Name: Ein alternativer Ansatz für die Probenvorbereitung mit geringer Zellzahl für die TEM-Analyse (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-10-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Erfahren Sie eine effiziente Methode zur Probenvorbereitung mit geringer Zellzahl für die TEM-Analyse. Dieses Protokoll ermöglicht reproduzierbare qualitative und quantitative Ergebnisse bei der Visualisierung zellulärer Strukturen.

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Wir danken dem Pathology Research Core für die Unterstützung bei elektronenmikroskopischen Analysestudien am Cincinnati Children's Hospital Medical Center. Die Arbeit wurde unterstützt von NIH (American Society of Hematology Bridge Award to-MDF; R01 DK102890 zu MDF).

Alle experimentellen Verfahren wurden von der institutionellen Tierausschuss am Cincinnati Children Research Foundation genehmigt. 4 Monate - Für diese Studie wurden hämatopoetischen Stammzellen aus dem Knochenmark von C57Bl / 6 Inzuchtmäusen im Alter von 2 isoliert. CD34 - - Gating - Strategie Zelle mittels FACS nach der Färbung von BM mit unterschiedlichen Oberflächenträgern einschließlich Lineage Sortierung, c-Kit, Sca-1, Flt3 und CD34 wurde für die Reinigung von HSC auf Lin- Sca-1 + c-Kit + Flt3 Basis verwendet als Standardprotokoll beschrieben vor 8. ACHTUNG: Mehrere hochgiftige Chemikalien werden bei diesem Verfahren verwendet. Diese sind giftig beim Einatmen und Hautkontakt möglich. Bitte tragen Sie Handschuhe und Schutzkleidung. Die Arbeit in Dunstabzug, während mit diesen Chemikalien arbeiten. 1. Zellen, Fixierung, Färbung und Pre-Einbettung <ol><li> Sort 10.000 hämatopoetische Stammzellen (mit Lin - Sca-1 <sup&gt; + c-Kit + Flt3 - CD34 - Gating - Strategie; LT-HSC Population) in einem 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen, die 600 ul Iscove modifiziertem Dulbecco-Medium (IMDM) mit 10% fötalem Rinderserum FACS verwendet. </li><li> Spin down sortierten HSZ bei 1.000 × g für 10 min in einem 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen eine Zentrifuge mit ausklappbarem Eimer verwenden. Entfernen Sie Medium durch leichtes Ansaugen und lassen 200 &amp; mgr; l Medium in den Rohren bei jedem Schritt. In diesem Stadium bleibt das Zellpellet in dem Röhrchen sichtbar. </li><li> Fixieren Sie die Zellen durch Zugabe von 0,2 ml 2x Fixierungslösung bei Raumtemperatur (RT) für 1 Stunde 1,9. <ol><li> Machen Sie die Fixierungslösung vor dem Gebrauch frisch. Bei 1x wird die Lösung von 3% Paraformaldehyd und 2,5% Glutaraldehyd in 0,1 M Cacodylatpuffer besteht. </li></ol></li><li> Zentrifuge die Zellen bei 1.000 xg für 10 min bei 30 ° C eine Zentrifuge mit ausklappbaren buckets verwenden. </li><li> Wasche die Zellen mit 600 ul 0,1 M Cacodylatpufferunter Verwendung von Zentrifugation und 200 &amp; mgr; l Puffer in der Röhre nach dem Zentrifugieren verlassen. </li><li> Beflecken die fixierten Zellen durch Zugabe von 200 ul 2 mg / ml Lösung von Evans Blue in Cacodylatpuffer und Inkubation für 20 min bei RT. Die Zellen werden blau gefärbt. </li><li> Waschen Zellen 3-mal mit 600 ul 0,1 M Cacodylatpuffer mittels Zentrifugation und sind 200 &amp; mgr; l Puffer in dem Rohr jedesmal. </li><li> Wieder die Zellen in 200 &amp; mgr; l Puffer und übertragen Sie die Zellsuspension auf eine 0,5-ml-Röhrchen. Zentrifuge bei 1000 × g für 10 min eine Tischzentrifuge verwenden. Entfernen Puffer sanft, ohne die nun sichtbare winzige Zellpellet zu stören, und lassen Sie 50 ul Puffer in die Röhre. </li><li> Mit 200 mg niedrigschmelzenden Agarose zu 5 ml von 0,1 M Cacodylatpuffer in der 15-ml-Röhrchen für eine 4% Agarose-Lösung. Schmelzen Sie die Agarose durch die Übertragung der Röhre zu kochendem Wasser in einem 100 ml-Glasflasche und halten lauwarm bis zur Verwendung. </li><li> Nach Zugabe von 200 ul 4% niedrig schmelzender Agarose in 0,1 M cacodyla gelöstTE-Puffer zu der Zellsuspension in 0,5 ml-Röhrchen und sofort bei 1.000 xg für 10 min bei 30 ° C zentrifugieren einer Tischzentrifuge verwendet wird. </li><li> Nach der Bestätigung, dass an Boden der 0,5 ml-Röhrchen pelletierten Zellen in das halbfeste Agarose nach der Zentrifugation übertragen sofort das Rohr auf 4 ° C oder Eis für 20 min, um die Agarose zu verfestigen. Dieser Schritt ist sehr kritisch, da eine kleine sichtbare Zellpellet in diesem Schritt resultiert in einem guten Cluster von Zellen, die unter dem Elektronenmikroskop. </li><li> Sorgfältig übertragen die verfestigte Agarose das Zellpellet aus dem Röhrchen auf einen 35 mm Kunststoff - Petrischale mit Puffer unter Verwendung einer 27 G - Nadel 3,10 enthält. </li><li> Schneiden Sie die erstarrte Agarose enthält das Zellpellet in einem Stück von etwa 1 bis 2 mm mit einem Skalpell. Übertragen Sie die Agarose-Stück des Zellpellets in ein neues 1,5-ml-Röhrchen enthält. </li><li> Waschen Sie 2 - 3 mal 600 ul 0,1 M Cacodylatpuffer Verwendung durch Hinzufügen und Entfernen von Puffer Pipette ohne Zentrifugation. Verwenden Sie diese Agarose-Stück des Zellpellets für den nächsten Schritt enthält. Bei diesem Schritt kann die Probe über Nacht bei 4 ° C gelagert werden, bevor zum nächsten Schritt bewegt wird. </li></ol> 2. Osmification, Dehydration, Embedding <ol><li> Entfernen Sie den Cacodylatpuffer aus dem 1,5-ml-Röhrchen mit dem Zellpellet Agarose enthält, mit einer Pipette. 1,0 ml 1% Osmiumtetroxid (OsO 4) Lösung in einem Abzug, und Inkubation für 1 Stunde bei 4 ° C. </li><li> Waschen dreimal mit 600 ul 0,1 M Cacodylatpuffer und übertragen Sie die Probe auf eine 20-ml-Glas Szintillationsphiole mit einer Kappe. </li><li> Verarbeiten Sie die Probe für die Entwässerung, Infiltration und Einbettung in Harz (zB LX-112) mit serieller Veränderungen der folgenden Lösungen in einer 6 - Well - Platte. Bewegen Sie die Zell-Pellet Agarose Stück mit einer Pinzette. <ol><li> Eintauchen der Probe in 25% Ethanol bei RT für 15 min. </li><li> Eintauchen der Probe in 50% Ethanol bei RT für 15 min. </li><li> Tauchen Sie die Probe in 75%Ethanol bei RT für 15 min. </li><li> Eintauchen der Probe in 95% Ethanol bei RT für 15 min. </li><li> Tauchen Sie die Probe in 100% Ethanol bei RT für 15 min, zweimal. </li><li> Tauchen Sie die Probe in Ethanol: Harz (3: 1) bei RT für 30 min. </li><li> Tauchen Sie die Probe in Ethanol: Harz (1: 1) bei RT für 30 min. </li><li> Tauchen Sie die Probe in Ethanol: Harz (1: 3) bei RT für 30 min. </li><li> Tauchen Sie die Probe in Reinharz bei RT für 60 min, zweimal. </li></ol></li><li> Übertragen Sie die Probe auf den Boden des Pyramidenspitze förmigen Gummiformzange vorsichtig und fügen Sie mehr reines Harz auf der Oberseite der Probe unter Verwendung der Form zu füllen. Inkubieren der Probe bei 60 ° C für 72 Stunden für die Harz Polymerisation. </li><li> Entfernen Sie die polymerisierte Harz Pyramide aus den Formen durch die Gummiform verdrehen. Eine kleine schwarze Cluster von Zellen sollten in dem polymerisierten Harz Pyramide sichtbar sein, wie zuvor beschrieben 7. Bringen Sie das polymerisierte Harz Pyramide auf dem Montagezylinder mit Cyanacrylat. </li></ol><ol><li> Schneiden Sie die Pyramide Block mit einer Rasierklinge und einem Diamantmesser nach den Block auf einem ultra-Mikrotom Montage. Machen Sie einen kurzen, breiten Trapezform mit der Oberseite und der Unterseite des Blocks parallel zueinander und mit gleichmäßig angewinkelt Seiten. Diese Form der Pyramide hilft für Serienschnitt. </li><li> Ferner schneiden Sie den Block um das Zellpellet mit dem Diamantmesser und die Kunststoff-Teile um das Zellpellet Agarose-Stück zu entfernen. </li><li> Cut 1 &amp; mgr; m Abschnitte ein ultra-Mikrotom. Verschieben Sie die 1 &amp; mgr; m Abschnitte aus dem Wasser Boot auf einem Glasobjektträger mit der Wimper Werkzeug und eine Metallschlaufe Werkzeug wie zuvor 7 berichtet. Transferabschnitte auf Objektträger und Transfer Folien der Heizplatte (37 ° C) zum Trocknen. </li><li> Fügen Sie einen Tropfen Toluidinblau-Lösung zu den Abschnitten eine Spritze mit 0,22 um-Filter ausgestattet ist und für 3 min inkubiert. Spülen Sie die Folien mit destilliertem Wasser und let die Abschnitte trocknen. Überprüfung mit einem Lichtmikroskop die Position der Zellen zu identifizieren. </li><li> Schneiden Sie ultra-dünne Schnitte (70-100 nm) mit einem Diamantmesser. Bewegen Sie 2 - 3 Abschnitte auf 200-Maschengitter aus dem Wasser Boot auf eine Glaspetrischale mit einem Wimpern Werkzeug. </li><li> Übertragen Sie die Glaspetrischale Gitter mit Abschnitten auf einer heißen Platte bei 30 ° C enthält Abschnitte zum Trocknen für 30 min. </li><li> Stain die Gitter mit Tropfen von 1% Uranylacetat bei RT für 10 min und dann spülen in destilliertem Wasser 6 - 8 mal. Stain mit Reynolds Bleizitrat bei RT für 5 min und spülen Sie in destilliertem Wasser 6 - 8 mal. Übertragung der Glaspetrischale die Gitter auf einer heißen Platte bei 37 ° C enthält Abschnitte zu trocknen. </li><li> Analysieren die Abschnitte mit einem Elektronenmikroskop bei 80 kV 7. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Dieses Verfahren ermöglicht die TEM-Analyse auf niedrigen Zellzahlen, die von Evans-Blau-Färbung mit und Einbetten von Agarose eine winzige Zellpellet während der Entwässerung, Harz Einbetten und Schneiden Prozesse zu lokalisieren. Wichtig ist, behält er Zellcluster zusammen und bewahrt die Zellultrastruktur, die mehrere Zellen für die Quantifizierung der Daten zu prüfen, wünschenswert ist. In TEM-Untersuchungen wird ein Zellpellet Millionen von Zellen enthalten, oft für eine effiziente Einb...

Ultra-strukturellen und Unter Organell Details der Zellen wurden durch Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) -Studien aus Geweben oder Zellpellets 1,2 hauptsächlich offenbart. Feste Gewebeteile können leicht für die Elektronenmikroskopie-Studien genutzt werden. Allerdings analysiert TEM 1,3 auf Zellen in Suspension bleiben herausfordernd und erfordern hohe Zellzahlen, dh Millionen von Zellen. Wegen dieses ultra-Strukturanalysen von seltenen Zellpopulationen in Suspension, beispielsweise hämatopoetische Stammzellen (HSCs), sind nicht leicht zu beurteilen. Mehrere Versuche für die TEM-Analyse von knapp Proben Cytospin oder einschichtigen Ansätze scheitern erhebliche quantitative Daten aus der begrenzten Anzahl von Zellen zu erhalten. Somit begrenzt das Erfordernis einer hohen Zellzahl die Verwendung dieses leistungsstarken Werkzeug, um die subzelluläre ultrastrukturelle Details von seltenen Zellpopulationen zu verstehen. Eine Haupteinschränkung für die TEM-Untersuchungen mit einer begrenzten Anzahl von Zells in Suspension ist die Lokalisierung der Zellen für die Verarbeitung und damit TEM-Untersuchungen von begrenzten Zellen mit besonders kleinen Abmessungen bleiben schwierig. Mehrere alternative Ansätze gewählt wurden, um diese Beschränkung zu begegnen: die BSA / Bisacrylamid (BSA-BA) vermittelte Polymerisation von Zellsuspension, die Färbung der Zellen mit einem Farbstoff, um sie sichtbar auf einem dünnen Filmträger einschließlich Deckgläser, und TEM - Analysen von Cytospin Vorbereitungen 4-6. Es wurde jedoch sehr begrenzten Erfolg erzielt, da nur sehr wenige Zellen in den Abschnitten nach der ultra-Schnitte gefunden wurden. Die zentrale Herausforderung spärliche Zellen zu identifizieren, bestehen bleibt, da die Zellschicht meist unsichtbar in dem erstarrten Gel bleibt für das Schneiden. Ferner können Cytospin Herstellung von Zellen, die zelluläre Organisation aufgrund Zellausbreitung und die Zerbrechlichkeit der Zellstruktur zu verändern. Daher rechtfertigen diese inhärenten Nachteile einen neuartigen Ansatz TEM-Untersuchungen von seltenen Zellpopulationen mit mehr ausführenKonsistenz. Um dieses Problem zu überwinden, haben wir eine neue und alternative Probenvorbereitung für TEM - Untersuchungen von seltenen Zellpopulationen 7 beschrieben. Hier berichten wir über eine effiziente Probenvorbereitung Protokoll zur Durchführung TEM von knapp biologischen Proben mit konsistenten qualitative und quantitative Ergebnisse. Evans - Blau - Färbung wurde nach der Fixierung durchgeführt , eine winzige Zellpellet aus geringen Anzahl Zellen, dh 10.000 Knochenmark hämatopoetische Stamm- und Vorläuferzellen zu lokalisieren , die ansonsten unsichtbar blieben würde, und das Pellet wurde in Agarose vor der Dehydratisierung und Harzeinbettungsverfahren eingebettet. Diese Methode Clustern Zellen zusammen und ermöglicht die effiziente Analyse der Ultrastruktur und subzellulären Organisation von hämatopoetischen Stammzellen (identifiziert als Lin - Sca-1 + c-Kit + Flt3 - CD34 -; HSC), einer seltenen 0,2 bis 0,5% Zellpopulation im Knochenmark. Diese experimentelle Prokoll kann nützlich sein, ultra-Strukturuntersuchungen durchführen und quantitative Ergebnisse auf viele seltene, aber sehr wichtige Populationen erhalten.

<table><tbody><tr><td>Paraformaldehyd 20% wässriger Soln</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>15713</td><td>VORSICHT Giftig durch Einatmen, Hautkontakt. Tragen Sie Handschuhe, verwenden Sie eine Abzugshaube.</td></tr><tr><td>Gluteraldehyd 70% wässriger Soln</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>16350<</td><td>stark>VORSICHT</stark> Giftig durch Einatmen, Hautkontakt. Tragen Sie Handschuhe, verwenden Sie eine Abzugshaube.</td></tr><tr><td>Cacodyladat-Puffer&nbsp;</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>12300</td><td>0,1 M Cacodyladat-Puffer (pH 7,4) in destilliertem Wasser herstellen, bei 4 μC lagern. <stark>VORSICHT</stark> Reizend durch Einatmen oder Hautkontakt, Handschuhe tragen und im Abzug arbeiten.</td></tr><tr><td>Evans Blau&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>E-2129</td><td></td></tr><tr><td>Niedrigschmelzende Agarose&nbsp;</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A-5030</td><td></td></tr><tr><td>Osmiumtetraoxid</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Sciences 19130</td><td>1 g in 50 ml 0,1 M Cacodyladat Puffer zur Herstellung von 2% OsO4 Stamm, <stark>VORSICHT</stark> Sehr giftig durch Einatmen oder Hautkontakt, starkes Oxidationsmittel, Schutzkleidung tragen, Augenschutz, Abzug verwenden.</td></tr><tr><td>LX-112 Embedding Kits (LADD&reg;)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>DDSA (Dodecenylbernsteinsäureanhydrid)</td><td>LADD</td><td>21340</td><td>16% DDSA; 30% NMA; 54% LX-112 mischen und dann 1,4% DMP-30</td></tr><tr><td>NMA (Nadicmethylanhydrid)</td> zugeben)<td>LADD</td><td>21350</td><td></td></tr><tr><td>Epoxidharze Epon 812 (LX-112)</td><td>LADD</td><td>21310</td><td>VORSICHT Giftig durch Einatmen, Hautkontakt. Tragen Sie Handschuhe, Schutzkleidung, verwenden Sie eine Abzugshaube.</td></tr><tr><td>DMP-30 (2,4,6-Tri(dimethylaminomethyl)phenol)LADD</td><td></td> <td>21370</td><td></td></tr><tr><td>Reynolds-Bleicitrat (EM-Fleck II)</td><td>Leica</td><td></td><td>VORSICHT</stark> Giftig beim Einatmen, Kontakt mit Haut und Augen vermeiden.</td></tr><tr><td>Uranylacetat (EM Stain I)</td><td>Leica</td><td>8072820</td><td>VORSICHT Giftig beim Einatmen, Kontakt mit Haut oder Augen vermeiden.</td></tr><tr><td>Zusammensetzung von Iscove's Modified Dulbecco's Medium (IMDM)</td><td>ATCC</td><td>30-2005</td><td>: NaCl, NaHCO3, HEPES, Glukose, Ca, Mg, Rasenpyruvat etc. Für Details https://www.atcc.org/~/media/Attachments/E/9/7/E/4893.ashx</td></tr><tr><td>Pyramidenspitzenform&nbsp;</td><td>Ted Pella</td><td>10585</td><td></td></tr><tr><td>Montagezylinder</td><td>Ted Pella</td><td>10580</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-Mikrotom&nbsp;</td><td>(Leica EM UC7)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>200 Maschengitter (nikil)</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>G-200 Ni</td><td></td></tr><tr><td>Elektronenmikroskop</td><td>Hitachi Modell H-7650&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Software für Bilderfassungsmodul</td><td>AMT-600&nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>35 mm Petrischalen aus Kunststoff</td><td>Fisher scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Quick Bond Sekundenkleber Cyanacrylat&nbsp;</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>Wissenschaften 72588</td><td></td></tr><tr><td>Rasierklingen</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Glas-Szintillationsfläschchen&nbsp;</td><td>Fisher wissenschaftlich&nbsp;</td><td>03-337-14</td><td></td></tr><tr><td>Objektträger&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wimpernwerkzeug</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Metallschlaufen-Werkzeug&nbsp;</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

ein alternativer ansatz für die probenvorbereitung mit geringer zellzahl für die tem-analyse

An Alternative Approach for Sample Preparation with Low Cell Number for TEM Analysis

Die Transmissionselektronenmikroskopie (TEM) stellt Details der zellulären Organisation und Ultrastruktur. Jedoch TEM-Analyse von seltenen Zellpopulationen, insbesondere Zellen in Suspension, wie beispielsweise hämatopoetische Stammzellen (HSCs), begrenzt bleibt aufgrund des Erfordernisses einer hohen Zellzahl während der Probenvorbereitung. Es gibt ein paar Cytospin oder einschichtigen Ansätze für die TEM-Analyse von seltenen Proben, aber diese Ansätze nicht signifikante quantitative Daten von der begrenzten Anzahl von Zellen zu erhalten. Hier ist eine alternative und neuartige Ansatz für die Probenvorbereitung in TEM-Untersuchungen wird für seltene Zellpopulationen beschrieben, die quantitative Analyse ermöglicht. Eine relativ niedrige Anzahl von Zellen, dh 10.000 HSCs wurde für die TEM - Analyse im Vergleich zu den Millionen von Zellen typischerweise für TEM - Untersuchungen erfolgreich eingesetzt. Insbesondere wurde Evans-Blau-Färbung nach paraformaldehyd Glutaraldehyd (PFA-GA) Fixierung ausgeführt, um die winzige Zelle pel zu visualisierenlassen, die in Agarose erleichtert das Einbetten. Cluster von zahlreichen Zellen wurden in ultradünnen Abschnitten beobachtet. Die Zellen hatten eine gut erhaltene Morphologie und die ultra-strukturellen Details der Golgi-Komplex und mehrere Mitochondrien waren sichtbar. Diese effiziente, einfache und reproduzierbare Protokoll ermöglicht die Probenvorbereitung von einer niedrigen Zellzahl und kann für die qualitative und quantitative TEM-Analyse auf seltenen Zellpopulationen aus begrenzten biologischen Proben verwendet werden.

Eine effiziente und konsistente Protokoll für die Probenvorbereitung TEM-Analyse durchzuführen, von geringen Anzahl von Zellen beschrieben. Post-Fixierung Färbung mit Evans - Blau und die Übertragung von Zellen auf einem 0,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen dazu beigetragen , die winzigen Zellpellet 7 visualisieren. Osmification mit Osmiumtetroxid in Agarose führte zu einer leichten Nachweis der dunklen Zellpellet während der Entwässerung und Einbettung. <p class="jove_content"...

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Vorbereitung von Proben mit geringer Zellzahl für die Analyse der Transmissionselektronenmikroskopie (TEM).

Ein alternativer Ansatz für die Probenvorbereitung mit geringer Zellzahl für die TEM-Analyse

Transmission electron microscopy (TEM) provides details of the cellular organization and ultrastructure. However, TEM analysis of rare cell populations, ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, Proben mit geringer Zellanzahl so vorzubereiten, dass eine effiziente und reproduzierbare TEM-Analyse durchgeführt werden kann. Diese Methode kann dazu beitragen, alle Strukturen echter Zellen sowie physiologisch realistischere Bedingungen im biomedizinischen Bereich aufzudecken. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sowohl qualitative als auch quantitative Ergebnisse aus geringen Zellzahlen auf reproduzierbare Weise gewonnen werden können.Beginnen Sie damit, mithilfe von FACS 10.000 hämatopoetische Stammzellen (HSCs) in ein 1,5-mL-Mikrozentrifugenröhrchen zu sortieren, das 600 Mikroliter Iscoves modifiziertes Dulbecco-Medium mit 10 % FBS enthält. Zentrifugieren Sie die sortierten HSCs in einem Zentrifugenrotor mit Ausgleichsköpfen bei 1.000 × g für 10 Minuten.Entfernen Sie unter sanfter Aspiration alles Medium bis auf 200 Mikroliter. Geben Sie zur Fixierung der Zellen 0,2 mL frisch zubereitete zweifach konzentrierte Fixierlösung hinzu und inkubieren Sie eine Stunde bei Raumtemperatur. Anschließend geben Sie 600 Mikroliter 0,1-molarer Cacodylatpuffer zur Wäsche der Zellen hinzu.Zentrifugieren Sie die Zellen erneut, diesmal bei 30 Grad Celsius. Danach, nach der Zentrifugation und nachdem der Puffer bis auf 200 Mikroliter entfernt wurde, fügen Sie 200 Mikroliter Evans-Blau mit einer Konzentration von zwei Milligramm pro Milliliter in Cacodylatpuffer hinzu und inkubieren Sie 20 Minuten bei Raumtemperatur, um die Zellen anzufärben. Waschen Sie die Zellen dreimal mit jeweils 600 Mikrolitern 0,1-molarer Cacodylatpufferlösung.Anschließend die Zellen im verbleibenden Puffer von 200 Mikrolitern resuspendieren, bevor die Zellsuspension in ein 0,5-mL-Röhrchen überführt wird. In diesem Schritt sollte das Pellet im Röhrchen sichtbar sein. Mit einer Tischzentrifuge die Zellen 10 Minuten lang mit 1.000 × g zentrifugieren.Entfernen Sie dann vorsichtig den Puffer, ohne den nun sichtbaren kleinen Zellpellet zu stören, und lassen Sie 50 Mikroliter Puffer im Röhrchen zurück. Bereiten Sie eine 4 %ige Agarose-Lösung vor, indem Sie 200 Milligramm Low-Melting-Agarose zu fünf Millilitern 0,1 molarer Cacodylat-Pufferlösung in einem 15-mL-Röhrchen hinzufügen. Lösen Sie die Agarose auf, indem Sie das Röhrchen in kochendes Wasser in einer 100-mL-Glasflasche geben.Fügen Sie 200 Mikroliter der Agaroselösung zu dem Röhrchen mit der Zellsuspension hinzu. Zentrifugieren Sie sofort bei 1.000 × g und 30 °C für 10 Minuten. Nachdem bestätigt wurde, dass die Zellen im halbfesten Agarose am Röhrchenboden pelletiert sind, überführen Sie das Röhrchen umgehend für 20 Minuten auf 4 °C oder Eis, um das Agarose zu verfestigen.Überführen Sie mit einer 27-Gauge-Nadel vorsichtig das erstarrte Agarose-Gel mit dem Zellpellet in eine 35-mL-Kunststoff-Petri-Schale, die 0,1-molare Cacodylat-Pufferlösung enthält. Schneiden Sie das erstarrte Agarose-Gel mit dem Zellpellet mit einem Skalpell auf ein Stück von etwa ein bis zwei Millimetern Größe zu. Überführen Sie es anschließend in ein neues 1,5-mL-Röhrchen.Fügen Sie 600 Mikroliter 0,1-molares Cacodylatpuffer hinzu und waschen Sie das Agarose-Zellpellet, indem Sie den Puffer mit einer Pipette zugeben und abziehen. Entfernen Sie den Puffer vom Agarose-Zellpellet und geben Sie in einem Abzug unter Verwendung von Schutzkleidung und Handschuhen ein Milliliter 1 %ige Osmiumtetroxidlösung hinzu. Inkubieren Sie das Zellpellet eine Stunde lang bei vier Grad Celsius.Nach der Inkubation die Probe dreimal waschen. In ein 20 mL fassendes Glas-Scintillationsfläschchen mit Verschluss überführen. Anschließend die Probe mittels einer Ethanolreihe dehydrieren.Anschließend das Probenmaterial in steigenden Konzentrationen von LX 112-Harz in Ethanol infiltrieren, bevor es zweimal für jeweils 60 Minuten in 100 % Harz inkubiert wird. Mit einer Pinzette die Probe vorsichtig auf den Boden einer pyramidenförmigen, gummibeschichteten Form bringen und reines Harz über die Probe geben, um die Form zu füllen. Die Probe 72 Stunden bei 60 Grad Celsius inkubieren, um das Harz zu polymerisieren.Nach der Polymerisation des Harzes dieses durch Verdrehen der Gummiform aus den Formen entfernen. In der polymerisierten Harzpyramide sollte ein kleiner schwarzer Zellhaufen sichtbar sein. Zum Befestigen der polymerisierten Harzpyramide auf einem Aufspannzylinder für das Schneiden verwenden Sie Cyanoacrylat.Nachdem der Block auf einen Ultramikrotom montiert wurde, verwenden Sie eine Rasierklinge und ein Diamantmesser, um den Pyramidenblock zuzuschneiden, sodass eine kurze, breite trapezförmige Form entsteht, wobei die Ober- und Unterseite des Blocks parallel zueinander liegen und die Seiten gleichmäßig abgeschrägt sind. Anschließend schneiden Sie mit dem Diamantmesser den Block um das Zellpellet herum zu und entfernen die Plastikabschnitte rund um das Agarosestück mit dem Zellpellet. Schneiden Sie am Ultramikrotom Eins-Mikrometer-Schnitte und verwenden Sie ein Wimpernwerkzeug und eine Metallschleife, um die Schnitte vom Wasserbad auf einen Objektträger zu übertragen.Dann legen Sie die Objektträger zur Trocknung auf eine Heizplatte bei 37 Grad Celsius. Geben Sie mithilfe einer Spritze mit einem 0,22-Mikrometer-Filter einen Tropfen Toluylblaulösung auf die Schnitte und inkubieren Sie drei Minuten lang. Anschließend spülen Sie die Objektträger mit destilliertem Wasser ab und lassen die Schnitte trocknen.Nach dem Trocknen die Schnitte unter einem Lichtmikroskop überprüfen, um die Position der Zellen zu identifizieren. Anschließend mit einem Diamantschneidmesser ultradünne Schnitte anfertigen. Danach mit einem Wimpernwerkzeug zwei bis drei Schnitte aus dem Wasserbecken auf 200-Mesh-Gitter übertragen und in eine Glas-Petrischale legen.Überführen Sie die Platte mit den Gittern für 30 Minuten auf eine Heizplatte bei 30 Grad Celsius, um die Schnitte zu trocknen. Geben Sie Tropfen einer 1 %igen Uranylacetat-Lösung hinzu und inkubieren Sie bei Raumtemperatur für 10 Minuten, um die Gittern zu färben. Anschließend spülen Sie sechs bis acht Mal mit destilliertem Wasser ab. Färben Sie mit Reynolds Bleiacetat bei Raumtemperatur fünf Minuten lang, bevor Sie sechs bis acht Mal spülen. Überführen Sie die Glas-Petri-Schale mit den Gittern auf eine Heizplatte bei 37 Grad Celsius, um die Schnitte zu trocknen. Analysieren Sie die Schnitte abschließend mit einem Elektronenmikroskop bei 87 Kilovolt.Hier in niedriger Vergr&ouml;&szlig;erung dargestellt sind d&uuml;nne Schnitte, angef&auml;rbt mit Toluidinblau, aus Blockabschnitten, die ein winziges Zellpr&auml;parat enthalten und ein Zellverbund best&auml;tigen. Dieses Bild mit h&ouml;herer Vergr&ouml;&szlig;erung zeigt die intakte Morphologie der Zellen. Diese Abbildung zeigt ein &Uuml;bersichtsfeld des Zellverbunds aus ultrad&uuml;nnen Schnitten, die mit Uranylacetat und Bleicitrat angef&auml;rbt und mittels Elektronenmikroskopie analysiert wurden.Hier ist eine einzelne HSC zu sehen, was zeigt, dass Morphologie und Ultrastruktur der Zellen gut erhalten waren. Eine elektronenmikroskopische Aufnahme eines einzelnen HSC mit höherer Vergrößerung zeigt die intrazellulären Ultrastrukturen in hoher Detailgenauigkeit. Außerdem zeigen Aufnahmen mit hoher Vergrößerung die gut erhaltene Struktur und Integrität subzellulärer Organellen wie der Mitochondrien.Wenn man diese Technik einmal beherrscht, kann sie in fünf bis sechs Stunden durchgeführt werden, wohingegen für die fortgeschrittene Blaufärbung, die Agarose-Einbettung und anschließend die normale TEM-Weiterverarbeitung, bei ordnungsgemäßer Durchführung, fünf bis sechs Tage benötigt werden. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie also ein gutes Verständnis dafür haben, wie Proben von echten Zellpräparationen für die TEM-Analyse vorbereitet werden.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

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