Name: Patch-Clamp-Aufzeichnung von Starburst-Amakrinzellen in einer Wohnung Montage Herstellung von Deafferentated Maus Retina (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 44 s
Description: Lernen Sie die Patch-Clamp-Aufzeichnung von retinalen Neuronen in flachpräpariertem Mäuseretina. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung neuronaler Vielfalt und synaptischer Verbindungen unter Erhaltung der retinalen Schaltkreise.

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Wir danken Joung Jang und Xin Guan für die technische Unterstützung. Wir danken Dr. Rory McQuiston von der Virginia Commonwealth University für die Einrichtung unseres ersten Patch-Clamp-Rigs und die Beratung zu experimentellen Verfahren. Wir danken Dr. Samuel Wu für die Vorschläge zur Aufzeichnung von Spannungsklemmen. Die Arbeit wird durch NIH-Zuschüsse EY013811, EY022228 und einen Vision Core Grant EY002520 unterstützt. C-KC ist der Stiftungslehrstuhl der Alice R. McPherson Retina Research Foundation am Baylor College of Medicine.

Ethische Zustimmung - Verfahren unter Verwendung tierischer Probanden wurden in Übereinstimmung mit den Regeln und Vorschriften der National Institutes of Health Leitlinien für die Forschung Tieren durchgeführt, wie sie in der institutionellen Tierpflege und verwenden Ausschuss von Baylor College of Medicine zugelassen. 1. Externe und interne Lösungen <ol><li> Verwenden Sie Säugetier Ringer-Lösung während der Retina Dissektion und als externe Lösung in den nachfolgenden elektro Aufnahme. Bereiten Sie das Säugetier-Ringer-Lösung von 10x Stammlösung (ohne Calcium) am Tag der Aufnahme, und fügen Sie CaCl 2 tropfenweise nach 15 min von carbogenation (95% O 2 und 5% CO 2). Die endgültige 1x Lösung enthält (in mM): 120 NaCl, 5 KCl, 25 NaHCO 3, 0,8 Na 2 HPO 4, 0,1 NaH 2 PO 4, 2 CaCl 2, 1 MgSO 4 und 10 D-glucose. </li><li> Verwenden Sie zwei interne Lösungen zu SAC Schwingungen charakterisieren. TestDie Nützlichkeit hergestellten Lösungen in längeren whole-cell patch clamp-Aufnahmen auf erwachsenen Maus RGCs und speichert die verifizierten Chargen in 500 &amp; mgr; l Aliquots bei -20 ° C bis zur Verwendung. <ol><li> Für Membranpotential Schwingungs Aufzeichnung, mit einem kaliumhaltigen interne Lösung, die (in mM) enthält: 125 K-Gluconat, 8 NaCl, 4 ATP-Mg 0,5 Li-GTP, 5 EGTA, 10 HEPES und 0,2% Biocytin (w / v). Der pH-Wert auf 7,3 mit KOH. </li><li> Für die Aufnahme von erregenden und hemmenden postsynaptischen Ströme, verwenden Sie eine Cäsium-basierte interne Lösung, die (in mM) enthält: 100 Cs-Methansulfonat, 8 NaCl, 4 ATP-Mg, 0,5 Li-GTP, 5 EGTA, 10 HEPES und 0,2% biocytin ( w / v). Der pH-Wert auf 7,3 mit CsOH. </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung für den Tag der Aufnahme <ol><li> Um eine Nitrocellulosemembran mit offenen Löchern herzustellen, Punsch manuell die Membran mit einer angepassten Puncher aus einem abgestumpften 16 G Spritzennadel und glätten die Membran zwischen zwei saubere Glasplatten. Für eine Groß-Mount Retina, ein zentrales Loch von 0,2 mm Durchmesser machen und umgeben es um 4 größere Löcher, die von 1 bis 1,2 mm im Durchmesser sind. </li><li> Um eine angepasste Verfüllung Glühfaden zum Laden interne Lösung in Elektroden machen, schmelzen, um eine 10 &amp; mgr; l-Pipettenspitze in der Mitte und sanft den geschmolzenen Abschnitt zu verlängern, bis sie abkühlt und erstarrt. Gerade vor dem Gebrauch mit einem sauberen Rasierklinge den Faden zu schneiden, bis er etwas länger als die Patch-Pipetten ist. </li><li> Pull-Patch-Pipetten in einem programmierbaren puller aus Borsilikat Glasrohr mit einem inneren Filaments. Herstellung der Mikro am Tag des Experiments und nutzen sie sofort. HINWEIS: Für die Aufnahme FFH, verwenden wir die folgende Abzieher Einstellung: Wärme: 484; ziehen: 0; Geschwindigkeit: 25; Verzögerungszeit: 1; Druck: 400 und eine Rampenwert von 462. Die OD und ID der Borosilikat-Rohre sind 1,65 mm und 1,0 mm, respectively. Widerstand der Pipetten ist 10-14 MOhm. </li><li> Eine Stunde vor Gewebe Ernte, tauen ein Rohr der internen Lösung von shaking es auf einem Vortex für&gt; 30 min. </li></ol> 3. Retina Dissection <ol><li> Anesthetize das Tier um 4% Isofluran in Sauerstoff, bis das Tier Reaktion auf eine Prise Zehe verliert. Sacrifice das Tier durch Genickbruch. </li><li> Schneiden Sie beide Augäpfel aus den Sehnerven bei 1-2 mm von den Papillen mit geradem zackigen Iris Schere. </li><li> Rollen Sie die Augäpfel auf einem sauberen Papiertuch Blut zu entfernen, und dann tauchen sie in carbogenated Säugetier-Ringer-Lösung. Lochen Sie ein Loch auf dem Limbus mit einer 23 G-Nadel und halbieren die Augäpfel durch entlang des Limbus mit Mikro-Schere schneiden. Entfernen Sie die Hornhaut und Linse mit einer feinen Pinzette. <ol><li> Für retinalen ganze Montage, sanft die gesamte Netzhaut aus dem Pigmentepithel mit einer feinen Pinzette schälen und vier 1,5-2 mm orthogonale Schnitte vom Rand in Richtung des Sehnervenkopfes zu machen. </li></ol></li><li> Tauchen Sie ein gestanztes Nitrocellulosemembran in die Schüssel, und ziehen Sie vorsichtig auf die Netzhaut über sie mitdie GCL Seite nach oben. Platzieren Sie den Sehnervenkopf in das Mittelloch, wenn eine ganze-mount Netzhaut vor. Übertragen Sie die Membran mit der Netzhaut in eine andere saubere Teller. glätten Sie vorsichtig die Netzhaut mit einem feinen Pinsel wie ein Malteserkreuz zu sehen und alle vier Kanten über die Löcher legen. <ol><li> Wenn ein Bruchteil der Netzhaut zu einem Zeitpunkt untersucht werden soll, schneiden sich eyecup aus Schritt hergestellten 3,3 in 3-4 Stücke mit einer Rasierklinge mit der pigmentierten Epithel befestigt bleibt. Schützen Sie die nicht verwendeten Stücke von Licht in carbogenated externe Lösung und innerhalb von 12 Stunden. </li></ol></li><li> Blot die Nitrocellulosemembran mit einem Stück trockenen Filterpapier und entfernen Sie den Glaskörper und innere Grenzmembran mit einer Zange und einem Pinsel. </li><li> Stellen Sie sicher, dass alle retinalen Kanten vollständig an die Membran gebunden sind, bevor die Anordnung in die Aufnahmekammer mit einem verschlossenen Glasdeckglas auf dem Boden zu übertragen. Sichern Sie die Membran mit Vakuumfett auf das Deckglas und rehydrate die Netzhaut mit der externen Lösung. Achten Sie darauf, keine Luftblasen unter der Montage zu stoppen. </li><li> Stellen Sie die Kammer auf die Bühne eines aufrechten Mikroskop. Perfundieren die Kammer mit warm (34-35 ° C) carbogenated externe Lösung mit einer Rate von ~ 3 ml pro min. </li><li> Überprüfen Sie die Netzhaut unter einem 10-fach Objektivlinse zuerst, und dann mit einem 60x Wasser-Immersionslinse GCL und INL Neuronen unter differentiellen Interferenzkontrast (DIC) und / oder Epifluoreszenz zu sehen. Zur Visualisierung FFH tdTomato-exprimierenden, verwenden Sie eine weiße LED-Lichtquelle in Kombination mit einem Anregungsfilter von 554 nm und einem Emissionsfilter von 581 nm. </li></ol> 4. Whole-Cell-Patch-Clamp-Aufzeichnung von Flat-Mount Retina <ol><li> Filtern Sie die interne Lösung durch einen Spritzenfilter in den benutzerdefinierten Verfüllung Filaments. </li><li> Setzen Sie den Faden in einem frisch gezapften Mikropipette und verzichten die interne Lösung in der Nähe der Spitze, bis die Lösung die Silberelektrodendraht für&gt; bedeckt5 mm. Befestigen der Mikropipette auf einen Elektrodenhalter mit einem Saug- Pol, durch den Druck im Inneren der Elektrode kann durch Drücken oder Ziehen des Kolbens aus einem rohr verbunden 10 ml Kunststoffspritze einstellbar. </li><li> Finden Sie die Pipette unter dem Objektiv und bringen es auf ~ 100 &amp; mgr; m über der Netzhaut nach unten. Unter dem Stromfolgemodus (I = 0), verwenden Gleichstrom-Offset des stehenden Gleichspannungssignal auf Null. Messen Sie die Pipette Widerstand unter der Stromklemme (I Klammer) Modus durch feste Amplitude Rechteckströme durch die Pipette eingespritzt , während sie im Bad ist und den Unterschied zu neutralisieren , indem Sie den raccess Knopf drehen. Verwenden Sie den Messwert auf der raccess Knopf Pipette Widerstand der Ohmschen Gesetz zu berechnen. </li><li> Langsam bringen die Elektrode zu ~ 10 &amp; mgr; m über der Netzhaut. Gelten positive Druck auf die Elektrode. Sehen Sie sich das Reflexionsänderung in der Nähe der Pipettenspitze, wie sie die Netzhaut erreicht. Schnell aber sanft die Pipette in die GCL zwingen und die positive pressu reduzierensofort wieder. </li><li> Bewegen Sie die Pipette zu einem markierten Neuron. Vermeiden Sie anderen Neuronen in Kontakt, Blutgefäße und Endfüßen von Müllerzellen. Nehmen positiver Druck, wenn nötig Elektrode ein Verstopfen zu verhindern. </li><li> Positionieren Sie die Pipettenspitze in der Nähe der Mittellinie eines markierten Neuron, bis ein Grübchen sichtbar ist. Lassen Sie den Überdruck und damit die Plasmamembran wieder auf die Pipettenspitze auf die Beine. </li><li> Gelten 20-120 pA negative Ströme an der Pipette die Bildung eines Giga-Ohm-Dichtung zu helfen. Tragen Sie eine sanfte Saugwirkung, wenn notwendig, die Plasmamembran in die Pipette zu ziehen. Warten Sie 5 Minuten nach der Dichtung Bildung, die Zellmembran zu Bruch. Dies ermöglicht die verschüttete interne Lösung von Superfusions gelöscht. Rupture die Membran durch eine sanfte Saugwirkung. </li><li> Nach der Membranbruch und während in der Stromklemme Modus einschalten Brückenabgleich und stellen Sie den raccess Knopf. HINWEIS: Für eine kleine Zelle wie der SAC, nur eine geringe Anpassung notwendig ist, falls vorhanden. Alterntiv, Rekord erregenden und hemmenden postsynaptischen Ströme im voltage clamp Modus (V Clamp) durch die Zelle an Umkehrpotentiale von Chlorid halten (um -75 mV) und Glutamat (um 0 mV) sind. Überprüfen und Pipettenposition anpassen, wenn nötig gelegentliche Netzhaut und / oder Mikromanipulator Drift aufzunehmen. </li><li> Zur Aufzeichnung vor Membranpotential oder Stromänderung, während und nach der pharmakologischen Behandlung, bereiten synaptischen Blocker (zB CNQX, AP5, Picrotoxin, Tubocurarin, etc.) und Kanalmodulatoren (zB Flupirtin, Dopamin, Meclofenaminsäure, etc.) frisch auf der Tag des Experiments aus gefrorenen Beständen. Verdünnen Sie die Medikamente mit carbogenated Ringer-Lösung. Wenden Sie sie in einer Batch-Weise durch Perfusion. </li><li> Nach der Aufnahme entfernen sanft die Pipette aus der soma. Übertragen Sie die Anordnung aus der Kammer zu einer sauberen Schüssel. Lösen Sie erneut an die Netzhaut auf eine andere abgeflachte Nitrocellulosemembran ohne gestanzte holes Retina Flachheit während der Fixierung zu gewährleisten. </li><li> Befestigen Sie die Netzhaut, indem sie es in 4% Paraformaldehyd für 30 min bei RT eingetaucht wird. Entfernen Sie die Netzhaut von der Nitrocellulosemembran und spülen Sie ihn ausgiebig mit 1x PBS. Zeigen die Morphologie der aufgezeichneten Zellen durch O / N Anfärbung mit Farbstoff-konjugiertem Streptavidin , verdünnt in 1x PBS mit 0,4% Triton X-100 bei 4 ° C 14. Montieren Sie die Netzhaut in verblassungshemmenden Medium und beobachten aufgezeichnet Zellen unter Verwendung eines konfokalen Mikroskop. HINWEIS: Verfahren beteiligt Paraformaldehyd, die flüchtig und giftig ist, sollte für die Sicherheit in einem Entwurf Kammer durchgeführt werden. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Viele Labors haben von GCL - Neuronen in der aufgezeichneten Flachmontage Vorbereitung 15-18, aber unsere Verfahren von INL Neuronen ermöglichen die Aufnahme. Wir betonen hiermit mehrere Schritte, die für eine erfolgreiche Routine-Aufnahmen von entscheidender Bedeutung sind. Die Frische und die Flachheit der Netzhaut sind wichtig für sie mit einer Aufnahme Pipette eindringen. In dieser Hinsicht ist die feste Anbringung der Netzhaut auf die gestanzten Nitrocellulosemembran ragende ...

Als leicht zugänglicher Teil des zentralen Nervensystems ist die Netzhaut seit Jahrzehnten ein nützliches Modell in neurowissenschaftlichen Studien. Die genetische Markierung von Neuronen hat eine detaillierte Charakterisierung der synaptischen Verbindungen in der Netzhaut ermöglicht. Mit vielen verfügbaren Methoden zur Untersuchung der Funktion und Morphologie von retinalen Neuronen hat die Patch-Clamp-Aufzeichnungstechnik maßgeblich zu unserem aktuellen Verständnis von vertikal übertragenen Signalen in der Netzhaut beigetragen. Diese Signale stammen aus der Photonenabsorption in Photorezeptoren und werden durch das Spiking von retinalen Ganglienzellen (RGCs) an die visuellen Zentren des Gehirns gesendet. Trotz eines großen Wissensschatzes, der bisher gesammelt wurde, bleibt die neuronale Vielfalt in der vaskularisierten Netzhaut von Säugetieren ungeklärt und behindert die volle Wertschätzung der retinalen Schaltkreise, die dem normalen Sehen dienen. Dies liegt zum Teil daran, dass die meisten Aufzeichnungen an Netzhautschnitten durchgeführt wurden, um die Integrität des lateralen Schaltkreises gegen den Zugang zu proximalen retinalen Neuronen1-3 einzutauschen. Um ein umfassendes Bild davon zu erhalten, wie die Netzhaut visuelle Signale berechnet, ist es daher wünschenswert, Neuronen in Flat-Mounts aufzuzeichnen, in denen laterale Verbindungen, große und kleine, besser erhalten bleiben können.
Wenn die synaptische Übertragung von Photorezeptoren zu Bipolarzellen aufgrund eines defekten metabotropen Glutamatrezeptor 6 (mGluR6) Signalwegs in depolarisierenden Bipolarzellen4-6 oder einfach als Folge eines Photorezeptorverlusts in degenerierten Netzhäuten7-10 unterbrochen wird, zeigen viele RGCs oszillatorische Aktivitäten. Diese Oszillationen stammen aus mehreren Quellen, wobei jedoch diejenige, die die Gap-Junction-Kopplung zwischen AII-Amakrinzellen (AII-ACs) und depolarisierenden Kegel-Bipolarzellen (DCBCs) beinhaltet, die meiste Aufmerksamkeit erhalten hat und daher am besten verstanden wird1,7,11. Wir haben eine weitere Quelle gefunden, die unter pharmakologischer Blockade des oben genannten AII-AC/DCBC-Netzwerks fortbesteht und die Oszillation von OFF-Typ-SACs in RhoΔCTA- und Nob-Mäusen mit deafferentierter Netzhaut antreibt7,8,12. Hier beschreiben wir unser Protokoll zur Vorbereitung von retinalen Flat-Mounts für die INL-Neuronenaufzeichnung. Bei diesem Ansatz werden kommerzielle Mauslinien (Jax-Best.-Nr. 006410 und 007905) verwendet, um cholinerge retinale Neuronen durch die Expression von Fluoreszenzproteinen (tdTomato) zu markieren, die unter einem Fluoreszenzmikroskop mit kontrastverstärkender Optik identifizierbar sind. Einige experimentelle Ergebnisse, die mit diesem Ansatz erzielt wurden, wurden bereits berichtet4,5,7,13.

<table><tbody><tr><td>Festtisch-Fluoreszenzmikroskop mit DIC</td><td>Olympus</td><td>BX51-WI</td><td></td></tr><tr><td>Mikromanipulatoren</td><td>Sutter</td><td>MP-225</td><td></td></tr><tr><td>Patch-Clamp-Verstärker</td><td>A-M System</td><td>AM2400</td><td></td></tr><tr><td>AD-Wandler</td><td>National Instrument</td><td>NI-USB-6221</td><td></td></tr><tr><td>Heizungsregler</td><td>Warner Instrument</td><td>TC-324B</td><td></td></tr><tr><td>Inline Heizung</td><td>Warner Instrument</td><td>SC-20</td><td></td></tr><tr><td>Schlauchpumpe</td><td>Rainin</td><td>Dynamax</td><td></td></tr><tr><td>Pipettenabzieher</td><td>Sutter Instrument</td><td>P-1000</td><td></td></tr><tr><td>Glasröhrchen mit Filament</td><td>King Precision Glass</td><td>Customized</td><td></td></tr><tr><td>Stimulator</td><td>A.M.P.I.</td><td>Master-8</td><td></td></tr><tr><td>Biocytin</td><td>Sigma</td><td>B4261</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S6191</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P5405</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Fisher</td><td>BP328-1</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4</td><td>Sigma</td><td>S0876</td><td></td></tr><tr><td>Na2HPO4</td><td>Sigma</td><td>S5011</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2</td><td>Sigma</td><td>C5670</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma</td><td>M1880</td><td></td></tr><tr><td>D-Glucose</td><td>Sigma</td><td>G6152</td><td></td></tr><tr><td>K-Gluconat</td><td>Sigma</td><td>G4500</td><td></td></tr><tr><td>ATP-Mg</td><td>Sigma</td><td>A9187</td><td></td></tr><tr><td>Li-GTP</td><td>Sigma</td><td>G5884</td><td></td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Sigma</td><td>E0396</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H4034</td><td></td></tr><tr><td>KOH</td><td>Sigma</td><td>P5958</td><td></td></tr><tr><td>Cs-Methansulfonat</td><td>Sigma</td><td>C1426</td><td></td></tr><tr><td>CsOH</td><td>Sigma</td><td>232041</td><td></td></tr><tr><td>Spritzenfilter</td><td>Nalgene</td><td>171</td><td></td></tr><tr><td>1 ml</td><td>Spritze Rainin</td><td></td><td></td>17013002</tr><tr><td>10 &mu; l Pipettenspitze</td><td>Genesee Scientific</td><td>24-130RL</td><td></td></tr><tr><td>Streptavidin-488</td><td>ThermoFisher</td><td>S-11223</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Lonza</td><td>17-517Q</td><td></td></tr></tbody></table>

patch-clamp-aufzeichnung von starburst-amakrinzellen in einer wohnung montage herstellung von deafferentated maus retina

Patch Clamp Recording of Starburst Amacrine Cells in a Flat-mount Preparation of Deafferentated Mouse Retina

Die Netzhaut von Säugetieren ist ein geschichtetes Gewebe aus mehreren neuronalen Typen zusammen. Um zu verstehen, wie visuelle Signale in seinem komplizierten synaptische Netzwerk verarbeitet werden, werden häufig elektrophysiologischen Ableitungen zu studieren Verbindungen zwischen den einzelnen Neuronen verwendet. Wir haben optimiert, um eine Flachmontage Vorbereitung für die Patch-Clamp-Aufzeichnung von genetisch markierten Neuronen in sowohl GCL (Ganglion Zellschicht) und INL (innere Kernschicht) von Maus-Netzhäuten. Aufnahme INL Neuronen in Flat-Halterungen über Scheiben bevorzugt, weil sowohl vertikale als auch seitliche Anschlüsse in der früheren Konfiguration beibehalten werden, so dass der Netzhaut-Schaltungen mit großen seitlichen Komponenten untersucht werden. Wir haben dieses Verfahren verwendet Reaktionen von Spiegelneuronen partnered in Retinae wie die cholinerge Starburst-Amakrinzellen (SAC) zu vergleichen.

Repräsentative Aufnahmen von On- und OFF-Typ FFH aus einer deafferentated Maus Netzhaut sind in Abbildung 1 dargestellt. Cholinergen Zellen sowohl in der GCL und INL zuverlässig durch tdTomato Fluoreszenz und gezielt für Ganzzell - Patch - Clamp - Aufzeichnung unter DIC (1A) identifiziert werden , offenbaren Schwingung ihrer Membranpotentialen (oben Spuren) und den synaptischen Ströme, die es (unten Spuren, 1B) fahren. Die inhibitorische...

Dieses Protokoll zeigt, wie Whole-Cell-Patch-Clamp-Aufzeichnung auf die retinale Neuronen aus einem flachen-Mount-Vorbereitung durchzuführen.

Patch-Clamp-Aufzeichnung von Starburst-Amakrinzellen in einer Wohnung Montage Herstellung von Deafferentated Maus Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Ganzzellaufzeichnungen mittels Patch-Clamp-Technik von inneren Netzhautneuronen in einer flach aufgelegten Mausretina-Präparation durchzuführen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der Netzhaut-Neurobiologie zu beantworten, beispielsweise bezüglich der Vielfalt der Neuronen und ihrer synaptischen Verbindungen unter normalen sowie pathologischen Bedingungen. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sowohl die vertikalen als auch die lateralen Verbindungen erhalten bleiben, wodurch Netzhautschaltkreise mit ausgeprägten lateralen Komponenten untersucht werden können.Im Allgemeinen werden Personen, die neu in dieser Methode sind, Schwierigkeiten haben, da die Netzhaut ein dünnes, empfindliches Gewebe ist, das mit großer Sorgfalt und Geduld behandelt werden muss. Übung ist jedoch der beste Weg, um sie zu beherrschen. Um dieses Verfahren zu beginnen, rollen Sie die Mausaugäpfel in einem sauberen Papiertuch, um eventuelles Blut zu entfernen.Danach in die karbogenisierte Säugetier-Ringer-Lösung eintauchen. Als Nächstes mit einer 23-Gauge-Nadel ein Loch am Limbus stanzen und die Augäpfel entlang des Limbus mit einer Feinschere halbieren. Anschließend die Hornhaut und Linse mit feinen Pinzetten entfernen.Für die Herstellung einer Netzhaut-Präparation in Ganztierpräparat-Technik die gesamte Netzhaut vorsichtig mit feiner Pinzette vom Pigmentepithel ablösen und vier orthogonale Schnitte von 1,5 bis zwei Millimetern Länge von der Netzhautperipherie in Richtung zum Sehnervkopf anlegen. Danach eine ausgestanzte Nitrocellulose-Membran in die Schale geben und die Netzhaut vorsichtig mit der GCL-Seite nach oben darüberziehen. Anschließend den Sehnervkopf beim Präparieren einer ganzen Netzhaut in das mittlere Loch positionieren.Anschließend die Membran mit der Netzhaut in eine andere saubere Schale überführen. Die Netzhaut vorsichtig mit einem feinen Pinsel als Malteserkreuz auseinanderziehen und alle vier Ränder über die Löcher legen. Die Nitrocellulosemembran mit einem Stück trockenem Filterpapier abtupfen und das Glaskörpermaterial sowie die innere Begrenzungsmembran mit einer Pinzette und einem Pinsel entfernen.Stellen Sie sicher, dass alle Netzhautränder vollständig an der Membran befestigt sind, bevor Sie die Probe in die Messkammer überführen, die am Boden mit einem abgedichteten Glasdeckel versehen ist. Befestigen Sie die Membran mit Vakuumfett am Deckglas und rehydrieren Sie die Netzhaut mit der externen Lösung. Achten Sie darauf, keine Luftblasen unter der Probe einzuschließen.Als Nächstes stellen Sie die Kammer auf den Objekttisch eines aufrechten Mikroskops. Spülen Sie die Kammer mit einer 34 Grad Celsius warmen, mit Carbogen angereicherten äußeren Lösung mit einer Geschwindigkeit von etwa drei Millilitern pro Minute. Untersuchen Sie die Netzhaut zunächst mit einem 10x-Objektiv.Verwenden Sie dann ein 60x-Wasserimmersionsobjektiv, um die Neuronen der GCL und INL unter DIC und epifluoreszenzoptischen Bedingungen zu betrachten. Um tdTomato-exprimierende SACs sichtbar zu machen, verwenden Sie eine weiße LED-Lichtquelle in Kombination mit einem Anregungsfilter von 554 Nanometern und einem Emissionsfilter von 581 Nanometern. Filtern Sie in diesem Verfahren die innere Lösung mithilfe eines Spritzenfilters in das speziell angefertigte Rückfüllfilament.Danach wird das Filament in eine frisch gezogene Mikropipette eingesetzt und die Innere Lösung nahe der Spitze so abgegeben, dass die Lösung den Silberelektroden-Draht über mehr als fünf Millimeter bedeckt. Anschließend wird die Mikropipette an einem Elektrodenhalter befestigt, der über einen Sauganschluss verfügt, durch den der Druck innerhalb der Elektrode reguliert werden kann, indem der Kolben einer angeschlossenen 10-Milliliter-Kunststoffspritze gedrückt oder gezogen wird. Danach wird die Pipette unter dem Objektiv positioniert und bis auf etwa 100 Mikrometer über der Netzhaut abgesenkt.Verwenden Sie im aktuellen Follower-Modus den DC-Offset, um das stehende DC-Spannungssignal auf Null zu stellen. Messen Sie den Pipettenwiderstand im Strom-Klemm-Modus, indem Sie über die Pipette hindurch rechteckförmige Ströme mit fester Amplitude injizieren, während diese im Bad steht. Kompensieren Sie die Differenz, indem Sie den Raccess-Regler drehen, und verwenden Sie die angezeigte Zahl zur Berechnung des Pipettenwiderstands.Danach die Elektrode langsam auf etwa 10 Mikrometer über der Netzhaut positionieren. Positiven Druck auf die Elektrode ausüben. Anschließend die Veränderung der Reflexion in der Nähe der Pipettenspitze beobachten, während sie sich der Netzhaut nähert.Drücken Sie die Pipette schnell, aber vorsichtig, in die GCL und reduzieren Sie sofort den positiven Druck. Bewegen Sie die Pipette auf ein markiertes Neuron zu und vermeiden Sie Kontakt mit anderen Neuronen, Blutgefäßen und Endfüßchen der Müller-Zellen. Wenden Sie gegebenenfalls mehr positiven Druck an, um ein Verstopfen der Elektrode zu verhindern.Als Nächstes positionieren Sie die Pipettenspitze nahe dem markierten Neuron, bis eine Delle sichtbar ist. Danach lösen Sie den positiven Druck und lassen die Plasmamembran auf die Pipettenspitze zurückspringen. Geben Sie negative Ströme von 20 bis 120 Pikoa mpere über die Pipette, um die Bildung einer Gigaohm-Dichtung zu unterstützen.Es ist wichtig, der Zellmembran zu erlauben, sich nach dem Absetzen des positiven Drucks zurückzubilden, da eine exzellente, natürlich zwischen der Membran und der Pipettenspitze entstandene Dichtung entscheidend ist, um die Zellmorphologie nach der Aufzeichnung zu bewahren. Falls nötig, wenden Sie einen sanften Sog an, um die Plasmamembran in die Pipette zu ziehen. Warten Sie nach der Dichtungsbildung fünf Minuten, bevor Sie die Zellmembran durchbrechen, um die Spülung der ausgetretenen intrazellulären Lösung durch Überströmung zu ermöglichen.Nachdem die Membran rupturiert wurde und sich das Gerät im Stromklemm-Modus befindet, schalten Sie die Brückenausgleichung ein und stellen Sie diese mit dem Raccess-Regler ein. Registrieren Sie die exzitatorischen und inhibitorischen postsynaptischen Ströme im Spannungsklemm-Modus, indem Sie die Zelle bei Umkehrpotentialen halten. Entfernen Sie nach der Aufnahme vorsichtig die Pipette vom Soma.Überführen Sie die Probe aus der Kammer in eine saubere Schale. Anschließend lösen und befestigen Sie die Netzhaut erneut auf einer weiteren flachen Nitrocellulosemembran, ohne Löcher zu stanzen, um die Flachheit der Netzhaut während der Fixierung sicherzustellen. Das Gewebe ist nun bereit für die Färbung.Diese Bilder zeigen, dass cholinerge Zellen sowohl in der GCL als auch in der INL zuverlässig anhand der tdTomato-Fluoreszenz identifiziert und unter Verwendung von DIC für die Ganzzell-Patch-Clamp-Aufzeichnung gezielt angefahren werden können. Die Oszillation ihrer Membranpotentiale kann mittels Strom-Klemm-Aufzeichnung sichtbar gemacht werden, und die durch inhibitorische bzw. exzitatorische synaptische Ströme hervorgerufenen Oszillationen werden offenbart, indem die Zellen unter Spannungsklemmbedingungen jeweils bei null Millivolt und minus 75 Millivolt gehalten werden. Hier zeigt die histologische Charakterisierung der aufgezeichneten Zellen nach der Aufzeichnung die typische dendritische Morphologie und Schichtungsebenen der SACs im IPL.Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig, die Netzhautmembran-Assembly in der Ableitungskammer sorgfältig und fest zu befestigen und unter Vermeidung von eingeschlossenen Luftblasen unter der Membran erneut zu hydratisieren, um eine aufzeichnungsfähige Probe zu erhalten. Nach diesem Verfahren können weitere Methoden wie Doppelpatch-clamp-Ableitungen durchgeführt werden, um zusätzliche Fragen zu beantworten, beispielsweise, ob die Oszillationen mehrerer Zielzellen durch dieselben synaptischen Mechanismen ausgelöst werden. Nach ihrer Entwicklung ebnet diese Technik den Forschern auf dem Gebiet der retinalen Neurobiologie den Weg, um die Synchronizität von Oszillationen benachbarter retinaler Neuronen in degenerierten Photorezeptor-Netzhäuten zu untersuchen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man den Glaskörper entfernt und eine retinale Flachpräparation für gezielte Ganzzell-Patch-Clamp-Aufnahmen von inneren retinalen Neuronen vorbereitet.

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