Name: Das BM12 Inducible Modell des systemischen Lupus erythematodes (SLE) in C57BL / 6-Mäuse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 4 s
Description: Erfahren Sie die Charakterisierung von T-follikulären Helferzellen, Keimzentrums-B-Zellen und Plasmazellen durch Durchflusszytometrie im BM12-Modell des systemischen Lupus erythematodes bei C57BL/6-Mäusen.

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Diese Arbeit wurde teilweise unterstützt durch das Lupus Research Institute, NCI Grant CA138617, NIDDK Grant DK090978, Charlotte Schmidlapp Award (an E.M.J.) und das Albert J. Ryan Fellowship (an J.K.). Wir sind dankbar für die Unterstützung und Instrumentierung durch den Research Flow Cytometry Core in der Abteilung für Rheumatologie am Cincinnati Children's Hospital Medical Center, der zum Teil von NIH AR-47363, NIH DK78392 und NIH DK90971 unterstützt wird.

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Das BM12 induzierbaren Modell ist eine relativ einfache und effiziente Möglichkeit, die zellulären und molekularen Prozesse der SLE-Studie. Chronische Aktivierung adoptiv transferierte CD4 T-Zellen gegen Selbstantigene gerichtet führt zur Akkumulation von Tfh, GC-B-Zellen und Plasmazellen, die durch Flusszytometrie gemessen werden kann, wie hier beschrieben. Zukünftige Studien unter Verwendung dieses Modells können schnell und einfach abfragen, die Rolle von Kandidatengenen und neuartiger Therapien in den Autoimmunkeimz...

Systemischer Lupus erythematodes (SLE) ist eine komplexe Autoimmunerkrankung prototypisch durch Anti-Atom-Antikörper (ANA) Produktion und Glomerulonephritis gekennzeichnet. Zahlreiche weitere Folgeerscheinungen, einschließlich Haut, Herz-Lungen-und Leberläsionen mit Krankheit bei einigen Personen verbunden. Prävalenzschätzungen in den USA sind sehr unterschiedlich, von 150,000-1,500,000 1,2, mit besonders hohen Inzidenz bei Frauen und Minderheiten 3. Obwohl die Ätiologie von SLE ist schwer zu erkennen, ist es gedacht, um aus dem Zusammenspiel verschiedener genetischer und Umweltfaktoren, die bei der systemischen Autoimmunität gipfeln auftreten. Wurden zahlreiche Tiermodelle verwendet werden, um Faktoren, die zu Beginn der Erkrankung und Progression zu studieren. Klassische Mausmodellen der SLE umfassen genetisch prädisponierten Mausstämmen einschließlich des NZB x NZW F1-Modell und seine Derivate NZM, MLR / lpr-Dehnung und der BXSB / Yaa Dehnung und induzierbare Systeme, wie beispielsweise die pristane und chronischen Graft-versus-Host-Krankheit (cGVHD) Modelle 4. Frühe Berichte der Autoantikörperproduktion in GVHD Modellen verschiedenen Mausstämmen oder Hamsterstämme für Eltern in F1 Transfers 5-8; häufiger Methoden verwendet, um Lupus-ähnlichen Krankheit zu studieren derzeit sind die DBA / 2-Mutter → (C57BL / 6 x DBA / 2) F1, und die hier beschriebene BM12 Transfermodell. Jedes Modell hat seine eigenen Vorbehalte, aber sie teilen in der Regel einen gemeinsamen Satz von Funktionen, die mit klinischen Merkmalen der Krankheit beim Menschen korrelieren. Die am häufigsten berichteten Parametern in Maus-Modellen gehören Splenomegalie, Lymphadenopathie, Nephritis, ANA Produktion und auf zellulärer Ebene, die Erweiterung der T-Helfer-Zellen follikuläre (Tfh), Keimzentrum (GC) B-Zellen und Plasmazellen. H2 - - Ab1 BM12 / KhEgJ (BM12) Mäusen, einem Stamm i Die induzierbare BM12 Modell wird durch den adoptiven Transfer von Lymphozyten aus IA BM12 B6 (C) erreichtDentical auf C57BL / 6 mit Ausnahme von 3 Aminosäure-Substitutionen auf MHC-Klasse II, in IA b C57BL / 6 (B6) Mäusen. Alloaktivierung von Spender CD4 T-Zellen durch Empfänger APCs zu cGVHD mit Symptomen sehr ähnlich SLE. Diese umfassen insbesondere Ausbau der Spender abgeleiteten Tfh Expansion des Empfängers abgeleiteten GC-B-Zellen und Plasmazellen, und die Produktion von ANA einschließlich Anti-dsDNA, anti-ssDNA, Anti Chromatin und anti-RBC Antikörper 9. Im Laufe der Zeit entwickeln Empfängermäuse Glomerulonephritis mit IgG-Ablagerungen in der glomerulären, interstitiellen und vaskulären Bereichen der Nieren 10 verbunden. Wir haben kürzlich gezeigt, dass, ähnlich der menschlichen Krankheit, gibt es auch eine kritische Rolle für Typ I-IFN in diesem Modell 11. Insbesondere die Festlegung von Kriterien für die menschliche SLE umfassen die Entwicklung von Nephritis kompatibel mit SLE in Gegenwart von anti-dsDNA-Antikörper 12, die beide herausragende Merkmale dieses Mausmodell. Es gibt seVeral Vorteile der BM12-Modell über die spontane Modelle. Classic-Modelle, die sich spontan SLE-ähnliche Zeichen zu entwickeln verlassen sich auf entweder Hybridmausstämme, Inzucht-Mausstämmen nicht auf dem B6 Hintergrund, oder große genetische Loci auf der B6 Hintergrund, die Überfahrt machen, um Knockout oder anderweitig genetisch veränderten Mäusen schwierig und zeitaufwendig. Mit dem BM12 induzierbaren Modell können genetisch veränderten Mäusen entweder als Spender oder Empfänger dienen, so dass eine schnellere Identifizierung der zellulären Kompartiment, in denen bestimmte Gene wichtig für die Krankheit sein. Darüber hinaus ist die Entwicklung der Krankheit in der BM12-Modell viel schneller und erfordert nur 2 Wochen bis zum Auftreten von ANA, im Vergleich zu mehreren Monaten für die meisten spontanen Modelle. Darüber hinaus, im Gegensatz zu den spontanen Krankheitsmodell zu unterschiedlichen Zeitpunkten zu entwickeln, die Krankheit Beginn und Fortschreiten im BM12 → B6 Modell hoch synchronisiert. Dies ermöglicht die Erzeugung von geeigneter Größe Kohorten daß Be für die interventionelle oder therapeutische Strategien in jedem Stadium des Krankheitsentwicklung eingesetzt. Was folgt, ist eine detaillierte Protokoll zum Initiieren SLE-ähnliche Autoimmunität durch den adoptiven Transfer von BM12 Lymphozyten in C57BL / 6-Mäuse, oder genetische Varianten B6 Hintergrund. Zusätzlich beschreiben wir eine durchflusszytometrische Färbeprotokoll zum Aufzählen Tfh, GC-B-Zellen und Plasmazellen-Zelltypen mit menschlichem Krankheit. Wichtig ist, dass diese Protokolle ebenfalls verwendet, um Krankheiten in den meisten Mausmodelle für SLE zu charakterisieren und zu identifizieren Tfh, GC-B-Zellen und Plasmazellen in anderen Krankheitsmodellen werden.

<table><tbody><tr><td>B6. SJL-Ptprca Pepcb/BoyJ</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>001162</td><td>CD45.1+ BoyJ Mausstamm</td></tr><tr><td>B6(C)-H2-Ab1bm12/KhEgJ</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>001162</td><td>Bm12 Mausstamm</td></tr><tr><td>FastDigest PsuI</td><td>Life Technologies</td><td>FD1554</td><td>Restriktionsverdau-Enzym für die Genotypisierung</td></tr><tr><td>von 1X RBC Lysis Buffer</td><td>eBioscience</td><td>00-4333-57</td><td></td></tr><tr><td>IMDM</td><td>GE Healthcare</td><td>SH30228.01</td><td></td></tr><tr><td>Plasma-Trennröhrchen (PST)</td><td>BD</td><td>365974</td><td>Blutentnahmeröhrchen mit Dikalium-EDTA</td></tr><tr><td>Serum-Trennröhrchen (SST)</td><td>BD</td><td>365967</td><td>Blutentnahmeröhrchen mit Gerinnselaktivator / SST-Gel</td></tr><tr><td>Ficoll</td><td>GE Healthcare</td><td>17-1440-02&nbsp;</td><td>Lösung zur Zelltrennung mit hoher Dichte</td></tr><tr><td>Lympholyte-M</td><td>Cedarlane</td><td>CL5030</td><td>Lösung zur Zelltrennung mit hoher Dichte</td></tr><tr><td>GL-7-Biotin</td><td>eBioscience</td><td>13-5902-82&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Streptavidin-BUV395</td><td>BD</td><td>564176</td><td></td></tr><tr><td>CD138-BV421</td><td>BioLegend</td><td>142508</td><td></td></tr><tr><td>CD4-BV510</td><td>BioLegend</td><td>100559</td><td></td></tr><tr><td>TCR&beta;-BV605</td><td>BD</td><td>562840</td><td></td></tr><tr><td>CD45.1-BV711</td><td>BioLegend</td><td>110739</td><td></td></tr><tr><td>CD45.2-FITC</td><td>BioLegend</td><td>109806</td><td></td></tr><tr><td>PD-1-PE</td><td>BioLegend</td><td>135206</td><td></td></tr><tr><td>CD19-PerCP</td><td>BioLegend</td><td>115532</td><td></td></tr><tr><td>Fas-PE-Cy7</td><td>BD</td><td>557653</td><td></td></tr><tr><td>CXCR5-APC</td><td>BioLegend</td><td>145506</td><td></td></tr><tr><td>Fixierbarer Viabilitätsfarbstoff ef780</td><td>eBioscience</td><td>65-0865-18</td><td></td></tr><tr><td>CD4-BV421</td><td>BioLegend</td><td>100443</td><td></td></tr><tr><td>1,2 ml FACS-Tubeneinsätze, USA</td><td>Scientific</td><td>1412-1400</td><td></td></tr><tr><td>BD Falcon&trade; Rohre mit rundem Boden</td><td>BD</td><td>352017</td><td></td></tr></tbody></table>

das bm12 inducible modell des systemischen lupus erythematodes (sle) in c57bl / 6-mäuse

The bm12 Inducible Model of Systemic Lupus Erythematosus (SLE) in C57BL/6 Mice

Systemischer Lupus erythematodes (SLE) ist eine Autoimmunerkrankung mit vielfältigen klinischen und immunologischen Manifestationen. Mehrere spontane und induzierbare Tiermodelle spiegeln gemeinsame Komponenten menschlicher Krankheiten wider, darunter das bm12-Transfermodell. Nach dem Transfer von bm12-Splenozyten oder gereinigten CD4-T-Zellen entwickeln C57BL/6-Mäuse schnell große Frequenzen von follikulären T-Helferzellen (Tfh), B-Zellen des Keimzentrums (GC) und Plasmazellen, gefolgt von hohen Konzentrationen zirkulierender antinukleärer Antikörper. Da dieses Modell Mäuse auf einem reinen C57BL/6-Hintergrund verwendet, können die Forscher schnell und einfach das Fortschreiten der Krankheit in transgenen oder Knockout-Mausstämmen in relativ kurzer Zeit untersuchen. Hier beschreiben wir Protokolle für die Induktion des Modells und die Quantifizierung von Tfh, GC B-Zellen und Plasmazellen mittels Mehrfarben-Durchflusszytometrie. Wichtig ist, dass diese Protokolle auch zur Charakterisierung von Krankheiten in den meisten Mausmodellen von SLE und zur Identifizierung von Tfh, GC B-Zellen und Plasmazellen in anderen Krankheitsmodellen verwendet werden können.

Erkrankten Mäuse entwickeln Splenomegalie in weniger als 14 Tagen aufweisen Milzen 2-3 mal die Größe des gesunden Mäusen in Bezug auf Masse und Zellularität (Abbildung 2). Splenozyten werden nacheinander auf Lichtstreuung (FSC-A von SSC-A) gated, Eliminierung von Dubletten (FSC-W oder -H von FSC-A), lebensfähigen Zellen (niedrige Färbung der Lebensfähigkeit Farbstoff) und CD4 + TCR &amp; bgr; + (Abbildung 3A). Spenderzellen unterscheide...

Der Transfer von bm12-Lymphozyten in einen C57BL/6-Empfänger ist ein etabliertes Modell des systemischen Lupus erythematodes. Hier beschreiben wir, wie man mit diesem Modell eine Krankheit auslösen kann und wie man T-follikuläre Helferzellen, Keimzentrum-B-Zellen und Plasmazellen mittels Durchflusszytometrie charakterisiert.

Das BM12 Inducible Modell des systemischen Lupus erythematodes (SLE) in C57BL / 6-Mäuse

Systemic lupus erythematosus (SLE) is an autoimmune disease with diverse clinical and immunological manifestations. Several spontaneous and inducible ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, mittels Durchflusszytometrie die Expansion von T-follikulären Helferzellen, Keimzentrum-B-Zellen und Plasmazellen im BM-12-Modell des systemischen Lupus erythematodes, auch SLE genannt, im Knochenmark zu charakterisieren. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Lupus-Forschungsbereich zu beantworten, beispielsweise, ob die gezielte Beeinflussung bestimmter molekularer Signalwege mit therapeutischen Wirkstoffen den Krankheitsverlauf stoppen oder verlangsamen könnte. Der entscheidende Vorteil dieses SLE-Modells liegt darin, dass Mäuse mit einem reinen C57BL/6-Hintergrund verwendet werden, sodass Forscher den Krankheitsverlauf bei transgenen oder Knockout-Mausstämmen innerhalb eines relativ kurzen Zeitraums schnell und einfach untersuchen können.Nach der Isolierung und Injektion von BM 12-Donorzellen in Mäuse, der Bestimmung der Transplantationseffizienz und der Tötung der Mäuse gemäß dem Textprotokoll, die Bauchgegend der Maus mit einer Sprühflasche leicht mit 70 %igem Ethanol benetzen. Machen Sie einen kleinen oberflächlichen Schnitt etwa einen Zentimeter oberhalb der Genitalien, ziehen Sie die Bauchhaut in Richtung Sternum zurück, wobei Sie die Peritonealfaszie intakt lassen. Befestigen Sie eine Fünf-Milliliter-Spritze mit einer 18-Gauge-Nadel, wobei die Nadel nach oben in Richtung Kopf des Tieres zeigt, und neigen Sie sie um 15 Grad gegenüber der Ebene der Faszie.Führen Sie die Nadel in das untere rechte Quadrant des Abdomens ein. Positionieren Sie die Nadel nahe der Spitze des Zäkums, um zu verhindern, dass die Nadel beim Aspirieren von Aszites mit Darm verstopft. Drehen Sie die Maus danach vorsichtig auf die Seite.Ziehen Sie dann langsam das Aszites in die Spritze auf. Sobald das Aszites gewonnen wurde, nehmen Sie die Spritze ab und notieren Sie das Aspiratvolumen anhand der Markierungen an der Seite der Spritze. Geben Sie das Aszites in ein rundbodiges 5-mL-Röhrchen ab und lagern Sie es auf Eis, um später das Blut zu gewinnen.Entnehmen Sie das Blut aus der Vena cava oder der unteren Hohlvene (IVC) wie zuvor beschrieben. Benutzen Sie Pinzette, um die Därmer vorsichtig zur linken Seite der Maus zu verschieben und die IVC freizulegen. Führen Sie eine 27,5-Gauge-Nadel, die an eine Ein-Milliliter-Spritze angebracht ist, in die IVC ein und ziehen Sie langsam 400 bis 500 Mikroliter Blut ab, um Hämolyse zu minimieren.Blut langsam in ein 0,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen, Serum- oder Plasma-Sammelröhrchen injizieren, um zusätzliche relevante Gewebe zu präparieren. Den Darm vorsichtig zur rechten Seite des Tieres zurücklegen und am Pankreas ziehen, um die Milz zu entfernen. Alle verbleibenden Pankreasgewebe oder milznahe Lymphknoten entfernen.Danach unmittelbar nach der Sektion die Milz mit einer hochpräzisen Waage wiegen, da eine makroskopische Splenomegalie ein häufig berichteter Parameter ist. Bei Mausmodellen des SLE die lymphatischen Gewebe einzeln in 1,5-Milliliter-Röhrchen mit je einem Milliliter komplettem Medium auf Eis geben. Innerhalb von zwei Stunden nach der Sammlung das Blut bei 10.000 × g und vier Grad Celsius drei Minuten lang zentrifugieren.Entfernen Sie das Serum und aliquotieren Sie 10 bis 20 Mikroliter pro Röhrchen, um Freeze-Thaw-Zyklen zu minimieren. Lagern Sie bei minus 80 Grad Celsius für spätere Analysen von a NA mittels Eliza. Zentrifugieren Sie danach das Aszites bei 400 × g für fünf Minuten.Entfernen Sie mit einer Ein-Milliliter-Pipette das S-Supernatant und Eloqua in mehrere 0,5-Milliliter-Röhrchen. Gefrieren Sie bei minus 80 Grad Celsius für spätere Analysen. Resuspendieren Sie den zellulären Anteil in etwa einem Milliliter komplettem Medium und überführen Sie 200 Mikroliter in eine 96-Loch-U-Boden-Platte.Für die Durchflussfärbung. Pürieren Sie jede Milz durch 70-Mikrometer-Zellsiebe in separate Röhrchen und verwenden Sie vollständiges Medium, um bei 400 × g fünf Minuten lang zu zentrifugieren, bevor Sie dekantieren. Den Überstand mit einem Milliliter kalter Erythrozyten-Lysepuffer resuspendieren.Suspendieren Sie die Zellen für eine Minute und mischen Sie sie, indem Sie vorsichtig mit kaltem kompletten Medium schwenken. Füllen Sie das Volumen auf 10 Milliliter auf und zentrifugieren Sie bei 400 × g für fünf Minuten, bevor Sie den Überstand abgießen. Verwenden Sie 5 Milliliter komplettes Medium, um das Zellpellet erneut aufzususpenderen, und zählen Sie die Zellen mit einem Hämozytometer. Passen Sie das Volumen so an, dass 200 µL eine bis drei Millionen Zellen enthalten. Zum Färben für die Durchflusszytometrie.Überführen Sie eine bis drei Millionen Milzzellen in komplettem Medium in einzelne 5-mL-Rundbodentubes oder in separate Vertiefungen einer 96-Loch-U-Boden-Platte. Zentrifugieren Sie die Platte bei 500 × g und 4 °C für drei Minuten. Danach klopfen Sie den Überstand vorsichtig aus der Platte in einen geeigneten Bioabfallbehälter, um die Zellpellets erneut aufzuschwemmen.Verwenden Sie 100 Mikroliter Flusspuffer, der einen fixierbaren Vitalitätsfarbstoff in der vom Hersteller empfohlenen Konzentration sowie einen Cocktail aus gereinigten Antikörpern gegen CD16 und CD32 in einer Konzentration von einem Mikrogramm pro Milliliter enthält. Inkubieren Sie die Zellen 10 Minuten lang bei 20 bis 25 Grad Celsius, geschützt vor Licht, und geben Sie anschließend 100 Mikroliter kaltes vollständiges Medium hinzu, um den Vitalitätsfarbstoff zu stoppen. Zentrifugieren Sie die Platte bei 500 × g für drei Minuten. Entsorgen Sie danach den Überstand in den Bioabfallbehälter.Reese, suspendieren Sie die Zellen in 200 Mikrolitern Flusspuffer und zentrifugieren Sie erneut, bevor Sie den überstehenden Überstand verwerfen, um die Differenzierung und Expansion der Donor-CD4-T-Zellen und der Empfänger-B-Zellen zu quantifizieren. Verwenden Sie ein erweitertes Antikörpanel, wie hier dargestellt, und färben Sie die Zellen für die Durchflusszytometrie. Verwenden Sie dazu 50 Mikroliter Flusspuffer, die einen Antikörpercocktail enthalten.Suspendieren Sie die Zellen und inkubieren Sie sie 20 Minuten bei vier Grad Celsius. Geben Sie anschließend weitere 150 Mikroliter Flusspuffer hinzu und zentrifugieren Sie drei Minuten bei 500 × g. Entfernen Sie den Überstand und geben Sie 200 Mikroliter Flusspuffer hinzu, bevor Sie erneut zentrifugieren und den Überstand mit 100 Mikrolitern 2 % Paraldehyd in PBS verwerfen.Suspendieren Sie die Zellen erneut und inkubieren Sie sie 30 Minuten bei vier Grad Celsius. Geben Sie 150 Mikroliter Durchflusspuffer hinzu und waschen Sie die Zellen, wie zuvor gezeigt. Suspendieren Sie die Zellen erneut in 200 Mikrolitern Durchflusspuffer und überführen Sie sie in Durchflussröhren-Einlagen oder Standard-Durchflussröhren.Fügen Sie zusätzlich 100 bis 200 Mikroliter Flusspuffer hinzu und lagern Sie die Probe bei vier Grad Celsius im Dunkeln, bis die Durchflusszytometrie durchgeführt wird, um zuverlässige Ergebnisse der Durchflusszytometrie zu erhalten. Erfassen Sie mindestens 1000 Donorzellen pro Probe bei Proben aus genetisch modifizierten oder anderweitig manipulierten Mäusen. Bei Mäusen, die eine minimale Expansion der Donorzellen zeigen, sammeln Sie eine äquivalente Anzahl an Gesamtlymphozyten, da die Gewinnung einer so großen Zahl an Donorzellen möglicherweise nicht durchführbar ist, wie hier gezeigt. Mäuse mit SLE entwickeln eine Splenomegalie bereits innerhalb von 14 Tagen, wobei die Milz in Bezug auf Masse und Zellzahl zwei- bis dreimal so groß ist wie die von gesunden Mäusen. Zellen werden nacheinander über einen ungleichen Streulichtausschluss von Doppelzellen, lebensfähigen Zellen sowie CD4-positiven und TCR-beta-positiven Zellen selektiert.Donorzellen werden von Empfängerzellen anhand von CD 45.1 und CD 45.2 unterschieden. Die meisten Donorzellen differenzieren sich in CXCR fünf PD eins, doppelt positive T-follikuläre Helferzellen oder TFH aus, wobei ein Teil der Empfänger-CD-vier-T-Zellpopulation ebenfalls in TFH differenziert. Die Klassifizierung von TFH kann mit zusätzlichen Markern wie BCL sechs und ICOS bestätigt werden.Dieses Diagramm zeigt, dass nach einem anfänglichen Absterben und/oder einer Migration der übertragenen Zellen die Expansion der spenderspezifischen TFH-Zellen logarithmisch verläuft und 14 Tage nach der Injektion 10 bis 20 Millionen Zellen in den Milzen der Mäuse erreicht. Die CSFE-Markierung der übertragenen Lymphozyten zeigte, dass spenderspezifische CD4-T-Zellen früh nach der Aktivierung zu TFH-Zellen differenzieren, da alle geteilten Zellen, die an den Tagen drei, sieben und 14 beobachtet wurden, CXCR5 und PD-1 hochregulierten. Wie hier dargestellt, geht die Expansion spenderspezifischer TFH-Zellen mit einer entsprechenden Anreicherung endogener Plasmazellen und GCB-Zellen einher. Die Anreicherung von Plasmazellen in der Milz verzögert sich im Vergleich zu TFH-Zellen und zeigt an den Tagen drei und sieben keine Zunahme gegenüber naiven Tieren.Nach Beherrschung dieses Verfahrens kann man effizient die Funktionen von Kandidatengenen sowie die Wirksamkeit neuartiger Therapien in einem etablierten Modell des SLE testen. Diese Technik kann in zwei Tagen abgeschlossen werden, wenn sie ordnungsgemäß durchgeführt wird.

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Forschung

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Medizin

Dieses Video zeigt, wie autoimmune Hypophysitis in SJL Mäusen und wie sie ihre Strenge durch Histopathologie beurteilen zu induzieren.

Induktion der experimentellen autoimmunen Hypophysitis in SJL Mäuse

Das Video zeigt die Induktion einer experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis in einem Mausmodell durch Injektion einer Kombination aus Myelin-Oligodendrozyten-Glykoproteinen und inaktiviertem Mycobacterium tuberculosis. Das Modell ermöglicht es Forschenden, Krankheitsmechanismen zu untersuchen und therapeutische Interventionen zu testen.

Induktion einer experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis im Mausmodell

In diesem Video wird ein Mausmodell für Multiple Sklerose mit Hilfe der experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis (EAE) erstellt. Der Maus wird eine Emulsion injiziert, die ein neuronales Peptid und ein Adjuvans enthält, wodurch eine Immunantwort ausgelöst wird, die autoreaktive T-Zellen aktiviert. Darauf folgt eine Injektion von Pertussis-Toxin (PTX), um die Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke zu erhöhen, so dass die autoreaktiven T-Zellen das Gehirn infiltrieren können. Diese...

Experimentelle Autoimmun-Enzephalomyelitis (EAE) ist ein etabliertes Tiermodell für multiple Sklerose. C57BL / 6 Mäuse mit Myelin-Oligodendrozyten-Glykoprotein (MOG)-Peptid 35-55 (MOG 35-55) immunisiert, was zu einer aufsteigenden schlaffen Lähmung durch autoreaktive Immunzellen im zentralen Nervensystem verursacht. Protokolle für die Krankheitsinduktion und Überwachung diskutiert.

Myelin Oligodendrozyten Glykoprotein (MOG<sub&gt; 35-55</sub&gt;) Induzierten experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis (EAE) in C57BL / 6 Mäuse

Dieses Manuskript beschreibt die Methoden zur Induktion und Bewertung des experimentellen Modells der autoimmunen Enzephalomyelitis (EAE), zusammen mit der Beurteilung der Immunzellverteilung und der mRNA-Zytokinspiegel in Lymphknoten, Milz, Blut und Rückenmark mittels Durchflusszytometrie bzw. quantitativer PCR in verschiedenen Krankheitsstadien.

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Dieses Protokoll beschreibt, wie bestimmt werden kann, ob pharmakologische Behandlungen für experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis einen ZNS-Schutz als Folge der Unterdrückung der Immunzellinfiltration zeigen oder während des Ansturms der Immunzellinfiltration neuroprotektiv sind.

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Hier stellen wir eine wirksame Methode zur Untersuchung der antifibrotischen Aktivität intravenös infundierter menschlicher mesenchymaler Stromalzellen vor, die nach der Induktion einer Lungenverletzung durch eine endotracheale Injektion von Bleomycin in C57BL aus der gesamten Nabelschnur gewonnen wurden. /6 Mäuse. Dieses Protokoll kann leicht auf die präklinische Prüfung anderer Therapeutika ausgedehnt werden.

Induktion der Maus Lungenverletzung durch Endotracheal Injektion von Bleomycin

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Analysen der Proteinurie, der renalen Infiltration von Leukozyten und der renalen Ablagerung von Proteinen bei zu Lupus neigenden MRL/lpr-Mäusen

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Induktion einer experimentellen autoimmunen Enzephalomyelitis in einem Mausmodell unter Verwendung von Myelin-Oligodendrozyten-Glykoprotein und die Überwachung des Krankheitsprozesses mit einem klinischen Scoring-System. Experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis-bezogene Symptome werden mittels Mausfemur-Mikro-Computertomographie und Freilandtest analysiert, um den Krankheitsprozess umfassend zu beurteilen.

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Die experimentelle autoimmune Enzephalomyelitis ist eines der am weitesten verbreiteten murinen Modelle der Multiplen Sklerose. Im aktuellen Protokoll werden C57BL/6J-Mäuse beiderlei Geschlechts mit dem Myelin-Oligodendrozyten-Glykoproteinpeptid immunisiert, was hauptsächlich zu einer aufsteigenden Parese des Schwanzes und der Gliedmaßen führt. Hier besprechen wir das Protokoll der EAE-Induktion und -Auswertung.

Modellierung der Multiplen Sklerose bei beiden Geschlechtern: MOG35-55-induzierte experimentelle Autoimmunenzephalomyelitis

Hier berichten wir über ein Protokoll, das ein Mausmodell für rheumatoide Arthritis (RA) durch adoptiven Transfer von CD4+ T-Zellen von SKG-Mäusen etabliert und ein schnelles und zuverlässiges experimentelles Werkzeug zur Untersuchung der immunologischen Mechanismen, des pathologischen Fortschreitens und der Entwicklung neuer Therapien für RA bietet.

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Erfahren Sie die Charakterisierung von T-follikulären Helferzellen, Keimzentrums-B-Zellen und Plasmazellen durch Durchflusszytometrie im BM12-Modell des systemischen Lupus erythematodes bei C57BL/6-Mäusen.

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