechtzuerhalten. HINWEIS: Es ist möglich, Längsdehnung durch Rückstoß der Mutterbehälter zu begrenzen, indem Siekürzere Segmente als ersetzt und / oder Dehnung der nativen Arterie mit Gefäßklemmen zu verkürzen Lücke bis zur vollständigen anastomotischen Verfahren abgeschlossen ist. Dies wird helfen, die Spannung auf einzelnen Haltenähte und die implantierte Transplantat zu begrenzen. </li><li> Naht der TEV an Ort und Stelle mit einfachen unterbrochenen Stichen mit 7-0 Prolin ethalloy Doppel bewaffneten Monofilamentnaht. Falls erforderlich, vaskuläre glatte Muskelrelaxantien wie Papaverin (15 mg / ml) oder Nicardipin (1,25 mg / ml) topisch auf das native Vaskulatur um Vasokonstriktion der anastomotischen Naht behindern würde, zu verhindern. HINWEIS: Beginnen Sie, indem Nähte mit ca. 1 mm Abstand. Dies kann von Fall zu Fall variieren. Die Zusammensetzung und Dicke TEV wird die effektive Abstand zwischen Fäden beeinflussen. Da die Dicke des nativen Gewebes oder TEV abnimmt, kann es notwendig sein, um die Nahtmaterialien näher zusammen zu platzieren. <ol><li> Erste Anker vier Punkte des TEV zur nativen Arterie, indem zwei gegenüberliegende stitches sowohl proximalen und distalen Ende (2 -Di). Halten Sie jede Anker mit Hämostatika unterrichtet. HINWEIS: Proximale und distale Beschreibungen sind in Bezug auf die Richtung des Blutflusses durch das Papier. </li><li> Hinzufügen 5-6 weitere Nähte auf der oberflächlichen Seite sowohl des proximalen und distalen Enden, um die Anastomose zu beginnen. (2-Pr). Gleichzeitig drehen sich die Gefäßklemmen 180 Grad. </li><li> Wieder herstellen Spannung auf den Verankerungsnähte. Hinzufügen zusätzlicher (5 bis 6) Nähten an proximalen und distalen Enden auf gedrehten Seite des TEV. </li></ol></li><li> Sobald der TEV fest eingenäht, drehen Sie es wieder in die ursprüngliche Position, und entfernen Sie die Gefäßklemmen ein zu einer Zeit, distalen Klemm ersten. Leichte Blutungen an den Anastomose Websites ist weit verbreitet. Dies kann natürlich nach einigen Minuten der Klemm Release beheben und Umspannen oder erfordern die Platzierung zusätzliche Nähte. Setzen Sie den Doppler-Sonde (Abbildung 3-fl) Wieder auf nativen Arterie proximal um den Blutfluss in die TEV und Monitor Durchfluss. HINWEIS: Erwarten die Strömungsgeschwindigkeiten der linken und rechten Halsschlag nach etwa 15 min äquilibrieren gelassen. Wenn die Strömungsrate auf der Halsschlagader implantiert TEV stetig fällt, ist es möglich, die TEV Blutgerinnung. Andere mögliche Anomalien bezüglich Strom zu Verengung der nativen Arterien proximal oder distal der TEV zurückzuführen. Wenn dies auftritt, kann die Verwendung von zusätzlichen glatten Gefäßmuskelentspannungs angewendet werden, und die ursprünglichen Gefßes sollte zu einer Basaltonus nach 30-60 min nach der Schließung des Gewebes über die Transplantationsstelle zurückzukehren. <ol><li> Wenn gewünscht, auszuschneiden die kontralateralen Halsschlagader und vernähen Sie es an seinen Platz als &quot;Sham&quot; Kontrolle. Dies ist klinisch relevant als Verlassen der rechten Halsschlagader allein und nur Anbringen der Strömungssonde, Ultraschallkristallen und Katheter. Wenn eine scheinbehandelte Kontroll wird gesucht, führen Sie diese, bevor Sie fortfahren mit Schritt 2.11. </li></ol></li><li> Vernähen 1 mm Ultraschallkristalle (3 -CR 1 CR 2) an gegenüberliegenden Seiten des TEV mit 7-0 Prolin. Fädeln Naht durch die Ultraschallkristall Kopf und nähen sich nur auf die Oberflächenschicht des TEV. </li><li> Katheterisierung der Arterie unter Verwendung eines modifizierten 18G-Katheter mit einem Teflon Webleiste (Abbildung 3- Ca &amp; 4A). Setzen Sie den Katheter distal der TEV auf nativen Arteriengewebe. <ol><li> Naht der Knopfleiste an der Arterienwand mit 5/0 Ethibond, um Blutungen zu kontrollieren. Verwenden Cyclohexanon die Microbore Schlauch zum Katheter, die mit Kochsalzlösung gespült worden ist, haften. Verwenden Sie den Schlauch als Erweiterung Linie. </li><li> Verwenden Sie eine 20 G Luer Stub Adapter mit einem Surflo Injection Stecker, um die nach außen gelegt Ende Schlauch (4B) zu versiegeln. , Um die Durchgängigkeit des Katheters zu halten, benötigen Sie das Füllvolumen der Linie und spülen Sie es mit 10 ml Kochsalzlösung und 5.000 U / ml Heparin-Natrium zur Injektion alle 2-3 Tage. </li></ol></li><li> Nehmen die Entfernung zwischen dem Strömungssonde und der Ultraschallkristallen sowie dem Abstand zwischen dem Strömungssonde und dem Katheter. Dies ermöglicht der Pulswellengeschwindigkeit, die in Verbindung mit der Software berechnet werden. Wenn solche Berechnungen nicht benötigt werden, nicht zu implantieren einen Katheter. </li><li> Erhalten eine intraoperative Mess wenn gewünscht, alle implantierten Hardware zu gewährleisten ist funktional (siehe Abschnitt 3). </li><li> Sichern Sie implantierten Leitungen und Leitungen in der Nähe der Muskulatur mit 2/0 Silk und eine Verjüngung Nadel (Abbildung 3). <ol><li> Positionieren Sie den Gefäßströmungssonde Draht parallel zum Schiff, mit der Sonde und dem Schwanz Draht, der sich nach kranial, und dann eine &quot;U-Turn&quot; in Richtung der seitlichen Muskulatur. Sichern des Drahtes an benachbarten Muskulatur, mit 2-0 Seide auf einem Kegel Nadel an zwei Orten, so daß der Draht oder die Strömungssonde ist nicht in der Lage, jede Belastung auf das Gefäß legen. Achten Sie darauf, Nähte anliegen, aber nicht überdrehen und strangulieren musculatur (Abbildung 3). </li><li> Naht der Kristalldrähte und arterielle Katheterleitung zur lateralen Muskulatur, so dass für ~ 1,5 cm von schlaff, ähnlich zu vorhergehenden Schritte zum Befestigen Strömungssonde (Abbildung 3). </li><li> Gruppieren Sie alle Kabel und Leitungen zusammen und verankern sie Muskulatur, kurz bevor Sie verlassen durch subkutanen Tunnel, ähnlich wie bei vorherigen Schritte. </li></ol></li><li> Schließen Sie die Operationsstelle mit einem 2-0 Vicryl Nahtmaterial in Schichten mit einer fortlaufenden Naht Muster auf Armaturenbrett und subdermale, läuft Matratze Stich auf der Haut (Armaturenbrett, nicht schneidenden Nadel, Haut, Schneiden Nadel). Schließen Sie den 1,5 cm Schnitt am Rücken Hals um die exteriorisierten Kabel und Leitungen, mit 2/0 Vicryl und einem Schneid Nadel. </li><li> Ort Strömungssondendrähte, Katheterleitungen und Ultraschallkristall Drähte in einen Beutel (10 cm x 10 cm), die fest an der Haut des Schaf (5 - nach Wiederherstellung) vernäht wird. </li><li> Allmählich entwöhnen die Schafe aus der Anästhesieund das Atemvolumen Ventilator dann extubieren die Schafe, wenn die Spontanatmung wieder aufgenommen wird. Entfernen Sie die Angiokatheter in die V. cephalica und Verband bei Bedarf eingesetzt. </li><li> Verbinden Sie den Hals mit Dreifach-antibiotische Salbe auf die Einschnitte eine Telfa Pad, Spannwalze Gaze und elasticon. </li><li> Verwalten postoperativen Analgesie: Flunixinmeglumin 2,2 mg / kg IM einmal während der Wiederherstellung, dann 1,1 mg / kg IM einmal täglich für zwei Tage, Buprenorphin 0,005 bis 0,01 mg iv oder im zweimal am Tag für einen Tag. </li></ol> 3. In-vivo-Überwachung <ol><li> Zeigen Schafe in mobilen Wagen, um die ordnungsgemäße Zurückhaltung zu gewährleisten. Auf diese Weise können die Schafe, ohne die Hardware ruhig und bewusst zu bleiben. Möglicherweise müssen Sie Schafe den Warenkorb 30 min vor Einholung Instrumentenaufnahmen akklimatisieren 2 oder 3 mal. </li><li> Entfernen Sie alle Kabel und Leitungen von Beutel und eine Verbindung zu den Überwachungseinrichtungen. Schließen Strömungssonde an einen Durchflussmesser, 1 mm Ultraschallkristalle TRB angeschlossen-USB-Box und Katheterleitungen Druckaufnehmer. Ein Flussdiagramm dieses Setup wird (Abbildung 6). </li><li> Kalibrieren Strömungssonden und Drucksensoren vor der Datenerfassung. HINWEIS: Aufgrund der potentiellen Variabilität zwischen den Softwareversionen und Unterschiede in der Ausrüstung, Kalibrierungen und Einstellungen werden von Fall zu Fall variieren. </li><li> Nutzen Sie ein Oszilloskop an die Feinabstimmung des Sonometrics Kristallmessung, nach dem Protokoll des Herstellers. </li><li> Datensätzen mit Computer-Software (Abbildung 7). Spuren in der oberen Hälfte der Figur 7 in der Farbe weiß entspricht dem implantierten TEV, während Spuren in der unteren Hälfte in der roten Farbe entspricht der Sham / Native. Sowohl für die TEV und Sham der Flussrate (ml / min), arterieller Blutdruck (mm Hg) und Durchmesser (mm) werden live aufgenommen. </li><li> Nehmen Sie für mindestens 1 min, ohne Störungen. Exportieren Sie diese Daten für eine detailliertere Analyse. Nach der Aufnahme DISCONNect alle Leitungen und den Ort wieder in Beutel auf dem Hals des Schafes vernäht. </li></ol>

<ol><li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery%3A+Results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: Results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> Journal of the American College of Cardiology. 44, 2149-2156 (2004).</li>
<li>Achouh, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+%285-+to+20-year%29+patency+of+the+radial+artery+for+coronary+bypass+grafting%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Thoracic+And+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Long-term (5- to 20-year) patency of the radial artery for coronary bypass grafting.</a> The Journal of Thoracic And Cardiovascular Surgery. 140, 73-79 (2010).</li>
<li>Conklin, B. S., Richter, E. R., Kreutziger, K. L., Zhong, D. S., Chen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+evaluation+of+a+novel+decellularized+vascular+xenograft%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Engineering+%26+Physics%22%5BJournal%5D)">Development and evaluation of a novel decellularized vascular xenograft.</a> Medical Engineering & Physics. 24, 173-183 (2002).</li>
<li>Zhu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+anti-atherosclerotic+tissue-engineered+blood+vessel+by+A20-regulated+endothelial+progenitor+cells+seeding+decellularized+vascular+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Development of anti-atherosclerotic tissue-engineered blood vessel by A20-regulated endothelial progenitor cells seeding decellularized vascular matrix.</a> Biomaterials. 29, 2628-2636 (2008).</li>
<li>Quint, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+tissue-engineered+blood+vessel+as+an+arterial+conduit%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Decellularized tissue-engineered blood vessel as an arterial conduit.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 108, 9214-9219 (2011).</li>
<li>Kaushal, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+small-diameter+neovessels+created+using+endothelial+progenitor+cells+expanded+ex+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Functional small-diameter neovessels created using endothelial progenitor cells expanded ex vivo.</a> Nat Med. 7, 1035-1040 (2001).</li>
<li>Galatos, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anesthesia+and+Analgesia+in+Sheep+and+Goats%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Clinics+of+North+America%3A+Food+Animal+Practice%22%5BJournal%5D)">Anesthesia and Analgesia in Sheep and Goats.</a> Veterinary Clinics of North America: Food Animal Practice. 27, 47-59 (2011).</li>
<li>Okutomi, T., Whittington, R. A., Stein, D. J., Morishima, H. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+effects+of+sevoflurane+and+isoflurane+anesthesia+on+the+maternal-fetal+unit+in+sheep%5BTitle%5D)+AND+%22J+Anesth%22%5BJournal%5D)">Comparison of the effects of sevoflurane and isoflurane anesthesia on the maternal-fetal unit in sheep.</a> J Anesth. 23, 392-398 (2009).</li>
<li>Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+of+fibrin-based+functional+and+implantable+small-diameter+blood+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+-+Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels.</a> American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 288, H1451-H1460 (2005).</li>
<li>Niklason, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+arteries+grown+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li>
<li>Dahl, S. L. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Readily+Available+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Science+Translational+Medicine%22%5BJournal%5D)">Readily Available Tissue-Engineered Vascular Grafts.</a> Science Translational Medicine. 3, 68ra69(2011).</li>
<li>Wu, W., Allen, R. A., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fast-degrading+elastomer+enables+rapid+remodeling+of+a+cell-free+synthetic+graft+into+a+neoartery%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Fast-degrading elastomer enables rapid remodeling of a cell-free synthetic graft into a neoartery.</a> Nature Medicine. 18, 1148-1153 (2012).</li>
<li>Saami, K. Y., Bryan, W. T., Joel, L. B., Shay, S., Randolph, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+fate+of+an+endothelium+layer+after+preconditioning%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery+%3A+Official+Publication%2C+the+Society+for+Vascular+Surgery+%5Band%5D+International+Society+for+Cardiovascular+Surgery%2C+North+American+Chapter%22%5BJournal%5D)">The fate of an endothelium layer after preconditioning.</a> Journal of vascular surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 51, 174-183 (2010).</li>
<li>Ueberrueck, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+the+ovine+and+porcine+animal+models+for+biocompatibility+testing+of+vascular+prostheses%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Comparison of the ovine and porcine animal models for biocompatibility testing of vascular prostheses.</a> Journal of Surgical Research. 124, 305-311 (2005).</li>
<li>Labbé, R., Germain, L., Auger, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+completely+biological+tissue-engineered+human+blood+vessel%5BTitle%5D)+AND+%22The+FASEB+Journal%22%5BJournal%5D)">A completely biological tissue-engineered human blood vessel.</a> The FASEB Journal. 12, 47-56 (1998).</li>
<li>Samaha, F. J., Oliva, A., Buncke, G. M., Buncke, H. J., Siko, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+clinical+study+of+end-to-end+versus+end-to-side+techniques+for+microvascular+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery%22%5BJournal%5D)">A clinical study of end-to-end versus end-to-side techniques for microvascular anastomosis.</a> Plastic and Reconstructive Surgery. 99, 1109-1111 (1997).</li>
<li>Huang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+end-to-side+anastomosis+technique+for+hepatic+rearterialization+in+rat+orthotopic+liver+transplantation+to+accommodate+size+mismatches+between+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">A novel end-to-side anastomosis technique for hepatic rearterialization in rat orthotopic liver transplantation to accommodate size mismatches between vessels.</a> European Surgical Research. 47, 53-62 (2011).</li>
<li>Peng, H., Schlaich, E. M., Row, S., Andreadis, S. T., Swartz, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Ovine+ex+vivo+Arteriovenous+Shunt+Model+to+Test+Vascular+Implantability%5BTitle%5D)+AND+%22Cells%2C+Tissues%2C+Organs%22%5BJournal%5D)">A Novel Ovine ex vivo Arteriovenous Shunt Model to Test Vascular Implantability.</a> Cells, Tissues, Organs. 195, 108(2011).</li>
<li>Zilla, P., Bezuidenhout, D., Human, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prosthetic+vascular+grafts%3A+Wrong+models%2C+wrong+questions+and+no+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Prosthetic vascular grafts: Wrong models, wrong questions and no healing.</a> Biomaterials. 28, 5009-5027 (2007).</li>
<li>Berger, K., Sauvage, L. R., Rao, A. M., Wood, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Healing+of+Arterial+Prostheses+in+Man%3A+Its+Incompleteness%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Healing of Arterial Prostheses in Man: Its Incompleteness.</a> Annals of Surgery. 175, 118-127 (1972).</li>
<li>Byrom, M. J., Bannon, P. G., White, G. H., Ng, M. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+assessment+of+novel+vascular+conduits%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Surgery+%3A+Official+Publication%2C+the+Society+for+Vascular+Surgery+%5Band%5D+International+Society+for+Cardiovascular+Surgery%2C+North+American+Chapter%22%5BJournal%5D)">Animal models for the assessment of novel vascular conduits.</a> Journal of Vascular Surgery : Official Publication, the Society for Vascular Surgery [and] International Society for Cardiovascular Surgery, North American Chapter. 52, 176-195 (2010).</li>
<li>Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+vascular+tissue-engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Biotechnology%22%5BJournal%5D)">Animal models for vascular tissue-engineering.</a> Current Opinion in Biotechnology. 24, 916-925 (2013).</li>
<li>Liang, M. -S., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Engineering+fibrin-binding+TGF-%CE%B21+for+sustained+signaling+and+contractile+function+of+MSC+based+vascular+constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Engineering fibrin-binding TGF-β1 for sustained signaling and contractile function of MSC based vascular constructs.</a> Biomaterials. 32, 8684-8693 (2011).</li>
<li>Han, J., Liu, J. Y., Swartz, D. D., Andreadis, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+functional+effects+of+organismal+ageing+on+smooth+muscle+cells+derived+from+bone+marrow+mesenchymal+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+Research%22%5BJournal%5D)">Molecular and functional effects of organismal ageing on smooth muscle cells derived from bone marrow mesenchymal stem cells.</a> Cardiovascular Research. 87, 147-155 (2010).</li>
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Der Zweck dieses Berichts ist es, ein sicheres und reproduzierbares Verfahren zur Implantat TEVs von Interesse in der Schaf- Halsschlagader ist. Die Mutterhalsschlagadern, die in diesem Modell verwendeten Tiere waren 0,5-0,75 mm Dicke und 4,5 bis 5 mm Außendurchmesser. Die hier beschriebene Operationstechnik wurde zum Implantieren TEVs unterschiedlicher Geometrien messen 0,25-1 mm Dicke, 4-5 mm Außendurchmesser und 4 cm Länge mit großem Erfolg bewährt sich bis zu 3 Monaten Dauer der beabsichtigten Endpunkt erfolgreich. ...

Das Hauptaugenmerk bei der Entwicklung TEVs war es, einen Ersatz für autologes Transplantat Ersatz bieten, wenn autologe Gefäße sind nicht verfügbar und die Gebersicht Morbidität zu begrenzen. Beispielsweise hat die Zahl der koronaren Arterien-Bypass-Operationen pro Jahr in den USA 350.000 überschritten, und die ideale Quelle geeigneter Transplantate bleibt der linken Arteria mammaria interna, linke vordere absteigende Koronararterie und die Vena saphena 1. Da viele Menschen, die unter Gefässkrankheiten leiden, nicht geeignet Arterien und Venen für autologes Transplantat ausgetauscht werden müssen, hat die Entwicklung von TEVs somit ein intensives Forschungsfeld werden seit Jahrzehnten 1-6. Während die Konstruktion und Optimierung von neuen TEVs haben viele Fortschritte durchgemacht, die Berichterstattung über die Operationstechniken eingesetzt, um die TEVs sich nicht ein Thema von so intensiven Diskussion gewesen zu implantieren. Vielmehr werden Protokolle über die Implantation TEVs in Tiermodellen weitgehend linksbis zu Ermittler forschen. Die folgende Manuskript zeigt, wie TEVs durch die Verwendung einer End-zu-End-Anastomose Ansatz zu implantieren. Dieses Verfahren wurde unter Verwendung eines spezifischen anastomotischen Nahtmuster, Stabilisierungsnahttechnik optimiert Längsspannung und der Zugabe von in-vivo-Überwachung Instrumentierung optimiert. Dieses Verfahren wird bei einigen der vielen Variationen, die zuvor verwendet wurden, gegenübergestellt. Darüber hinaus wird beschrieben, wie Sie diese Parameter wie arterieller Blutdruck, TEV Durchmesser / Compliance erwerben und Durchflussrate durch das TEV nach der Operation bis Explantation. Diese Datensammlung eine unverzichtbare Analyse des TEV, während es in dem Verfahren der Umbau ist.

<table><tbody><tr><td>Druckmessumformer</td><td>Becton Dickinson</td><td>P23XL-1</td><td>Menge: 1+ (1 für jede Arterie). Wird mit wassergefüllten Membrankuppeln verwendet.</td></tr><tr><td>Verstärker- und Wandlerbox</td><td>Gould</td><td>5900 Signal Conditioner</td><td>Käfig Menge: 1, Zwei Wandler und Verstärker sollten im Käfig enthalten sein. Während dieses spezielle Gerät nicht mehr hergestellt werden kann, kommunizieren andere im Handel erhältliche Druckmessumformer mit BNC/Analog-Ausgang mit dem Sonometrics-Gerät.</td></tr><tr><td>T403 Konsole mit TS420 perivaskulärem Durchflussmessermodul (x2)</td><td>Transonic Systems</td><td>T403 Modul und TS420 (x2)</td><td>Menge: 1, Durchflusssonden, die den Fluss durch jede der Halsschlagadern messen, werden mit jedem der TS420-Einheiten verbunden.</td></tr><tr><td>Digitale Ultraschall-Messeinheit</td><td>Sonometrics</td><td>TR-USB</td><td>Menge: 1</td></tr><tr><td>Durchflusssonde Präzision S-Serie 4&nbsp; mm</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>MC4PSS-LS-WC100-CM4B-GA</td><td>Menge: 2</td></tr><tr><td>1&nbsp; mm Sonometrics Kristalle</td><td>Sonometrics Systems</td><td>1R-38S-20-NC-SH</td><td>Menge: 2-4 (2 für jede Arterie)</td></tr><tr><td>Katheter für die Implantation</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>&nbsp; 381447</td><td>Menge: 1+ (1 für jede Arterie). Katheter wird geschnitten und an Mikrobohrungsschläuchen befestigt, Stylette wird zum Einführen verwendet.</td></tr><tr><td>Tygon Microbore Tubing</td><td>Norton Performance Plastics</td><td>(AAQ04127) Formulierung S-54-HL</td><td>Auf Länge geschnitten für ein Erweiterungsset</td></tr><tr><td>Luer Stub Adapter</td><td>BD (Becton Dickinson)</td><td>427564 (20 gauge)</td><td>Menge: 1+ (1 für jeden Arterienkatheter)</td></tr><tr><td>Surflo Injektionsstopfen</td><td>Terumo</td><td>SR-IP2</td><td>Menge: 1+ (1 für jeden Arterienkatheter)</td></tr><tr><td>Meadox</td><td>PTFE (Teflon) Filz</td><td>19306</td><td>Zuschnitt. Der in unseren Studien verwendete PTFE-Filz wurde eingestellt. Vergleichbare Unternehmen wie " Chirurgisches Netz" gleichwertige Produkte anzubieten.</td></tr></tbody></table>

operationstechnik zur implantation von tissue engineered gefäßprothesen und folge<em&gt; in-vivo-</em&gt; Überwachung

Surgical Technique for the Implantation of Tissue Engineered Vascular Grafts and Subsequent In Vivo Monitoring

Die Entwicklung von Tissue Engineered Vessels (TEVs) wird durch die Fähigkeit vorgeschoben, um routinemäßig und effektiv Implantat TEVs (4-5 mm Durchmesser) in einen großen Tiermodell. Ein Schritt-Schritt-Protokoll für interposition Platzierung des TEV und Echtzeit-Digital Beurteilung des TEV und nativen Karotiden wird hier beschrieben. Durch die Implantation von Flusssonden, Katheter und Ultraschallkristallen (fähig In-vivo-Überwachung ermöglicht wird Aufzeichnungs Änderungen implantierter TEVs und nativen Karotiden) zu der Zeit der Operation dynamisch Durchmesser. Nach der Implantation können Forscher arterielle Blutströmungsmuster, invasive Blutdruck und Arteriendurchmesser ergibt Parameter wie Pulswellengeschwindigkeit, Augmentationsindex, Pulsdruck und Einhaltung zu berechnen. Datenerfassung unter Verwendung eines einzelnen Computerprogramms zur Analyse der gesamten Dauer des Experiments durchgeführt. Solche unschätzbaren Daten gibt Einblick in TEV Matrixumbau, dessen resemblance, native / Schein-Kontrollen und Gesamt TEV Leistung in vivo.

Mehr als 30 Schafe, die in diesem Bericht für die Implantation von TEVs beschrieben (im Druck) Operationstechnik 9 unterzogen. Eine Tabelle mit einer Zusammenfassung der jüngsten Schafe Operationen nach Protokolloptimierung sind in Tabelle 2 dargestellt. Alle Schafe nach TEV Implantation mit nicht lebensbedrohliche Komplikationen erholt. Bei einigen Tieren wurde Fibrose im nativen Arterie nahe der Spitze des innewohnenden arteriellen Katheter beobachtet. Eine signifikante Zunahme der Entzündu...

Ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die inter-Positions Platzierung von Tissue Engineered Vessels (TEVs) in die Halsschlagader eines Schafes mit End-to-End-Anastomose und digitale Echtzeit-Beurteilung in vivo bis Tieropfer.

Operationstechnik zur Implantation von Tissue Engineered Gefäßprothesen und Folge<em&gt; In-vivo-</em&gt; Überwachung

The development of Tissue Engineered Vessels (TEVs) is advanced by the ability to routinely and effectively implant TEVs (4-5 mm in diameter) into a large ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, ein reproduzierbares Protokoll für die chirurgische Implantation von Gefäßtransplantaten und neuartige Instrumente in die Halsschlagader bereitzustellen. Dies wird erreicht, indem zuerst ein Abschnitt der einheimischen Halsschlagader bei einem Schaf herausgeschnitten wird. Der zweite Schritt besteht darin, das Gefäßtransplantat, das hier als Tissue Engineering Vessel oder TEV bezeichnet wird, mit einfachen unterbrochenen Nähten einzunähen und eine Anastomose zu etablieren.Als nächstes ein Durchflusssondenkatheter. Und so werden metrische Kristalle auf der Halsschlagader und dem Gefäßtransplantat befestigt. Letztendlich ermöglicht dieses Verfahren nach der Implantation die Aufzeichnung von Durchmesseränderungen, des Blutflusses und des arteriellen Drucks in vivo für die Dauer des Experiments.Anhand dieser Messungen können die dynamische Compliance, die Pulswellengeschwindigkeit und andere hämodynamische Parameter überwacht werden, um das In-vivo-Remodeling zu verfolgen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie ein optimiertes, detailliertes Protokoll zur Implantation von Gefäßtransplantaten bietet, das zur Standardpraxis werden kann, wodurch die chirurgische Variabilität minimiert und die Möglichkeit geboten wird, das In-vivo-Remodeling zu untersuchen. Im Allgemeinen können Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten haben, da sie möglicherweise nicht mit den Details des optimierten Implantationsverfahrens und der Bedeutung der Überwachung von Gefäßtransplantaten, -anpassung und -umbau in vivo vertraut sind.Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen auf dem Gebiet der Entwicklung und Biologie von Gefäßtransplantaten zu beantworten, wie z. B. optimale Bedingungen für das Vascular Tissue Engineering und den Umbau und die Erkrankung von Gefäßtransplantaten. Die Implikationen dieser Technik erstrecken sich auf die Therapie des Gefäßersatzes, da sie ein Verfahren zur besseren Untersuchung der Entwicklung von Gefäßtransplantaten für klinische Anwendungen bietet. Durch diese Methode können wir Einblicke in die Erforschung des Ganzorgangewebe-Engineerings und des Gefäßumbaus und von Krankheiten wie Bluthochdruck oder sogar Ganzorgantransplantationen geben.Wir hatten diese Idee, als wir ein ex vivo arteriovenöses Shunt-Modell verwendeten, um die optimalen Bedingungen für die Entwicklung eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats zu bewerten. Die visuelle Demonstration dieser Methode ist unerlässlich, da die Platzierung von Nähten und Instrumenten für die Durchgängigkeit und erfolgreiche Datenerfassung entscheidend ist. Um mit diesem Eingriff zu beginnen, leiten Sie das Schaf zur Narkose ein und bereiten Sie das Schaf auf die Operation vor.Wie im Textprotokoll beschrieben, machen Sie mit Elektrokauter einen ca. 12 Zentimeter langen Schnitt in Längsrichtung über den ventralen Mittellinienhals. Isolieren Sie dann die linke und rechte Halsschlagader, indem Sie Bindegewebe entfernen. Greifen Sie mit einer stumpfen Dissektionstechnik unter das sterile Tuch und drehen Sie den Kopf des Schafs so, dass die Seite des Halses unter dem Tuch sichtbar ist.Verwenden Sie ein acht Zentimeter langes gebogenes Hämostatum, um durch den subkutanen Raum zwischen dem ventralen Mittellinienschnitt am Hals und der Seite des Halses zu tunneln. Öffnen und schließen Sie den Hämostaten, um einen Raum für den Schlauch mit einer Breite von etwa 1,5 Zentimetern stumpf zu zerlegen. Greifen Sie unter das sterile Tuch und machen Sie mit einer sterilen Klinge Nummer 11 einen 1,5 Zentimeter langen Schnitt durch die Haut über den Spitzen des Hämostats.Führen Sie den Tigon-Schlauch, der alle Kabel und Schläuche enthält, durch den subkutanen Tunnel. Halten Sie die Drähte und Schläuche über das sterile Abdecktuch. Greifen Sie dann unter das Tuch, um den äußeren Tigon-Schlauch vom Hals zu entfernen, wodurch die implantierte Verkabelung freigelegt wird, wenn sie den Hals des Schafs verlässt.Ziehen Sie einzelne Linien heraus, um ein Durchhängen im Unterhautraum zu minimieren. Lassen Sie genügend Abstand, um die Instrumente richtig an der Arterie zu befestigen. Nach dem Platzieren der Doppler-Durchflusssonden und der Verabreichung von Heparin, wie im Textprotokoll beschrieben, klemmen Sie die Halsschlagader mit nicht drückenden Gefäßklemmen ab und exzitieren Sie einen etwa vier Zentimeter langen Abschnitt.Nähen Sie das Tissue-Engineering-Gefäß oder TEV mit einfachen unterbrochenen Nähten mit einer 7.0 Prolin F-Legierung an Ort und Stelle. Doppelarmiges monofiles Nahtmaterial. Verankern Sie zunächst vier Punkte des TEV an der Heimatarterie, indem Sie zwei gegenüberliegende Stiche sowohl an den proximalen als auch an den distalen Enden platzieren.Fügen Sie dann fünf bis sechs weitere Nähte auf der oberflächlichen Seite sowohl des proximalen als auch des distalen Endes hinzu. Um gleichzeitig mit der Anastomose zu beginnen, drehen Sie die Gefäßklemmen um 180 Grad, stellen Sie die Spannung an den Verankerungsnähten wieder her und fügen Sie fünf bis sechs zusätzliche unterbrochene Nähte an den proximalen und distalen Enden auf der gedrehten Seite des TEV hinzu. Sobald das TEV sicher an Ort und Stelle vernäht ist, drehen Sie es zurück in die ursprüngliche Position und entfernen Sie die Gefäßklemmen nacheinander, wobei Sie zuerst die distale Klemme anbringen.Als nächstes nähen Sie einen Millimeter Ultraschallkristalle an gegenüberliegende Seiten des TEV. Mit 7.0 Kathetern Sie die Arterie mit Prolin mit einem modifizierten 18-Gauge-Katheter mit einer teflongewebten Plaque. Nähen Sie die Plaque mit 5,0 an der Arterienwand an die Arterienwand, um eventuelle Blutungen zu kontrollieren.Verwenden Sie einen Zyklon, um den Mikroschlauch auf den Katheter zu kleben, der mit Kochsalzlösung gespült wurde. Befestigen Sie anschließend implantierte Leitungen und Drähte mit 2.0-Seide und einer Kegelnadel an der nahegelegenen Muskulatur. Um dies zu tun, positioniert man den Draht der Gefäßflusssonde parallel zum Gefäß, wobei die Sonde verhätschelt wird und der Draht sich in den Kranz erstreckt, dann eine Kehrtwende in Richtung der lateralen Muskulatur macht.Befestigen Sie den Draht mit 2.0-Seide auf einer Kegelnadel an zwei Stellen an der angrenzenden Muskulatur, so dass der Draht oder die Strömungssonde das Gefäß nicht belasten kann. Nähen Sie dann die Kristalldrähte und die arterielle Katheterleitung an die laterale Muskulatur, wobei Sie einen Spielraum von etwa 1,5 Zentimetern lassen, ähnlich wie bei den vorherigen Schritten zur Sicherung der Durchflusssonde, gruppieren Sie alle Drähte und Leitungen zusammen und verankern Sie sie an der Muskulatur, kurz bevor sie durch den subkutanen Tunnel austreten. Ähnlich wie bei vorherigem S wird die Operationsstelle mit einer 2.0 Vicryl-Naht in Schichten mit einem Laufnahtmuster an der Faszie und der Subderma und einem Laufmatratzenstich auf der Haut verschlossen.Den 1,5 Zentimeter langen Schnitt am dorsalen Hals um die äußeren Drähte und Linien mit 2,0 Vicryl und einer Schneidenadel verschließen. Legen Sie schließlich die Drähte der Durchflusssonde, die Katheterleitungen und die Ultraschallkristalldrähte in einen Beutel, der sicher mit der Haut des Schafs vernäht ist. Siehe das Textprotokoll für die postoperative Versorgung von Schafen Setzen Sie die Schafe in einen mobilen Wagen, um eine ordnungsgemäße Fixierung zu gewährleisten.Dies ermöglicht es den Schafen, ruhig und bewusst zu bleiben, ohne die Hardware zu beeinträchtigen. Entfernen Sie alle Drähte und Leitungen aus der Tasche und schließen Sie sie an die Überwachungsgeräte an. Verbinden Sie den Flow.Sonde an einen Durchflussmesser, die ein Millimeter großen Ultraschallkristalle an A-T-R-B-U-S-B Box und die Katheterleitungen an Druckmessköpfe. Kalibrieren Sie die Durchflusssonden und Druckmessumformer. Vor der Datenerfassung.Verwenden Sie ein Oszilloskop, um die SOE-Quarzmessung fein abzustimmen. Zeichnen Sie die Daten gemäß dem Protokoll des Herstellers hier mit einer Computersoftware auf. Die obere Hälfte in weißer Farbe entspricht dem implantierten TEV, während die untere Hälfte in roter Farbe dem Schein oder der nativen Arterie sowohl für das TEV als auch für den Schein entspricht.Erfasst werden der Durchmesser, die Flussrate und der arterielle Blutdruck. Live nach der Aufnahme für mindestens eine Minute ohne Störungen. Exportieren Sie diese Daten für eine detailliertere Analyse.Trennen Sie dann alle Drähte und legen Sie sie wieder in den Beutel, der am Hals des Schafes vernäht ist. Gezeigt. Hier ist die in vivo Live-Aufzeichnung des Durchmesserflusses und des arteriellen Blutdrucks des TEV, die für die Dauer des Experiments aufgezeichnet werden kann. Optimierung der Implantation von Gefäßtransplantaten.Die Verwendung dieser Operationstechnik ermöglicht es den Forschern, einen chirurgischen Fehler als Ursache für das Versagen des Transplantats auszuschließen. Einmal gemeistert, kann diese Technik in nur zweieinhalb bis drei Stunden durchgeführt werden. Wenn ein TEV implantiert wird oder bis zu sechseinhalb Stunden. Wenn bei diesem Eingriff auch ein TEV-Eigenblutschein und ein Instrument implantiert werden sollen, ist es wichtig, daran zu denken, ein angemessenes Maß an Antikoagulation aufrechtzuerhalten.Verwenden Sie gefäßerweiternde Mittel und eine optimierte Präzision bei der Platzierung der Anastomosennaht Nach diesem Verfahren. Andere Methoden, wie z.B. die Immunfärbung, können durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen wie Zellmigration und Zelldifferenzierung zu beantworten. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Tissue-Engineering-Gefäße in die Halsschlagader eines Schafs implantiert und wie man den arteriellen Blutfluss, den Blutdruck und Veränderungen des Gefäßtransplantatdurchmessers in vivo überwacht.Vergessen Sie nicht, dass bei der Arbeit mit Schafen und anderen Großtieren für den Einsatz in einer Versuchsumgebung artspezifische Vorsichtsmaßnahmen zu beachten sind. Wenn Sie vorhaben, mit diesen großen Tieren für Ihre eigenen Studien zu arbeiten, stellen Sie sicher, dass Sie richtig geschult sind, um diese Tiere auf sichere und ethische Weise zu behandeln. Vielen Dank, dass Sie sich unser Video angesehen haben.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Unsere Gruppe hat einen Bioreaktor Kultur-System, das die physiologische pulsatile Belastungen des Herz-Kreislauf-System, um implantierbare kleinem Durchmesser Gefäßprothesen regenerieren imitiert entwickelt.

Engineering Biological-Based Gefäßprothesen Mit einem Pulsatile Bioreaktor

Ein Verfahren zur Aussaat Titan mit Blut in Kontakt Biomaterialien mit autologen Zellen und Prüfung Biokompatibilität beschrieben. Diese Methode verwendet endothelialen Vorläuferzellen und Titan Rohre, innerhalb von Minuten von chirurgischen Implantation in porcine Hohlvenen ausgesät. Diese Technik ist geeignet für viele andere implantierbare biomedizinische Geräte.

Autologe endotheliale Vorläuferzellen Cell-Sätechnik und Biokompatibilitätstestung Für Herz-Kreislauf-Geräte in Großtiermodell

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Hier zur Gewebezüchtung Gefäßimplantate, die zum Pfropfen in Mäusen durch Impfen Doppel partiell pluripotenten Stammzellen funktional erzeugen präsentieren wir ein Protokoll (PiPSC) - abgeleiteten glatten Muskelzellen und PiPSC - abgeleitete Endothelzellen auf einer dezellularisierten Gefäßgerüst Bioreaktor.

Generierung und Pfropfen von Tissue Engineering Gefäße in einem Maus-Modell

Bisher werden dicke Gewebedefekte typischerweise durch das Auftragen von autologen Gewebelappen oder manipuliertem Gewebe rekonstruiert. In diesem Protokoll stellen wir eine neue Methode zur Konstruktion von vaskularisierten Gewebelappen vor, die einen autologen Stiel tragen und als Ersatz für autologe Lappen dienen sollen.

Engineered Vaskularisierte Muskellappen

Dies ist eine Richtlinie für die Konstruktion von in vivo vaskularisiertem Gewebe unter Verwendung einer mikrochirurgischen arteriovenösen Schleife oder einer Durchfluss-Pedikel-Konfiguration in einer Tissue-Engineering-Kammer. Die erzeugten vaskularisierten Gewebe können für die Organregeneration und den Ersatz von Gewebedefekten sowie für Arzneimitteltests und Krankheitsmodellierung verwendet werden.

Tissue Engineering von Intrinsic Vaskularisation in ein<em&gt; In Vivo</em&gt; Tissue Engineering Chamber

Wir beschreiben ein mikrochirurgisches Ansatz zur Erzeugung eines arteriovenösen (AV) loop als Modell Vaskularisierung in vivo in einem isolierten und gut charakterisierten Umgebung zur Analyse. Dieses Modell ist nicht nur nützlich für die Untersuchung der Angiogenese, ist aber auch für den Maschinenbau axial vaskularisiert und transplantierbaren Geweben optimal geeignet.

Die arteriovenöse (AV) Loop in einem Kleintiermodell zur Untersuchung Angiogenesis und Vaskularisierte Tissue Engineering

Skalierbare engineered Blutgefäße würde klinische Anwendbarkeit zu verbessern. Mit leicht ansehnliche 3D-gedruckte Führer, Ringe der glatten Gefäßmuskulatur wurden in eine röhrenförmige Form erstellt und gestapelt, ein Gefäßtransplantat zu bilden. Die Transplantate können so bemessen sein, um den Bereich der menschlichen Koronararterie Dimensionen gerecht zu werden, indem einfach die 3D-gedruckten Führungsgröße zu verändern.

Die Skalierung von Engineered Gefäßprothesen Mit 3D-gedruckte Führer und den Ring Stapelverfahren

Hier präsentieren wir Ihnen eine geänderte Elektrospinnen Methode PCL vascular Grafts mit dicken Fasern und große Poren zu fabrizieren, und beschreiben ein Protokoll, um die in Vivo -Leistung in einem Rattenmodell der bauchschlagader Ersatz zu bewerten.

Implantation von Electrospun Vascular Grafts mit optimierter Struktur in einem Rattenmodell

In dieser Arbeit wird ein Protokoll für die Implantation eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats in die Halsschlagader der Maus mit Hilfe der Manschettentechnik vorgestellt, das ein geeignetes Tiermodell für die Untersuchung von Regenerationsmechanismen des Gefäßgewebes bietet.

Implantation eines Tissue-Engineering-Gefäßtransplantats in die Halsschlagader der Maus mittels Manschettentechnik

In dieser Studie wird ein Schweinemodell zur Bewertung von Transplantaten mit kleinem Durchmesser in Oberschenkelarterien vorgestellt. Das Modell ahmt die Gefäßdynamik des Menschen nach und bewertet umfassend die Durchgängigkeit von Transplantaten, die Hämodynamik und den Gefäßumbau. Es bietet eine wertvolle Plattform, um Gefäßtransplantate zu testen und mit Doppler-Ultraschall und Angiographie zu überwachen.

Implantation eines femoralen Gefäßtransplantats in einem Schweinemodell zur Prüfung von Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser

Lernen Sie die chirurgische Implantation von tissue engineered vessels in die Arteria carotis von Schafen mit Echtzeit-Überwachung von Blutfluss und arteriellem Druck. Diese optimierte Methode minimiert operative Variabilität.

Operationstechnik zur Implantation von Tissue Engineered Gefäßprothesen und Folge

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