Name: Verfahren für Dezellularisierung von Rattenlebern in einer oszillierenden Druck Perfusionsvorrichtung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-08-10T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 38 s
Description: Erfahren Sie die Dezellularisierung von Rattenlebern mit oszillierendem Druck zur Optimierung homogener Perfusionsergebnisse. Diese Methode ermöglicht reproduzierbare Ergebnisse für regenerative Medizin und Gewebetechnik.

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Die Autoren danken Steffen Lippert, Khalid Aliyev, Korinna Jöhrens und Katharina Struecker für ihre Hilfe während dieses Projekts.

Die Tiere wurden nach der Fazilität für Experimentelle Medizin (FEM, Charité, Berlin, Deutschland) gehalten wird, und alle Versuchsprotokolle wurden überprüft und durch das Landesamt für Gesundheit und lokale Angelegenheiten (LAGeSo, Berlin, Deutschland zugelassen; Reg. No. O 0365 / 11). 1. Liver Harvesting <ol><li> Präoperative Vorbereitung <ol><li> Verwenden Sie eine Korkplatte zur Fixierung. Setzen Sie ein medizinisches Tuch auf dem Teller. Mit vier Nadeln, fix eine Inhalationsmaske auf der Korkplatte zur intraoperativen Inhalationsnarkose. </li></ol></li><li> Vorbereitung des Portalvenenkanüle <ol><li> Anschluss eines peripheren Venenkatheters (G 20) mit einem Dreiwegehahn. Der Katheter sollte schräg abgeschnitten werden, mit einer Länge von rd. 1,5 cm. </li><li> De-Luft das System mit einem 10-ml-Spritze mit Ringer-Lösung gefüllt. Es ist sehr wichtig, sorgfältig zu entlüften, da Gasembolie kann sich negativ auf die Durchblutung Dezellularisierung. </li></ol></li><li> Vorbereitungder Arterienkanüle <ol><li> Verwenden Sie ein Schmetterlingskanüle und schneiden Sie die Nadel auf eine Länge von 5 mm. Setzen Sie einen 5 cm Schlauch (ID 0,58 mm, AD 0,96 mm) auf die 5 mm Nadel setzen und mit Sekundenkleber. Legen Sie eine 2 cm lange Rohr (ID 0,28 mm, AD 0,61 mm) in das größere Rohr montieren und mit Sekundenkleber. </li><li> Gleiten Sie einen anderen Schlauch über diese Konstruktion als Anschlag montieren und mit Sekundenkleber. De-Luft die Arterienkanüle mit einem 5-ml-Spritze mit Ringer-Lösung gefüllt. </li></ol></li><li> Anästhesie und Analgesie <ol><li> Induzieren Narkose der Ratte im Narkoseinduktionskammer um 3,5% Isofluran in Sauerstoff bei einer Flussrate von 1,5 L / min. </li><li> Um sicher zu Analgesie während des Betriebs zu gewährleisten, injizieren Metamizol (100 mg / kg Körpergewicht) und Niedrigdosis Ketamin / Medetomidin (10 mg / 0,1 mg pro kg Körpergewicht) intraperitoneal. </li><li> Liefern 1,5% Isofluran in 1 l / min Sauerstoff über der Inhalationsmaske für die spätere Wartung der chirurgischen Anästhesie. </li></ol></li><li> Präoperative Arrangements &lt;ol&gt; <li> Rasieren Sie den Bauch zügig mit einer elektrischen Schermaschine. Feuchten Sie die rasierte Einschnittstelle auf dem Bauch mit 70% Ethanol zur Desinfektion. </li><li> Legen Sie das Tier in Rückenlage auf dem vorbereiteten Platte, legen Sie den Kopf in die Inhalationsmaske und die Extremitäten mit medizinischem Klebeband und Stifte zu befestigen. Entfernen Sie überschüssiges Ethanol und Fell mit einem Gazekompresse. </li></ol></li><li> Anästhesie-Bewertung <ol><li> Beurteilen Sie die Narkose Tiefe durch die Beobachtung der Atemfrequenz. Wenn die Betäubung scheint tief genug (40-60 Atemzüge / min), zu prüfen, ob Analgesie ist, indem Sie versuchen, um die Zehe Prise Reflex mit chirurgische Pinzette, um die Haut zwischen den Zehen beider Hinterbeine klemmen auslösen ausreichend. </li></ol></li><li> Bauch-Ansatz <ol><li> Machen Sie eine Medianschnitt in die Schwanzbauchdecke über der Blase. Von diesem Punkt an beiden seitlichen Rippenbögen in einer V-förmig geschnitten. Achten Sie darauf, in die Membran geschnitten. Ziehen Sie die Bauchdecke schneiden auf der Brust. </li&gt; <li> Befestigen Sie den Schwertfortsatz mit einem Overholt Klemme, ziehen Sie es nach kranial und fixieren Sie sie mit einem Gummiband. Verwenden nassen Wattestäbchen, um den Darm zu evakuieren. Wickeln Sie den Darm in einem feuchten Mullbinde. Darüber hinaus decken alle Bauchränder mit nassen Verband anlegen. </li></ol></li><li> Liver Vorbereitung <ol><li> Präparieren Sie die Ligamentum falciforme. Verwenden Sie einen feuchten Mullbinde auf die mediale und linken Leberlappen kranial unter der Kuppel der Membran zu halten. Setzen Sie das Ligamentum hepatoduodenale und die obere omental Leberlappen. </li><li> Verwenden Sie zwei microforceps und Frühjahr Schere sorgfältig sezieren das Band an der oberen omental Lappen angebracht, bis der Lappen ist mobil. Bewegen Sie den Lappen mit feuchten Wattestäbchen unter der Gazekompresse, halten die medialen und linken Lappen vorhanden. </li><li> Nach Mobilisation der oberen omental Leberlappen, bewegen Sie den Bauch auf der linken Seite. Befestigen Sie den Magen mit einer Klemme und sezieren die kleinere Netz mit microforceps und den Feder Schere. </li><li> Mobilisierung der unteren Omental Leberlappen, bis es ist mobil und anschließend die Lappen in seinem Hohlraum zu bewegen zurück. Benutzen Sie einen Haken, um den Backhaus Zwölffingerdarm zu behalten. Bewegen Sie den Zwölffingerdarm nach links zu dehnen und setzen den Ligamentum hepatoduodenale. Umschreiben den Gallengang in der gestreckten Ligamentum hepatoduodenale. </li><li> Präparieren Sie die Gallengang aus dem Fettgewebe und Pankreasgewebe. Schneiden Sie den Gallengang 1,5 cm aus dem Gallengang Bifurkation. Präparieren Sie die Pfortader aus dem umgebenden Fettgewebe. Setzen Sie das gastro-Vene. </li><li> Ligieren der gastroduodenalen Vene zweimal mit Seide 6-0 und teilen Sie die Vene zwischen 2 Ligaturen. Präparieren Sie die Zöliakie-Stamm und die gemeinsame Leberarterie aus dem umgebenden Gewebe, bis alle arteriellen rami enthüllt werden. </li><li> Befreiung der gastroduodenalen Arterie aus dem umgebenden Gewebe. Binden Sie die A. gastroduodenalis zweimal mit Seide 6-0, mit den Beziehungen von einander entfernt. Präparieren Sie die gastroduodenalen Arterie zwischen 2 Ligaturen. </li><li> Befreien Sie die Milzarterievon dem umgebenden Gewebe. Binden Sie die Milzarterie zweimal mit Seide 6-0, mit den Beziehungen von einander entfernt. Präparieren Sie die Milzarterie zwischen den 2 Ligaturen. </li><li> Befreien Sie die A. gastrica sinistra aus dem umgebenden Gewebe. Binden Sie die A. gastrica sinistra zweimal mit Seide 6-0, mit den Beziehungen von einander entfernt. Präparieren Sie die Arterie zwischen 2 Ligaturen. </li><li> Umgrenzen die Vena cava inferior zwischen der rechten Niere und der rechten seitlichen Leberlappen. Präparieren Sie die Vene aus dem Retroperitoneum. Expose der Aorta durch Befolgen des Truncus coeliacus. </li><li> Präparieren Sie die retroperitonealen Fettgewebe. Injizieren 1000 IE Heparin in 1 ml Kochsalzlösung in die untere Hohlvene. Ziehen Sie die Kanüle, und schließen Sie den Schnitt mit einem Wattebausch. Warten Sie 1-2 Minuten für die systemische Wirkung von Heparin. </li><li> Umschreiben die Aorta mit einer Pinzette. Präparieren Sie die Aorta und exsanguinate die Ratte. Weiterhin sezieren die untere Hohlvene sich distal von der Niere. </li></ol></li><li> Portal Venen-Kanülen (Verwenden Sie die Kanüle in Abschnitt 1.2 zubereitet) <ol><li> Machen Sie eine Fisch-Mund-Schnitt in der distalen Pfortader. Öffnen Sie die Schnittführung mit einer Pinzette und kanülieren die Pfortader. Spülen Sie die Leber mit 20 ml Ringer-Lösung, bis die Leber entfärbt und befestigen Sie die Kanüle mit Ligaturen (6-0 Seide). </li></ol></li><li> Arterien-Kanülen (Verwenden Sie die Kanüle in Abschnitt 1.3 zubereitet) <ol><li> Präparieren Sie die Aorta oberhalb des Truncus coeliacus. Befreien Sie die Aorta Segment aus dem Retroperitoneum. Schneiden Sie die Aorta Segment in Längsrichtung, um einen Aorten-Patch zu erzeugen. Legen Sie die selbst gebauten Kanüle in einen statischen Halter. </li><li> Verwenden Sie 2 Pinzette, um die Aorta-Patch über der Kanüle gleiten. Ligieren die Leberarterie mit Seide 6-0 über die Kanüle und befestigen Sie den Patch auf den Anschlag. </li></ol></li><li> Liver Explantation <ol><li> Öffnen Sie die Blende, einen Zirkelschnitt und sezieren die Leber von den umgebenden Strukturen. </li></ol></li><li> Lagerung <ol><li> Store der Leber in einem sterilen 500 ml-Tank mit 350 ml Ringer-Lösung bis zur Verwendung gefüllt. </li></ol></li></ol> 2. Waschmittellösungen <ol><li> 10% Triton X-100-Stammlösung <ol><li> Füllen Sie einen 1000-ml-Flasche mit 900 ml aqua dest. und fügen Sie 100 ml Triton X-100 (99,9%). Verwenden Sie einen Rührer, die Triton X-100 zu lösen. Füllen Sie die Flasche mit Aqua dest. bis zu einem Gesamtvolumen von 1000 ml erreicht ist. </li></ol></li><li> 1% Triton X-100 <ol><li> 100 ml der Stammlösung (10%), um einen 1000-ml-Flasche. In 900 ml aqua dest. und zweimal schütteln Sie die Flasche. Filtern der 1% Triton X-100-Lösung durch ein Sterilfilter. </li></ol></li><li> 10% SDS-Stammlösung <ol><li> Füllen Sie einen 1000-ml-Flasche mit 900 ml aqua dest. und fügen 66,99 g SDS (99,9%, Dichte 0,67). Verwenden Sie ein Rührwerk, das SDS zu lösen. Füllen Sie die Flasche mit Aqua dest. bis zu einem Gesamtvolumen von 1000 ml erreicht ist. </li></ol></li><li> 1% SDS <ol><li> 100 ml der Stammlösung (10%), um einen 1000 ml bottle. In 900 ml aqua dest. und zweimal schütteln Sie die Flasche. Filtern der 1% SDS-Lösung durch ein Sterilfilter. </li></ol></li></ol> 3. Dezellularisierung <ol><li> Aufbau von Perfusionsvorrichtung <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig1.jpg" /></li></ol> Abb. 1: Schematische Darstellung der Perfusion Gerät zur Tiefen Arterielle und venöse Portal Perfusion von Four Rattenlebern unter oszillierenden Druckbedingungen (. Von Struecker et al modifiziert 14) <ol><li> Verknüpfen Sie die Drain mit einem Dreiwegehahn und einem Heidelberger Verlängerung, um den Füllstand zu regulieren und füllen den Reaktor mit 500 ml 0,9% NaCl. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig2.jpg" /></li></ol> Abb. 2: Schema der Perfusion Set-Up-Link-Perfusionskammer (1.400 cm 3) (1) zum distalen Ende (4) der Luftfalle (5) über die Pfortader Zugriff (2) oder über die arterielle acProzess (3). Die Blasenfalle (5) ist mit einem Verschließen (4) am distalen Ende und einer Entlüftungsöffnung (6) ausgestattet sein. Schließen Sie die Blasenfalle (5) zu einer Heidelberger Verlängerung (7). Verknüpfen Sie die Heidelberger Verlängerung der Pumpstrecke (8). Darüber hinaus schließen Sie das Pumpensegment (8) zu einem anderen Heidelberger Verlängerung (9). Legen Sie die letzten Heidelberger Verlängerung (9) in die Flasche Spülmittel-Lösung (10). Verbinden das Beatmungsgerät (11) an der Perfusionskammer (oder an den Druckverteiler in dem Fall von mehreren Infusionen). In den Reaktor Flüssigkeiten ablaufen, schließen Sie den Abfluss in die Abfallflasche (12). <ol><li> Setzen Sie die Pumpensegment in die Pumpe. Starten Sie die Pumpe, um den Zyklus mit PBS füllen, schließen Sie das distale Ende der Blasenfalle und öffnen Sie das Entlüftungs. Wenn der Boden der Blase fest mit PBS (2-3 cm) bedeckt ist, schließen Sie das Entlüftungs und öffnen Sie das distale Ende der Blasenfalle. </li><li> Liver Installations <ol><li> Verknüpfen Sie den Dreiwegehahn der Pfortader Kanüle dem Stand der Reaktorzugang. Cerbinden die Arterienkanüle mit dem arteriellen Zugang. Seien Sie vorsichtig, um sicherzustellen, dass keine Luft in die Systeme. </li></ol></li><li> Anwendung des oszillierenden Druckbedingungen <ol><li> Atemschutz mit einer Frequenz von 15 Schlägen pro Minute und einer Amplitude von 26 mbar (min. 4 mbar, max. 30 mbar). Schließen Sie das Beatmungsgerät an die Druckverteilungskammer und schließen Sie die Kammer in den Reaktor. Starten Sie Druckanwendung. </li></ol></li><li> Dezellularisierung Protocol <ol><li> Zuführen Perfusion Stufen mit einer Fließgeschwindigkeit von 5 ml / min. Starten Sie die Dezellularisierung mit Perfusion der Leber mit 1% Triton X-100 für 90 min. Erlauben Abfall Ausfluß über den Abfluss der Perfusionsvorrichtung bis der Flüssigkeitsstand im Inneren der Perfusionskammer konstant und über der perfundierten Leber halten. Nach 90 Minuten, ändern Sie das Reinigungsmittel auf 1% SDS. <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/53029/53029fig3.jpg" /> <img alt="Tabelle 1" src="/files/ftp_upload/53029/53029table1.jpg" /></li></ol></li></ol> &lt;p&gt; Abbildung 3: Perfusion Protokoll für alle Versuchsgruppen.

<ol><li>Struecker, B., Raschzok, N., Sauer, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+support+strategies%3A+cutting-edge+technologies%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Gastroenterol+Hepatol%22%5BJournal%5D)">Liver support strategies: cutting-edge technologies.</a> Nat Rev Gastroenterol Hepatol. 11, 166-176 (2014).</li>
<li>Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+overview+of+tissue+and+whole+organ+decellularization+processes%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">An overview of tissue and whole organ decellularization processes.</a> Biomaterials. 32, 3233-3243 (2011).</li>
<li>Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+liver+scaffolds+effectively+support+the+proliferation+and+differentiation+of+mouse+fetal+hepatic+progenitors%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomed+Mater+Res+A%22%5BJournal%5D)">Decellularized liver scaffolds effectively support the proliferation and differentiation of mouse fetal hepatic progenitors.</a> J Biomed Mater Res A. , (2013).</li>
<li>Uygun, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+reengineering+through+development+of+a+transplantable+recellularized+liver+graft+using+decellularized+liver+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix.</a> Nat Med. 16, 814-820 (2010).</li>
<li>Shupe, T., Williams, M., Brown, A., Willenberg, B., Petersen, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Method+for+the+decellularization+of+intact+rat+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Organogenesis%22%5BJournal%5D)">Method for the decellularization of intact rat liver.</a> Organogenesis. 6, 134-136 (2010).</li>
<li>Bao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+a+portal+implantable+functional+tissue-engineered+liver+using+perfusion-decellularized+matrix+and+hepatocytes+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+transplantation%22%5BJournal%5D)">Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats.</a> Cell transplantation. 20, 753-766 (2011).</li>
<li>Baptista, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+whole+organ+decellularization+for+the+generation+of+a+vascularized+liver+organoid%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid.</a> Hepatology. 53, 604-617 (2011).</li>
<li>Soto-Gutierrez, A., Wertheim, J. A., Ott, H. C., Gilbert, T. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perspectives+on+whole-organ+assembly%3A+moving+toward+transplantation+on+demand%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Perspectives on whole-organ assembly: moving toward transplantation on demand.</a> J Clin Invest. 122, 3817-3823 (2012).</li>
<li>Soto-Gutierrez, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+whole-organ+regenerative+medicine+approach+for+liver+replacement%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">A whole-organ regenerative medicine approach for liver replacement.</a> Tissue engineering. Part C, Methods. 17, 677-686 (2011).</li>
<li>De Kock, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simple+and+quick+method+for+whole-liver+decellularization%3A+a+novel+in+vitro+three-dimensional+bioengineering+tool%5BTitle%5D)+AND+%22Archives+of+toxicology%22%5BJournal%5D)">Simple and quick method for whole-liver decellularization: a novel in vitro three-dimensional bioengineering tool.</a> Archives of toxicology. 85, 607-612 (2011).</li>
<li>Park, K. M., Woo, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+decellularization+for+multi-organ+scaffolds+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+proceedings%22%5BJournal%5D)">Systemic decellularization for multi-organ scaffolds in rats.</a> Transplantation proceedings. 44, 1151-1154 (2012).</li>
<li>Shirakigawa, N., Ijima, H., Takei, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+liver+as+a+practical+scaffold+with+a+vascular+network+template+for+liver+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biosci+Bioeng%22%5BJournal%5D)">Decellularized liver as a practical scaffold with a vascular network template for liver tissue engineering.</a> J Biosci Bioeng. , (2012).</li>
<li>Ren, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+two+decellularization+methods+in+the+development+of+a+whole-organ+decellularized+rat+liver+scaffold%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold.</a> Liver Int. 33, 448-458 (2013).</li>
<li>Struecker, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+rat+liver+decellularization+by+arterial+perfusion+under+oscillating+pressure+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tissue+Eng+Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Improved rat liver decellularization by arterial perfusion under oscillating pressure conditions.</a> J Tissue Eng Regen Med. , (2014).</li>
<li>Struecker, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+Liver+Decellularization+Under+Oscillating+Pressure+Conditions%3A+A+Technical+Refinement+to+Improve+the+Homogeneity+of+the+Decellularization+Process%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+engineering.+Part+C%2C+Methods%22%5BJournal%5D)">Porcine Liver Decellularization Under Oscillating Pressure Conditions: A Technical Refinement to Improve the Homogeneity of the Decellularization Process.</a> Tissue engineering. Part C, Methods. , (2014).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Obwohl die hier beschriebene Methode zur Rattenleber Ernte und Dezellularisierung wird leicht reproduzierbar, gibt es bestimmte kritische Schritte zu berücksichtigen: Während der Herstellung von Leber Ernte, ist es wichtig, zu schweren Blutungen zu vermeiden, da es die Blutgerinnung aktiviert und kann zu der Bildung von Blutgerinnseln in der Leber führen. Unserer Meinung nach ist es vorteilhaft, um die Bauchaorta direkt einzuschneiden vor Kanülierung der Pfortader, um den Blutzufluss über di...

Dezellularisierung und Rezellularisierung kann die Erzeugung von funktionellen, transplantierbaren Organen in vitro 1 zu ermöglichen. Durch Entfernung von Zellen und antigenes Material (z. B. DNA, Alpha-Gal Epitope) von einem Organ, das nicht oder weniger immunogen extrazellulären Matrix (ECM), erhalten werden. Diese Matrix konserviert die dreidimensionale Mikroanatomie eines Organs und kann als ideal Biomatrix zur Repopulation mit Zellen einer anderen, möglicherweise xenogenen Ursprungs 2 dienen. Somit könnte eine dezellularisierte Rattenleber Matrix mit menschlichen Leberzellen wiederbesiedelt wird. Dieser humanisierte Mikro Leber könnte als Ex-vivo-Modell für die Erforschung von Krankheiten (z. B. angeborene Stoffwechselkrankheiten, Viruserkrankungen oder malignen Erkrankungen) oder für präklinische Arzneimittelprüfung 3 dienen. Mehrere verschiedene Protokolle für die Rattenleberdurchblutung Dezellularisierung wurden bereits veröffentlicht 13.04. In allen Protokollen decellularsierung wurde durch Perfusion von Alkali ionische oder nichtionische Detergentien über kanülierten Pfortader erreicht. Um das Beste aus unserem Wissen, wir waren die erste Gruppe, Rattenleber Dezellularisierung über die Pfortader und / oder dem Rattenleberarterie 14 zu melden durch selektive Perfusion. Aktivieren der selektiven Perfusion der verschiedenen Gefäßsysteme in der Leber besser Dezellularisierung Ergebnisse ermöglichen und darüber hinaus eine wichtige Rolle in der zellulären Wiederbesiedelung zu spielen. In der Studie detailliert hier wurden Lebern in einem maßgeschneiderten proprietären Perfusionsvorrichtung perfundiert, wodurch die Perfusion unter oszillierenden Druckbedingungen. Diese Druckbedingungen imitieren die physiologische Atemabhängigen Perfusion der Leber: in situ hängt der Leber unter dem Copula der Membran, deren Bewegung während der Atmung hat einen direkten Einfluss auf die Leberperfusion. Inspiration führt insbesondere zu einer Verringerung der Membran und Zusammendrücken der Leber, zu optimierenLeber-venösen Abfluss, führt in der Erwägung, Ablauf, um Höhe der Leber und der Absenkung der intraabdominellen Druck portal-venösen Zufluss 15 zu optimieren. Unser Ziel war es festzustellen, ob oszillierenden Druckbedingungen einen Einfluss auf die Homogenität der Rattenleber Perfusion Dezellularisierung durch die Nachahmung von intraabdominellen Bedingungen ex vivo haben. Die Homogenität der Dezellularisierung Prozess kann ein unterschätzter Faktor bei Perfusion Dezellularisierung sein. Alle bekannten Mittel verwendet für Leber Dezellularisierung Ursache Änderungen an der ECM. Zellen in schlecht durchbluteten Gebieten bleiben im ECM, während andere Bereiche bereits vollständig dezellularisiert. Um die restlichen Zellen zu lösen, muss der Perfusion Dauer oder Druck erhöht werden, was zu mehr Veränderungen an den gut durchbluteten Bereichen. Daher sollten Reinigungsmittel für Dezellularisierung homogen innerhalb des Organs verbreitet werden.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Selbstgebaute arterielle Kanüle</td></tr><tr><td>&nbsp; Portex Unsteriler Polyethylenschlauch</td><td>SIMS Portex</td><td>REF 800/110/100</td><td>0,28 mm ID 0,61 mm Außendurchmesser</td></tr><tr><td> Portex Unsteriler Polyethylen-Schlauch</td><td>SIMS Portex</td><td>REF 800/110/200</td><td>0,58 mm ID 0,96 mm OD</td></tr><tr><td>Venodrop Safe Schmetterlingskatheter</td><td>Fresenius Kabi</td><td>3275851</td><td>21 G</td></tr><tr><td colspan="4">Pfortaderkanüle</td></tr><tr><td>Peripherer Venenkatheter</td><td>BD</td><td>393224</td><td>BD Venflon Pro 20G</td></tr><tr><td>Drei-Wege-Hahn</td><td>Smiths medical</td><td>888-101RE</td><td></td><</tr><tr>td colspan="4"></td></tr><tr><td>Chirurgie Wattestäbchen</td><td>Hecht-Assistent</td><td>4302</td><td></td></tr><tr><td>Wattepads&nbsp;</td><td>Shaoxing Zhengde Chirurgischer Verband</td><td>13H118-03</td><td></td></tr><tr><td>Mullbinde</td><td>Hubei Haige Medizinische Instrumente</td><td>14388</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Ringer Solution</td><td>Fresenius Kabi</td><td>13 HKP022</td><td>1000 ml</td></tr><tr><td>10 ml Spritze</td><td>Braun</td><td>4606108V</td><td>10 ml/ Luer Solo</td></tr><tr><td>5 ml Spritze</td><td>Braun</td><td>4606061V</td><td>5 ml /Luer Solo</td></tr><tr><td>Naht (Silk 6/0)</td><td>Resorba</td><td>H1F</td><td>LOT 105001.81</td></tr><tr><td>medizinisches Tuch</td><td>Shaoxing Zhengde Chirurgischer Verband</td><td>D0613011</td><td></td></tr><tr><td colspan="4">chirurgisch </td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>für Instrumente Geuder</td><td>17570</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozange</td><td>Inox-Electronic</td><td>91150-20</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>Martin</td><td>11-740-11</td><td></td></tr><tr><td>Mikrozange</td><td>S& T&nbsp;</td><td></td><td></td>112314</tr><tr><td>Klemme</td><td>Aesculap</td><td>BH111R</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>F S T&nbsp;</td><td>14501-14</td><td></td></tr><tr><td>chirurgische Zange</td><td>Aesculap</td><td>BD 557<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Dezellularisierung</td></tr><tr><td>Atemschutzmaske</td><td>Resmed</td><td>14.24.11.0004</td><td>SmartAIR ST</td></tr><tr><td>Perfusionsgerät</td><td>Charit, Medizintechnik Labor</td><td>Sondervorrichtung</td><td>Dezellularisierungsgerät</td></tr><tr><td>Schlauchpumpe ismatec reglo ICC</td><td>IDEX</td><td>ISM4408&nbsp;</td><td>4-Kanal</td></tr><tr><td>Heidelberger Verlängerung 75 cm&nbsp;</td><td>Fresenius Kabi</td><td>2873</td><td>75 cm</td></tr><tr><td>MS/CA Pumpensegment</td><td>IDEX</td><td>IS 3510&nbsp;</td><td>MS/CA/click'n'go/POM-C</td></tr><tr><td>CA 2-Stopper-Röhrchen</td><td>Pharmed</td><td>BPT NSF-51</td><td></td></tr><tr><td>Blasenfalle&nbsp;</td><td></td><td>Sonderanfertigung</td><td></td></tr><tr><td>Luer-Lock-Schlauchverbinder</td><td>Neolab</td><td>Nr. 02-1887<</td><td></td></tr><tr>td colspan="4">Reinigungsmittel</td></tr><tr><td>SDS-Pellets</td><td>Carl Roth&nbsp;</td><td>30,4 KN;</td><td>2,5 kg</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Carl Roth</td><td>3051.1&nbsp;</td><td>10 L</td></tr><tr><td>PBS&nbsp;</td><td>Gibco</td><td>14190-094</td><td>DPBS</td></tr><tr><td colspan="4">Färbung</td></tr><tr><td>Eosin 1%</td><td>Morphisto</td><td>10177</td><td></td></tr><tr><td>Mayer Hämatoxylin</td><td>AppliChem</td><td>A4840</td><td></td></tr><tr><td>Gomori Färbung</td><td>Morphisto</td><td>11104</td><td></td></tr><tr><td>AlcainBlue-PAS Färbung</td><td>Morphisto</td><td>11388</td><td></td></tr><tr><td>Direct Red 80&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>365548</td><td></td></tr></tbody></table>

verfahren für dezellularisierung von rattenlebern in einer oszillierenden druck perfusionsvorrichtung

Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device

Dezellularisierung und Rezellularisierung von parenchymalen Organen könnten die Erzeugung von funktionsfähigen Organen in vitro ermöglichen, und mehrere Protokolle zur Dezellularisierung der Leber von Nagetieren wurden bereits veröffentlicht. Unser Ziel war es, den Dezellularisierungsprozess durch die Konstruktion eines proprietären Perfusionsgeräts zu verbessern, das eine selektive Perfusion über die Pfortader und/oder die Leberarterie ermöglicht. Darüber hinaus haben wir versucht, eine Perfusion unter oszillierenden Umgebungsdruckbedingungen durchzuführen, um die Homogenität der Dezellularisierung zu verbessern. Die Homogenität der Perfusionsdezellularisierung war bisher ein unterschätzter Faktor. Während der Dezellularisierung können Bereiche innerhalb des Organs, die schlecht durchblutet sind, noch Zellen enthalten, während die extrazelluläre Matrix (ECM) in gut durchbluteten Bereichen bereits von alkalischen Detergenzien betroffen sein kann. Oszillierende Druckänderungen können die intraabdominalen Druckänderungen nachahmen, die während der Atmung auftreten, um die Mikroperfusion in der Leber zu optimieren. In der hier vorgestellten Studie wurden dezellularisierte Rattenlebermatrizen durch histologische Färbung, DNA-Gehaltsanalyse und Korrosionsguss analysiert. Die Perfusion über die Leberarterie zeigte homogenere Ergebnisse als die portalvenöse Perfusion. Die Anwendung oszillierender Druckbedingungen verbesserte die Wirksamkeit der Perfusionsdezellularisierung. Lebern, die über die Leberarterie und unter oszillierenden Druckbedingungen perfundiert wurden, zeigten die besten Ergebnisse. Die vorgestellten Techniken zur Leberentnahme, Kanülierung und Perfusion mit unserem proprietären Gerät ermöglichen ausgefeilte Perfusionsaufbauten, um Dezellularisierungs- und Rezellularisierungsexperimente in Rattenlebern zu verbessern.

Die Homogenität und damit die Wirksamkeit der verschiedenen Dezellularisierung Protokolle wurden durch makroskopische Beobachtung histologischen Analyse und Analyse der verbleibenden DNA-Gehalt innerhalb dezellularisierte Leber Matrizen ausgewertet. Darüber hinaus wurde Korrosionsgießtechnik geführt, um die intakte Mikroanatomie der Leber nach Dezellularisierung visualisieren. Makros Während Dezellularisierung, Leber geworden Lucent, was die Entfernung von Zellge...

Die vorgestellten Techniken zur Leberentnahme, Kanülierung und Perfusion unter Verwendung unseres proprietären Geräts ermöglichen ausgefeilte Perfusionsaufbauten, um Dezellularisierungs- und Rezellularisierungsexperimente in Rattenlebern zu verbessern.

Verfahren für Dezellularisierung von Rattenlebern in einer oszillierenden Druck Perfusionsvorrichtung

Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent ...

Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, die Rolle der Perfusionswurzel bei der Optimierung der Homogenität der dezellularisierten Leberperfusion bei Ratten zu bewerten. Dies wird erreicht, indem zunächst die Pfortader und die Leberarterien frisch isolierter Rattenlebern kaniuliert werden. Im zweiten Schritt werden die Lebern an eine Perfusionsvorrichtung angeschlossen, um gezielt entweder die Pfortader oder die Leberarterien zu perfundieren.Anschließend werden oszillierende Druckänderungen auf die Perfusionskammer angewendet, um die intraabdominalen Druckschwankungen während der Atmung nachzuahmen. Bei optimierter mikrovaskulärer Leberperfusion zeigen Lebern, die über die Arteria hepatica unter oszillierenden Druckbedingungen perfundiert werden, eine homogenere und schnellere Entzellularisierung, wie makroskopische Beobachtungen sowie histologische und biochemische Analysen belegen. Der Hauptvorteil dieser Technik gegenüber bestehenden Methoden wie der Entzellularisierung durch portale venöse Perfusion besteht darin, dass die arterielle Perfusion unter oszillierenden Druckbedingungen zu einem homogeneren Entzellularisierungsergebnis führt.In kürzerer Zeit kann diese Methode jedoch Einblicke in Verzögerungstechniken liefern. Sie kann außerdem auf andere Systeme angewendet werden, wie beispielsweise Experimente zur Res-Solarisation, extraorale Perfusionssysteme und Organmodelle. Im Allgemeinen werden Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten haben, da die Gewinnung und arterielle Kanülierung von roten Lebern kompliziert sein kann.Bevor die Leber entnommen wird, führen Sie einen schrägen Schnitt am Ende eines 1,5 cm langen Stückes eines peripheren venösen Katheters G 20 durch. Verbinden Sie den Katheter mit einem Dreiweghahn und verwenden Sie eine mit Ringer-Lösung gefüllte 10-Milliliter-Spritze, um das System zu entlüften. Schneiden Sie danach die Nadel einer Butterfly-Kanüle auf eine Länge von fünf Millimetern zu und befestigen Sie mit Sekundenkleber ein fünf Zentimeter langes Röhrchen an der Nadel.Fügen Sie ein zwei Zentimeter langes Röhrchen in das größere Röhrchen ein, und befestigen Sie dieses Röhrchen ebenfalls mit Sekundenkleber. Stecken Sie ein weiteres Röhrchen über diese Konstruktion und verkleben Sie es, um einen Anschlag zu erzeugen. Verwenden Sie dann eine mit Ringer-Lösung gefüllte Fünf-Milliliter-Spritze, um die neu konstruierte arterielle Kanüle zu entleeren, um die Leber für die Entnahme vorzubereiten.Beginnen Sie damit, einen feuchten Tupfer zu verwenden, um die mediale und linke Leberlappen eines anästhesierten erwachsenen Rattencran unterhalb des Zwerchfells festzuhalten. Exponieren Sie zu diesem Zeitpunkt außerdem das hepatoduodenale Ligament und den oberen Leberlappen. Verwenden Sie danach zwei Mikrozangen und eine Federschere, um vorsichtig das am oberen omentalen Lappen befestigte Ligament zu dissezieren, bis der Lappen beweglich ist.Dann die mediale und linke Leberlappen an Ort und Stelle halten. Mit feuchten Wattestäbchen den Lappen unter die Kompression des GRE schieben und den Magen nach links verschieben. Den Magen mit einer Klammer fixieren und das kleine Mesenterium dissezieren.Dann diszieren Sie den unteren oder medianen Leberlappen, bis er beweglich ist, und schieben Sie den Lappen mit einer Backhaus-Klammer, die den Duodenum fixiert, zurück in seine Höhle. Bewegen Sie den Duodenum nach links, um das hepatoduodenale Ligament freizulegen, das den Ductus choledochus umgibt. Danach wird der Ductus choledochus vom Fett- und Pankreasgewebe abpräpariert und 1,5 Zentimeter von der Gabelung des Ductus hepaticus communis entfernt durchtrennt.Lösen Sie die Vena sal aus dem umgebenden Fettgewebe, um die Vena gastroduodenalis freizulegen. Ligieren Sie anschließend die Vena gastroduodenalis zweimal mit Sechser-Nahtmaterial und durchtrennen Sie die Vene zwischen den beiden Knoten. Freipräparieren Sie den Truncus celiacus und die Arteria hepatica communis aus dem umgebenden Gewebe, bis alle arteriellen Äste sichtbar sind.Nachdem alle Arterien präpariert wurden, umschreiben Sie die untere Hohlvene zwischen dem rechten Nieren- und dem rechten Leberlappen und lösen Sie die Vene aus dem retroperitonealen Raum. Verfolgen Sie den Truncus celiacus, um die Aorta freizulegen. Präparieren Sie anschließend das retroperitoneale Fettgewebe und umschreiben Sie die Aorta oberhalb des Truncus celiacus.Injizieren Sie nun 1000 Einheiten Heparin in einem Milliliter Kochsalzlösung in die untere Hohlvene. Bedecken Sie den Schnitt mit einem Wattepad und warten Sie eine bis zwei Minuten, bis das Heparin wirkt. Umfassen Sie dann die Aorta mit einer Pinzette und dissezieren Sie die Aorta und die untere Hohlvene distal zur Niere.Um die portale Venenkanüle zu platzieren, führen Sie einen Fischmaulschnitt in der distalen Vena portae durch und weiten den Schnitt mit einer Pinzette. Danach kanülieren Sie die Vena portae und spülen die Leber mit 20 Milliliter Ringer-Lösung, bis die Leber entblutet ist. Befestigen Sie die Kanüle mit Seidenslitzen 6-0. Um die arterielle Kanüle zu platzieren, dissezieren Sie die Aorta oberhalb des Truncus celiacus, bis das Aortensegment aus dem retroperitonealen Raum freigelegt werden kann.Schneiden Sie das Aortasegment longitudinal, um einen aortalen Patch zu erzeugen, und führen Sie die selbstgebaute Kanüle in einen statischen Halter ein. Verwenden Sie dann zwei Pinzetten, um den aortalen Patch über die Kanüle zu stülpen, und ligieren Sie die Arteria hepatica mit einer Seidennaht „sechs null“ über der Kanüle. Befestigen Sie den Patch an der Anlage, um die Dekellularisierung durchzuführen. Verbinden Sie den Dreiweghahn an der Pfortaderkanüle mit dem entsprechenden Reaktorzugang und schließen Sie die arterielle Kanüle an den arteriellen Zugang an, wobei darauf zu achten ist, dass keine Luft in das System gelangt.Als Nächstes verbinden Sie den Respirator mit der Druckverteilungskammer und die Kammer mit dem Reaktor. Starten Sie die Druckanwendung. Danach beginnen Sie die Entzellularisierung.Verbinden Sie die Leber mit 1 % Triton X-100 mit einer Geschwindigkeit von fünf Millilitern pro Minute. Lassen Sie das Abwasser über den Ausfluss der Perfusionsvorrichtung ablaufen, um den Flüssigkeitspegel in der Perfusionskammer konstant und über der perfundierten Leber zu halten. Wechseln Sie nach 90 Minuten das Detergens zu 1 % SDS. Lebern, die über die Pfortader perfundiert wurden, weisen eine inhomogene Aufhellung auf, die eine Entzellularisierung mit makroskopisch sichtbaren verbliebenen Zellen während und nach dem Prozess anzeigt, während Lebern, die über die Arteria hepatica perfundiert wurden, einen homogeneren Entzellularisierungsverlauf mit weniger sichtbaren verbliebenen Zellen aufweisen.Wenn die Lebern mit oszillierendem Druck durchströmt wurden, waren keine verbleibenden Zellen sichtbar. Unabhängig von der Perfusion. Die histologische Untersuchung der entzellulierten Lebermatrizen bestätigt tatsächlich die makroskopischen Befunde bei Lebern, die über die Arteria hepatica perfundiert wurden.Keine verbleibenden Zellen, unabhängig davon, ob sie unter oszillierenden Druckbedingungen perfundiert wurden oder nicht, sind in Lebern zu beobachten, die über die Vena portae perfundiert wurden. Diese weisen jedoch Zonen mit verbliebenen Zellen auf, selbst wenn sie unter oszillierenden Druckbedingungen perfundiert werden, obwohl diese Bedingungen die Masse der verbliebenen Zellen in diesen Lebern verringern. Beachten Sie die Erhaltung der extrazellulären Matrix der Lebern unabhängig von den Dekellularisierungsbedingungen. Der DNA-Gehalt pro Trockengewicht der Lebermatrix nahm ebenfalls in allen experimentellen Gruppen im Vergleich zu nativen Lebern ab. Obwohl die Unterschiede nur in den Gruppen, die unter oszillierenden Druckbedingungen perfundiert wurden, statistisch signifikant waren.Außerdem bestätigte die Korrosionsabformung der dezellularisierten Lebermatrizen die Erhaltung der mikroanatomischen Struktur der Leber während des Perfusionsprozesses. Nach dem Anschauen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man Lebern entnimmt, kanüliert und perfundiert, um eine reproduzierbare, homogene Dezellularisierung zu erzielen. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit Triton X-100 und SDS äußerst gefährlich sein kann, und ergreifen Sie Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen von Handschuhen, wenn Sie dieses Verfahren durchführen.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Perfusion Dezellularisierung ist eine neuartige Technik, um ganze Leber Gerüste, dass die Orgel extrazellulären Matrix Zusammensetzung und Mikroarchitektur behält produzieren. Hierbei wird das Verfahren zur Herstellung von ganzen Organs Gerüste mit Perfusion Dezellularisierung und anschließende Wiederaufforstung mit Hepatozyten beschrieben. Funktionelle und transplantierbaren Leber Transplantate kann mit Hilfe dieser Technik werden.

Dezellularisierung und Recellularization von Whole Livers

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Isolierung von Ratten-Portal Fibroblasten durch<em&gt; In-situ</em&gt; Leberperfusion

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Fehlt ein wichtiger Leber Geber, und Kriterien für die Leber Spender wurden erweitert. Normothermic ex Vivo Leber Perfusion (NEVLP) wurde entwickelt, um zu bewerten und Organfunktion zu ändern. Diese Studie zeigt einem Rattenmodell der NEVLP und testet, ob der pegylierten-Katalase, um Verletzungen der Leber Erhaltung zu mildern.

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Wir etablieren eine neuartige Operationstechnik für ein Modell in Vivo einzelne Leber Lappen Perfusion in der Ratte als Voraussetzung für das weitere Studium in Vivo teilweise Leber engineering in der Zukunft.

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Beschaffung und Dezellularisierung von Rattenhinterbeinen mit einem Ex-vivo-Perfusions-basierten Bioreaktor für die vaskularisierte Komposit-Allotransplantation

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Verfahren für Dezellularisierung von Rattenlebern in einer oszillierenden Druck Perfusionsvorrichtung

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