Name: Computertomographie und Optical Imaging von Osteogenesis-Angiogenese-Kopplung an Integration von Schädelknochen Autografts und Allografts Beurteilen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-12-22T13:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 16 s
Description: Erfahren Sie multimodale Bildgebung zur Untersuchung der Integration kranialer Knochentransplantate und der Kopplung von Osteogenese und Angiogenese. Diese Methode ermöglicht präzise 3D-Analysen für die regenerative Medizin.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren danken der Finanzierung durch das NIDCR (Grant No. DE019902) und von der Israeli Science Foundation (Grant No. 382/13).

Das Protokoll folgt den Richtlinien der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) der Hebräischen Universität in Jerusalem, Israel (Antrag Nr MD-12-13524-4), ein AAALAC genehmigt Möglichkeiten und durch die Cedars-Sinai Medical Center IACUC (Antrag Nr 3770). Die Tiere wurden in die strikte Einhaltung von NIH-Richtlinien behandelt. 1. Herstellung von Knochen Allografts <ol><li> Euthanize 7- bis 8 Wochen alte Balb / C-Mäuse, oder keine Belastung vom Empfänger unter Verwendung der Standardmethode von CO 2 Inhalation oder intraperitoneale Injektion von 50 &amp; mgr; l Phenobarbital (65 mg / ml .; 100 mg / kg). Bestätigen Sie die Abwesenheit von einem Herzschlag und führen Genickbruch. Alternativ ernten die Allotransplantate von Schlachtkörpern in -20 ° C gehalten und aufgetaut vor der Ernte wurden. </li><li> Rasieren Sie die Schädelregion mit einer Haarschneidemaschine, ihre Anwendung gegen die Haarwuchsrichtung. Desinfizieren Sie die Karkasse Kopf durch die Anwendung 70% isopropanol. Schneiden Sie die Kopfhaut mit einem Skalpell Nr 11 und entfernen Sie die Knochenhaut. </li><li> Mit Hilfe eines Dentalbohrer und eine 4,5-mm-Innendurchmesser trephine, lösen eine kreisförmige Fragment der Schädelknochen. Übertragen Sie das Knochenfragment an ein 100-mm-Kunststoffschale mit steriler Kochsalzlösung. An diesem Punkt zu beachten Blut und Weichgewebe an das Knochenfragment (1A) befestigt ist. Erhalten Knochenfragmente auf diese Weise von 22 Spendern. </li><li> Halten Sie eine Knochenfragment in einer Zeit mit gebogenen Pinzette. Tupfer gründlich mit Wattestäbchen und entfernen Sie das Hirngewebe, Weichgewebe und Blut (1B). Nicht aufgeKnochenChips, die das Transplantat mit einer feinen Schere verbunden bleiben, so dass das Transplantat eine perfekte runde Form haben sanft geschnitten. </li><li> Tauchen jedem Transplantat einmal in einer 15-ml-Röhrchen, das 70% Ethanol und zweimal in 15 ml Röhrchen mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung, um das Ethanol zu waschen. </li><li> Frieren Sie die Allotransplantaten in einem -80 ° C Kühlschrank in Kryoröhrchen beimindestens 1 Woche. Zu diesem Zeitpunkt sicher, dass die allogene Transplantate transparent (1C) angezeigt. </li></ol> 2. Schädeldachdefektchirurgie <ol><li> Für Empfänger verwenden transgenen Mäusen, die Luciferase unter der Kontrolle des Osteocalcinpromotor 6 auszudrücken. </li><li> Sterilisieren Sie die Spitzen der chirurgische Instrumente unter Verwendung eines Glasperlen Heizung für 30 Sek. Bringen Sie die Werkzeuge, um ein Glas mit 70% Isopropanol, um sterile Bedingungen aufrechtzuerhalten. Verwenden Sie sterile Handschuhe. </li><li> Betäuben einen 7- bis 8 Wochen alten weiblichen Maus durch intraperitoneale Injektion einer ketamine- Medetomidin Mischung (75 mg / kg und 1 mg / kg). Drücken Sie den Tierische Gliedmaßen, um sicherzustellen, dass es tief anästhesiert. Lassen Sie nicht ein Tier unbeaufsichtigt, bis es ausreichend, das Bewusstsein wiedererlangt, um Brustlage zu halten. </li><li> Rasieren Schädelbereich mit einer Haarschneidemaschine durch Anlegen gegen die Richtung des Haarwachstums. Bewerben Haarentfernungscreme, alle Pelzreste zu entfernen und wischen Sie es after nicht länger als 2 min mit trockenem Mull, gefolgt von Kochsalzlösung getränkter Gaze. Es sollte darauf geachtet werden, zu vermeiden, ist es in den Augen. Alternativ kann der Tierarzt, Augensalbe vor der Haarentfernung als zusätzlichen Schutz für die Augen aufgetragen werden. Es ist zwingend notwendig, dass alle Spuren der Enthaarungscreme, um mögliche Irritationen vor übermäßiger Belastung durch die chemischen Mittel zu vermeiden, entfernt werden. Desinfizieren Sie die Kopfhaut durch die Anwendung von 5% Chlorhexidin (1D). </li><li> Injizieren subkutan 5 mg / kg Carprofen in 200 ul Kochsalzlösung verdünnt. Bewerben vet Augensalbe, um Trockenheit zu verhindern und halten das Tier auf einem Thermal-Pad zu jeder Zeit. Positionieren Sie das Tier unter dem Betriebsfernglas. </li><li> Machen Sie einen 1 cm langen ovalen Schnitt in der Kopfhaut mit einer feinen Schere und Pinzette (1E). Halten Sie die Knochenhaut mit gebogenen Pinzette und schneiden Sie mit einer feinen Schere. </li><li> Bohren Sie das Schädeldefekt 2 mm anterior der Lambdanaht mit Hilfe eines Zahnbohrers einnd 5 mm Außendurchmesser-Trepan (1F und G). Um das Eindringen der Dura mater zu vermeiden, bohren drei Viertel des Weges in den Knochen lösen, dann das Knochenfragment mit einem Spatel. </li><li> Um ein Autograft implantiert werden, rufen Sie die Knochenfragment und waschen Sie ihn in einem 10 mm Kunststoffplatte, die 10 ml steriler Kochsalzlösung, um Schmutz zu entfernen. Die Weichteile nicht entfernen. Um eine Allograft, Tauwetter im Voraus zu implantieren eine Allograft und normalisieren es auf RT und dann waschen Sie. </li><li> Legen Sie das Knochentransplantat in dem Defekt mit gebogenen Pinzette, so wird es nicht berühren die Defektränder (Abbildung 1H). Kleben Sie das Transplantat an den Wirtsknochen mit Fibrin-Gel (5 ul von 46 mg / ml Fibrinogen mit 5 &amp; mgr; l von 25 U / ml Thrombin gemischt). </li><li> Naht der Haut mit 4-0 Vicryl Nahtmaterial (1I). Bewerben PVP-Jod auf die chirurgische Schnitt. Vorsicht ist geboten, um die Kontamination des Fadens von Pelz zu verhindern. Markieren Sie die Mausohr und injizieren 0,25 mg / kg Antisedan to kehren die betäubende Wirkung von Medetomidin. </li><li> Wenn das Tier nicht aufwachen in 10 min, sicherzustellen, dass es auf einem erwärmt Pad entfernt. Injizieren 200 ul steriler Kochsalzlösung, und wenn inject 0,1 mg / kg Antisedan notwendig. Sie ein Tier, das der Operation an die Firma von anderen Tieren unterzogen wurde, bis vollständig erholt nicht zurück. </li><li> Halten Sie die Tiere in getrennten Käfigen für eine Woche, um sie das Öffnen der Nähte verhindern. Zeigen Mäusefutter in Wasser in einer Petrischale auf dem Käfigboden für ein paar Tage nach der Operation eingeweicht. Injizieren subkutan 200 ul 1 mg / ml-Lösung täglich Carprofen in steriler Salzlösung verdünnt, einmal für 3 Tage nach der Operation, um postoperative Schmerzen, zu behandeln. </li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/53459/53459fig1.jpg" /> Abbildung 1. Schädeldecken Allograft Vorbereitung und Schädeldecken Defect Chirurgie. Das Knochenfragment wird aus dem Schädelbereich (A) isoliert. Weichgewebe, Knochenmark und Blut abgetupft (B) und das Transplantat wird in 70% Ethanol, gefolgt von zwei Waschungen in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (C, AG = Allotransplantat) gespült. Der Empfänger der Maus ist für die Chirurgie nach der Rasur und Desinfektion der Haut im Schädelbereich (D) hergestellt. Ein ovaler Schnitt wird in der Kopfhaut erstellt, und die Knochenhaut entfernt wird (E). Als nächstes wird der Schädeldefekt unter Verwendung einer 5 mm Durchmesser Trepan (F) gebohrt. Das Knochenfragment wird mit einem löffelförmigen Spatel abgelöst, so dass der Sinus sagittalis superior intakt (G). Allotransplantats wird dann in den Defekt eingebracht und unter Verwendung von Fibrin-Gel (H) befestigt ist. Schließlich wird die Haut vernäht (I). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53459/53459fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> 3. Mikro-Computertomographie für die Charakterisierung vonGefäßbaumes <ol><li> Bereiten heparinisierter Kochsalzlösung. Gewicht 2.000 U Heparin-Natrium und legen Sie sie in 50 ml Kunststoffröhrchen. In 20 ml Kochsalzlösung und gut schütteln den Schlauch. Füllen Sie einen 20-ml-Luer-Lock-Spritze mit 15 ml erwärmt heparinisierter Kochsalzlösung, und schließen Sie die Spritze mit einer 23-G Kopfhaut Vene gesetzt. Befestigen Sie die Spritze mit einer Spritzenpumpe, und setzen Sie ihn auf 10 ml mit 1 ml / min zu pumpen. </li><li> Sedieren eine Maus unter Verwendung einer intraperitonealen Injektion von 50 ul Phenobarbital (65 mg / ml .; 100 mg / kg). Klemmen Sie das Tier Gliedmaßen, um sicherzustellen, dass es tief sediert. Sichern Sie die Maus auf dem Rücken zu einer Fixationsplatte mit einer absorbierenden Oberfläche Liner (2A) gewickelt. Setzen Sie die Fest Maus in einem Abzug des Personals der Exposition gegenüber Rauch zu verhindern. </li><li> Schneiden Sie die Haut aus dem Bauch bis zum Hals mit einer feinen Schere und Pinzette (2B). Schneiden Sie die Bauchwand bis zum Schwertfortsatz (Abbildung 2C). Schneiden Sie den Brustkorb entlang der lateralen Seite. Nicht zu verletzen, die Lunge eined Herz, und stellen Sie sicher, das Herz voll ausgesetzt ist. Verwenden Sie eine Gefäßklemme, um das Brustbein (2D) zurückzuziehen. </li><li> Legen Sie die Butterfly-Nadel 3 mm in den linken Ventrikel (2E). Kleben Sie die Nadel, um das Herz und die Brustwand unter Verwendung von 3-sec Kleber (2F). </li><li> Aktivieren Sie die Pumpe sofort. Nach einer Minute zu sezieren die untere Hohlvene, um das Gefäßsystem (2G) drucklos. Kippen Sie die Platine, so dass Flüssigkeiten vom Kopf weg fließen. Erfolgreiche Perfusion wird bei der Klärung der Leber und der Blutgefäße führen. </li><li> Wenn die heparinisierter Kochsalzlösung Perfusion beendet ist, zu perfundieren 10 ml von 4% Formaldehyd. Vermeiden Sie das Eindringen von Luftblasen in das Gefäßsystem und die Belastung durch Formaldehyd-Dämpfe zu vermeiden. Erfolgreiche Formaldehyd-Perfusion in Versteifung des Schwanzes führen. Spülen Sie die Formaldehyd mit 10 ml heparinisierter Kochsalzlösung. </li><li> Bereiten Sie die röntgendichten Kontrastmittel nach manufacturer Anweisungen. Typischerweise wird es Mischen der Verbindung, Verdünnungsmittel und einem Härter erforderlich. Verwenden serologischen Pipetten und mischen Sie die Lösung in einer 15 ml Kunststoffröhrchen. </li><li> Perfusion des Tieres mit der Kontrastmittel-Gemisch mit einer Geschwindigkeit von 1 ml / min. Beachten Sie die koronare, Darm- und Leberblutgefäße und sicherzustellen, dass sie werden gelb nach Perfusion von 2 - 3 ml, was eine erfolgreiche Perfusion (2H). Nach Beendigung der Perfusion, schneiden der Butterfly-Nadel Schläuche, erhalten den Kadaver allein und wickeln Sie es mit Toilettenpapier, um ein Auslaufen der Lösung des Schädelbereich zu verhindern. Erlauben Polymerisation in 4 ° CO / N. </li><li> Präparieren Sie die Schädelregion (2I); Verwenden Sie zuerst ein Skalpell, um die Haut als seitliche wie möglich geschnitten, Vermeidung von Schäden an der Schädel Region von Interesse. Suchen Sie den Knochentransplantat und verwenden Sie dann feinen Schere, um die Schädelknochen 10 mm entfernt von der Pfropf geschnitten. </li><li> Scannen Sie den getrennt Calvarial Knochenprobe unter Verwendung eines μCT-Scanner; eingestellt Sehfeld von 20,5 mm, der Röntgenenergie von 55 kVp, Intensität von 145 &amp; mgr; A mit 1.000 Projektionen pro 360º und Integrationszeit von 200 ms. Passen μCT Parameter 7 bis Bild anderen Knochendefekt-Modelle. </li><li> Beachten Sie die 2D rekonstruierten Schichten, die von der μCT-Software generiert wurden. Stellen Sie sicher zu scannen die Region von Interesse ist richtig und suchen Sie den Schädeldefekt. Bewerten Sie die Qualität der Durchblutung. Nach erfolgreicher Identifizierung von Blutgefäßen (2J), fortzusetzen und zu entkalken die Probe mit 6% Trichloressigsäure (TCA) in doppelt destilliertem Wasser (DDW) verdünnt. </li><li> Rescan die Probe mit den in Abschnitt 3.10 genannten Parameter. Suchen Sie die Lambdanaht im rekonstruierten 2D-Schichten. Definieren einen zylindrischen interessierenden Volumen (VOI) in der Höhe von 2 mm und 8 mm Durchmesser ist, die tangential zu dem Nahtmaterial - dies ist die Lokalisation der Defekt. </li><li> Segment the Knochengewebe aus Weichteile mit Hilfe eines globalen Schwellenwertverfahren; stellen Sie die untere Schwelle auf 130, und wenden Sie einen eingeschränkten 3D-Gauss-Filter (sigma [σ] = 2,0 und Support = 2), um teilweise Rauschen zu unterdrücken in den Bänden. Generieren Sie eine 3D-Rekonstruktion und sicherzustellen, dass der VOI richtig positioniert ist (Abbildung 2K). </li><li> Generieren Sie eine Dickenkarte mit der IPL-Software und die Funktion &quot;dt_object_param&quot; (Abbildung 2 l). Hinweis: Diese Funktion beschreibt die Gefäßvolumen für jeden Gefäßdurchmesser. </li></ol><img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/53459/53459fig2.jpg" /> Abbildung 2. Perfusion mit einem röntgendichten Mittel über das Herz Ansatz. Die Maus wird mit dem Befestigungsplatte (A) befestigt ist, und die Haut wird entlang den Bauch bis zum Hals (B) geschnitten. Die Bauchdecke wird entlang der Mittellinie bis zum Schwertfortsatz proce geschnittenss (C) und der Brustkorb seitlich (D) schneiden. Ein Butterfly-Nadel in den linken Ventrikel eingeführt, die Vermeidung Einführen in die rechte Herzkammer, die deutlich dunkler ist (E, wird der rechte Ventrikel durch die weiße gestrichelte Linie angedeutet), und die Nadel wird auf das Herz und Brustwand befestigt (F) . Heparinisierter Kochsalzlösung (2-3 ml) wird in das Herz gepumpt wird, und die untere Hohlvene seziert (G, weiße Pfeil zeigt die untere Hohlvene). Formaldehyd (4%) wird durchblutet und ausgewaschen; dies wird durch eine Perfusion von gelbgefärbten strahlenundurchlässigen Kontrastmittels folgt. Erfolgreiches Durchblutung wird durch Freigabe der Blutgefäße, die Farbe zu gelb (H) ändern verständlich sein. Nach der Polymerisation wird die Schädelregion isoliert (I, AG = Allograft) und abgebildet mit einem μCT-Scanner, um die ordnungsgemäße Durchblutung (J, interessierende Volumen wird mit orange markiert) zu bestätigen. dasProbe wird entkalkt und neu gescannt (K), gefolgt von der Erzeugung einer farbigen Dickenkarte (L). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53459/53459fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> 4. Fluoreszenz-Imaging von Knochenmineralisierung und Durchblutung <ol><li> Rekonstituieren Sonden auf eine Konzentration von 2 nmol / 100 ul PBS in einem 1,5-ml-Röhrchen (mit einem Bisphosphonat-konjugierten Fluoreszenzsonde zur Knochenmineralisierung und einer durch Blut übertragbaren Fluoreszenzmittel zu überwachen, um die Durchblutung zu messen). Pipette mehrmals vorsichtig, um eine homogene Auflösung der Sonde gewährleistet ist. </li><li> 24 Stunden vor dem vorgesehenen Imaging-Sitzung nehmen Sie ein Bild der Zeit von Null; betäuben 3 Mäuse mit 2 l / min Inhalation von Sauerstoff 100% medizinischem mit 3% Isofluran in einem Induktionskammer ergänzt. Nach entsprechender Anästhesie festgestellt wurde, senken Sie die Isofluran-Konzentration auf 1,5% - 2%. </li><li> Bewerben vet Augensalbe bis zur Trockenheit zu verhindern und sicherzustellen, Thermal-Pad auf jederzeit umgeschaltet. Drücken Sie den Tierische Gliedmaßen, um sicherzustellen, dass es tief anästhesiert. Lassen Sie nicht ein Tier unbeaufsichtigt, bis es ausreichend, das Bewusstsein wiedererlangt, um Brustlage zu halten. </li><li> Rasieren Schädelbereich mit einer Haarschneidemaschine Auftragen gegen die Richtung des Haarwachstums. Fellreste mit Haarentfernungscreme zu entfernen. Alle Fellrest wird mit optischen Abbildungs ​​stören. Nähte mit einer feinen Schere und Pinzette entfernen. </li><li> Platzieren Sie drei Tiere auf dem IVIS Stufe erwärmt auf 37 ° C für jede Bildgebungssitzung. Stellen Sie die Belichtungszeit, um die automatische, Sichtfeld, um C und Filter anpassen. ZB für eine Bisphosphonat-konjugierten Fluoreszenzsonde mit maximaler Erregung gekennzeichnet, daß zuminLichtWellenLänge von 680 nm, verwenden Sie ein Anregungsfilter von 675 nm und einem Emissionsfilter von Cy5.5 . In ähnlicher Weise, wenn Sie eine durch Blut übertragene Fluoreszenzmittel mit Spitzen Anregung bei Lichtwellenlänge 750 nmverwenden ein Anregungsfilter von 710 nm und einem Emissionsfilter von 780 nm. </li><li> Bild die Mäuse durch Wohnzimmer Bild-Software, indem Sie auf die Schaltfläche &quot;Erfassen&quot;. Sicherstellen, dass die Schädelregion vollständig sichtbar ist (3B) Für eine umfassende Anleitung beraten Lim et al 2009 8. </li><li> Lassen Sie die Maus zu erwachen Einatmen 100% Sauerstoff. </li><li> Spritzen Sie die 2-nmol Fluoreszenzsonde über einen intravenösen Schwanz Injektion. An der bestimmten Bildgebungssitzung führen Bildgebung wie oben beschrieben. </li></ol> 5. Mikro-Computertomographie für die Knochenregeneration <ol><li> Zur Quantifizierung der Knochenbildung, zu betäuben die Maus durch Inhalation von 3% Isofluran, wie in Schritt 4.2 dargestellt - 4.3. Übertragen Sie die Maus an die μCT-Scanner-Bett, und legen Sie sie in den Scanner. </li><li> Gesetzt Röntgenröhre potentielle Energie der μCT Scanners bis 55 kVp und Intensität von 145 &amp; mgr; A mit mittlerer Auflösung. Mit einem Sichtfeld von 20,5 mm, führenein Scout (Einzel x-ray) zu scannen und eine Region von Interesse, die sich von den Augen der Maus auf die Rückseite seines Schädels zu definieren. Führen Sie einen CT-Scan mit 1000 Vorsprünge pro 360 ° und Integrationszeit von 200 ms. </li><li> Rekonstruktion der 2D-Schichten mit einem Nominal räumlichen Auflösung von 20 um. Richten Sie die Defektränder auf eine standardisierte Position mit μCT-Software 9. </li><li> Ähnlich wie in Schritt 3.20, definieren eine zylindrische Volumen von Interesse und Anwendung der eingeschränkten 3D-Gauss-Filter (σ = 0,8 und Support = 1), um teilweise Lärm in den Bänden unterdrücken. Segment das Knochengewebe aus Weichteile mit Hilfe eines globalen Schwellenwertverfahren. </li><li> Bestimmen das Volumen der mineralisierten Knochengewebe in dem interessierenden Volumen. </li></ol> 6. Biolumineszenz-Bildgebung von Stem Cell Rekrutierung und Differenzierung <ol><li> Bereiten Sie die Maus für die Bildgebung wie in den Abschnitten 4,2 bis 4,4 dargestellt und wach die Mäuse durch Inhalation von 100% Sauerstoff. </li><li> Verwalten 126 mg / kg Käfer Luciferin jeder Maus durch intraperitoneale Injektion, und gibt das Tier auf die Induktionskammer. Nach 2 min, betäuben die Tiere unter Verwendung von 3% Isofluran. Zeigen die Mäuse auf dem IVIS erwärmt Bühne. </li><li> Via Wohnzimmer Bild-Software, stellen Sie die Belichtungszeit auf &quot;auto&quot;, und das Sichtfeld zu C. Bild die Mäuse 5 min nach Luciferin Verwaltung. Bild die Tiere wie in Schritt 4.6 dargestellt, mit Hilfe der &quot;Biolumineszenz&quot; Modalität Regionen von Interesse zu definieren, da transgene Expression variiert zwischen Mäusen. Normalisieren die Schädel Signal an den Schwanz. </li></ol>

<ol><li>Finkemeier, C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone-grafting+and+bone-graft+substitutes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Joint+Surg+Am%22%5BJournal%5D)">Bone-grafting and bone-graft substitutes.</a> J Bone Joint Surg Am. 84-A (3), 454-464 (2002).</li>
<li>Kanczler, J. M., Oreffo, R. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteogenesis+and+angiogenesis%3A+the+potential+for+engineering+bone%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Osteogenesis and angiogenesis: the potential for engineering bone.</a> Eur Cell Mater. 15, 100-114 (2008).</li>
<li>Schipani, E., Maes, C., Carmeliet, G., Semenza, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+osteogenesis-angiogenesis+coupling+by+HIFs+and+VEGF%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Regulation of osteogenesis-angiogenesis coupling by HIFs and VEGF.</a> J Bone Miner Res. 24 (8), 1347-1353 (2009).</li>
<li>Huang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatiotemporal+Analyses+of+Osteogenesis+and+Angiogenesis+via+Intravital+Imaging+in+Cranial+Bone+Defect%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Spatiotemporal Analyses of Osteogenesis and Angiogenesis via Intravital Imaging in Cranial Bone Defect.</a> J Bone Miner Res. , (2015).</li>
<li>Kimelman-Bleich, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+a+synthetic+oxygen+carrier-enriched+hydrogel+to+enhance+mesenchymal+stem+cell-based+bone+formation+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">The use of a synthetic oxygen carrier-enriched hydrogel to enhance mesenchymal stem cell-based bone formation in vivo.</a> Biomaterials. 30 (27), 4639-4648 (2009).</li>
<li>Iris, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+imaging+of+the+skeleton%3A+quantitative+real-time+bioluminescence+monitoring+gene+expression+in+bone+repair+and+development%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Molecular imaging of the skeleton: quantitative real-time bioluminescence monitoring gene expression in bone repair and development.</a> J Bone Miner Res. 18 (3), 570-578 (2003).</li>
<li>Bouxsein, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+assessment+of+bone+microstructure+in+rodents+using+micro-computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Guidelines for assessment of bone microstructure in rodents using micro-computed tomography.</a> J Bone Miner Res. 25 (7), 1468-1486 (2010).</li>
<li>Lim, E., Modi, K. D., Kim, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+bioluminescent+imaging+of+mammary+tumors+using+IVIS+spectrum%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">In vivo bioluminescent imaging of mammary tumors using IVIS spectrum.</a> J Vis Exp. (26), (2009).</li>
<li>Kallai, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microcomputed+tomography-based+structural+analysis+of+various+bone+tissue+regeneration+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Microcomputed tomography-based structural analysis of various bone tissue regeneration models.</a> Nat Protoc. 6 (1), 105-110 (2011).</li>
<li>Fleming, J. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+blood+flow+and+vascular+reactivity%5BTitle%5D)+AND+%22Cells+Tissues+Organs%22%5BJournal%5D)">Bone blood flow and vascular reactivity.</a> Cells Tissues Organs. 169 (3), 279-284 (2001).</li>
<li>Dhillon, R. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PTH-enhanced+structural+allograft+healing+is+associated+with+decreased+angiopoietin-2-mediated+arteriogenesis%2C+mast+cell+accumulation%2C+and+fibrosis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">PTH-enhanced structural allograft healing is associated with decreased angiopoietin-2-mediated arteriogenesis, mast cell accumulation, and fibrosis.</a> J Bone Miner Res. 28 (3), 586-597 (2013).</li>
<li>Nebuloni, L., Kuhn, G. A., Vogel, J., Muller, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+in+vivo+vascular+imaging+approach+for+hierarchical+quantification+of+vasculature+using+contrast+enhanced+micro-computed+tomography%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A novel in vivo vascular imaging approach for hierarchical quantification of vasculature using contrast enhanced micro-computed tomography.</a> PLoS One. 9 (1), e86562(2014).</li>
<li>Zhang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Periosteal+progenitor+cell+fate+in+segmental+cortical+bone+graft+transplantations%3A+implications+for+functional+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22J+Bone+Miner+Res%22%5BJournal%5D)">Periosteal progenitor cell fate in segmental cortical bone graft transplantations: implications for functional tissue engineering.</a> J Bone Miner Res. 20 (12), 2124-2137 (2005).</li>
<li>Movahed, R., Pinto, L. P., Morales-Ryan, C., Allen, W. R., Wolford, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Application+of+cranial+bone+grafts+for+reconstruction+of+maxillofacial+deformities%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+%28Bayl+Univ+Med+Cent%29%22%5BJournal%5D)">Application of cranial bone grafts for reconstruction of maxillofacial deformities.</a> Proc (Bayl Univ Med Cent). 26 (3), 252-255 (2013).</li>
<li>Putters, T. F., Schortinghuis, J., Vissink, A., Raghoebar, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+prospective+study+on+the+morbidity+resulting+from+calvarial+bone+harvesting+for+intraoral+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Oral+Maxillofac+Surg%22%5BJournal%5D)">A prospective study on the morbidity resulting from calvarial bone harvesting for intraoral reconstruction.</a> Int J Oral Maxillofac Surg. , (2015).</li>
<li>Kline, R. M., Wolfe, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+associated+with+the+harvesting+of+cranial+bone+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Complications associated with the harvesting of cranial bone grafts.</a> Plast Reconstr Surg. 95 (1), 5-13 (1995).</li>
<li>Hassanein, A. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+calvarial+burring+on+resorption+of+onlay+cranial+bone+graft%5BTitle%5D)+AND+%22J+Craniofac+Surg%22%5BJournal%5D)">Effect of calvarial burring on resorption of onlay cranial bone graft.</a> J Craniofac Surg. 23 (5), 1495-1498 (2012).</li>
<li>Yin, J., Jiang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Completely+resorption+of+autologous+skull+flap+after+orthotopic+transplantation%3A+a+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Clin+Exp+Med%22%5BJournal%5D)">Completely resorption of autologous skull flap after orthotopic transplantation: a case report.</a> Int J Clin Exp Med. 7 (4), 1169-1171 (2014).</li>
<li>Schuss, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+flap+resorption%3A+risk+factors+for+the+development+of+a+long-term+complication+following+cranioplasty+after+decompressive+craniectomy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurotrauma%22%5BJournal%5D)">Bone flap resorption: risk factors for the development of a long-term complication following cranioplasty after decompressive craniectomy.</a> J Neurotrauma. 30 (2), 91-95 (2013).</li>
<li>Ben Arav, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adeno-associated+virus-coated+allografts%3A+a+novel+approach+for+cranioplasty%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tissue+Eng+Regen+Med%22%5BJournal%5D)">Adeno-associated virus-coated allografts: a novel approach for cranioplasty.</a> J Tissue Eng Regen Med. 6 (10), e43-e50 (2012).</li>
<li>Ito, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Remodeling+of+cortical+bone+allografts+mediated+by+adherent+rAAV-RANKL+and+VEGF+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Remodeling of cortical bone allografts mediated by adherent rAAV-RANKL and VEGF gene therapy.</a> Nat Med. 11 (3), 291-297 (2005).</li>
<li>Sheyn, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PTH+promotes+allograft+integration+in+a+calvarial+bone+defect%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pharm%22%5BJournal%5D)">PTH promotes allograft integration in a calvarial bone defect.</a> Mol Pharm. 10 (12), 4462-4471 (2013).</li>
<li>Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+regulation+of+vessel+maturation%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Molecular regulation of vessel maturation.</a> Nat Med. 9 (6), 685-693 (2003).</li>
<li>Reginato, S., Gianni-Barrera, R., Banfi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taming+of+the+wild+vessel%3A+promoting+vessel+stabilization+for+safe+therapeutic+angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Soc+Trans%22%5BJournal%5D)">Taming of the wild vessel: promoting vessel stabilization for safe therapeutic angiogenesis.</a> Biochem Soc Trans. 39 (6), 1654-1658 (2011).</li>
<li>Moutsatsos, I. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exogenously+regulated+stem+cell-mediated+gene+therapy+for+bone+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Exogenously regulated stem cell-mediated gene therapy for bone regeneration.</a> Mol Ther. 3 (4), 449-461 (2001).</li>
<li>Deckers, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bone+morphogenetic+proteins+stimulate+angiogenesis+through+osteoblast-derived+vascular+endothelial+growth+factor%5BTitle%5D)+AND+%22A.+Endocrinology%22%5BJournal%5D)">Bone morphogenetic proteins stimulate angiogenesis through osteoblast-derived vascular endothelial growth factor.</a> A. Endocrinology. 143 (4), 1545-1553 (2002).</li>
<li>Cornejo, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+adipose+tissue-derived+osteogenic+and+endothelial+cells+on+bone+allograft+osteogenesis+and+vascularization+in+critical-sized+calvarial+defects%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Eng+Part+A%22%5BJournal%5D)">Effect of adipose tissue-derived osteogenic and endothelial cells on bone allograft osteogenesis and vascularization in critical-sized calvarial defects.</a> Tissue Eng Part A. 18 (15-16), 1552-1561 (2012).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Das Ziel der hier beschriebenen multimodale Bildgebung Ansätze ist es, sorgfältige Untersuchung der Angiogenese-Osteogenese Achse im Rahmen der Schädelknochentransplantation zu ermöglichen. Neovaskularisation wurde unter Verwendung eines μCT-Protokoll, das eine genaue hochauflösende 3D-Demonstration des Gefäßbaumes erlaubt Zuführen des gesamten Schädeldefekt abgebildet. μCT Daten können leicht analysiert werden mit Hilfe modernster Tools wie IPL-Software. Zum Beispiel kann die Dicke Analyse in 3C gezeig...

Kraniofazialen Knochenschwund aufgrund des Traumas, Tumorresektion decompressive Kraniotomie und Geburtsfehler selten heilt von selbst und stellt eine klare ungedeckten klinischen Bedarf. Autologen Knochentransplantaten und allogenen Knochentransplantate werden in großem Umfang verwendet werden, um diese Bedingungen zu 1 zu behandeln. Es ist weithin anerkannt, dass die Osteogenese ist eng mit Angiogenese 2,3 gekoppelt. Somit sollte die gesamte Studie einer vorgeschlagenen Therapie zur Knochenregeneration eine umfassende Untersuchung des Gefäßbaumes bilden über die gesamte Defektstelle zu schließen. Es gibt mehrere Methoden, um die Vaskularisierung verfügbar in Forschungsmodelle zu charakterisieren. Das Gefäßbaum kann durch eine histologische Analyse untersucht werden. Da Histologie beruht auf Schnittgewebe, besteht eine hohe Wahrscheinlichkeit, dass das sich ergebende Bild wird verzerrt. Um dieses Problem anzugehen, kann Intravitalmikroskopie für Bild in intakten Blutgefäße 4 durchgeführt werden; Jedoch ist dieses Verfahrenauf ein Ebenentechnik beschränkt. μCT Abtastung von Proben aus einem Tier mit Kontrastmittel durchströmt erhalten ermöglicht 3D-Bildgebung des Gefäßnetz, die die Regeneration Website 5-Feeds. Dieser Ansatz ermöglicht eine sehr detaillierte Demonstration des Gefäßsystems eines Organs als Ganzes, sowie eine sorgfältige Analyse der Blutgefäßverteilung. Darüber hinaus ermöglicht die μCT Unterscheidung zwischen abwechslungsreichen Durchmesser der Blutgefäße, die die verschiedenen Untertypen von Blutgefäßen zu charakterisieren. Wir vermuten, dass die Implantation einer Schädelautograft größer Neovaskularisation als Implantation eines Allograft zu induzieren, und diese erhöhte Gefäßneubildung führen wird, die wiederum zu einer verbesserten Knochen formation.To diese Hypothese beschäftigten wir eine Vielzahl von Techniken zu verfolgen. Wir untersuchten Mustern des neugebildeten Gefäßbaum durch Ausführen einer μCT basierte Analyse. Wir messen die Durchblutung mit Hilfe eines Blutpool Fluoreszenzsonde. Als nächstes haben wir Ärschesed Knochengewebe Mineralisierung von FLI einer Hydroxyapatit-gerichteten Sonde und μCT Analyse. Schließlich überwacht wir Stammzellrekrutierung und Differenzierung, die Durchführung BLI in transgenen Mäusen, in denen Luciferase in Osteocalcin-positiven Zellen exprimiert.

<table><tbody><tr><td>C57BL/C&nbsp; Mäuse</td><td>Harlan Laboratorien</td><td>57</td><td></td></tr><tr><td>FVB/n Mäuse</td><td>Harlan Laboratorien</td><td>862</td><td></td></tr><tr><td>Phenobarbital</td><td>West waro</td><td>NDC 0641-0477-25</td><td></td></tr><tr><td>Nagetier Haarschneider</td><td>Wahl Tier</td><td>8786-451A</td><td></td></tr><tr><td>Skalpell 11</td><td>Miltex</td><td>27111504</td><td></td></tr><tr><td>Dental Mikromotor</td><td>Marathon III</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5 mm Trephin</td><td>Fine Science Tools</td><td>18004-50</td><td></td></tr><tr><td>Haarentfernungscreme</td><td>Veet</td><td></td><td></td></tr><tr><td>KetaVed (Ketamin)</td><td>Vedco</td><td>NDC 50989-996-06</td><td></td></tr><tr><td>Domitor</td><td>Zoetis</td><td>NADA 141-267</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Norbrook</td><td>02000/4229</td><td></td></tr><tr><td>Augensalbe</td><td>Puralube</td><td>NDC 17033-211-38</td><td></td></tr><tr><td>Binokular zur Bedienung</td><td>Kent scientific</td><td>KSCXTS-1121</td><td></td></tr><tr><td>Feine Schere&nbsp;</td><td>Fine Science Werkzeuge</td><td>14060-11</td><td></td></tr><tr><td>Kurvenpinzette</td><td>Fine Science Werkzeuge</td><td>11274-20</td><td></td></tr><tr><td>Löffelförmiger Spatel</td><td>Fine Science Werkzeuge</td><td>10090-13</td><td></td></tr><tr><td>Tisseel Fibin Gel-Kit&nbsp;</td><td>Baxter</td><td>718971</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Fine Science tools</td><td>12060-01</td><td></td></tr><tr><td>vicryl Naht 4-0</td><td>Ethicon</td><td>J392H</td><td></td></tr><tr><td>Antisedan</td><td>Zoetis</td><td>NADA#141033</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Sigma</td><td>H3393</td><td></td></tr><tr><td>20 ml Luerlock&nbsp;</td><td>BD</td><td>302830</td><td></td></tr><tr><td>23G Kopfhautvenen-Set (Schmetterlingsnadel)</td><td>BD</td><td>367342</td><td></td></tr><tr><td>Hemostat</td><td>Fine Science Werkzeuge</td><td>13008-12</td><td></td></tr><tr><td>Spritzenpumpe</td><td>Harvard Gerät</td><td>PHD 2000</td><td></td></tr><tr><td>3-Sekunden-Gelkleber&nbsp;</td><td>Scotch</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nagetier-Präparierbrett</td><td>Leica</td><td>38DI02313</td><td></td></tr><tr><td>Microfil MV-122</td><td>flow-tech</td><td>MV-122</td><td></td></tr><tr><td>&#956; CT40 Scanner</td><td>Scanco</td><td>&#956; CT40</td><td></td></tr><tr><td>TCA6%</td><td>Sigma</td><td>T6399</td><td></td></tr><tr><td>Osteosense 680</td><td>PerkinElmar</td><td>NEV10020EX</td><td></td></tr><tr><td>Angiosense750</td><td>PerkinElmar</td><td>NEV10011</td><td></td></tr><tr><td>Oxigen 100% medizinisches</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran (Furan)</td><td>Baxter</td><td>1001936040</td><td></td></tr><tr><td>IVIS Kinetik</td><td>Xenogen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Käfer Luciferin</td><td>Promega</td><td>E160A</td><td></td></tr></tbody></table>

computertomographie und optical imaging von osteogenesis-angiogenese-kopplung an integration von schädelknochen autografts und allografts beurteilen

Computed Tomography and Optical Imaging of Osteogenesis-angiogenesis Coupling to Assess Integration of Cranial Bone Autografts and Allografts

Ein wesentlicher Parameter für den Erfolg einer Knochentransplantation Verfahren ist Vaskularisierung der Umgebung des Transplantats. Wir vermuten, dass die Implantation eines Knochenautotransplantat würde größere Knochenregeneration durch reichliche Bildung von Blutgefäßen zu induzieren. Um die Wirkung des Implantats in Bezug auf Neovaskularisation an der Defektstelle zu untersuchen, einem Mikrocomputertomographie (μCT) Ansatz neu bildenden Blutgefäßen zu charakterisieren, die eine systemische Perfusion des Tieres mit einem polymerisierenden Kontrastmittel beinhaltet entwickelten wir. Diese Methode ermöglicht detaillierte Gefäßanalyse eines Organs in seiner Gesamtheit. Zusätzlich wurde die Durchblutung mit Fluoreszenz-Imaging (FLI) von durch Blut übertragene Fluoreszenzmittel beurteilt. Knochenbildung wurde von FLI quantifiziert unter Verwendung einer Hydroxyapatit-bezogene Sonde und μCT Analyse. Stammzellrekrutierung durch Biolumineszenz-Bildgebung (BLI) von transgenen Mäusen, die Luciferase unter der Kontrolle des Promotors exprimieren Osteocalcin überwacht.Hier beschreiben und demonstrieren die Herstellung des Allotransplantats Schädeldefekt Operation μCT Scanprotokolle für die Neovaskularisation Studie und Knochenbildungsanalyse (einschließlich der in vivo-Perfusion von Kontrastmittel) und Protokoll für die Datenanalyse. Die hochauflösende 3D-Analyse der Vaskulatur, einen signifikant höheren Angiogenese bei Tieren mit implantierten Transplantaten, insbesondere im Hinblick auf die Bildung Arteriole. Dementsprechend war die Durchblutung in der Autograftgruppe signifikant höher nach dem 7. Tag nach der Operation. Wir beobachteten, überlegene Knochenmineralisierung und gemessen wird, größer Knochenbildung bei Tieren, die Autotransplantate erhalten. Autograft-Implantation induzierten ansässigen Stammzellrekrutierung, um das Transplantat-Wirt-Knochennaht, wobei die Zellen in knochenbildenden Zellen zwischen dem 7. und 10. postoperativen Tag differenziert. Dieses Ergebnis bedeutet, dass erhöhte Knochenbildung zugerechnet werden kanndas erweiterte Gefäß Fütterung, die Autograft-Implantation charakterisiert. Die Methoden dargestellt kann als optimales Werkzeug, um die Knochenregeneration in Bezug auf die dicht begrenzt Knochenbildung und Neovaskularisation studieren zu dienen.

Neovaskularisation wurde durch μCT Volumenanalyse und durch FLI unter Verwendung eines fluoreszierenden Blut übertragenen Mittel, um die Durchblutung zu quantifizieren bewertet. Sieben Tage nach der Operation zeigte μCT Scanning eine deutlich höhere Volumen der kleinen und mittleren Durchmessers der Blutgefäße bei Mäusen, die Autotransplantate als bei Mäusen, die Allotransplantate aus C57BL / 6 (3A) geerntet erhalten hatten. Interessant ist, dass in der Autograftgruppe die neu gebildete Gefäßbaum ersche...

Implantation von autologen und allogenen Knochentransplantaten bilden akzeptiert Ansätze zur Hauptgesichtsschädelknochenverlust zu behandeln. Doch die Wirkung der Transplantatzusammensetzung auf das Zusammenspiel zwischen den Neovaskularisation, Zelldifferenzierung und Knochenbildung, ist unklar. Wir präsentieren eine multimodale Bildgebungsprotokoll zum Ziel, die Angiogenese-Osteogenese Interdependenz im Transplantat Nähe aufzuklären.

Computertomographie und Optical Imaging von Osteogenesis-Angiogenese-Kopplung an Integration von Schädelknochen Autografts und Allografts Beurteilen

A major parameter determining the success of a bone-grafting procedure is vascularization of the area surrounding the graft. We hypothesized that ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Integration von Schädelknochen-Transplantaten hinsichtlich Knochenregeneration und Neovaskularisierung mittels multimodaler Bildgebungsverfahren zu überwachen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der regenerativen Medizin zu beantworten, beispielsweise die Kopplung von Osteogenese und Angiogenese. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie eine hochauflösende 3D-Bestimmung des Gefäßbaums ermöglicht und die Untersuchung des gesamten Organs erlaubt. Die Demonstration des Verfahrens erfolgt durch Doron Vic, einen Doktoranden in meinem Labor, nach der Tötung eines sieben bis acht Wochen alten Bab-See-Maus.Gemäß dem Textprotokoll verwenden Sie einen Haarschneider, um die kraniale Region entgegen der Haarwuchsrichtung zu rasieren. Tragen Sie 70 % Isopropanol auf den Kadaver, Kopf auf, um ihn zu desinfizieren. Anschließend schneiden Sie mit einem Skalpell der Größe 11 die Kopfhaut ein und entfernen das Periost mithilfe eines Zahnbohrers und einer Zahnfräse mit einem inneren Durchmesser von 4,5 Millimetern.L&ouml;sen Sie ein kreisf&ouml;rmiges Fragment des Sch&auml;deldaches ab. &Uuml;berf&uuml;hren Sie das Knochenst&uuml;ck in eine 100 Millimeter Kunststoffschale, die sterile Kochsalzl&ouml;sung enth&auml;lt. Untersuchen Sie zu diesem Zeitpunkt mit einer gebogenen Pinzette das am Knochenst&uuml;ck anhaftende Blut und Weichgewebe.Halten Sie jeweils ein Knochenfragment und verwenden Sie einen Wattestäbchen, um es gründlich abzutupfen. Entfernen Sie dabei jegliches Gehirngewebe, Weichgewebe und Blut. Schneiden Sie vorsichtig mit einer feinen Schere alle am Transplantat verbliebenen Knochensplitter ab, damit das Transplantat eine vollständig runde Form erhält.Tauchen Sie jeden Transplantat einmal in ein 15-Milliliter-Röhrchen mit 70 % Ethanol und zweimal in 15-Milliliter-Röhrchen mit PBS ein, um das Ethanol abzuwaschen. Gefrieren Sie das Allograft nach dem Einfrieren mindestens eine Woche lang in einem Minus-80-Grad-Celsius-Gefrierschrank in Kryoröhrchen. Stellen Sie sicher, dass das Allograft transparent erscheint, wenn Sie mit empfängertransgenen Mäusen arbeiten, die Luciferase unter der Kontrolle des Osteocalcin-Promotors exprimieren.Nach der Anästhesie einer sieben bis acht Wochen alten weiblichen Maus mit injizierbaren Anästhetika und der Überprüfung der Sedierung verwenden Sie einen Haarschneider, um entgegen der Haarwuchsrichtung den kallottenartigen Bereich zu rasieren. Tragen Sie ein Enthaarungsmittel auf, um eventuelle Haarreste zu entfernen, und wischen Sie es nach spätestens zwei Minuten mit trockenem Mull ab.Verwenden Sie dann ein in Kochsalzlösung getränktes Mulltuch, um die Stelle abzuwischen. Desinfizieren Sie die Kopfhaut durch subkutane Applikation von 5 % Chlorhexidin. Injizieren Sie fünf Milligramm pro Kilogramm Carprofen, verdünnt in 200 Mikrolitern Kochsalzlösung.Augensalbe auftragen, um Austrocknung zu verhindern, und das Tier stets auf einer Wärmematte lagern. Danach das Tier unter dem Operationsmikroskop positionieren. Anschließend mit feinen Scheren und Pinzetten einen etwa einen Zentimeter langen ovalen Schnitt in die Kopfhaut mit Hilfe der Pinzette durchführen.Halten Sie das Periost fest und schneiden Sie es mit einer Feinschere unter Verwendung eines Zahnbohrers und eines Feinbohrers mit fünf Millimetern Außendurchmesser ab. Bohren Sie den Schädelfehlbereich zwei Millimeter anterior zur Lambdasnaht, um eine Durchtrennung des Duramaters zu vermeiden. Bohren Sie bis zu drei Viertel der Knochen Tiefe hinein und lösen Sie das Knochenfragment mit einem Spatel ab. Ein kritischer Schritt im Protokoll ist die endgültige Bestimmung der Defektlokalisation.Verletzungen der Sagittalfuge führen zu massiven Blutungen. Daher sollte darauf geachtet werden, den darunterliegenden Dura mater und den Sinus sagittalis superior nicht zu verletzen. Zum Einsetzen einer Autotransplantation.Verwenden Sie 10 Milliliter sterile Kochsalzlösung in einer 10 Millimeter Kunststoffplatte, um das Knochenfragment zu waschen. Entfernen Sie Blutgerinnsel, ohne das Weichgewebe zu entfernen, um eine Allograft vor dem Einpflanzen im Voraus aufzutauen und die Probe auf Raumtemperatur zu normalisieren. Anschließend waschen Sie das Knochenfragment mit gebogenen Pinzetten.Platzieren Sie die Knochentransplantat so in den Defekt, dass es die Defektränder nicht berührt. Befestigen Sie das Transplantat anschließend mit Fibringel an dem Wirtsknochen. Nähen Sie die Haut mit einer 4-0-Vicryl-Naht und tragen Sie Povidon-Iod auf den chirurgischen Einschnitt auf.Markieren Sie das Mausohr und injizieren Sie 0,25 Milligramm pro Kilogramm Anti-Sedan, um die anästhetische Wirkung des Meato aufzuheben. Führen Sie die postoperative Versorgung gemäß dem Textprotokoll durch.Bereiten Sie heparinhaltiges Kochsalzlösung vor, indem Sie 2000 Einheiten Natriumheparin abwiegen und in ein 50-Milliliter-Gefäß umfüllen. Geben Sie 20 Milliliter sterile Kochsalzlösung hinzu und schütteln Sie das Gefäß. Füllen Sie eine 20-Milliliter-Luer-Lock-Spritze vollständig mit 15 Milliliter erwärmter heparinhaltiger Kochsalzlösung und verbinden Sie die Spritze mit einem 23-Gauge-Skalpvenenset.Befestigen Sie die Spritze an einer Spritzenpumpe und stellen Sie die Pumpe auf 10 Milliliter bei einem Milliliter pro Minute ein. Nach der Anästhesie eines Mäuses gemäß dem Textprotokoll bestätigen Sie die Sedierung durch einen Zehenquetschtest und sichern Sie die Maus mit dem Rücken nach unten auf einem Fixierbrett, das mit einer saugfähigen Oberflächenauflage umhüllt ist.Schneiden Sie anschließend die Haut vom Abdomen bis zum Hals auf. Schneiden Sie die Bauchdecke bis zum Processus xiphoideus auf. Durchtrennen Sie dann den Rippenbogen an seiner Seitenfläche, wobei sichergestellt werden muss, dass das Herz vollständig freigelegt ist und Herz sowie Lunge unverletzt bleiben.Verwenden Sie eine Hämoklippe, um das Brustbein zurückzuhalten. Führen Sie die Butterfly-Nadel drei Millimeter in den linken Ventrikel ein. Befestigen Sie die Nadel dann mit einem Drei-Sekunden-Kleber am Herzen und an der Brustwand. Die Einführung der Butterfly-Nadel in den linken Ventrikel ist ein empfindlicher Vorgang.Versuchen Sie, eine Injektion in den rechten Ventrikel oder zu tief in den linken Ventrikel zu vermeiden, da dies zur Durchtrennung der hinteren Herzwand führen kann. Aktivieren Sie anschließend sofort die Pumpe. Nach einer Minute dissezieren Sie die Vena cava inferior, um die Gefäße zu entlasten.Neigen Sie das Brett so, dass die Flüssigkeiten vom Kopf wegfließen. Ein erfolgreicher Perfusionsvorgang führt zu einer Entleerung der Leber und der Blutgefäße. Perfundieren Sie nun 10 Milliliter 4 % Formaldehyd.Vermeidung des Eindringens von Luftblasen in das Gefäßsystem. Wenn die Perfusion abgeschlossen ist, was durch eine Versteifung des Schwanzes angezeigt wird, spülen Sie das Formaldehyd mit 10 Milliliter heparinisiertem Kochsalzlösung aus. Bereiten Sie das röntgendichte Kontrastmittel gemäß den Herstelleranweisungen vor.Durch Mischen des Verdünnungsmittels der Verbindung und des Härteagents in einem Plastikröhrchen wird das Tier mit dem Kontrastmittel mit einer Geschwindigkeit von einem Milliliter pro Minute perfundiert. Die koronare, intestinale und hepatische Arterie sollten gelb werden, wenn die Perfusion abgeschlossen ist. Das Schlauchstück bis zur Butterfly-Kanüle abschneiden und die Leiche in Papier einwickeln, um ein Austreten der Lösung in den kallottennahen Bereich zu verhindern.Stellen Sie das Tier über Nacht bei vier Grad Celsius, um am folgenden Tag die Polymerisation zu ermöglichen. Um die kalvariale Region zu präparieren, schneiden Sie mit einem Skalpell die Haut so lateral wie möglich, wobei Sie vermeiden sollten, die interessierende kraniale Region zu beschädigen. Lokalisieren Sie die Knochentransplantat und schneiden Sie dann mit feiner Schere den Schädelknochen zehn Millimeter entfernt vom Transplantat ab.Mithilfe eines Mikro-CT-Scanners. Stellen Sie das Sichtfeld auf 20,5 Millimeter, die Röntgenenergie auf 55 kVp, die Intensität auf 145 Mikroampere, tausend Projektionen pro 360 Grad und eine Integrationszeit von 200 Millisekunden ein. Scannen Sie die isolierte kalvarielle Knochenprobe.Untersuchen Sie die von der Mikro-CT-Software generierten 2D-rekonstruierten Schnittbilder. Stellen Sie sicher, dass der interessierende Bereich ordnungsgemäß gescannt wurde, und lokalisieren Sie anschließend den kalvarialen Defekt. Falls die perfundierten Gefäße leicht identifizierbar sind, verwenden Sie 6 % Trichloressigsäure, die in doppelt destilliertem Wasser verdünnt wurde.Um die Probe zu entkalken, scannen Sie die Probe erneut mit denselben Parametern wie zuvor beschrieben. Lokalisieren Sie die lambdoide Naht in den rekonstruierten zweidimensionalen Schnittbildern. Definieren Sie ein zylindrisches Untersuchungsvolumen (VOI) mit einer Höhe von zwei Millimetern und einem Durchmesser von acht Millimetern, das tangential zur Naht liegt.Dies ist die anatomische Stelle des Defekts. Danach das Knochenmaterial von dem Weichgewebe segmentieren. Setzen Sie die untere Schwelle auf 130 und wenden Sie einen begrenzten 3D-Gauß-Filter an, um das Rauschen in den Volumen teilweise zu unterdrücken.Erzeugen Sie eine 3D-Rekonstruktion. Stellen Sie mithilfe der IPL-Software und des DT-Objekts sicher, dass das VOI korrekt positioniert ist. Erzeugen Sie mit der Funktion Peram eine Dickenkarte.Diese Funktion beschreibt das Gefäßvolumen für jeden Gefäßdurchmesser, um Bildgebung und Mikrocomputertomographie durchzuführen. Gemäß dem Textprotokoll zeigte die CT-Aufnahme sieben Tage nach der Operation, wie hier dargestellt, ein signifikant höheres Volumen an Blutgefäßen mit kleinem und mittlerem Durchmesser, die den gesamten Transplantatbereich bei Mäusen versorgten, die Autotransplantate erhalten hatten, im Vergleich zu Mäusen mit Allografts, bei denen die Gefäße von außen einzudringen schienen. Zusätzlich zeigte die Fluoreszenzbildgebung eine signifikant höhere Durchblutung bei Tieren, die mit Autotransplantaten behandelt wurden.Am Tag 14 erreicht der Gefäßbaum im Allograft die gesamte Nähe des Transplantats. Dennoch war das Gefäßvolumen im Vergleich zur Autograft-Gruppe signifikant niedriger. Dieser Unterschied zeigte sich am deutlichsten, wenn Gefäße mit Durchmessern von 0,08 bis 0,1 Millimeter verglichen wurden; wie hier 28 Tage nach der Operation zu sehen, kehrte das Gefäßvolumen sieben Tage nach der Operation auf den Ausgangswert zurück.Die Autograft-Gruppe zeigte eine signifikant stärkere Knochenmineralisierung, wie durch Fluoreszenzbildgebung mit einem auf Hydroxylapatit gerichteten Probe sichtbar wurde. In dieser Gruppe bildete sich Knochengewebe im gesamten Bereich um das Transplantat herum, während es in der Allograft-Gruppe nur an den Defekträndern gebildet wurde, was sich 56 Tage nach der Operation als ringförmige Struktur zeigte. Das Knochenvolumen war signifikant höher und die Dicke des Transplantats signifikant größer bei Tieren, die Autografts erhielten, im Vergleich zu Allografts. Sobald die chirurgische Technik beherrscht ist, kann sie in etwa 25 Minuten durchgeführt werden. Im Anschluss an dieses Verfahren kann eine Fluoreszenzbildgebung unter Verwendung anderer Proben durchgeführt werden, um zusätzliche Fragestellungen zu beantworten, beispielsweise zur Aktivität von Osteoklasten und zur Beteiligung der Immunantwort.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Knochenregeneration in der zugrunde liegenden Angiogenese bildlich darstellt.

computed-tomography-optical-imaging-osteogenesis-angiogenesis

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Wir stellen eine Methode zur Schaffung eines ausgedünnten Schädel kortikale Fenster (TSCW) in einem Mausmodell...

Verdünnt-skull Kortikale Fenster-Technik für<em&gt; In Vivo</em&gt; Optical Coherence Tomography Imaging

Kombinierte optische und μCT Bildgebung in einem Mausmodell der orthopädischen Implantatinfektion unter Verwendung eines Biolumineszenz-engineered Stamm von Staphylococcus aureus, sofern die Möglichkeit, die Dynamik der bakteriellen Infektion, sowie die entsprechende Entzündungsreaktion und anatomische Veränderungen in den nichtinvasiven und in Längsrichtung zu überwachen Knochen.

Kombiniert<em&gt; In-vivo-</em&gt; Optische und μCT Imaging-Infektion, Entzündung und Knochenanatomie in einem Orthopädie Implantat-Infektion in Mäuse Monitor

Wir beschreiben ein Protokoll für hybride Bildgebung, das die Fluoreszenz-vermittelte Tomographie (FMT) mit der Mikro-Computertomographie (μCT) kombiniert. Nach der Fusion und Rekonstruktion führen wir eine interaktive Organsegmentierung durch, um quantitative Messungen der Fluoreszenzverteilung zu extrahieren.

Hybrid μCT-FMT-Bildgebung und Bildanalyse

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Blutgefäß Bildung in Vivo zu visualisieren und in Echtzeit in 3D Gerüste multiphoton Mikroskopie. Angiogenese in gentechnisch veränderten Gerüste wurde in einem murinen calvarial kritische Knochen-defekt-Modell untersucht. Mehr neue Blutgefäße waren in der Behandlungsgruppe als Kontrollen erkannt.

Visualisierung von Angiogenese durch Multiphoton Mikroskopie In Vivo in gentechnisch veränderten 3D-PLGA/nHAp Gerüst für Calvarial kritische Knochen defekt Reparatur

Wir präsentieren einen Workflow für die Segmentierung und Quantifizierung der trabekuläre Knochen für 2D und 3D Bilder basierend auf den Knochen äußere Begrenzung mit ImageJ-Plugin. Dieser Ansatz ist effizienter und genauer als der aktuelle manuelle Hand-Konturierung Ansatz und bietet Schicht für Schicht Quantifizierungen, die nicht im aktuellen kommerziellen Software verfügbar sind.

Äußere Begrenzung unterstützt Segmentierung und Quantifizierung der trabekulären Knochen durch eine Imagej-Plugin

Ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die zerstörungsfreie und langperiodischer Überwachung des Prozesses der vaskulären Umbau und Abbau Gerüst in Echtzeit-Kultur von biologisch abbaubaren Polymeren Gerüst-basierten Tissue-engineering Blutgefäße mit pulsatile stimulation mit der optischen Kohärenztomographie wird hier beschrieben.

Zerstörungsfreie Überwachung der abbaubaren Gerüst-basierten Tissue-Engineering Blutgefäß Entwicklung mit optischen Kohärenztomographie

Knochenmetastasenmodelle entwickeln Metastasen nicht gleichmäßig oder mit einer 100%igen Inzidenz. Die direkte intraossäre Injektion von Tumorzellen kann zu einer Embolisation der Lunge führen. Wir stellen unsere Technik zur Modellierung von primären Knochentumoren und Knochenmetastasen mittels solider Tumortransplantatimplantation in den Knochen vor, was zu reproduzierbarem Transplantat und Wachstum führt.

Modellierung von primären Knochentumoren und Knochenmetastasen mit Implantation eines soliden Tumortransplantats in den Knochen

Es wurde ein Workflow zur Erstellung dreidimensionaler (3D) virtueller Hybridmodelle entwickelt, der auf einem Kegelstrahl-Computertomographie-Datensatz und intraoralen optischen Scans unter Verwendung von Röntgenbildsegmentierungsmethoden und Freiform-Oberflächenmodellierung basiert. Digitale Modelle werden für die virtuelle Planung von rekonstruktiven dentoalveolären chirurgischen Eingriffen eingesetzt.

Digitale hybride Modellvorbereitung für die virtuelle Planung rekonstruktiver dentoalveolärer chirurgischer Eingriffe

Die Mikro-Computertomographie (μCT) ist ein zerstörungsfreies bildgebendes Verfahren, das in präklinischen Studien zur Beurteilung der Knochenstruktur beiträgt, jedoch gibt es keinen Konsens über μCT-Verfahren zur Analyse der knochenheilenden Kallus. Diese Studie bietet ein schrittweises μCT-Protokoll, das die Überwachung der Frakturheilung ermöglicht.

Beurteilung der Knochenbruchheilung mittels Mikro-Computertomographie

Wir stellen eine Methode zur Analyse einer benutzerdefinierten Region of Interest (ROI) in einem longitudinalen in vivo Ratten-Radialdefektmodell vor. Diese Methode ermöglicht eine vergleichende Analyse zwischen verschiedenen Gerüsten, die zuvor durch Schwankungen des Sichtfelds des Scans mit Mikrocomputertomographie (μCT), der Probenorientierung und der Basislinienpräsenz des Gerüsts begrenzt waren.

Längsschnitt-Mikro-Computertomographie-Bildanalyse für benutzerdefinierte Region of Interest bei Knochendefekten kritischer Größe

Wir schlagen ein Protokoll zur Bewertung der Knochenregeneration auf verschiedenen hierarchischen Ebenen vor. Dieser multimodale Ansatz ermöglicht Strukturanalysen über verschiedene Längenskalen hinweg und adressiert so effektiv Herausforderungen bei der Probenvorbereitung. Es bietet zudem einen zuverlässigen Arbeitsablauf zur Bewertung der Wirksamkeit von Biomaterialien bei der Förderung der Knochenregeneration.

Multimodaler Ansatz zur Bewertung der Knochenregeneration und der Gerüstleistung

Erfahren Sie multimodale Bildgebung zur Untersuchung der Integration kranialer Knochentransplantate und der Kopplung von Osteogenese und Angiogenese. Diese Methode ermöglicht präzise 3D-Analysen für die regenerative Medizin.

Computertomographie und Optical Imaging von Osteogenesis-Angiogenese-Kopplung an Integration von Schädelknochen Autografts und Allografts Beurteilen (Video) | JoVE Journal

Computertomographie und Optical Imaging von Osteogenesis-Angiogenese-Kopplung an Integration von Schädelknochen Autografts und Allografts Beurteilen

Weitere Videos entdecken