Name: Sequenzierung von Pflanzenwand Heteroxylane Mit Enzymatische, Chemical (Methylierungs) und Physical (Mass Spectrometry, Nuclear Magnetic Resonance) Techniques (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-03-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 49 s
Description: Erfahren Sie die Sequenzierung von Pflanzenwand-Heteroxylanen durch enzymatische Hydrolyse, Massenspektrometrie und NMR. Diese Methode ermöglicht die detaillierte Strukturanalyse von Glykosylsequenzen.

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Dieses Projekt wurde mit Mitteln aus dem Commonwealth Scientific and Research Organisation Flagship Collaborative Research Program unterstützt, das dem High Fibre Grains Cluster über das Food Futures Flagship zur Verfügung gestellt wurde. AB bedankt sich auch für die Unterstützung des ARC Centre of Excellence in Plant Cell Walls (CE110001007) durch einen Zuschuss des Australia Research Council (ARC).

1. Kennzeichnung des reduzierenden Ende (RE) Zuckerrest von W-sol AXs mit 2-Aminobenzamid (2AB) <ol><li> Inkubieren W-sol AXs mit 2AB (0,2 M) in Gegenwart von 1 M NaBH 3 CN (Natriumcyanoborhydrid) (pH 5,5) für 2 Stunden bei 65 ° C , um die reduzierenden Enden der Polysaccharid - Hauptketten in ihre fluoreszierenden Derivate umzuwandeln. ACHTUNG: Der folgende Schritt sollte im Abzug durchgeführt werden , wie NaBH 3 CN frei giftige Zyanid Gas , wenn es mit Wasser in Kontakt ist. <ol><li> Abwiegen NaBH 3 CN (62,8 mg) und in Wasser (1 ml) in einem Mikrozentrifugenröhrchen (1,5 ml) lösen , um eine 1 M NaBH 3 CN - Lösung herzustellen. Auflösen 2AB - Reagenz (27,2 mg) in 1 M NaBH 3 CN - Lösung (1 ml) durch Erhitzen auf 65 &#160; ° C und den pH - Wert des Reaktionsgemisches (0,2 M 2AB, 1 M NaBH 3 CN) bis pH 5,5 mit 10% Essigsäure eingestellt werden . </li><li> In 200 ul Reaktionsmischung (0,2 M 2AB, 1 M NaBH 3 CN) zu W-sol AXs (1 mg) in einem Glasrohr mit einer Kappe und mischen Sie einen Vortexer. Inkubieren für 2 h bei 65 &#160; ° C in einem Abzug. Man kühlt die Suspension auf RT und fügen 4 Bde. absolutem Ethanol. </li><li> Platzieren Sie die Suspension in einem Kältespeicher (4 ° C) O / N auszufällen Polysaccharide. </li><li> Zentrifuge (1500 xg, 10 min, RT) Überstand zu entfernen. Waschen des Pellets extensiv mit absolutem Ethanol (4 x), Aceton (1x) und Methanol (1x), zwischen jeder Wasch Zentrifugieren. Vakuum trocken bei 40 ° CO / N. Hinweis: gründliches Waschen entfernt auch Rest 2AB. </li></ol></li></ol> 2. Erzeugung von Xylo-Oligosaccharide aus 2 AB Labelled W-sol AXs <ol><li> Auflösen 2AB W-sol AXs (1 mg) in 500 &amp; mgr; l Natriumacetat-Puffer (100 mM, pH 5) in einem Mikrozentrifugenröhrchen (1,5 ml) markiert. In 4 Einheiten Endoxylanase (GH 11, [M1]) und Inkubation bei 37 &#160; ° C für 16 Stunden. </li><li> Zerstören Sie die Enzymaktivität durch die Reaktion mixt Heizungure für 10 min in einem kochenden Wasserbad. Man kühlt die Suspension auf RT und Transfer zum Glasrohr mit einer Kappe. In 4 Bde. absolutem Ethanol gelöst und die Suspension in einem Kühllager Ort (4 ° C) O / N keine unverdaute Polysaccharide auszufällen. </li><li> Zentrifuge (1500 xg, 10 min, RT) unverdaute Polysaccharide (Pellet) und Endoxylanase erzeugt Xylo-Oligosaccharide (Überstand) zu trennen. Dekantieren Überstand in ein sauberes Glasröhrchen und legen Sie sie in ein warmes Wasserbad (40 ° C). </li><li> Man dampft das Ethanol unter einem Strom von Stickstoffgas zu einem Endpunkt Volumen (~ 500 &amp; mgr; l). Frieren Sie den Überstand bei -80 ° C für 4 Stunden und Trocknen des gefrorenen Überstand in einem Gefriertrockner Xylo-Oligosaccharide zu erholen. </li></ol> 3. Erzeugung von Xylo-Oligosaccharide aus KOH-sol AXs und 2AB Kennzeichnung <ol><li> Behandeln KOH-sol AXs mit Endoxylanase (GH 11, [M1]) Xylo-Oligosaccharide zu erzeugen, wie oben (Abschnitte 2.1-2.4) beschrieben. </li><li> Treat Endoxylanase erzeugt Xylo-Oligosaccharide aus KOH-sol AXs mit 2AB Reaktionsgemisch (0,2 M 2AB, 1 M NaBH 3 CN) , wie oben (Abschnitte 1.1.1-1.1.2) beschrieben. </li><li> Dekantieren Überstand in ein sauberes Glasröhrchen und legen Sie sie in ein warmes Wasserbad (40 ° C). Man dampft das Ethanol unter einem Strom von Stickstoffgas zu einem Endpunkt Volumen (~ 500 &amp; mgr; l). Frieren Sie den Überstand bei -80 ° C für 4 Stunden und Trocknen des gefrorenen Überstand in einem Gefriertrockner Xylo-Oligosaccharide zu erholen. </li></ol> 4. MALDI-TOF-MS <ol><li> Herstellung von MALDI-Matrix-Lösung <ol><li> Eine kleine Kugel 2, 5-dihydroxbenzoic Säure (DHB) bis 50% Acetonitril (500 ml), enthaltend 0,1% Ameisensäure in einem Rohr (MALDI-Matrix-Lösung). Mischen Sie einen Wirbel verwenden, wenn es sich schnell auflöst, fügen Sie eine weitere kleine Kugel DHB. Hinweis: Ideal Konzentration von MALDI-Matrix - Lösung beträgt 10 ug / ul -1. </li></ol></li><li> Herstellung von MALDI-Zielplatte <ol><li> Hinterlegung der aqueouns Oligosaccharid (nativ) Proben (5-10 ug) (W-Sol und / oder KOH-sol) auf eine MALDI-Zielplatte. Zugabe von 0,3 ul MALDI-Matrix-Lösung eine separate Spitze mit und mischen durch Pipettieren von oben und unten. Lassen Sie die Mischung bei RT trocknen. Hinweis: Richtig getrockneten Proben von langen nadelförmigen Kristallen bestehen sollte in Richtung der Mitte des Flecks zeigt. Wenn die Ablagerung klebriger ist und / oder schmierige die Probe entweder zu konzentriert sein kann, oder aus Salzen sind solche Ablagerungen unwahrscheinlich gute Spektren zu erzeugen, und die Probe sollte weiter gereinigt werden. </li><li> Führen Sie die Zielplatte in die MS Quelle und arbeiten in positiver (+ ive) Ionenmodus. Stellen Sie die Beschleunigungsspannung auf 19,0 kV bei Ionenquelle 1 und 16,3 kV bei Ionenquelle 2. Stellen Sie die Laserleistung auf mehr als 70%. Wählen Sie den Probenpunkt auf der MALDI-Zielplatte und klicken Sie auf Start Laserschüssen zu beginnen. Hinweis: Alle Bereiche des Ziel werden keine Signale ergeben. Eine bestimmte Stelle wird nur ein Signal für ein paar Laserschüsse aufgrund entweder gebenAbreicherung der Probe / Matrix-Mischung oder Eigenschaften des Kristalls. <ol><li> Bewegen Sie den Laser auf verschiedene Bereiche des Targets während der Erfassung und durchschnittlich etwa 200 Zufalls Spektren zufriedenstellendes Signal-zu-Rauschen zu erhalten. </li></ol></li></ol></li></ol> 5. ESI-QTOF-MS <ol><li> Analysieren Endoxylanase-generierte Oligosaccharide (nativ) unter Verwendung von Nano-HPLC gekoppelt mit einem Elektrospray-Ionisation (ESI) Quadrupol-Flugzeit (QTOF) MS-Gerät mit Online-chromatographische Trennung unter Verwendung einer RP C-18-Säule (75 &amp; mgr; m × 150 mm; 3,5 &amp; mgr; m Wulst Größe). <ol><li> Übertragen Sie die Endoxylanase-generierte wässrigen Oligosaccharide Mischung in ein Fläschchen aufnehmen und in die HPLC-Autosampler. Programmieren des Elutionsgradienten von 5-80% mit den mobilen Phasen 0,1% (v / v) Ameisensäure in Wasser und 0,1% (v / v) Ameisensäure in Acetonitril jeweils über 60 min. </li><li> Stellen Sie die Durchflussrate auf 0,2 ml / min. Stellen Sie den Positiv-Ionen-Modus im Scan-Bereichvon 300-1,600 m / z und einer Scan-Geschwindigkeit von 0,5 Scans / Sekunde die ESI - Quelle Bedingungen wie folgt: Vorhanggas 10, GS1 4, Quellentemperatur 100 ° C, Ionensprayspannung 2300 V, und de-Clustering Potential 50 V. Führen Sie das LC-chromatographischen Programm und elute Oligosaccharide. Die sich ergebende Gesamt Ionenchromatogramm (TIC) automatisch durch die Software gespeichert. </li><li> Öffnen Sie die gespeicherte TIC und wählen Extrakt Chromatogramm. Geben Sie die erwarteten Massen (zB 271, 403, 535, 667, 799 und 931 m / z) in der Befehlszeile. Scan-Chromatogramm durch Eingabe klicken. Verarbeiten Sie die ausgewählten Ionen Scans der ESI-MS QTOF Chromatogrammdaten unter Verwendung von Software gemäß den Anweisungen des Herstellers 14. </li></ol></li></ol> 6. ESI-MS n <ol><li> Legen 1 bis 2 &amp; mgr; l per-O-methylierten Oligosaccharid (methyliert , wie durch Pettolino et al. 1) Probe in 50% Acetonitril in eine Nanospray - Spitze mit einer Spritze. Trimmendie Nano-Spritzdüse ein Glasschneider in der diskreten Nanospray Halter an der MS angebracht zu passen. </li><li> Stellen Sie die Masse entsprechend der erwarteten Massenbereich (200-1.500 m / z) und Vorhanggas bis 10, Ionensprayspannung bei 1.900 V und Polarität positiv. </li><li> Drücken Sie die Taste acquire entsprechende Fenster zu öffnen, geben Sie Datendateiname eine Gesamtionen Scan (ESI-MS 1) zu erhalten. Dann drücken Sie die STOP-Taste. </li><li> Ändern Sie Scan-Typ von Produkt-Ion einen Spitzenwert von Interesse zu fragmentieren. Geben Sie die Masse von Interesse (zB 885 m / z) zu fragmentieren und stellen Sie den Massenbereich (200 bis 900 m / z). Drücken Sie die Taste Erfassen und stellen Sie die Kollisionsenergie ( nach oben und / oder unten in der Verbindung tab) gesamte Fragmentierung der Elternionen (885 m / z) zu erzielen und ein Fragment - Ion - Scan (ESI-MS 2) erwerben. </li><li> Geben Sie die Masse von Fragment - Ionen von Interesse (zB 711 m / z) und stellen Sie den Massenbereich (200 bis 720 m / z). Drücken Sie die Taste ein acquired die Kollisionsenergie einzustellen gesamte Fragmentierung der Vorläuferionen (711 m / z) und erwerben ein Fragment - Ion zu erreichen scan (ESI-MS 3). </li></ol> 7. H 1 NMR - Spektroskopie <ol><li> Man löst Endoxylanase erzeugte Mischung von Oligosacchariden (KOH-sol, nativen Form) (~ 500 ug) in D 2 O (1,0 ml, 99,9%) in einem Kunststoff - Teströhrchen (15 ml). Fixieren Sie die Suspension bei -80 ° C für 4 Stunden und trocknen Sie die gefrorene Suspension in einem Gefriertrockner Xylo-Oligosaccharide zu erholen. </li><li> Wiederholen 7.1 zweimal , um voll und ganz die H 2 O mit D 2 O austauschen </li><li> Auflösen getrocknet Oligosaccharide in D 2 O (0,6 ml, 99,9%) und mit 0,5 &amp; mgr; l Aceton (5% in D 2 O) als interner Standard. Übertragen Sie die deuterierten Oligosaccharide in der NMR-Probenröhrchen. </li><li> Halten Sie das NMR-Röhrchen enthaltenden Probe von oben und legen Sie die Probenröhrchen in einem Kunststoff-Spinner. Legen Sie die Spinner in der Probe Tiefenmesser. Eiterh oder ziehen Sie die Probenröhrchen, die Tiefe der Probe anzupassen, um sicherzustellen, dass die Mittellinie der Probe oberen und unteren Tiefenmesser gleich sind. </li><li> Entfernen Sie den Tiefenmesser und legen Sie die Probe in den Autosampler zu einem 600-MHz-NMR-Spektrometer mit einer Kryo-Sonde ausgestattet angebracht. </li><li> Anmeldung und offene Spektrometer Steuerungssoftware. Geben Sie die Beispieldateinamen. Öffnen Sie eine vorhandene Datensatzes und verwenden Sie dann den &quot;edc&quot; Befehl, es zu speichern, um unter einem neuen Namen. Geben Sie die Positionsnummer der Probe im Autosampler und drücken Sie &quot;ENTER&quot;. Hinweis: Durch Drücken der Taste &quot;ENTER&quot; wird das Probenröhrchen sanft auf die Magnetöffnung fallen, wo sie an der Spitze der Sonde positioniert werden. </li><li> Stellen Sie die gewünschte Probentemperatur durch &quot;versehenes Werkzeug&quot; in der Befehlszeile eingeben. Warten für die Probentemperatur den gewünschten Wert erreicht hat, bevor mit dem nächsten Schritt fortgefahren wird. Geben Sie &quot;sperren&quot; in der Befehlszeile ein und wählen Sie geeigneten Lösungsmittel (D 2 O). Warten Sie auf die &amp; #34; verriegeln fertig &quot;Meldung am unteren Rand des Fensters angezeigt werden. </li><li> Geben Sie &quot;ATMM&quot; in der Befehlszeile und klicken Sie auf &quot;optimieren&quot; an der Spitze des ATMM Menüleiste. Wählen Sie für Tuning und Anpassung der Sonde für den gewählten Kanal (1 H in diesem Fall) zu starten. </li><li> Geben Sie &quot;topshim&quot; in der Befehlszeile für den Shim-Prozess, in dem kleinere Anpassungen an das Magnetfeld vorgenommen werden, bis eine einheitliche Magnetfeld um das sample.Acquire das Signal durch Eingabe von &quot;zg&quot; in der Befehlszeile erreicht wird, und tritt ein. </li><li> Analysieren Spektren unter Verwendung von Software 15 gemäß den Anweisungen des Herstellers mit 1 H chemische Verschiebung auf einen internen Standard Aceton bei 2,225 ppm referenziert. </li></ol>

<ol><li>Pettolino, F. A., Walsh, C., Fincher, G. B., Bacic, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determining+the+polysaccharide+composition+of+plant+cell+walls%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Determining the polysaccharide composition of plant cell walls.</a> Nature Protocols. 7, 1590-1607 (2012).</li>
<li>Ratnayake, S., Beahan, C. T., Callahan, D. L., Bacic, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+reducing+end+sequence+of+wheat+endosperm+cell+wall+arabinoxylans%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydr.+Res%22%5BJournal%5D)">The reducing end sequence of wheat endosperm cell wall arabinoxylans.</a> Carbohydr. Res. 386, 23-32 (2014).</li>
<li>Bacic, A., Harris, P. J., Stone, B. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBacic%2C+A+%22The+Biochemistry+of+Plants%2C+Vol.+14%2C+Carbohydrates%22">The Biochemistry of Plants, Vol. 14, Carbohydrates</a>. Preiss, J. 14, Academic Press. San Diego. 297-371 (1988).</li>
<li>York, W. S., O'Neill, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biochemical+control+of+xylan+biosynthesis+-+which+end+is+up%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Biochemical control of xylan biosynthesis - which end is up?</a> Plant Biol. 11, 258-265 (2008).</li>
<li>Fincher, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revolutionary+times+in+our+understanding+of+cell+wall+biosynthesis+and+remodeling+in+the+grasses%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Revolutionary times in our understanding of cell wall biosynthesis and remodeling in the grasses.</a> Plant Physiol. 149, 27-37 (2009).</li>
<li>Faik, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Xylan+Biosynthesis%3A+News+from+the+Grass%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Xylan Biosynthesis: News from the Grass.</a> Plant Physiol. 153, 396-402 (2010).</li>
<li>Scheller, H. V., Ulskov, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemicelluloses%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Plant+Biol%22%5BJournal%5D)">Hemicelluloses.</a> Annu. Rev. Plant Biol. 61, 263-289 (2010).</li>
<li>Bacic, A., Stone, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+%281%E2%86%923%29-+and+%281%E2%86%924%29-linked+%CE%B2-D-glucan+in+the+endosperm+cell-wall+of+wheat%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydr.+Res%22%5BJournal%5D)">A (1→3)- and (1→4)-linked β-D-glucan in the endosperm cell-wall of wheat.</a> Carbohydr. Res. 82 (13), 372-377 (1980).</li>
<li>Comino, P., Collins, H., Lahnstein, J., Beahan, C., Gidley, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterisation+of+soluble+and+insoluble+cell+wall+fractions+from+rye%2C+wheat+and+hull-less+barley+endosperm+flours%5BTitle%5D)+AND+%22Food+Hydrocolloids%22%5BJournal%5D)">Characterisation of soluble and insoluble cell wall fractions from rye, wheat and hull-less barley endosperm flours.</a> Food Hydrocolloids. 41, 219-226 (2014).</li>
<li>Pena, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arabidopsis+irregular+xylem8+and+irregular+xylem9%3A+Implicationsfor+the+Complexity+of+Glucuronoxylan+Biosynthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Arabidopsis irregular xylem8 and irregular xylem9: Implicationsfor the Complexity of Glucuronoxylan Biosynthesis.</a> Plant Cell. 19, 549-563 (2007).</li>
<li>Andersson, S. I., Samuelson, O., Ishihara, M., Shimizu, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structure+of+the+reducing+end-groups+in+Spruce+xylan%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydr.+Res%22%5BJournal%5D)">Structure of the reducing end-groups in Spruce xylan.</a> Carbohydr. Res. 111, 283-288 (1983).</li>
<li>Mazumder, K., York, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+analysis+of+arabinoxylans+isolated+from+ball-milled+switchgrass+biomass%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydr.+Res%22%5BJournal%5D)">Structural analysis of arabinoxylans isolated from ball-milled switchgrass biomass.</a> Carbohydr. Res. 345, 2183-2193 (2010).</li>
<li>Kulkarni, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ability+of+land+plants+to+synthesize+glucuronoxylans+predates+the+evolution+of+tracheophytes%5BTitle%5D)+AND+%22Glycobiol%22%5BJournal%5D)">The ability of land plants to synthesize glucuronoxylans predates the evolution of tracheophytes.</a> Glycobiol. 22 (2012), 439-451 (2012).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Agilent+MassHunter+Workstation+Software+-+Quantitative+Analysis+Familiarization+Guide%22">Agilent MassHunter Workstation Software - Quantitative Analysis Familiarization Guide</a>. , Agilent Technologies. Available from:
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<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Topspin+User+Manual%22">Topspin User Manual</a>. , Bruker. Available from:
 <a target="_blank" href="http://www.nmr.ucdavis.edu/docs/user_manual_topspin_ts30.pdf ">http://www.nmr.ucdavis.edu/docs/user_manual_topspin_ts30.pdf </a> (2010).</li>
<li>Domon, B., Costello, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+nomenclature+for+carbohydrate+fragmentation+in+FAB-MS%2FMS+spectra+of+glycoconjugates%5BTitle%5D)+AND+%22Glycoconjugate.+J%22%5BJournal%5D)">A systematic nomenclature for carbohydrate fragmentation in FAB-MS/MS spectra of glycoconjugates.</a> Glycoconjugate. J. 5, 397-409 (1988).</li>
<li>Hoffmann, R. A., Leeflang, B. R., De Barse, M. M. J., Kamerling, J. P., Vliegenthart, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterisation+by+1H-n.m.r.+spectroscopy+of+oligosaccharides%2C+derived+from+arabinoxylans+of+white+endosperm+of+wheat%2C+that+contain+the+elements+----4%29%5Balpha-L-Araf-%281----3%29%5D-beta-D-Xylp-%281----+or+----4%29%5Balpha-+L-Araf-%281----2%29%5D%5Balpha-L-Araf-%281----3%29%5D-beta-D-Xylp-%281----%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydr.+Res%22%5BJournal%5D)">Characterisation by 1H-n.m.r. spectroscopy of oligosaccharides, derived from arabinoxylans of white endosperm of wheat, that contain the elements ----4)[alpha-L-Araf-(1----3)]-beta-D-Xylp-(1---- or ----4)[alpha- L-Araf-(1----2)][alpha-L-Araf-(1----3)]-beta-D-Xylp-(1----.</a> Carbohydr. Res. 221, 63-81 (1991).</li>
<li>Gruppen, H., Hoffmann, R. A., Kormelink, F. J. M., Voragen, A. G. J., Kamerling, J. P., Vliegenthart, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterisation+by+1H+NMR+spectroscopy+of+enzymically+derived+oligosaccharides+from+alkali-extractable+wheat-flour+arabinoxylan%5BTitle%5D)+AND+%22Carbohydr.+Res%22%5BJournal%5D)">Characterisation by 1H NMR spectroscopy of enzymically derived oligosaccharides from alkali-extractable wheat-flour arabinoxylan.</a> Carbohydr. Res. 233, 45-64 (1992).</li>
<li>Kosik, O., Bromley, J. R., Busse-Wicher, M., Zhang, Z., Dupree, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+of+enzymatic+cleavage+of+cellulose+using+polysaccharide+analysis+by+carbohydrate+gel+electrophoresis+%28PACE%29%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Studies of enzymatic cleavage of cellulose using polysaccharide analysis by carbohydrate gel electrophoresis (PACE).</a> Methods Enzymol. 510, 51-67 (2012).</li>
</ol>

Wir haben nichts offenzulegen.

Die meisten Matrixphase Zellwandpolysaccharide scheinbar zufällig haben Backbones substituierte (mit sowohl Glycosyl und nicht-Glycosyl - Reste) , die sehr variabel in Abhängigkeit von der Pflanzenart, Entwicklungsstadium und Gewebetyp 3 sind. Da Polysaccharide wird sekundären Genprodukten ihre Reihenfolge sind Vorlage nicht abgeleitet und es gibt daher keinen einzigen analytischen Ansatz, wie Nukleinsäuren und Proteinen besteht, für ihre Sequenzierung. Die Verfügbarkeit von gereinigten gestänge spezifische h...

Heteroxylane sind eine Familie von Polysacchariden , die die vorherrschenden nicht-cellulosischen Polysacchariden der Primärwänden von Gräsern und den sekundären Wänden aller Angiospermen 3-6 sind. Die Xylan - Backbones unterscheiden sich in ihren Typen und Muster der Substitution mit Glykosyl (Glucuronsäure (GlcA), Arabinose (Araf)) und nicht-Glycosyl (O-acetyl, Ferulasäure) -Reste je nach Gewebetyp, Entwicklungsstadium und Art 7. Wände aus Weizen (Triticum aestivum L.) Endosperm bestehen hauptsächlich aus Arabinoxylane (AXs) (70%) und (1 → 3) (1 → 4) zusammengesetzt -β-D-Glucane (20%) mit geringen Mengen an Cellulose und heteromannans (je 2%) 8. Die Xylan-Rückgrat kann verschieden un-substituiert sein und überwiegend mono-substituierte (hauptsächlich O-2-Position und in einem geringeren Ausmaß O-3 Position) und di-substituierte (O-2 und O-3-Positionen) mit α-L-Ara f Reste 9. Das Reduktions Ende (RE) von heteroXylane aus dikotylen Pflanzen (beispielsweise Arabidopsis thaliana) 10 und Gymnospermen (beispielsweise Fichte (Picea abies)) 11 enthält eine charakteristische Tetrasaccharid Glycosyl - Sequenz; -β-D-Xyl p - (1 → 3) -α-L-Rha p - (1 → 2) -α-D-Gal p A- (1 → 4) -D-Xyl p. Um zu verstehen, heteroxylan Biosynthese und Funktion (biologische und Industrie), ist es wichtig, um vollständig die Xylan-Hauptsequenz die Typen und die Muster der Substitutionen sowie die Sequenz des reduzierenden Ende (RE) zu verstehen. Spezifische Techniken zur strukturellen Charakterisierung von reduzierenden Ende (RE) und inneren Bereich Glycosyl-Sequenz (en) von Heteroxylane sind in diesem Manuskript beschrieben. Die Techniken beruhen auf Fluorophore (mit 2 Aminobenzamid (2AB)) das reduzierende Ende (RE) der heteroxylan Kette vor der enzymatischen (Endoxylanase) Hydrolyse Tagging. Dieser Ansatz, insbesondere für die RE Sequenzierung wurdezuerst vom Labor Yorker berichtet 10,12-13 aber jetzt sind der innere Bereich Sequenzierung erweitert und ist eine Kombination von etablierten Techniken, die für alle Heteroxylane unabhängig von ihrer Quelle der Isolation ebenso anpaßbar ist. Dieser Ansatz kann auch auf andere Klassen von Polysacchariden verwendet (soweit verfügbar) die entsprechenden endo-Hydrolasen angewendet werden. In der vorliegenden Studie de-gestärkte wheat endosperm Zellwände wurden als ein in Alkohol unlösliche Rückstand (AIR) und der Reihe nach mit Wasser (W-sol Fr) und 1 M KOH , enthaltend 1% NaBH 4 (KOH-sol Fr) extrahiert wie beschrieben isoliert in Ratnayake et al. (2014) 2. Die freigesetzten Oligosaccharide von beiden W- und KOH-sol Frs dann methyliert und die detaillierte Strukturanalyse von sowohl den nativen und methylierte Oligosaccharide erfolgt mit einer Kombination von MALDI-TOF-MS, ESI-QTOF-MS-Verbindung mit HPLC mit der Verwendung Online chromatographische Trennung einer RP C-18-Säule unter Verwendung vonund ESI-MS n. Endoxylanase verdaut KOH-sol AXs auch durch magnetische Kernresonanz (NMR) charakterisiert wurde.

<table><tbody><tr><td>2 Aminobenzamid (2AB)</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td>A89804</td><td></td></tr><tr><td>Natriumborhydrid (NaBH4)</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td>247677</td><td>Gefährlich, mit Vorsicht umgehen</td></tr><tr><td>Natriumcyanoborohydrid (NaBH3CN)</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td>156159</td><td>Gefährlich, mit Vorsicht behandeln</td></tr><tr><td>endo-1,4-&beta;-Xylanase M1 (aus Trichoderma viride) (120101a)</td><td>Megazyme (www.megazyme.com)</td><td>E-XYTR1</td><td></td></tr><tr><td>Deuteriumoxid (D2O)</td><td>Sigma-Aldrich (www.sigmaaldrich.com)</td><td>151882</td><td></td></tr><tr><td>Gefriertrockner (CHRIST-ALPHA 1-4 LD plus)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>RP C18 Zorbax eclipse plus Säule&nbsp;</td><td>Agilent&nbsp;</td><td></td><td>(2.1&fach; 100 mm; 1.8 & Mikro; m Perlengröße)&nbsp;</td></tr><tr><td>MicroFlex MALDI-TOF MS&nbsp; &nbsp; (Modell - MicroFlex LR)</td><td>(Bruker Daltonics, Deutschland)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>(ESI) -(QTOF) MS&nbsp; &nbsp; (Modell # 6520)</td><td>(Agilent, Palo Alto, CA )</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ESI-MSn &nbsp;- Ionenfalle&nbsp; (Modell # 1100 HCT)</td><td>(Agilent, Palo Alto, Kalifornien).</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Bruker Avance III 600 MHz -NMR</td><td>Bruker Daltonics, Deutschland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Topspin (Version 3.0)-Biospin- Software&nbsp;</td><td>Bruker&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>GC-MS (Modell # 7890B)</td><td>Agilent&nbsp;</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

sequenzierung von pflanzenwand heteroxylane mit enzymatische, chemical (methylierungs) und physical (mass spectrometry, nuclear magnetic resonance) techniques

Sequencing of Plant Wall Heteroxylans Using Enzymic, Chemical (Methylation) and Physical (Mass Spectrometry, Nuclear Magnetic Resonance) Techniques

Dieses Protokoll beschreibt die spezifischen Techniken zur Charakterisierung verwendet Ende Reduktions (RE) und inneren Bereich Glycosyl-Sequenz (en) von Heteroxylane. De-gestärkten Weizen Endosperm Zellwände wurden als Alkohol unlösliche Rückstand (AIR) 1 und der Reihe nach mit Wasser (W-sol Fr) und 1 M KOH , die 1% NaBH 4 (KOH-sol Fr) extrahiert isoliert , wie von Ratnayake et beschrieben al. (2014) 2. Zwei verschiedene Ansätze (siehe Zusammenfassung in Abbildung 1) angenommen werden . In der ersten werden intakte W-sol AXs mit 2AB behandelt, um die ursprüngliche RE Hauptkette Zuckerrest zu markieren, und dann mit einem Endoxylanase behandelt, um eine Mischung aus 2AB-markiertem RE und inneren Bereich Reduktions Oligosaccharide zu erzeugen, respectively. In einem zweiten Ansatz wird die KOH-sol Fr mit Endoxylanase hydrolysiert, zuerst eine Mischung von Oligosacchariden zu erzeugen, die mit 2AB anschließend markiert sind. Die enzymatisch veröffentlicht ((un) markiert) Oligosaccharide aus beidenW- und KOH-sol Frs sind dann methyliert und die detaillierte Strukturanalyse sowohl die nativen und methylierte Oligosaccharide erfolgt eine Kombination von MALDI-TOF-MS, RP-HPLC-ESI-QTOF-MS und ESI-MS n verwenden. Endoxylanase verdaut KOH-sol AXs werden auch durch kernmagnetische Resonanz gekennzeichnet (NMR), die auch Informationen über die anomere Konfiguration liefert. Diese Techniken können auf andere Klassen von Polysacchariden angewendet werden, um die entsprechenden endo-Hydrolasen verwendet.

Endoxylanase Verdau von 2AB-markiertem W-sol AXs eine Mischung aus 2AB-markiertem RE Oligosaccharide erzeugt , und eine Reihe von nicht-markiertem (ohne 2AB label) Oligosaccharide von den inneren Regionen der Xylan - Kette abgeleitet (1; von Ratnayake et al. 2). Eine Reihe von chromatographischen Vorgehensweisen wird dann die komplexe Mischung von Isomeren zu fraktionieren eingesetzt. Schließlich werden MS - Techniken die isomeren Strukturen zu identi...

Dieses Protokoll beschreibt die spezifischen Techniken, die für die strukturelle Charakterisierung von Glykosylsequenz(en) im reduzierenden Endbereich (RE) und Glykosylsequenz(en) im internen Bereich von Heteroxylanen verwendet werden, indem das RE vor der enzymatischen Hydrolyse (Endoxylanase) mit 2 Aminobenzamid markiert und dann die resultierenden Oligosaccharide mittels Massenspektrometrie (MS) und Kernspinresonanz (NMR) analysiert werden.

Sequenzierung von Pflanzenwand Heteroxylane Mit Enzymatische, Chemical (Methylierungs) und Physical (Mass Spectrometry, Nuclear Magnetic Resonance) Techniques

This protocol describes the specific techniques used for the characterization of reducing end (RE) and internal region glycosyl sequence(s) of ...

Das übergeordnete Ziel besteht darin, die Glykosidsequenzen der reduzierenden Enden und der inneren Regionen von Heteroxylanen zu charakterisieren, indem das ursprüngliche reduzierende End-Zuckerrest der wasserlöslichen Haverxylane markiert und anschließend mit einer Endoxylanase behandelt wird, um ein Gemisch markierter Oligosaccharide zu erzeugen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Glykomik-Bereich zu beantworten, beispielsweise welche Veränderungen in der Feinstruktur von Oligosacchariden oder Polysacchariden als Reaktion auf geplante Wachstumsentwicklungen sowie auf abiotische und biotische Stressfaktoren auftreten. Der Hauptvorteil dieser Methode liegt darin, dass sie einen integrierten Ansatz zur Sequenzierung sowohl der reduzierenden Endsequenz als auch der inneren Regionsequenz beliebiger Glykane oder Polysaccharide beschreibt.Stellen Sie eine einmolare Natriumcyanoborhydrid-Lösung in einem Milliliter Wasser her. Lösen Sie anschließend 27,2 Milligramm des 2AB-Reagenzes in der Natriumcyanoborhydrid-Lösung unter Erhitzen auf 65 Grad Celsius und Einstellen des pH-Werts des Reaktionsgemisches mit 10-prozentiger Essigsäure auf pH 5,5. Geben Sie 200 Mikroliter des Reaktionsgemisches in ein Milligramm wasserlöslicher Arabinoxylane in einem Glasröhrchen mit Schraubverschluss und mischen Sie mit einem Vortex-Mixer.Die Probe zwei Stunden lang bei 65 Grad Celsius in einem Abzug inkubieren. Nach der Inkubation die Suspension auf Raumtemperatur abkühlen lassen und vier Volumina absoluten Ethanols hinzufügen. Die Suspension über Nacht in einen Kühlschrank stellen, um Polysaccharide auszufällen.Anschließend die Probe zentrifugieren und den Überstand entfernen. Den Pellet mehrfach mit absolutem Ethanol, Aceton und Methanol waschen, wobei zwischen den einzelnen Waschschritten jeweils zentrifugiert wird. Den Pellet über Nacht im Vakuum bei 40 Grad Celsius trocknen.Lösen Sie ein Milligramm der hergestellten 2AB-markierten wasserlöslichen Arabinoxylane in 500 Mikroliter Natriumacetatpuffer in einem Mikrozentrifugenröhrchen auf. Geben Sie vier Einheiten Endoxylanase hinzu und inkubieren Sie 16 Stunden bei 37 Grad Celsius. Inaktivieren Sie die Enzymaktivität, indem Sie das Reaktionsgemisch 10 Minuten lang in einem siedenden Wasserbad erhitzen.Kühlen Sie die Suspension auf Raumtemperatur ab und übertragen Sie sie in ein Glasröhrchen mit Schraubverschluss. Geben Sie vier Volumina absoluten Ethanols hinzu und lagern Sie die Suspension über Nacht bei Kälte, um eventuell unverdaute Polysaccharide auszufällen. Zentrifugieren Sie, um die unverdauten Polysaccharide als Pellet von den durch Endoxylanase erzeugten Oligosacchariden zu trennen.Danach das Überstand in ein sauberes Plastikröhrchen dekantieren und in ein warmes Wasserbad stellen. Das Ethanol unter einem Strom von Stickstoffgas bis zu einem Endvolumen verdampfen lassen. Den Überstand vier Stunden lang bei minus 80 Grad Celsius einfrieren, bevor der gefrorene Überstand in einem Gefriertrockner getrocknet wird, um Xylooligosaccharide zu gewinnen.Um die Xylooligosaccharide aus löslichen Arabinoxylanen von KO8 und der 2AB-Markierung zu erzeugen, siehe den Text-Protokoll. Um die MALDI-Matrixlösung vorzubereiten, fügen Sie eine kleine Spatelspitze DHB zu 500 Milliliter 50 prozentiger Acetonitril-Lösung mit 0,1 Prozent Ameisensäure in einem Reagenzglas hinzu. Mischen Sie mit einem Vortex. Falls es sich schnell auflöst, fügen Sie eine weitere kleine Portion DHB hinzu. Geben Sie die nativen wässrigen Oligosaccharidproben auf eine MALDI-Target-Platte. Fügen Sie 0,3 µL der MALDI-Matrixlösung unter Verwendung einer separaten Spitze hinzu und mischen Sie durch mehrmaliges Auf- und Abpipettieren.Lassen Sie das Gemisch bei Raumtemperatur trocknen. Führen Sie die Target-Platte in die MS-Ionenquelle ein und betreiben Sie im positiven Ionenmodus. Stellen Sie die Beschleunigungsspannung auf 19 Kilovolt an der ersten Ionenquelle und auf 16,3 Kilovolt an der zweiten Ionenquelle ein.Stellen Sie die Laserleistung auf mehr als 70 Prozent ein. Wählen Sie den Probenpunkt auf der MALDI-Zielplatte aus und klicken Sie auf „Start“, um die Laserimpulse zu beginnen. Analysieren Sie die mittels natives Endoxylanase erzeugte Oligosaccharide unter Verwendung von Nano-HPLC, gekoppelt mit einem Elektrospray-Ionisations-Quadrupol-Time-of-Flight-MS-Gerät mit online chromatographischer Trennung mittels einer reversphasigen C18-Säule. Überführen Sie das durch Endoxylanase erzeugte wässrige Oligosaccharidgemisch in ein Vial und stellen Sie es in den HPLC-Autosampler. Programmieren Sie das Elutionsgradient von fünf auf 80 Prozent mit den mobilen Phasen 0,1 Prozent Ameisensäure in Wasser und 0,1 Prozent Ameisensäure in Acetonitril über 60 Minuten. Führen Sie das flüssigchromatographische Programm durch und eluieren Sie die Oligosaccharide.Drücken Sie „Probe hinzufügen“, geben Sie den Probennamen ein und drücken Sie die Schaltfläche „OK“. Wählen Sie die Methodendatei für die Massenspektrometrie aus und klicken Sie auf „Absenden“. Starten Sie anschließend die Probe.Das resultierende Gesamtionenchromatogramm (TIC) wird automatisch von der Software gespeichert. Öffnen Sie das gespeicherte TIC und wählen Sie „Chromatogramm extrahieren“. Geben Sie die erwarteten Massen in der Befehlszeile ein.Scannen Sie das Chromatogramm, indem Sie die Eingabetaste drücken, bevor Sie die ausgewählten Ionenscans gemäß den Herstelleranweisungen mit der Software verarbeiten. Geben Sie ein bis zwei Mikroliter der pro O-methylierten Oligosaccharidprobe in 50 Prozent Acetonitril mittels einer Spritze in eine Nanospray-Spitze ein. Kürzen Sie die Nanospray-Spitze mit einem Glasstiftschneider so, dass sie in die separate Nanospray-Halterung passt, die am MS befestigt ist. Stellen Sie die Masse gemäß dem erwarteten Massenbereich ein, das Vorhanggas auf 10, die Ionspray-Spannung auf 1900 Volt und die Polarität auf positiv.Drücken Sie die Schaltfläche „Acquire“, um das entsprechende Fenster zu öffnen. Geben Sie anschließend den Namen der Datendatei ein, um einen Gesamtionenscan zu erhalten, bevor Sie die Schaltfläche „Stop“ betätigen. Ändern Sie den Scantyp von Produktion auf Fragmentierung eines interessierenden Bereichs.Geben Sie die gewünschte Masse zur Fragmentierung ein und stellen Sie den Massenbereich ein. Drücken Sie die Erfassungstaste und passen Sie die Kollisionsenergie an, um eine vollständige Fragmentierung des Mutterions zu erzielen, und nehmen Sie einen Fragmentionenscan auf. Lösen Sie das durch Endoxylanase erzeugte Gemisch aus Oligosacchariden in einem Milliliter Deuteriumoxid in einem 10-Milliliter-Kunststoffteströhrchen auf.Gefrieren Sie die Suspension vier Stunden lang bei minus 80 Grad Celsius, bevor Sie die gefrorene Suspension in einem Gefriertrockner trocknen, um Xylooligosaccharide zu gewinnen. Lösen Sie anschließend die getrockneten Oligosaccharide in 0,6 Milliliter Deuteriumoxid auf und geben Sie 0,5 Mikroliter fünfprozentige Acetonlösung in Deuteriumoxid als internen Standard hinzu. Überführen Sie die deuterierten Oligosaccharide in die NMR-Probenröhrchen.Halten Sie das NMR-Röhrchen mit der Probe am oberen Ende fest und setzen Sie das Probengefäß in einen Kunststoffspinner ein. Stellen Sie den Spinner in die Probentiefenmessschablone. Drücken oder ziehen Sie das Probengefäß, um die Probentiefe einzustellen, sodass die Mittellinie der oberen und unteren Tiefenmessmarken übereinstimmt.Entfernen Sie die Tiefenmessanzeige und geben Sie die Probe in den Autosampler, der an ein 600-Megahertz-NMR-Spektrometer mit Kryoprobe angeschlossen ist. Führen Sie das NMR-Experiment durch und analysieren Sie die resultierenden Spektren, wie im Textprotokoll beschrieben. Die Signale im MALDI-TOF-MS-Spektrum von Oligosacchariden, die aus mit 2AB markierten, nativen wasserlöslichen Arabinoxylanen stammen, umfassen eine Reihe unmarkierter neutraler und saurer Oligosaccharide aus dem internen Bereich sowie Oligosaccharide, die ursprünglich am reduzierenden Ende mit 2AB markiert waren.Hier gezeigte ausgewählte Ionen-Scans der ESI-Cutoff-MS-Chromatogramme von nativen Oligosacchariden, die aus Oligosacchariden des inneren Bereichs stammen und durch Endoxylanase-Behandlung von mit 2AB markierten wasserlöslichen Arabinoxylanen erzeugt wurden. Ebenfalls dargestellt sind Scans von nativen Oligosacchariden, die von reduzierenden Endoligosacchariden mit 2AB-Markierung sowie von sauren Oligosacchariden der Region stammen, die auf die gleiche Weise generiert wurden. Unmethylierte Hydroxylgruppen, die während der gasförmigen Fragmentierung von per-O-methylierten Oligosacchariden in der MS entstehen, ergeben eine Massendifferenz von 14 Dalton, die als „Scar“ zur Identifizierung des Verzweigungsmusters und der glykosidischen Sequenzen verwendet wird.Jede durch das Fragmentierungsereignis erzeugte Markierung wird als durchgezogene Linie dargestellt, da für eine definierte Masse mehrere isomere Strukturen möglich sind. Y-Ionen sind rot gekennzeichnet, B-Ionen schwarz. Die Analyse der Elektrospray-Ionisation-Tandem-Massenspektren von vollständig O-methylierten reduzierenden und neutralen Glycosalaliditolen, bestehend aus vier Pentosezuckerresten und Xylitol bei einem Massen-zu-Ladungs-Verhältnis von 885, zeigt, dass die Sequenz am reduzierenden Ende aus der Arabinose-Seitenkette besteht, die am reduzierenden Xylitolrest angehängt ist, und/oder sowohl am reduzierenden Xylitolrest als auch am vorletzten Xylosylrest.Nach Durchführung dieses Verfahrens können weitere Methoden wie die chromprionomischen Profilierung und Elektropulsierung angewendet werden, um Fragen zur Antikörperspezifität bezüglich Epitopen sowie zur schnellen Untersuchung von Veränderungen der Feinstruktur zu beantworten. Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Forschern auf dem Gebiet der Glykomik den Weg, um die strukturellen Merkmale von Glykanen zu erforschen, einschließlich der Art und des Musters von Substitutionen mit glykanischen oder nicht-glykanischen Resten in verschiedenen Gewebetypen, Entwicklungsstadien und Arten. Dieser Ansatz kann auf andere Klassen von Polysacchariden angewendet werden, indem geeignete Endohydrolysen verwendet werden.Beachten Sie, dass das Arbeiten mit Metalaliden und Natriumcyanoborhydrid äußerst gefährlich sein kann, und Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen geeigneter Handschuhe und das Arbeiten in einer Abzugshaube sollten stets beachtet werden, wenn dieses Verfahren durchgeführt wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Chemistry

Chemie

Pflanzlicher Biomasse ist ein wichtiger klimaneutrale erneuerbare Ressource, die für die Herstellung von Biokraftstoffen verwendet werden könnten. Pflanzliche Biomasse besteht im Wesentlichen aus Zellwände, eine strukturell komplexen Verbundwerkstoff bezeichnet Lignocellulose. Hier beschreiben wir ein Protokoll für eine umfassende Analyse des Inhalts und der Zusammensetzung der Polyphenol-Lignin.

Umfassende Analyse der Zusammensetzung von pflanzlichen Zellwänden (Lignozellulose) Teil I: Lignin

Pflanzlicher Biomasse ist ein wichtiger klimaneutrale erneuerbare Ressource, die für die Herstellung von Biokraftstoffen verwendet werden könnten. Pflanzliche Biomasse besteht im Wesentlichen aus Zellwände, eine strukturell komplexen Verbundwerkstoff bezeichnet Lignocellulose. Hier beschreiben wir ein Protokoll für eine umfassende Analyse des Inhalts und der Zusammensetzung der Wand abgeleitet Kohlenhydrate.

Umfassende Analyse der Zusammensetzung von pflanzlichen Zellwänden (Lignozellulose) Teil II: Kohlenhydrate

Eine schnelle Art und Weise beschrieben, Einblicke in die Struktur der Polysaccharide in einer extrazellulären Matrix zu gewinnen. Die Methode nutzt die Spezifität von Glykosylhydrolasen und die Empfindlichkeit der Massenspektrometrie ermöglicht winzige Mengen von Materialien analysiert werden. Diese Technik ist anpassungsfähig, um direkt auf das Gewebe selbst verwendet werden.

Oligo Messe Profiling (OLIMP) der extrazellulären Polysacchariden

Glycan Profiling of Plant Cell Wall Polymers mit Microarrays

Dieses Protokoll zielt darauf ab, ein allgemeines Verfahren zur Visualisierung von Lignin, Cellulose und Hemicellulose in Pflanzenzellwänden unter Verwendung von Raman-Bildgebung und multivariater Analyse vorzustellen.

Kombinieren von Raman Imaging und multivariater Analyse zur Visualisierung von Lignin, Cellulose und Hemicellulose in der Pflanzenzellwand

Ein Protokoll für die Strukturanalyse von Polysacchariden durch Gelelektrophorese (PACE), mit Mannan als Beispiel, wird beschrieben.

Strukturelle Charakterisierung von Mannan Zellwand Polysaccharide in Anlagen, in denen Tempo

Ein Protokoll für die Probenvorbereitung 13C,15N-Label Pilz und Pflanze für multidimensionale Festkörper-NMR-Spektroskopie und dynamische atomare Polarisation (DNP) Untersuchungen wird vorgestellt.

Vorbereitung von Pilz und Pflanze-Materialien für strukturelle Aufklärung mittels dynamischen atomare Polarisation Festkörper-NMR

Das Microarray-Polymer-Profiling (MAPP) ist eine Hochdurchsatztechnik für die Analyse der Zusammensetzung von Glykanen in biologischen Proben.

Microarray-Polymer-Profiling (MAPP) für die Hochdurchsatz-Glykananalyse

Das vorliegende Protokoll beschreibt Verfahren zur Untersuchung und Charakterisierung von zellwandbezogenen Enzymen, hauptsächlich β-1,3-Glucanase und Peroxidase, in Weizenpflanzen. Ihr Aktivitätsniveau nimmt während der Weizen-RWA-Interaktion zu und ist an der pflanzlichen Abwehrreaktion durch Zellwandverstärkung beteiligt, die das Fressen von Blattläusen verhindert.

Aufklärung der physikalisch-chemischen Eigenschaften von #946;-1,3-Glucanase und Peroxidase des Abwehrmechanismus der Weizenzellwand gegen Diuraphis noxia-Befall

Protein-Konformation und Dynamik sind der Schlüssel zum Verständnis der Beziehung zwischen Struktur und Funktion. Wasserstoffaustausch gekoppelt mit hochauflösender Massenspektrometrie ist eine vielseitige Methode, um die Konformationsänderungen Dynamik von Proteinen als auch studieren Charakterisierung von Protein-Ligand und Protein-Protein-Wechselwirkungen, einschließlich Kontaktschnittstellen und allosterische Effekte.

Analyse von Proteindynamik mit Wasserstoffwechsel Massenspektrometrie

Erfahren Sie die Sequenzierung von Pflanzenwand-Heteroxylanen durch enzymatische Hydrolyse, Massenspektrometrie und NMR. Diese Methode ermöglicht die detaillierte Strukturanalyse von Glykosylsequenzen.

Sequenzierung von Pflanzenwand Heteroxylane Mit Enzymatische, Chemical (Methylierungs) und Physical (Mass Spectrometry, Nuclear Magnetic Resonance) Techniques (Video) | JoVE Journal

Sequenzierung von Pflanzenwand Heteroxylane Mit Enzymatische, Chemical (Methylierungs) und Physical (Mass Spectrometry, Nuclear Magnetic Resonance) Techniques

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