28. August 2015
Zwei- und dreidimensionale superhydrophobe Polymermaterialien werden durch Elektrospinnen oder Elektrospritzen biologisch abbaubarer Polymere hergestellt, die mit einem Polymer mit niedrigerer Oberflächenenergie ähnlicher Zusammensetzung gemischt werden.
Das übergeordnete Ziel des folgenden Experiments besteht darin, biologisch abbaubare faserige Netze sowie nano- oder mikropartikuläre Beschichtungen aus Mischungen biomedizinischer Polymere herzustellen und die Benetzbarkeit dieser Materialien durch Variation der Copolymer-Blendung einzustellen. Dies wird erreicht, indem zunächst funktionelle Copolymere mittels Ringöffnungspolymerisation synthetisiert und anschließend Hydrocarbon-C18-Ketten angepfropft werden. In einem zweiten Schritt werden die Copolymere gemeinsam mit Polycaprolacton oder Lactid-Coglycosid in einem organischen Lösungsmittel gelöst und anschließend elektrogesponnen oder elektrosprühbeschichtet, wodurch jeweils dreidimensionale Mikrofasernetze oder nano- und mikropartikuläre Beschichtungen entstehen.
Anschließend werden Kontaktwinkelmessungen an den Netzen und Beschichtungen durchgeführt, um zu verstehen, wie der Faserdurchmesser, die Copolymerzusammensetzung und die Blendzusammensetzung die Oberflächenbenetzbarkeit beeinflussen und zu superhydrophoben Biomaterialien führen. Die Ergebnisse zeigen, wie die Hydrophobie durch Erhöhung der Konzentration des Copolymers im Elektrospinn-Blend verstärkt wird, wie durch voranschreitende und rückgehende Wasser-Kontaktwinkelmessungen bestimmt. Die Bedeutung dieser Technik reicht bis zu Anwendungen wie der Chemotherapie, da diese Materialien als lokale Arzneimittelabgabedepots für die kontinuierliche Freisetzung eingebetteter Wirkstoffe dienen können, wobei die zugehörige Arzneimittelfreisetzung durch die Polymerzusammensetzung und die Oberflächenrauhigkeit gesteuert werden kann.
Beginnen Sie damit, das für das Experiment benötigte Monomer gemäß den Anweisungen im begleitenden Textprotokoll herzustellen. Erhitzen Sie anschließend ein Silikonölbad auf 140 Grad Celsius vor. Wiegen Sie zwei Portionen zu je 2,1 Gramm 5-Benzyl-oxy-1,3-dioxan-2-on ab und geben Sie diese in separate trockene 100-Milliliter-Rundkolben.
Messen Sie anschließend 5,7 Gramm DL-Lactid ab und geben Sie es in nur einen dieser Kolben. Geben Sie einen magnetischen Rührstab in beide Kolben und verschließen Sie die Kolben mit Gummistopfen. Danach wiegen Sie 240 Milligramm Zinn(II)-ethoxid, auch bekannt als Zinn zwei Ethyl H, nein acht, in einem kleinen birnenförmigen Kolben ab.
Spülen Sie beide Kolben, die das Monomer enthalten, fünf Minuten lang an einer Seitenarmmanifold mit Stickstoff, und geben Sie dann 4,24 Milliliter Epsilon-Caprolacton in den Kolben, der nur fünf Benzoxy-1,3-dioxin-2-on enthält, während weiterhin Stickstoff durchströmt wird. Evakuieren Sie anschließend die Atmosphäre aller drei Kolben durch Anlegen eines Hochvakuums von etwa 300 Millitorr für 15 Minuten, um jegliche Spuren von Wasser zu entfernen. Danach füllen Sie die Kolbenatmosphäre erneut mit Stickstoff auf und ziehen erneut ein Hochvakuum. Wiederholen Sie diesen Zyklus insgesamt dreimal.
Nachdem die Monomer-Flaschen zum letzten Mal entgast und unter Stickstoff gesetzt wurden, stellen Sie sie in das Ölbad bei 140 Grad Celsius. Geben Sie anschließend 500 Mikroliter trockenes Toluol in den Birnenkolben mit dem Zinnkatalysator, während sich dieser unter Stickstoff befindet, und fügen Sie etwa 100 Mikroliter der Katalysatorlösung zu den Monomer-Gemischen hinzu. Sobald sich alle Feststoffe aufgelöst haben, halten Sie das Gemisch nicht länger als 24 Stunden bei 140 Grad Celsius.
Anschließend das geschmolzene Polymer auf Raumtemperatur abkühlen lassen. Nach dem Abkühlen lösen Sie die Polymere in 50 Milliliter Dichlormethan auf und fällen die Lösung dann in 200 Milliliter kaltem Methanol aus. Dekantieren Sie den Überstand und trocknen Sie das verbleibende Polymer unter Hochvakuuum.
Bewahren Sie die getrockneten Polymere im Gefrierschrank bei minus 20 Grad Celsius auf, bis sie weiterverwendet werden. Lösen Sie anschließend etwa sechs Gramm des Polymers in 120 Milliliter Tetrahydrofuran in einem Hochdruck-Hydrogenierungsreaktor. Geben Sie dann zwei Gramm eines Palladium-Kohlenstoff-Katalysators hinzu.
Fügen Sie anschließend mithilfe einer Hydrierapparatur Wasserstoff in das Gefäß ein. Hydrieren Sie das Gefäß bei 50 PSI über vier Stunden. Danach filtern Sie den Palladium-Kohlenstoff-Katalysator mithilfe einer gefüllten Säule aus Kieselgur ab.
Anschließend das Polymer unter Rotationsverdampfung auf etwa 50 Milliliter eindampfen. Das verbleibende Volumen in kaltem Methanol ausfällen. Danach den Überstand dekanteren und das verbleibende Volumen unter Hochvakuum trocknen. Das getrocknete Polymer zusammen mit 1,5 Äquivalenten Sterinsäure in 500 Milliliter trockenem Chloraldehyd auflösen.
Anschließend zwei Äquivalente DCC und drei Spatel spatel Dimehylaminopyridin hinzufügen. Das Gemisch 24 Stunden unter Stickstoff bei Raumtemperatur umrühren. Das unlösliche Material durch eine Serie von drei wiederholten Filtrationen und Eindampfungen entfernen.
Konzentrieren Sie die Lösung am Ende auf 50 Milliliter. Fällen Sie schließlich das konzentrierte Polymer in 175 Milliliter kaltem Methanol aus und filtrieren Sie das Polymer mithilfe eines Porzellangefäßes. Trocknen Sie das Polymer anschließend über Nacht unter Hochvakuuum für das Elektrospinnen; lösen Sie das Polymer hierfür über Nacht in einer Mischung aus Chloroform und Methanol im Verhältnis 5:1 bei 10 bis 40 % für Polycaprolacton oder in einer Mischung aus Tetrahydrofuran und NN-Dimethylformamid im Verhältnis 7:3 für PLGA zum Elektrosprayen.
Bereiten Sie die Polymerlösungen in einer niedrigeren Konzentration im Bereich von zwei bis 10 % in einem Lösungsmittel wie Chloroform vor. Füllen Sie anschließend etwa 4,5 Milliliter der Lösung in eine Glasspritze, die mit einer 18-Gauge-Nadel ausgestattet ist, und setzen Sie die Spritze auf die Spritzenpumpe. Stellen Sie danach die Geschwindigkeit für die Abgabe dieser Lösung auf fünf Milliliter pro Stunde ein.
Bedecken Sie die Sammelplatte mit Aluminiumfolie und sichern Sie die Folie mit Malerklebeband entlang der Außenkanten. Schließen Sie den Draht der Hochspannungs-Gleichstromquelle an die Nadelspitze und die Masse an die Sammeltrommel an. Als erster Versuch.
Stellen Sie den Abstand zwischen Spitze und Sammler auf 15 Zentimeter ein, um eine große Fläche abzudecken. Schalten Sie die rotierende und verschiebbare Sammeltrommel auf 45 U/min ein. Starten Sie dann die Spritzenpumpe und schalten Sie die Hochspannungsquelle ein.
Stellen Sie bei fünf Kilovolt zunächst die Spannung gegebenenfalls so ein, dass ein akzeptabler Taylor-Konus entsteht. Sobald die Spritzenpumpe stoppt, schalten Sie die Hochspannungsquelle aus, danach die Spritzenpumpe und die motorisierte Trommel. Lassen Sie die Belüftung des Elektrospinn-Gehäuses mindestens 30 Minuten lang weiterlaufen.
Entfernen Sie anschließend das gesammelte Polymer vom Trommel und lassen Sie Spuren von Lösungsmitteln über Nacht in einer Abzugshaube verdunsten. PGLA-Platten können mindestens zwei Wochen bei Raumtemperatur gelagert werden, und Polycaprolacton-Platten können bis zu zwei Monate bei Raumtemperatur gelagert werden. Schneiden Sie Streifen der Masche oder beschichteten Materialien der Größe 0,5 Zentimeter mal drei Zentimeter zu und legen Sie den dünnen Streifen auf die Probehalterung eines Kontaktwinkels.
Verwenden Sie dann ein Goniometer, um einen fünf Mikroliter großen Wassertropfen mit einer 24-Gauge-Nadel abzugeben und mit der Materialoberfläche in Kontakt zu bringen. Fahren Sie fort, langsam weitere 20 bis 25 Mikroliter Wasser hinzuzufügen, und erfassen Sie das Bild des Tropfens. Dies stellt den vorrückenden Wasserbenetzungswinkel dar. Ziehen Sie anschließend denselben Tropfen langsam zurück, während Sie gleichzeitig sein Tropfenprofil aufzeichnen.
Wiederholen Sie diesen Vorgang 10-mal an mehreren diskreten Oberflächenstellen, um einen Durchschnittswert anzugeben. Die REM-Bilder zeigen, dass die elektrogesponnenen Netze aus verflochtenen Mikrofasern bestehen und die elektrogespritzten Beschichtungen aus Partikeln unterschiedlicher Größe zusammengesetzt sind. Elektrospinn- und Elektrosprühmischungen zeigen, dass die Copolymer-Dopaminkonzentration die Hydrophobizität beeinflusst.
Außerdem beeinflusst die Copolymerzusammensetzung die Hydrophobizität, wobei ein höherer PG C 18-Gehalt zu größeren Kontaktwinkeln führt. Wie hier gezeigt, kann die Durchfeuchtung untergetauchter elektrogesponnener Netze mittels Mikro-Computertomographie berührungslos über die Zeit verfolgt werden. In der oberen Bildreihe benetzt sich das reine Polycaprolacton-Netz schnell, da Wasser innerhalb des ersten Tages in das Volumenmaterial eindringt.
Im Gegensatz dazu bleibt das Netz mit 30 %P-C-L-P-G-C 18 mehr als 75 Tage lang nicht benetzt, wobei Luft in der Gesamtstruktur verbleibt. Diese Ergebnisse verdeutlichen die Bedeutung superhydrophober Materialien im Volumen für deren Einsatz in nicht benetzenden Anwendungen. Sobald die Polymerchemie beherrscht ist, kann das Verfahren bei sorgfältiger Planung innerhalb von nur drei bis vier Tagen durchgeführt werden.
Außerdem kann die Herstellung von Vliesstoffen und Partikelschichten innerhalb von ein bis drei Stunden erfolgen, sobald geeignete Parameter für das Elektrospinnen oder Elektrosprühen identifiziert wurden, abhängig von der gewünschten Dicke dieser Materialien.
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Diese Studie konzentriert sich auf die Herstellung biologisch abbaubarer faserförmiger Netze sowie nano- oder mikropartikulärer Beschichtungen unter Verwendung von Mischungen biomedizinischer Polymere. Die Benetzbarkeit dieser Materialien wird durch Variation der Copolymer-Blendung eingestellt, wodurch stark wasserabweisende Eigenschaften erzielt werden.
Über Elektrospinnen oder Elektrosprühen hergestellte superhydrophobe polymere Materialien ermöglichen eine präzise Kontrolle der Benetzbarkeit und unterstützen damit fortschrittliche Anforderungen in der biomedizinischen Forschung und Entwicklung. Diese Materialien bieten anpassbare Oberflächeneigenschaften und eine skalierbare Herstellung, was die Entwicklung von Arzneimittelabgabesystemen und anderen nicht benetzenden biomedizinischen Grenzflächen direkt beeinflusst. Ihre Vielseitigkeit macht sie zu wertvollen Ressourcen für frühe Entdeckungsphasen und translationsmedizinische Forschungsansätze.
Diese Herstellungs- und Charakterisierungsmethoden integrieren den Prozess von der frühen Entdeckung bis zur präklinischen Materialbewertung und unterstützen eine iterative Optimierung sowie eine risikoadjustierte Weiterentwicklung.