Name: Räumliche Messungen der Perfusion, interstitielle Fluiddruck und Liposome Anreicherung in soliden Tumoren (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-08-18T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Erfahren Sie die räumliche Kartierung von Tumorperfusion, interstitiellem Fluiddruck und Liposomenanreicherung in soliden Tumoren. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der heterogenen Nanopartikelaufnahme im Tumormikromilieu.

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Die Autoren danken Dr. Javed Mahmood für die Unterstützung bei der Kultivierung von MDA-MB-231-Zellen und der Implantation der MDA-MB-231-Xenotransplantate, Linyu Fan für die Vorbereitung der CT-Liposomen. Shawn Stapleton ist dankbar für die Finanzierung durch das Natural Sciences and Engineering Research Postgraduate Scholarships Program und die Terry Fox Foundation Strategic Initiative for Excellence in Radiation Research for the 21st Century (EIRR21) am CIHR. Diese Studie wurde durch Zuschüsse des Terry Fox New Frontiers Program (020005) und der Canadian Institutes of Health Research (102569) unterstützt.

Alle in - vivo - Experimente wurden unter einem Protokoll , das von der University Health Network Institutional Animal Care und Use Committee genehmigt durchgeführt. 1. Tiermodell <ol><li> Kultur zwischen 5 bis 7 x 10 6 MDA-MB-231 Brust - Adenokarzinom - Tumorzellen in DMEM mit 10% fötalem Rinderserum (FBS) und 100 - facher Verdünnung von Penicillin-Streptomycin. </li><li> Ernten Sie die Zellen, wenn sie 80% konfluent mit einer 0,05% Trypsin-EDTA-Lösung. Trypsin-EDTA mit einem 3-fach Volumen DMEM Nach 3-5 min neutralisieren. Nehmen Sie ein 15-ul-Aliquot von Zellen und zählen eine Zählkammer. Zentrifugen Zellen zu einem Pellet für 5 min bei 200 xg und resuspendieren in einer Konzentration von 10 x 10 6 Zellen pro ml in HBS. </li><li> Implantat subkutan (SC) Tumoren durch Injizieren von 1 bis 2 x 10 6 Zellen in der Hintergliedmaße jeder von 8 bis 12 Wochen alten weiblichen SCID - Maus (n = 5). Verwenden Sie ein Standard 25 G-Nadel für die Injektion. </li><li> Monitor-tumor Wachstum mit Sätteln (Volumen = 0,5 x Länge x Breite 2) und die Messungen beginnen , sobald die SC - Tumoren ein Volumen von &gt; 200 mm 3 (ca. 7 bis 9 Tage) erreicht haben. </li></ol> 2. CT-Liposom-Herstellung und Charakterisierung <ol><li> Liposomzubereitung <ol><li> Auflösen Lipidkomponenten (200 mmol / L) für die CT-Liposomen, einschließlich 1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin (DPPC), Cholesterin (CH) und 1,2-Distearoyl-sn-glycero-3 -phosphoethanolamine-N-poly (ethylenglykol) 2000 (DSPE-PEG2000) in wasserfreiem Ethanol bei 70 ° C bei einem Molverhältnis von 55: 40: 5 DPPC: CH: DSPE-PEG2000. </li><li> Verdunsten Ethanol durch Wärme bei 70 ° C gehalten, dann fügen Sie den CT-Kontrastmittel Iohexol (300 mg / ml Jod) zu der Lösung, so dass die endgültige Lipidkonzentration von 100 mM. </li><li> Pflegen Sie die Lösung bei 70 ° C für 4 Stunden mit häufigen Verwirbelung. </li><li> unilamellaren Vesikeln zu erhalten, extrudieren die Probe 5 times durch zwei bei einem Druck von 250 psi 200 nm Porengröße Membranen gestapelt und wiederum durch 5 Zyklen durch zwei gestapelte 80 nm Porengröße Membranen bei 400 psi extrudieren 10 ml Lipid Extruders. Pipette mit einem Volumen von 10 ml von Liposomen in den Extruder zu Beginn jedes Spritzgußzyklus und zu sammeln in ein steriles konisches Rohr oder Glasphiole nach jedem Extrusionszyklus. </li><li> Entfernen Sie die un-verkapselte Iohexol um 16 h Dialyse unter Verwendung einer 100 kDa Molekulargewicht abgeschnitten (MWC) Dialysebeutel gegen einen 250-fachen Volumenüberschuss von 0,02 mM HEPES-gepufferte Salzlösung (HBS, pH 7,4). Zum Beispiel stellen 1 ml Liposomenlösung in der Dialysebeutel mit 250 ml HBS außerhalb des Beutels in einen Becher. </li><li> Konzentrieren sich die CT-Liposomen, die ein 750.000 schaftlich MWC kommerziellen tangentialen Strömungssystem gemäß den Anweisungen des Herstellers. Konzentrat auf eine endgültige Jodkonzentration von ungefähr 55 mg ml -1. </li></ol></li><li> Liposome Charakterisierung <ol><li> Messen Verkapselungseffizienz durch die CT-Liposomen Zerreißen eine 10-fache Volumenüberschuß an Ethanol unter Verwendung des ioxehol freizugeben und dann verdünnen , um eine 100-fachen Volumenüberschuß an entionisiertem Wasser (dh 10 ul Liposomen aufgebrochen 100 ul Ethanol und dann verdünnt auf ein Endvolumen von 10 ml). </li><li> Bestimmen Iohexol Konzentration eines UV-Spektrometers mit Detektion bei einer Wellenlänge von 245 nm verwendet wird. Berechne den Verkapselungen Wirkungsgrad durch das Verhältnis Menge an freigesetztem Iohexol Mittels zu der Menge des Mittels unter zugegeben während der Herstellung. </li><li> Messung des hydrodynamischen Durchmesser und Zeta-Potential ein dynamisches Lichtstreuungs Teilchengrößenanalysator System nach den Anweisungen des Herstellers. Verdünne die CT-Liposom - Lösung durch 200x (dh 5 ul Liposomen in 1 ml Endvolumen) in deionisiertem Wasser Messungen zu erleichtern. </li></ol></li></ol> 3. CT-Bildgebung von Tumormikrozirkulation und CT-LiposomenVerteilung Hinweis: Folgen Sie den Anweisungen des Herstellers für eine volumetrische Scan durchführen, wenn andere Software-Version oder Ausrüstung verwendet wird. <ol><li> Anesthetize jede Maus mit 2% Isofluran mit medizinischen Luft oder Sauerstoff gemischt und bestätigen Sie mit der Zehe Kneifen und keine Reaktion zu beobachten. Bewerben Salbe auf die Augen Trockenheit während der Narkose zu verhindern. Unbeweglichkeitseffekt Tier in Bauchlage durch Pfoten auf eine dünne Plastikbrett Taping. </li><li> Legen Sie eine benutzerdefinierte 27 G-Katheter, die mit 20 cm auf PE10 Schläuche, in die seitliche Schwanzvene und befestigen Sie sie mit mehreren Stücken von Klebeband. </li><li> Bereiten einer 1 ml Spritze mindestens 200 &amp; mgr; l der CT-Liposome zu enthalten. Bereiten Sie eine 1-ml-Spritze mit Kochsalzlösung verwenden, um den Katheter zu spülen. Schließlich bereiten mindestens 150 &amp; mgr; l der freien Iohexol mit Kochsalzlösung gemischt, um eine 1-ml-Spritze mit (9: 1 Volumenverhältnis). </li><li> Platzieren Sie die Maus anfällig auf der Mikro-CT-Scanner-Bett. Verwenden Sie die Laser-Positionierungssystem der tumo zu platzierenr in etwa die gleiche Ausrichtung für jede Abtastung. </li><li> Legen Sie die CT-Liposom-Spritze in eine Spritzenpumpe und befestigen Sie den Katheter an der Spritze. Stellen Sie die Pumprate von 10 &amp; mgr; l pro Sekunde. </li><li> Initialisieren Sie das System durch eine Hell-Dunkel-Kalibrierung Scan Durchführung der CT-Scanner-Konsole-Software. Wählen Sie die Hell-Dunkel-Scan-Option für jedes Bildgebungsprotokoll von Interesse, wählen Sie Hell-Dunkel aus dem Dropdown-Menü und drücken Sie die Scan-Taste um die Kalibrierung zu starten. </li><li> Führen Sie eine volumetrische anatomische Mikro-CT des Tumors vor einer Kontrastmittelinjektion. Schauen Sie sich die CT-Scanner Konsolensoftware Anzeige der CT-Scanner Sicherheitsverriegelungen gelöscht wurden, um sicherzustellen. Auf dem CT-Scanner-Konsole wählen Sie Scan eine Röntgenenergie von 80 kV, einem Röhrenstrom von 70 mA aus, und fängt 1000 Bild Projektionen im Laufe der Zeit 16 Sek. Drücken Sie die Scan-Taste um den Scan zu starten. </li><li> Verwenden, um die Spritzenpumpe mit einem Bolus von CT-Liposomen bei einer Konzentration von 400 mg Jod kg einzuspritzen-1. Stellen Sie die Pumpe ein Volumen von etwa 150 &amp; mgr; l injiziert (eine 25 g Maus vorausgesetzt). Drücken Sie die Schaltfläche &quot;Start&quot; auf der Pumpe zu injizieren. Spülen Sie manuell den Katheter mit 50 ul Salzlösung (zweimal das Volumen des Katheters), um das gesamte Mittelmenge, um sicherzustellen, wurde injiziert und der Katheter ist klar. </li><li> Warten Sie 10 Minuten nach der Injektion von CT-Liposomen und dann einen zweiten anatomischen Scan mit der gleichen Methode und Einstellungen vornehmen in 3.5 beschrieben. </li><li> Führen Sie eine DCE-CT-Scan, indem Sie die Spritzenpumpe mit einem Volumen von 100 ul des freien Iohexol mit Kochsalzlösung gemischt zu injizieren (9: 1 Volumenverhältnis) unter Verwendung der gleichen Injektionsrate Einstellung in 3.3 beschrieben. <ol><li> Auf dem CT-Scanner-Konsole wählen Sie die 5 min dynamische Scan, der eine Röntgenenergieeinstellung von 80 kV, einem Rohr Energie von 90mA und fängt 416 Bild Projektionen jede Sekunde für die ersten 30 Sekunden, gefolgt von einer Akquisition nutzt alle 10 Sek . Capture 5 sec von DCE-CT-Daten und drücken Sie dann die Start-Taste auf der injection Pumpe. </li><li> Nach der DCE-CT-Scan eine volumetrische anatomischen Mikro-CT-Scan durchführen. </li></ol></li><li> Erfassen Sie anatomische CT-Bilder zwischen 48 und 72 Stunden nach der Injektion von CT-Liposomen, die gleichen volumetrischen CT-Einstellungen wie in den Schritten 3.5. </li><li> Rekonstruieren der anatomischen CT und DCE-CT-Daten unter Verwendung der GPU-Rekonstruktionssoftware. <ol><li> Laden Sie das Bild in die Rekonstruktionssoftware. Wählen Sie die Region von Interesse rekonstruiert werden durch einen ROI auf das Bild unter Verwendung einer Maus. Stellen Sie den Speicherort und den Dateinamen für das abgebildete rekonstruiert und wählen Sie die Ausgabedateityp als &quot;.mat &#39;. HINWEIS: Die Software wird automatisch das rekonstruierte Voxel Größe auf 0.153 x 0.153 x 0.153 mm 3 für anatomische Scans und 0.153 x 0.153 x 0.462 mm 3 für DCE-CT - Scans. Klicken Sie auf die &#39;beginnen Wiederaufbau&#39; Button. </li></ol></li><li> Verwenden, um die Voreinspritzung und 10 min nach Injektion Scans des CT-Liposom zu berechnen dasPlasmavolumenanteil beschrieben , wie zuvor 3. Darüber hinaus verwenden die Voreinspritzung und 5 min nach der Injektion Scans von Iohexol die interstitielle Volumenanteil zu berechnen , wie zuvor beschrieben 7. </li><li> Erhalten Zeitintensitätskurven (TICs) durch die DCE-CT-Daten in die Software importiert werden, die die Möglichkeit bietet, eine Region of Interest (ROI) innerhalb des Tumorvolumens zu identifizieren. Dann den Mittelwert CT Verbesserung in der ROI als eine Funktion der Zeit. In diesem Experiment wurde kundenspezifische Software entwickelt einen ROI zu identifizieren und die TIC berechnen. </li><li> Erhalten quantitative Schätzungen der Perfusion und der vaskulären Permeabilität, gemessen durch TICs Einbau eines Zweifach-Tracer kinetischen Modells. Fitting kann DCE-CT-Analyse-Software durchgeführt werden und die A-priori-Schätzungen der Plasmavolumenanteil und interstitielle Volumenanteile als feste Parameter in dem Zweifach-Tracer kinetisches Modell verwenden. Verwenden Sie die zuvor beschriebenen Methoden apriori Schätzungen der plasm zu erhaltena und interstitielle Volumenanteile 14. </li></ol> 4. Räumliche Messungen der Tumor Interstitial Fluid Pressure <ol><li> Zur Messung der IFP die 25 G Spinalnadel mit dem Druckwandler und dem IFP-Erfassungssystem durch 50 cm von PE20 Polyethylenschlauch anschließen. Spülen Sie das gesamte System mit einer Heparinsulfat / Salzlösung (1:10). Sterilisieren Sie die Nadel mit 70% Isopropyl vor dem Gebrauch. </li><li> Schalten Sie das Erfassungssystem und starten Sie die Erfassungssoftware IFP und laden Sie die Einstellungsdateien das System zu kalibrieren, um IFP Messungen in mmHg erwerben. Klicken Sie auf die Schaltfläche, um acquire IFP Daten zu sammeln. </li><li> Führen IFP Messungen zwischen 48 und 72 Stunden nach der Injektion von CT-Liposomen (dies entspricht der ungefähren Zeit des Spitzen Akkumulation der CT-Liposomen in den Tumor) unter Verwendung der in 4.8 beschriebenen Verfahren. Bringen Sie die IFP Nadel an der CT-IFP Roboter. </li><li> Führen Sie die Kalibrierung scannt die Koordinatensysteme abgestimmt werden, umCT-IFP Roboter und der CT-Scanner. Fügen Sie die Fiducial-Marker Bindung an die CT-IFP Roboter und führen in vier verschiedenen Positionen ein vier volumetrischen CT-Scan mit der Fiducial-Marker. <ol><li> Starten Sie die CT-IFP Roboter-Controller-Software, initialisieren Sie die Roboter und bewegen den Roboter in den drei Positionen durch die Eingabe der x, y, z Targeting Positionen und klicken Sie auf die Schaltfläche &quot;GO&quot;. </li><li> Nehmen Sie einen CT-Scan auf der folgenden x, y, z-Koordinaten: (1) 0,0,0; (2) -10,0,0; (3) 0,7,0; und (4) 0,0,10. Wählen Sie eine 90 kV, 10 mA, 16 sec Scan der CT-Scanner-Software und klicken Sie auf &#39;Start&#39; mit Hilfe der Scan zu initiieren. Rekonstruieren Sie das Scan, wie in 3.10 beschrieben. </li></ol></li><li> Starten Sie die CT-IFP Roboter Ausrichtung Software. Klicken Sie auf die Schaltfläche &quot;Hinzufügen&quot; in der Region &quot;Registrierungsdaten&quot; geladen, und wählen Sie die vier rekonstruierten Registrierung Scans in 4.3 erhalten, klicken Sie dann auf &quot;Öffnen&quot;. HINWEIS: Die Pixelposition des Fiducial-Marker werden automatisch in das softwa eingegeben werdenRe. <ol><li> Klicken Sie auf den &quot;Berechnen Transformation&quot; Taste und dann auf die &#39;Apply-Transformation&#39; Button. Dies erzeugt Datenausrichtung, die verwendet wird, um die CT-IFP Roboter-Koordinatensystem auf das CT-Scanner-Koordinatensystem zu konvertieren. Nachdem die Kalibrierung abgeschlossen ist, heften sich an die CT-IFP Roboter die Tier-Plattform. </li></ol></li><li> Anesthetize jede Maus mit 2% Isofluran mit medizinischen Luft oder Sauerstoff gemischt und bestätigen Sie mit der Zehe Kneifen und keine Reaktion zu beobachten. Unbeweglichkeitseffekt Tier auf der Roboterplattform CT-IFP und positionieren Sie die Maus, so dass der Tumor auf dem CT-IFP Robotersystem zugänglich ist. Unbeweglichkeitseffekt den Tumor mit Klebeband, so dass es nicht während der IFP Nadelinsertion nicht bewegt. </li><li> Führen Sie eine anatomische Mikro-CT-Scan vor der IFP Nadel eingeführt wird. Rekonstruieren die CT-Daten unter Verwendung der in 3.10 beschriebenen Schritten. </li><li> Laden Sie die Pre-Nadelinsertion CT-Daten in die CT-IFP Roboter Ausrichtung Software. Stellen Sie die Fenster und das Niveau der Tumor sichtbar zu machen. Klicken Sie auf the Rand des Tumors in jedem Bild, klicken Sie dann auf einem zweiten Rand Lage. Hinweis: Die Software eine Reihe von Positionen entlang einer geraden Linie zwischen den beiden Positionen berechnet wird. Beachten Sie die x, y und z-Koordinaten für eine Reihe von 5 bis 8 gleichmäßig aus der Liste beabstandeten Positionen. </li><li> Bereiten Sie die IFP-System durch die Nadel mit Heparin Salzlösung vor dem Einsetzen Spülung. </li><li> Geben Sie die ersten vorbestimmten Nadelpositionen in der x, y, z, in die CT-IFP Robotersteuerungssoftware und Druck Hinwendung zu gehen &#39;, um den Roboter in die gewünschte Position zu bewegen. Klicken Sie auf die &quot;Nadel einführen&quot;, um die Nadel in das Gewebe ein. <ol><li> Nach dem Einsetzen der Nadel durch Einklemmen und Loslassen der PE20 Schlauch, unter Hinweis darauf, dass die IFP Messung erhöht das gute Fluidverbindung zwischen dem IFP Nadel und dem Gewebe gewährleisten und den Wert zurück auf dem IFP Erfassungs-Software vor-Kneifen. Ablehnen Messungen, die zu den Ausgangsdaten nicht zurück. </li></ol></li><li> erwerben Sie einanatomischen CT-Scan mit der Nadel eingeführt und dann auf die &#39;einfahren Nadel&#39; Taste auf der CT-IFP Robotersteuerung Software, um die Nadel aus dem Gewebe zurückzuziehen. Ablehnen alle IFP Messungen, bei denen die IFP-Wert nicht auf die vorge Nadelinsertion Wert zurückkehrt nach dem Herausziehen der Nadel. Dies bedeutet, die Nadel während der Messung verstopft wurden. Wiederholen Sie die Schritte 4,8-4,10 für jede Nadelposition. </li><li> Bestimmen die Nadelposition innerhalb des Tumorvolumens durch Berechnung der x, y und z-Positionen der Nadel-Port in Bezug auf die Mitte der Masse des Tumorvolumens, wie in der Post-Insertion volumetrischen CT-Scan der Nadel identifiziert. </li><li> Zurück Tiere in ihren Käfig, nachdem alle Messungen abgeschlossen sind. Lassen Sie keine Tiere unbeaufsichtigt, und achten Sie darauf, sie zu beobachten, bis das Bewusstsein wiedererlangt hat und sie sind in der Lage Brustlage zu halten. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts offenzulegen

Die Verfahren zur bildbasierten Messung ermöglichen hierin präsentierten Bestimmung der räumlichen Verteilung der Tumormikro Eigenschaften, IFP, und CT-Liposom-Akkumulation. Frühere Versuche , diese Eigenschaften zu beziehen sind auf die Durchführung Massenmessungen über mehrere tumortragenden Tiere verlassen und fehlt daher die Empfindlichkeit Mechanismen für die Heterogenität der intratumoralen Anreicherung verantwortlich zu erläutern , die für die Nanogröße Drug - Delivery - Systemen beobachtet hat 15 geme...

Die Messung der intratumoralen Anreicherung von Nanopartikel-Drug-Delivery-Systeme können ein wichtiges Instrument, um zu bestimmen liefern, wenn eine ausreichende Konzentration von zytotoxischen Medikament innerhalb des Tumors erreicht. Die Entwicklung von &quot;Bild-fähig&quot; liposomale Systeme ermöglicht nicht-invasive und quantitative in vivo - Nachweis des Lieferfahrzeugs Medikament Bildgebungsverfahren wie die Positronen - Emissions - Tomographie (PET) 1, optische Fluoreszenz 2 und Computertomographie (CT) 3, 4 und Magnetresonanztomographie (MRI) 5. Imaging wurde verwendet , um die Pharmakokinetik und Bioverteilung von Liposom - Abgabesystemen zu bestimmen und das Ausmaß der interindividuelle und intratumorale Heterogenität in Nanopartikel Akkumulation 6,7 zu offenbaren. Allerdings Bildgebung von Nanopartikeln allein nicht die biologische Barrieren zu identifizieren, die zu ihrer schlechten Anhäufung und Verbreitung beigetragen haben. Dieses Wissen ist von größter Bedeutung für die rnellen Entwicklung wirksamer Formulierungen und Strategien intratumorale Akkumulation 8 zu verbessern. Es wurde gezeigt , dass therapeutische Strategien spezifische biologische Barrieren angewendet werden können , zu modulieren in verbesserte Nanopartikel Transport 9 führt. Zusätzlich Nanopartikelformulierungen entwickelt wurden speziell spezifische biologische Transportbarriere 10 zu überwinden. In beiden Fällen könnten Messungen der biologischen Barrieren verwendet werden, um die Verwendung eines geeigneten Nanopartikels Arzneimittelverabreichungsstrategie zu führen. Tumormikrozirkulation und erhöhter IFP wird angenommen , dass zwei wichtige Determinanten der intratumoralen Anreicherung von Nanopartikeln zu sein, wie Liposomen, in soliden Tumoren 9,11. Aber auch andere Barrieren , die 12 bis schlechte Liposom Akkumulation umfassen eine dichte extrazelluläre Matrix, undurchlässige Gefäße und feste Gewebedruck beitragen. Diese Barrieren sind in einer räumlich-zeitlichen ZusammenhangArt und Weise, mit abnormen Blutfluss und erhöhter interstitieller Flüssigkeit Druck ist zwei wichtige Faktoren, die die Erstauslieferung und Extravasation von Nanopartikeln zu fahren. Wie zuvor erläutert, die Beziehung zwischen der Tumormikro Gründung, erhöhte IFP und die intratumorale Akkumulation von Liposomen ist für die richtige Interpretation der Liposomenbilddaten unerlässlich. Hierin quantitative Methoden, um die Beziehung zwischen der Tumormikrozirkulation, erhöhte IFP und Nanopartikel Akkumulation in einem soliden Tumor zu messen, werden vorgestellt. Dies wird durch Ausführen kolokalisiert Messungen der intratumoralen Verteilung eines CT Liposom-Kontrastmittel unter Verwendung von volumetrischen CT-Bildgebung, Tumormikrozirkulation unter Verwendung einer dynamischen kontrastverstärkten Computertomographie-Bildgebung durchgeführt, und das Tumor IFP eine bildgeführte Roboternadelpositionierungssystem verwendet, bezeichnet CT-IFP Roboter 13.

<table><tbody><tr><td>MDA-MB-231 metastasierende Tumorzellen des Adenokarzinoms der Brust&nbsp;</td><td>ATCC</td><td>HTB-26</td><td></td></tr><tr><td>Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM)</td><td>Life Technologies</td><td>11965-092</td><td></td></tr><tr><td>Fötales Rinderserum (FBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F1051</td><td></td></tr><tr><td>HyClone Penicillin-Streptomycin 100x Lösung</td><td>GE Healthcare Life Sciences</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA (0,05%), Phenolrot</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>1,2-Dipalmitoyl-sn-glycero-3-phosphocholin (DPPC)</td><td>Avanti Lipids Inc., USA</td><td>850355P</td><td></td></tr><tr><td>Cholesterin (CH)</td><td>Avanti Lipids Inc., USA</td><td>700000P</td><td></td></tr><tr><td>1,2-distearoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamin-N-poly(ethylenglykol) 2000 (DSPE-PEG2000)</td><td>Avanti Lipids Inc., USA</td><td>880128P</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque (Iohexol) 300 mg Jod/ml&nbsp;</td><td>GE Healthcare, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>80 nm Porengröße Track-Etch Polycarbonat Membranen</td><td>Whatman Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 nm Porengröße Track-Etch Polycarbonat Membranen</td><td>Whatman Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 m Lipex Extruder&nbsp;</td><td>Nothern Lipids Inc., Kalifornien</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dialysebeutel Molekulargewichts-Cut-Off (MWCO) von 8 kDa</td><td>Spectrum Labs, USA&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>750.000 Molekulargewichts-Cut-Off (NMWC) Tangentialfluss-Säule&nbsp;</td><td>MidGee Ultrafiltrationspatrone, GE Healthcare, CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Schlauchpumpe</td><td>Watson Marlow Inc., USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>UV-Spektrometer</td><td>Helios &gamma;, Spectronic Unicam,&nbsp; USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>90Plus Partikelgrößen-Analysator&nbsp;</td><td>Brookhaven, Holtsville, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>eXplore Locus Ultra Mikro-CT-System&nbsp;</td><td>GE Healthcare, CA</td><td></td><td>Manipuliert mit CT-Konsolensoftware</td></tr><tr><td>AxRecon GPU-basierte Rekonstruktion</td><td>&nbsp; Acceleware Corp. CA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>27 G Katheter SURFLO Winged Infusion Set</td><td>Terumo Medical Products, USA</td><td>SV*27EL</td><td></td></tr><tr><td>PE20 Polyethylenschlauch</td><td>Becton Dickinson, USA</td><td>427406</td><td></td></tr><tr><td>Stiftspitze 25 G &times 3,5&prime; &Prime; Whitacre Spinalnadel&nbsp;</td><td>Becton Dickinson, USA</td><td>405140</td><td>IFP-Nadel</td></tr><tr><td>P23XL&nbsp; Druckmessumformer&nbsp;</td><td>Harvard Apparatus, CA</td><td>P23XL</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 4/35, Bridge Amp, mit LabChart Pro 7.0</td><td>ADInstruments Pty Ltd., USA</td><td>PL3504, FE221</td><td>IFP Erfassungssystem und Erfassungssoftware</td></tr><tr><td>CT-Sabre Small Animall Intervention System (CT-IFP Roboter)</td><td>Parallax Innovations, CA</td><td></td><td>Manipuliert mit CT-IFP Roboter Steuerungssoftware</td></tr><tr><td>CT-IFP Roboterausrichtungssoftware</td><td></td><td></td><td>Benutzerdefiniert Matlab-Software</td></tr><tr><td>DCE-CT-Analyse-Software</td><td></td><td></td><td>Benutzerdefinierte Matlab-Software</td></tr><tr><td>Matlab 2013b</td><td>Mathworks, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

räumliche messungen der perfusion, interstitielle fluiddruck und liposome anreicherung in soliden tumoren

Spatial Measurements of Perfusion, Interstitial Fluid Pressure and Liposomes Accumulation in Solid Tumors

Die heterogene intratumorale Akkumulation von Liposomen ist eine kritische Determinante für ihre Wirksamkeit. Sowohl die chaotische Tumormikrozirkulation und IFP erhöht sind die heterogene intratumorale Verteilung der Nanotechnologie-basierten Wirkstoffabgabesysteme, wie Liposomen verknüpft. In der vorliegenden Studie wird der Zusammenhang zwischen Tumormikrozirkulation, erhöhte IFP und die Akkumulation von Nanopartikeln wurde durch In - vivo - Experimente untersucht. Dies wurde durch die Auswertung der Tumormikrozirkulation erreicht dynamischen Kontrast mit verstärkten Computertomographie (DCE-CT) und die Messung von Tumor IFP ein neuartiges bildgeführte Roboternadelplatzierung System mit dem Mikro-CT-Scanner. Die intratumorale Akkumulation von Liposomen wurde durch CT bildbasierte Beurteilung eines Nanopartikels liposomale Formulierung bestimmt, dass das Kontrastmittel Iohexol (CT-Liposomen) stabil verkapseln. CT-Bildgebung für die Co-Lokalisation der räumlichen Verteilung erlaubt derTumor Hämodynamik, IFP und CT-Liposom-Akkumulation in einer einzelnen subkutanen Xenotransplantat-Mausmodell von Brustkrebs. Messungen führten zu der Entdeckung, dass die Perfusion und Plasmavolumenanteil sind starke Mediatoren der intratumoralen Verteilung von Liposomen. Darüber hinaus legen die Ergebnisse nahe, dass das IFP eine indirekte Rolle spielt bei der Vermittlung von Liposomen Verteilung durch den Blutfluss zu modulieren.

Die oben erwähnte Protokoll sollte CT-Liposomen mit einer gekapselten Konzentration von Iohexol, bedeuten Liposom Durchmesser und Zeta - Potential von 55 mg ml -1, 91,8 ± 0,3 nm und -45,5 ± 2,5 mV dar. 1a enthält repräsentative DCE-CT - Bildgebung ergeben Ergebnisse, eine Zeitreihe von volumetrischen Daten ergibt, die die zeitlichen Änderungen in intratumorale Anhäufung von Iohexol zeigen. Eine ROI innerhalb des Tumors Auswählen ergibt eine TIC , die unter Ver...

Die heterogene intratumorale Akkumulation von Liposomen wurde mit einer abnormalen Tumormikroumgebung in Verbindung gebracht. In dieser Arbeit werden Methoden zur Messung der Tumormikrozirkulation mittels Perfusionsbildgebung und erhöhtem interstitiellen Flüssigkeitsdruck (IFP) unter Verwendung eines bildgesteuerten Robotersystems vorgestellt. Die Messungen werden mit der intratumoralen Akkumulation von Liposomen verglichen, die mittels volumetrischer Mikro-CT-Bildgebung bestimmt wurde.

Räumliche Messungen der Perfusion, interstitielle Fluiddruck und Liposome Anreicherung in soliden Tumoren

The heterogeneous intra-tumoral accumulation of liposomes is a critical determinant of their efficacy. Both the chaotic tumor microcirculation and ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments besteht darin, die intratumorale Anreicherung von Nanotherapeutika mit den Eigenschaften des Tumormikromilieus in Beziehung zu setzen, einschließlich der Tumormikrozirkulation und des erhöhten interstitiellen Flüssigkeitsdrucks, oder IFP. Diese Methode ermöglicht es uns, wichtige Fragen zu Nanomedikamenten zu beantworten. Fragen wie: Was treibt die heterogene Aufnahme von Nanopartikeln innerhalb eines Tumors an?Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie eine ko-lokalisierte räumliche Abbildung der Eigenschaften des Tumormikromilieus und der intratumoralen Verteilung von Nanopartikeln ermöglicht. Nachdem die angemessene Anästhesietiefe durch Topen geprüft wurde, Augensalbe auf die Augen der Maus auftragen und die Gliedmaßen des Tieres in Bauchlage mit Klebeband auf einem dünnen Kunststoffbrett fixieren. Anschließend einen individuell angefertigten Katheter mit 27 Gauge, der mit einem 20 cm langen Stück PE10-Schlauch verbunden ist, in die seitliche Schwanzvene einführen und den Schlauch mit mehreren Streifen Klebeband fixieren.Füllen Sie nun eine Ein-Milliliter-Spritze mit mindestens 200 Mikrolitern Computertomographie- oder CT-Lip

spatial-measurements-perfusion-interstitial-fluid-pressure-liposomes

Research

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Interstitielle Fluidstrom wird in soliden Tumoren erhöht und modulieren kann Tumorzellinvasion. Hier beschreiben wir eine Technik, um interstitielle Flüssigkeit fließen, um Zellen in einer Matrix eingebettet zu bringen und dann die seine Auswirkungen auf Zellinvasion. Diese Technik kann leicht angepasst werden, um andere Systeme zu studieren.

Dreidimensionale Zellkultur-Modell zur Messung der Auswirkungen der interstitiellen Flüssigkeit Flow auf Tumorzellinvasion

Das erfindungsgemäße Protokoll in der vorliegenden Studie berichtet ermöglicht selektiven Nachweis von Lungenmetastasen in einzelne Zelle Auflösung in Mäusen durch...

Verbesserte Visualisierung von Lungenmetastasen bei Single Cell Auflösung in Mäusen durch kombinierte<em&gt; In-situ</em&gt; Perfusion des Lungengewebes und X-Gal Färbung von<em&gt; LacZ</em&gt;-Tagged Tumor Cells

Dieses Video beschreibt eine Technik zur Messung des interstitiellen Flüssigkeitsdrucks in einem Tumor durch Perfusionsbildgebung unter Verwendung eines bildgesteuerten Robotersystems. Die Messungen werden mit der intratumoralen Akkumulation von Liposomen innerhalb eines soliden Tumors verglichen.

Räumliche Messung des interstitiellen Flüssigkeitsdrucks von Tumoren: Eine Methode zur Messung des interstitiellen Flüssigkeitsdrucks

In diesem Beitrag stellen wir eine Methode, um Tumormikrogefäßen in vivo Analyse mit dynamischen Kontrastmittel-Fluoreszenz-Videomikroskopie. Zwei quantitative Parameter wurden erworben: funktionelle Kapillardichte was die Durchblutung des Tumors und Leckage Index spiegelt die Undichtigkeit der endothelialen Wand.

In-vivo-Imaging der Tumorangiogenese mit Fluoreszenz-Videomikroskopie Konfokale

Es wird eine Methode vorgestellt, um die mikrozirkulatorische Blutflussgeschwindigkeit bei Lungenkrebsmetastasen der Pleuraoberfläche bei Ratten automatisiert unter Verwendung der geschlossenen Lungen-Intravitalmikroskopie zu messen. Dieses Modell hat das Potenzial, als weit verbreitetes Werkzeug für die physiologische Forschung an Lungenmetastasen bei Nagetieren eingesetzt zu werden.

Automatisierte Messung der Mikrozirkulation Blutflußgeschwindigkeit in Lungenmetastasen von Ratten

Die Verwendung von Fluorophoren für die In-vivo-Bildgebung kann durch Opsonisierung, schnelle Clearance, geringe Nachweisempfindlichkeit und zytotoxische Effekte auf den Wirt stark eingeschränkt werden. Die Verkapselung von Fluorophoren in Liposomen durch Filmhydratation und Extrusion führt zu einer Fluoreszenzlöschung und einem Schutz, der eine in vivo-Bildgebung mit hoher Nachweisempfindlichkeit ermöglicht.

Fluoreszenz-Abschrecken eines Liposomenverkapseltes NIR-Fluorophore als Instrument zur In-vivo- Optical Imaging

Dieses Protokoll beschreibt die intravitalen Bildgebung von transgenen Mäusen zellspezifische fluoreszierenden Marker zum Ausdruck zu bringen. Intravitalen Bildgebung stellt eine nicht-invasive Methode für hochauflösende Beobachtungen an lebenden Tieren mit implantierbaren Windows durch die mikroskopische Visualisierung von Prozessen möglich ist. Diese Methode ist besonders nützlich, um längs Prozesse zu studieren.

Intravitalen Mikroskopie von Tumor-assoziierten Gefäßsystem mit erweiterten dorsalen Hautfalte Fenster Kammern an transgenen Mäusen fluoreszierende

Wir beschreiben zwei Methoden zur Beurteilung der transienten vaskulären Permeabilität im Zusammenhang mit der Tumormikroumgebung der Metastasenfunktion (TMEM) und der Krebszellintravasation unter intravenöser Injektion von hochmolekularem Dextran (155 kDa) bei Mäusen. Die Methoden umfassen intravitale Bildgebung bei lebenden Tieren und feste Gewebeanalyse mittels Immunfluoreszenz.

Beurteilung der Tumormikroumgebung von Metastasierung Doorway-Vermittelte Vaskuläre Durchlässigkeit im Zusammenhang mit der Krebszellverbreitung mit Intravital Imaging und Fixed Tissue Analysis

Das Ziel dieses Protokolls ist es, fluoreszenzmarkierte Liposomen zu synthetisieren und die Durchflusszytometrie zu verwenden, um die In-vivo-Lokalisation von Liposomen auf zellulärer Ebene zu identifizieren.

Vorbereitung, Verabreichung und Bewertung der in vivo gewebespezifischen zellulären Aufnahme von fluoreszierenden farbstoffmarkierten Liposomen

Dieses Protokoll stellt ein physiologisch relevantes Tumor-on-a-Chip-Modell vor, um Hochdurchsatz-Grundlagen- und translationale Krebsforschung am Menschen durchzuführen und das Arzneimittel-Screening, die Krankheitsmodellierung und Ansätze der personalisierten Medizin mit einer Beschreibung von Lade-, Wartungs- und Bewertungsverfahren voranzutreiben.

Etablierung eines physiologischen humanen vaskularisierten Mikrotumormodells für die Krebsforschung

Die Translation von Befunden der Intravitalmikroskopie wird durch das geringe Eindringen in das Gewebe erschwert. Hier beschreiben wir ein Mausmodell mit dorsaler Fensterkammer, das die Co-Registrierung der Intravitalmikroskopie und klinisch anwendbarer Bildgebungsmodalitäten (z. B. CT, MRT) für eine direkte räumliche Korrelation ermöglicht und so die klinische Translation von Befunden der Intravitalmikroskopie möglicherweise rationalisiert.

Ein Mausmodell eines dorsalen Hautfaltenfensterkammertumors für die kombinierte Intravitalmikroskopie und Magnetresonanztomographie in der translationalen Krebsforschung

Erfahren Sie die räumliche Kartierung von Tumorperfusion, interstitiellem Fluiddruck und Liposomenanreicherung in soliden Tumoren. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der heterogenen Nanopartikelaufnahme im Tumormikromilieu.

Räumliche Messungen der Perfusion, interstitielle Fluiddruck und Liposome Anreicherung in soliden Tumoren

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