Gleichzeitige PET / MRT-Bildgebung während Maus zerebrale Hypoxie-Ischämie

Das hier vorgestellte Verfahren verwendet die gleichzeitige Positronenemissionstomographie und Magnetresonanztomographie. In der zerebrale Hypoxie-Ischämie-Modell, dynamischen Veränderungen in Verbreitung und Glukosestoffwechsel während und nach der Verletzungsgefahr. Die sich entwickelnde und reproduzierbaren Schäden in diesem Modell erfordert simultane Erfassung, wenn sinnvolle multimodaler Bildgebungsdaten erworben werden sollen.

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, während des Auftretens einer hypoxischen ischämischen Verletzung gleichzeitig Daten der Postus-Ein-Emissions-Tomographie und der Magnetresonanztomographie zu erfassen. Dies wird erreicht, indem die Arteria carotis communis bei einer Maus zunächst einseitig ligiert wird. Der zweite Schritt besteht darin, das Tier für die Bildgebung vorzubereiten und PET- und MRT-Basisdaten zu erfassen.

Der letzte Schritt besteht darin, während und nach einer hypoxischen Herausforderung Bilddaten zu erfassen. Letztendlich wird die gleichzeitige PET- und MRT-Aufnahme verwendet, um Veränderungen in der Wasserdiffusion und in der Grippe-Desoxyglukoseaufnahme in der Läsion während und nach der Hypoxie zu demonstrieren. Diese Methode kann Einblicke in dynamische Veränderungen in der Physiologie und Biochemie während eines Schlaganfalls geben, aber sie kann auch in anderen Fällen angewendet werden, in denen sich das beobachtete System nicht im stationären Zustand befindet, sondern sich verändert.

Bereiten Sie mit den hier gezeigten Werkzeugen ein steriles Operationsfeld vor, das bequem um die Außenseite herum positioniert ist. Schalten Sie das Heizkissen ein und stellen Sie sicher, dass es 37 Grad Celsius erreicht. Bevor Sie mit dem Eingriff beginnen.

Betäuben Sie die Maus mit ein bis 3 % Fluor und tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen auf. Platzieren Sie es in Rückenlage und bestätigen Sie die Sedierung mit der Zehenkneifung. Tragen Sie anschließend Detory-Creme mit ein bis zwei Wattestäbchen auf den unteren Hals- und oberen Brustbereich auf.

Warten Sie etwa zwei Minuten und entfernen Sie dann die Haare und die Creme mit feuchter Gaze, sobald der Bereich haarfrei ist. Sterilisieren Sie den Inzisionsbereich mit Betadin, indem Sie es kreisförmig von innen nach außen auftragen. Ziehen Sie sterile OP-Handschuhe an und machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen einen Zentimeter langen Schnitt entlang der Mittellinie des unteren Halses.

Trennen Sie die Außenhaut vorsichtig mit einer chirurgischen Schere von der umgebenden Faszie. Mit zwei MCFE sin Mikro-Iris-Nahzangen. Entfernen Sie das Bindegewebe.

Gehen Sie zwischen die Memory-Fettpolster und trennen Sie die rechte Arteria carotis communis von der Faszie. Achten Sie darauf, dass die Venen nicht beschädigt oder der Vagusnerv nicht gestört wird. Als nächstes verwenden Sie die Pinzette, um die rechte Arteria carotis communis nach außen zu bringen.

Tragen Sie in einer stabilen Position mehrere Tropfen Kochsalzlösung auf, um zu verhindern, dass sie über zwei bis drei Zentimeter der sechs Zentimeter langen Seidennaht unter der rechten Halsschlagader austrocknet und mit einem doppelten quadratischen Knoten ligiert wird. Wiederholen Sie dann die Ligatur mit einer zweiten Nahtlänge. Positionieren Sie die rechte Halsschlagader wieder und reinigen Sie überschüssige Flüssigkeit mit einem sterilen Schwammtupfer aus der Öffnung.

Schließen Sie dann den Schnitt mit sechs OTT-Seidenfäden und tragen Sie Lidocain topisch bis zu sieben Milligramm pro Kilogramm auf. Befolgen Sie die spezifischen Richtlinien Ihrer Institution für die chirurgische Schmerzbehandlung. Führen Sie während der Genesung eine postoperative Überwachung durch, bis die Maus für die Bildgebung bereit ist.

Überprüfen Sie die Funktion der Sauerstoff- und Stickstoffdurchflussmesser, indem Sie zuerst die Sauerstoff- und Stickstoffluftquellen einschalten. Schalten Sie dann die Durchflussmesser mit einer Durchflussrate von einem Liter pro Minute ein. Stellen Sie den Sauerstofffluss auf 114,3 Milligramm pro Minute und den Stickstofffluss auf 1.150 Gramm pro Minute ein.

Bereiten Sie anschließend das Tierbett vor, indem Sie sicherstellen, dass die Anästhesie, die Beatmungseinlage und die Heizungssysteme sicher und funktionsfähig positioniert sind. Bringen Sie dann Passermarken, die Radiotracer enthalten, am Tierbett im Sichtfeld an. Sie betäuben die Maus mit Isof-Fluor und wärmen ihren Schwanz vor, um sie auf das Einführen des Katheters vorzubereiten.

Sobald Sie fertig sind, führen Sie bis zu fünf Zentimeter eines PE 10-Katheters ein, der mit heparinisierter Kochsalzlösung vorgefüllt ist. Sichern Sie den Infusionsschlauch an der Einführstelle mit einem Tropfen Cyanacrylatkleber. Anschließend wird das Tier in das vorbereitete Tierbett umgesiedelt.

Tragen Sie erneut Augensalbe auf die Augen der Maus auf, um ein Austrocknen zu verhindern und den Kopf des Tieres zu stabilisieren, indem Sie die oberen Schneidezähne um den Zahnsteg legen und die Ohrstäbe an Ort und Stelle setzen. Beginnen Sie mit einem Fluorfluss von ein bis 2 % zwischen 0,5 und einem Liter pro Minute. Setzen Sie ein Rektumsondenthermometer ein und stellen Sie sicher, dass die Temperatur- und Atemwerte funktionsfähig sind.

Als nächstes ziehen Sie etwa 600 Mikrocurie der Radiotracer-Dosis in 200 Mikrolitern Kochsalzlösung in eine Ein-Milliliter-Spritze und geben Sie sie in eine Spritzenpumpe. Verbinden Sie etwa drei Meter heparinisierten PE 10-Schlauch mit der Spritze und das andere Ende mit der Katheterleitung der Schwanzvene. Vergewissern Sie sich, dass sich die Positionierung der MRT-Spule und der Leitungen und Kabel, insbesondere der Anästhesieschläuche, nicht verheddert hat.

Stellen Sie sicher, dass das Zentrum des Gehirns mit den Zentren der MRT-Spule, des PET-Systems und des MRT-Magneten ausgerichtet ist. Schieben Sie dann das Tierbett vorsichtig nach vorne in die Bohrung des Magneten. Führen Sie die Abstimmung und Anpassung der MRT-Spule durch, indem Sie die Einstellknöpfe an der Spule drehen, um Impedanz- und Frequenzfehlanpassungen zu minimieren.

Wählen Sie als Nächstes eine seltene Trip-Pilot-Sequenz aus und führen Sie die Sequenz über das Scansteuerungsfenster aus, um ein Scout-Bild zu erhalten. Überprüfen Sie die Positionierung des Tieres und passen Sie seine Position gegebenenfalls an, bis das Gehirn zentriert ist. Setzen Sie dann die Unterlegscheiben auf den Nullwert zurück.

Laufen Sie nun einen Punkt. Lösen Sie die spektroskopische Scansequenz im Gehirn mit einem rechteckigen Volumen von 3,9 Millimetern x sechs Millimeter x neun Millimetern auf. Überprüfen Sie die Breite der Wasserlinie mit dem Makrobefehl Linienbreite berechnen.

Wenn der Maximalwert für die volle Breite bei halber Breite akzeptabel ist, positionieren Sie den Schichtplan für den diffusionsgewichteten Bildgebungsscan mit dem Geometrieeditor, wenn der resultierende Schichtplan wie gewünscht ausgerichtet ist. Kopieren Sie diesen Slice-Plan in das Scansteuerungsfenster für alle nachfolgenden Scans und beginnen Sie mit der Bildaufnahme. Nachdem die PET-Entnahme vorbereitet und startbereit ist, starten Sie die Infusionspumpe. Nachdem die Kochsalzlösung aus dem Katheter injiziert wurde, beginnen Sie mit der PET-Entnahme.

Um den Eintritt von Radio Tracer zu erfassen. Überwachen Sie die Zählrate und achten Sie auf einen allmählichen Anstieg der Zählzahlen, der auf eine erfolgreiche Injektion hinweist. Initiieren Sie nach 10 bis 15 Minuten die hypoxische Herausforderung, indem Sie den medizinischen Luftstrom ausschalten und sofort die Sauerstoff- und Stickstoffdurchflussmesser einschalten, um 8 % Sauerstoff und 92 % Stickstoff zu liefern.

Reduzieren Sie zu diesem Zeitpunkt den isof-Fluor auf 0,8 % unmittelbar nach Beginn der hypoxischen Provokation. Beginnen Sie mit der diffusionsgewichteten Bildaufnahme mit dem vorherigen Scan-Setup. Beginnen Sie mit einer zweiten diffusionsgewichteten Bildaufnahme, unmittelbar nachdem der erste Scan abgeschlossen ist.

Beenden Sie die hypoxische Herausforderung, indem Sie die Durchflussmesser ausschalten, den medizinischen Luftstrom wiederherstellen und die isof-Fluorkonzentration wieder auf eins bis 2 % zurücksetzen. Führen Sie einen diffusionsgewichteten Bildscan nach der Hypoxie durch. Schalten Sie dann die Infusionspumpe aus und nehmen Sie mit dem Geometrieeditor anatomische Bilder in der axialen und sagittalen Ebene auf. Stellen Sie sicher, dass das Sichtfeld der Erfassung das Gehirn abdeckt. Mit dieser Methode sind Veränderungen der Diffusion nach Beginn eines Schlaganfalls erwartungsgemäß schnell nachweisbar.

Die Werte des scheinbaren Diffusionskoeffizienten auf der verschlossenen Seite des Gehirns nehmen mit fortschreitender Verletzung ab. Gezeigt. Hier sind koronale und transversale Schnitte eines Tieres, das eine FDG-Aufnahme zeigt. Das Haustierbild befindet sich im Vordergrund und wird zur Visualisierung mit einem anatomischen MRT-Bild im Hintergrund infundiert.

Gleichzeitig mit Änderungen des scheinbaren Diffusionskoeffizienten können hemisphärische Unterschiede in der Aufnahme von FDG nach Beginn der hypoxischen Provokation beobachtet werden. In zwei von drei Fällen nahm die spätere EPS-Aufnahme im Verhältnis zur kontralateralen Aufnahme nach Hypoxie ab. Obwohl dies nicht der Fall war, wahrscheinlich in allen Fällen, wahrscheinlich aufgrund der Variabilität der Tiere, können wir dieses allgemeine Verfahren mit verschiedenen Arten von MRT und Haustierkontrast verwenden, um andere physiologische Parameter oder Ziele im Gehirn zu beobachten.