Name: Maus Mikroinfusionstechnik für Zielsubstanz Lieferung in das ZNS über Die Arteria carotis interna (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-31T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Erfahren Sie eine Mikroinfusionstechnik bei Mäusen zur gezielten Substanzlieferung ins Gehirn über die Arteria carotis interna. Diese Methode minimiert Traumata, bewahrt neuronale Integrität und ermöglicht hohe Substanzkonzentrationen im ZNS.

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Wir möchten uns bei Dr. Lei Chen (Icahn School of Medicine am Mount Sinai, NY) bedanken, der die Verwendung dieses Modells zuerst in unserem Labor etabliert hat, und bei Dr. Gretchen Wolff (Deutsches Krebsforschungszentrum, Heidelberg, Deutschland) für die Verbreitung der Technik in unserem Labor. Teilweise unterstützt von HL126559, DA039576, MH098891, MH63022, MH072567, DA027569 und NSC 2015/17/B/NZ7/02985.

Die Verfahren in dem folgenden Protokoll beteiligt wurden von der University of Miami Institutional Animal Care und Use Committee (IACUC) zugelassen. Darüber hinaus werden alle Verfahren in Einrichtungen werden von der Gesellschaft für Evaluierung und Akkreditierung von Labor Animal Care International (AAALAC) genehmigt durchgeführt. 1. Herstellung von Mäusen für Chirurgie <ol><li> Anesthetize Maus mit Isofluran mit Sauerstoff gemischt, ein Labor, Anästhesie-System. Verwenden Sie Isofluran bei zwischen 4-5% und Sauerstoffstrom bei 2 l / min auf die kommerzielle Maschine einstellen (siehe Werkstoff-Tabelle). Bringen Sie das Tier zu der Operation Oberfläche, unter einem Stereomikroskop und Sustain Anästhesie einen Nasenkegel mit (verwenden Isofluran Einstellung 1,5-2,5 und Sauerstoffstrom bei 2 l / min). <ol><li> Stellen Sie sicher, dass die Maus Atemfrequenz liegt bei etwa 1 bis 2 Atmung / sec ohne Keuchen. Darüber hinaus gewährleisten, dass das Tier nicht Whiskers Stimulation nicht aufweist Reaktion und Pedal reflex (toe Prise). Überwachen Sie die Atemfrequenz und Aufwand während der Operation, mindestens alle 5 Minuten. Folgen Sie spezifische Institutional Animal Care und Use Committee und Veterinär Richtlinien zur Bekämpfung von Nagetieren Anästhesie Überwachung. </li></ol></li><li> Einen Tropfen ophthalmische Schmiermittel auf jedes Auge einen sterilen Tupfer, um mit Trockenheit zu verhindern. Verabreichung von entzündungshemmenden und schmerzlindernden Beschwerden zu lindern empfohlen. </li><li> Mit dem Tier auf dem Rücken liegend, halten Anästhesie einen Nasenkegel verwenden. </li><li> Reinigen Sie den Nackenbereich des Tieres durch Abwischen der Fläche, die dreimal mit Ethanol 70% und Chlorhexidin. Rasur der OP-Bereich des Tieres unter Verwendung einer Rasierklinge (siehe unten). </li></ol> 2. Dissektion der Arteria carotis communis (CCA) <ol><li> Führen Sie die gesamte mikrochirurgisches Verfahren unter einem Stereomikroskop. Mit chirurgische Scheren und Pinzetten führen eine flache Mittelschnitt im Nacken, von oberhalb des Brustbeins auf unter ter Backe (ca. 3 bis 4 cm). </li><li> Mit einer Pinzette vorsichtig getrennten Fett- und Bindegewebe, um die Luftröhre aus. </li><li> Legen Sie ein Kissen (rundes Objekt, etwa 0,5 cm im Durchmesser) auf der Rückseite des Halses der Maus, um den Hals zu verlängern, das weiterhin den Bereich auszusetzen. </li><li> Trennen Sie das Gewebe entweder eine Geweberetraktor oder Haken. </li><li> Auf der linken Seite der Trachea des Tieres, tweeze sorgfältig das Bindegewebe neben den linken CCA zu belichten. </li><li> Mit einer Pinzette vorsichtig entfernen alle Bindegewebe der CCA Gabelung, und den Beginn der externen und internen Arteria carotis zu belichten. </li></ol> 3. Vorbereitung des CCA für Substanz Infusion <ol><li> Legen Sie zwei Segmente von Nylonfaden (ca. 1 cm jeweils) unter A. carotis externa (ECA), mit einer Pinzette. </li><li> Legen Sie ein dauerhafter Knoten am höchsten Punkt möglich von der ECA. </li><li> Am tiefsten Punkt möglich des ECA, unmittelbar über dem CCA Bifurkation Orteinen abnehmbaren Knoten. Dieser Knoten sollte locker sein im Vergleich zu dem oberen Knoten. </li><li> Schließen Sie die CCA einen Behälter Clip, am tiefsten Punkt. </li><li> Schließen Sie die A. carotis interna (ICA) mit einem Schiff Clip. </li><li> Mit microdissection Feder Schere führen Sie einen kleinen Schnitt in der ECA (ca. 2 mm), zwischen den beiden Knoten. </li></ol> 4. Substanz Infusion über ICA <ol><li> Zubauen ein Infusionssystem. Bringen Sie 6 Zoll Kapillarschlauch (ideal Abmessungen: 2,5 mm x 1,2 mm) auf eine Tuberkulin-Spritze 250 &amp; mgr; l der Substanz vorsichtig und legen Sie die Kapillarspitze in den Einschnitt infundiert (unter anderem Medikamente, Krankheitserreger, extrazellulären Vesikeln) ausgeführt werden in Schritt 3.6. </li><li> Weiter die Kapillare nach unten rutschen, bis sie einen Mittelpunkt zwischen der Gabelung erreicht und den Clip des CCA zu schließen. </li><li> Binden Sie den unteren ECA Knoten. Stellen Sie sicher, dass der Knoten locker genug ist Kapillare Fluidität und dicht genug, um zu verhindern, dass leakinG. </li><li> Entfernen Clip aus dem ICA. </li><li> Durch leichten Druck auf den Spritzenkolben zu ermöglichen Substanz Infusion etwa 10 &amp; mgr; l pro Sekunde. </li></ol> 5. Nach Infusion Verfahren <ol><li> Platz Clip auf der ICA zurück. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Kapillarschlauchs. </li><li> Binden Sie den unteren ECA Knoten vollständig. </li><li> Entfernen Sie Clips aus dem ICA und der CCA. </li></ol> 6. Incision Closing und postoperative Pflege <ol><li> Entfernen Aufroller oder Gewebehaken und Kissen. </li><li> Saubere Nahtbereich mit einer sterilen Kochsalzlösung. </li><li> Schließen Sie den Schnitt mit Nylonfaden / Nadel und Pinzette. </li><li> Verabreichen entzündungshemmende und analgetische postoperative Beschwerden zu lindern. </li><li> Tier in den Käfig auf Heizkissen gelegt für mindestens 1 Stunde und Monitor Erholung. </li></ol>

<ol><li>Chen, L., Swartz, K. R., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vessel+microport+technique+for+applications+in+cerebrovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Res%22%5BJournal%5D)">Vessel microport technique for applications in cerebrovascular research.</a> J Neurosci Res. 87 (7), 1718-1727 (2009).</li>
<li>Frisella, W. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracranial+injection+of+recombinant+adeno-associated+virus+improves+cognitive+function+in+a+murine+model+of+mucopolysaccharidosis+type+VII%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Intracranial injection of recombinant adeno-associated virus improves cognitive function in a murine model of mucopolysaccharidosis type VII.</a> Mol Ther. 3 (3), 351-358 (2001).</li>
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<li>Pignataro, G., Studer, F. E., Wilz, A., Simon, R. P., Boison, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuroprotection+in+ischemic+mouse+brain+induced+by+stem+cell-derived+brain+implants%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Neuroprotection in ischemic mouse brain induced by stem cell-derived brain implants.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 27 (5), 919-927 (2007).</li>
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<li>Huang, R. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficient+gene+delivery+targeted+to+the+brain+using+a+transferrin-conjugated+polyethyleneglycol-modified+polyamidoamine+dendrimer%5BTitle%5D)+AND+%22FASEB+J%22%5BJournal%5D)">Efficient gene delivery targeted to the brain using a transferrin-conjugated polyethyleneglycol-modified polyamidoamine dendrimer.</a> FASEB J. 21 (4), 1117-1125 (2007).</li>
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<li>Kumar, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transvascular+delivery+of+small+interfering+RNA+to+the+central+nervous+system%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Transvascular delivery of small interfering RNA to the central nervous system.</a> Nature. 448 (7149), 39-43 (2007).</li>
<li>Wrobel, J. K., Wolff, G., Xiao, R., Power, R. F., Toborek, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dietary+Selenium+Supplementation+Modulates+Growth+of+Brain+Metastatic+Tumors+and+Changes+the+Expression+of+Adhesion+Molecules+in+Brain+Microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Trace+Elem+Res%22%5BJournal%5D)">Dietary Selenium Supplementation Modulates Growth of Brain Metastatic Tumors and Changes the Expression of Adhesion Molecules in Brain Microvessels.</a> Biol Trace Elem Res. , (2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Die Infusions Mikrochirurgie hier beschrieben wurde , erwies sich bei der Bereitstellung von exogenen Substanzen verschiedener biologischer Funktionen in das ZNS sehr erfolgreich zu sein, verhindert unerwünschte Verbreitung im ganzen Körper 1, 12. Störung der Blut-Hirn-Schranke ist ein pathologisches Merkmal mehrerer ZNS zusammenhängenden Krankheiten; daher die Beurteilung der Beziehung von exogenen Substanzen mit dem Blut-Hirn-Schranke ist von großer Bedeutung ...

In - vivo - Modellen des zentralen Nervensystems (ZNS) Erkrankungen erfordern eine effektive Bereitstellung von exogenen Substanzen, wie Medikamente, Krankheitserreger oder Exosomen, in das Gehirn. Daher sollte eine ideale Übermittlungsmethode minimalem Trauma für das Tier veranlassen, um die Integrität des neuronalen Netzes zu erhalten, und eine hohe Stoffkonzentrationen im Gehirn 1 erzielen. Mehrere chirurgische Methoden der lokalen Substanzabgabe beschrieben wurden, einschließlich intra-Mantel, intrazerebrale und intraventrikuläre Injektionen oder Implantate 2, 3, 4, 5. Diese Ansätze sind jedoch als traumatisches zum ZNS und ermöglichen die Verabreichung von nur geringen Mengen der Substanz von Interesse. Außerdem wurde vorgeschlagen , dass exogene Substanzen können schnell durch die Zerebrospinalflüssigkeit 6 entfernt werden , </sup&gt; und eine geringe Penetrationsbereich zum Hirnparenchym wurde 7 beobachtet, wenn die oben genannten Techniken eingesetzt werden. Systemische Liefermethoden, wie orale, pulmonale, subkutane und intravenöse Wege, sind häufiger in Tiermodellen verwendet, obwohl sie bei der Bereitstellung der Substanzen in das ZNS geringe Wirksamkeit aufweisen, aufgrund von anderen Organen Aufnahme 8, 9. Daher erfordern diese Verabreichungswege erhöhten Dosen der Substanzen verabreicht, 10 das Risiko von Nebenwirkungen und Toxizität zu, 11. Hier beschreiben wir eine Maus Infusionsmikrotechnik, die effektiv Substanzen direkt in das Gehirn über die Arteria carotis interna liefert. Zusätzlich zu der Abgabe an das ZNS Targeting, ist diese Technik nicht die normale physiologische Barrieren umgehen und ist daher von großer Bedeutung für biological Prozesse in den Passagen von Therapeutika oder Krankheitserreger in das Gehirn beteiligt.

<table><tbody><tr><td>Instrument für Anästhesie</td><td>Vetequip</td><td>901806</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Schere</td><td>Fine Science Tool</td><td>14558-09</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Zange mit gerader Spitze</td><td>Fine Science Tool</td><td>00108-11</td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Zange mit abgewinkelter Spitze</td><td>Fine Science Tool</td><td>00109-11</td><td></td></tr><tr><td>Federschere</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>Nylon-Nahtmaterial</td><td>Braintree Scientific</td><td>SUT-S 104</td><td></td></tr><tr><td>Kapillarschlauch (Mikro-Renathan 0,010" x 0,005" pro Fuß)&nbsp;</td><td>Braintree</td><td>Scientific MRE01050</td><td></td></tr><tr><td>Nahtverschluss</td><td>VWR</td><td>95057-036</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Piramal</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid</td><td>FisherScientific</td><td>50-121-8005</td><td></td></tr></tbody></table>

maus mikroinfusionstechnik für zielsubstanz lieferung in das zns über die arteria carotis interna

Mouse Microsurgery Infusion Technique for Targeted Substance Delivery into the CNS via the Internal Carotid Artery

Tiermodelle für Erkrankungen des Zentralnervensystems (ZNS) und folglich für Erkrankungen der Blut-Hirn-Schranke erfordern die Abgabe exogener Substanzen in das Gehirn. Diese exogenen Substanzen können schädliche Auswirkungen haben oder eine therapeutische Strategie darstellen. Die gebräuchlichsten Verabreichungsmethoden von exogenen Substanzen in das Gehirn basieren auf systemischen Verabreichungen, wie z. B. subkutanen oder intravenösen Verabreichungen. Obwohl diese Ansätze häufig verwendet werden, haben sie mehrere Einschränkungen, darunter eine geringe Wirksamkeit der Abgabe an das Gehirn. Im Gegensatz dazu sind chirurgische Methoden, die Substanzen lokal in das ZNS einbringen, spezifischer und verhindern die Aufnahme der exogenen Substanzen durch andere Organe. Es stehen mehrere chirurgische Methoden für die ZNS-Verabreichung zur Verfügung; Sie neigen jedoch dazu, sehr traumatisch zu sein. Hier beschreiben wir eine mikrochirurgische Infusionstechnik der Maus, die Substanzen effektiv über die Arteria carotis interna in das Gehirn abgibt, mit minimalem Trauma und ohne Beeinträchtigung der normalen ZNS-Funktionalität.

Die Maus Infusions Mikrochirurgie hier beschriebene Technik ist sehr vielseitig und verwendet wurde , verschiedene Stoffe zu liefern , direkt in das Gehirn, einschließlich der Lieferung von Tumorzellen in einem repräsentativen Modells der Hirnmetastasenbildung 1, 12. Diese Technik ist auch geeignet, um die pathologischen Aspekte verschiedener Krankheitserreger im ZNS z...

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine mikrochirurgische Infusionstechnik für Mäuse, die effektiv Substanzen direkt über die Arteria carotis interna in das Gehirn abgibt.

Maus Mikroinfusionstechnik für Zielsubstanz Lieferung in das ZNS über Die Arteria carotis interna

Animal models of central nervous system (CNS) diseases and, consequently, blood-brain barrier disruption diseases, require the delivery of exogenous ...

Das übergeordnete Ziel dieser Operationstechnik ist es, exogene Substanzen in das Gehirn der Maus zu bringen, ohne in den Schädel einzudringen. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen der Neurowissenschaften bezüglich der Wirkung von Medikamenten, Krankheitserregern und Exosomen im Gehirn zu beantworten. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie dem Tier ein minimales Trauma zufügt, die Integrität des neuronalen Netzwerks bewahrt und hohe Konzentrationen der Substanz im Gehirn erreicht.Beginnen Sie mit der Verabreichung von Isofluran gemischt mit Sauerstoff, um die Maus in einer Induktionskammer zu betäuben. Nach der Einleitung der Anästhesie wird das Tier unter einem Stereomikroskop auf die Operationsoberfläche gebracht und der Nasenkonus platziert, um eine chirurgische Anästhesieebene aufrechtzuerhalten. Stellen Sie sicher, dass die Atemfrequenz etwa ein bis zwei Atemzüge pro Sekunde beträgt, ohne nach Luft zu schnappen.Stellen Sie außerdem sicher, dass das Tier nicht auf die Stimulation der Schnurrhaare oder ein Einklemmen der Zehen reagiert. Tragen Sie mit einem sterilen Tupfer einen Tropfen Augengleitmittel auf jedes Auge auf, um Trockenheit zu vermeiden. Nachdem Sie die Operationsstelle mit einem Rasierer rasiert haben, bereiten Sie den Bereich mit 70% Ethanol und Chlorhexidin vor.Während Sie durch das Stereomikroskop schauen, verwenden Sie eine chirurgische Schere und Pinzette, um einen Mittellinienschnitt im Nacken von oberhalb des Brustbeins bis unterhalb des Kiefers zu erstellen. Verwenden Sie eine Pinzette, um Fett- und Bindegewebe vorsichtig zu trennen und die Luftröhre freizulegen. Legen Sie dann einen weichen, runden Gegenstand mit einem Durchmesser von etwa null Komma fünf Zentimetern unter den Nacken, um den Hals zu verlängern und den Bereich weiter freizulegen.Trennen Sie anschließend das Gewebe um die Luftröhre herum mit Haken oder einem Geweberetraktor. Auf der linken Seite der Luftröhre zupfen Sie das Bindegewebe vorsichtig auseinander, um die linke Halsschlagader (CCA) freizulegen. Entfernen Sie mit einer Pinzette vorsichtig das gesamte Bindegewebe, um die CCA-Bifurkation am Anfang sowohl der äußeren als auch der inneren Halsschlagader freizulegen.Sobald die ECA und ICA freigelegt sind, verwenden Sie eine Pinzette, um ein Segment einer ein Zentimeter langen Nylonnaht unter die äußere Halsschlagader zu legen. Platzieren Sie dann ein zweites ein Zentimeter langes Segment. Dann binden Sie einen dauerhaften Knoten an der höchstmöglichen Stelle des ECA.Binden Sie an der tiefstmöglichen Stelle der ECA, unmittelbar über der CCA-Bifurkation, einen lockereren, abnehmbaren Knoten. Verwenden Sie dann Gefäßklammern, um das CCA an der tiefstmöglichen Stelle zu schließen und das ICA zu schließen. Wenn Sie die Arteria carotis interna richtig verschließen, bevor Sie einen kleinen Schnitt in die Arteria carotis externa machen, können Sie Blutungen verhindern.Machen Sie nun mit einer Mikrodissektionsfederschere einen zwei Millimeter großen Schnitt in der ECA zwischen den beiden Knoten. Es ist wichtig, die Schnitte klein zu halten, da ein großer Schnitt dazu führt, dass die zu infundierende Substanz austritt. Bauen Sie das Infusionssystem zusammen, indem Sie einen sechs Zoll langen Kapillarschlauch an eine Tuberkulinspritze anschließen, die 250 Mikroliter der zu infundierenden Substanz enthält.Führen Sie dann die Spitze des Kapillarschlauchs vorsichtig in den Schnitt in der ECA ein. Schieben Sie die Spitze weiter vor, bis sie die Mitte zwischen der Bifurkation und dem Clip am CCA erreicht. Binden Sie den unteren ECA-Knoten fest.Stellen Sie sicher, dass der Knoten locker genug ist, um die Kapillarflüssigkeit zu ermöglichen, und fest genug, um ein Auslaufen zu verhindern. Entfernen Sie dann den Clip aus dem ICA. Üben Sie vorsichtig Druck auf den Spritzenkolben aus, so dass die Substanz mit einer Infusion von etwa 10 Mikrolitern pro Sekunde infusionsfähig ist.Nach der Infusion der Prüfsubstanz setzen Sie den Clip wieder auf den ICA. Entfernen Sie vorsichtig den Kapillarschlauch. Binden Sie dann den unteren ECA-Knoten vollständig fest.Entfernen Sie den Clip vom ICA und vom CCA. Entfernen Sie dann den Retraktor oder die Gewebehaken und das Kissen. Reinigen Sie den zu nähenden Bereich mit steriler Kochsalzlösung und verschließen Sie dann den Schnitt mit Nylonnähten.Nach der Verabreichung eines zugelassenen entzündungshemmenden Mittels und eines Analgetikums zur Linderung postoperativer Beschwerden legen Sie das Tier mindestens eine Stunde lang in einen Käfig auf einem Heizkissen und überwachen Sie die Genesung. Dieses Histogramm zeigt den HIV-Nachweis durch Echtzeit-PCRs sieben Tage nach der Virusinfusion über die linke Arteria carotis interna. Erwartungsgemäß sind die Viruswerte in der linken Hemisphäre höher.Dieses Immunfluoreszenzbild zeigt einen Schnitt aus dem Gehirn einer Maus, der den GFP-Tag CD63, einen Exosomenmarker, nach einer extrazellulären Vesikelinfusion über die Arteria carotis interna zeigt. Die CD63-exprimierenden extrazellulären Vesikel, die grün dargestellt sind, sind mit dem Mikrogefäß des Maus-Gehirns assoziiert. Einmal gemeistert, kann diese Technik in 20 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Weg für Forscher auf dem Gebiet der neurodegenerativen Erkrankungen, um Wechselwirkungen zwischen Medikamenten, Krankheitserregern und Exosomen bei Mäusen zu erforschen.

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Forschung

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Neuroscience

Neurowissenschaften

Als neurowissenschaftliche Untersuchung wird immer anspruchsvoller, die Untersuchung von Hirnstrukturen und-Schaltung erfordert eine verbesserte Genauigkeit und eine höhere Auflösung. Wir haben ein Verfahren zur Herstellung und Implantation einer chronischen Infusion System im Gehirn unter Verwendung einer Borosilikat Mikrokanüle mit einer Spitze Durchmesser von 50 Mikrometer entwickelt.

Bau-und Implantation eines Mikroinfusion System für Nachhaltige Lieferung von Neuroactive Agents.

Quelle: Zamboni, M., et al., Induktion der Modifikation von leptomeningealen Zellen durch intrazisternale Injektion. J. Vis. Exp. (2020)Dieses Video zeigt das Verfahren zur Verabreichung eines Induktor-Medikaments in die Cisterna magna einer anästhesierten Maus. Die Injektion induziert selektiv die Expression von Fluoreszenzmarkern in Oberflächenzellen des Gehirns, die über die Zerebrospinalflüssigkeit zugänglich sind, was durch Fluoreszenzbildgebung bestätigt wurde.

Gezielte Verabreichung von Medikamenten in einem Mausmodell über Cisterna Magna Injektion

Quelle: Lim, M., et al. Modellierung der Hirnmetastasierung durch Injektion von Krebszellen in die innere Halsschlagader. J. Vis. Exp. (2022)In diesem Video wird eine anästhesierte Maus einem chirurgischen Eingriff unterzogen, bei dem Krebszellen in die Arteria carotis communis (CCA) injiziert werden, um eine gezielte Abgabe an das Gehirn zu ermöglichen. Das Verfahren beinhaltet ein präzises Nähen und Manipulieren der Halsschlagadern, um die injizierten Zellen in Richtung der Arteria carotis...

Modellierung der Metastasierung von Hirntumoren durch Injektion von Krebszellen in die innere Halsschlagader

Quelle: Leda, A. R., et al. Mikrochirurgische Infusionstechnik der Maus zur gezielten Verabreichung von Substanzen in das ZNS über die Arteria carotis interna. J. Vis. Exp. (2017)Dieses Video zeigt ein mikrochirurgisches Verfahren, das die gezielte Infusion einer Testsubstanz in das Gehirn über die Arteria carotis interna (ICA) ermöglichen soll. Das Verfahren beinhaltet präzises Nähen und Gefäßmanipulationen, um den Blutfluss vorübergehend einzuschränken und eine kontrollierte Entbindung zu...

Gezielte Abgabe von Substanzen an das Gehirn der Maus über Infusion in die Arteria carotis interna

Blut-Hirn-Schranke Störungen hilft die Lieferung von bestimmten Medikamenten an das Gehirn. Mannitol geliefert intraarteriell schrumpft umgebenden Zellen die Blutgefäße, um physisch stören die Barriere.

Rat Modell der Blut-Hirn-Schranke Störung zu Neurovascular Therapeutics Gezielte zulassen

Hirnmetastasen hat ein dringender medizinischer Bedarf werden wie ihre Häufigkeit zugenommen hat, während therapeutische Optionen palliative geblieben sind. Erstellen von experimentellen Tiermodellen von Hirnmetastasen über intracarotid arterielle Injektion von Krebszellen erleichtert mechanistische Untersuchungen der Krankheitsbiologie und Evaluierung neuartiger Interventions Regimen.

Intracarotid Cancer Cell Injection zu produzieren Mausmodelle von Hirnmetastase

Eine Methode zur Abgabe neuronaler Stammzellen, anpassungsfähig für Injektionslösungen oder Suspensionen, durch die gemeinsame Halsschlagader (Maus) oder externe Halsschlagader (Ratte) nach ischämischem Schlaganfall wird berichtet. Injizierte Zellen sind breit über das Gehirn Parenchym verteilt und kann bis zu 30 d nach der Geburt nachgewiesen werden.

Intra-arterielle Lieferung von neuronalen Stammzellen an das Ratten- und Maushirn: Anwendung auf zerebrale Ischämie

Hirnmetastasen sind eine Ursache für schwere Morbidität und Mortalität bei Krebspatienten. Die meisten Hirnmetastasen-Mausmodelle werden durch systemische Metastasen kompliziert, die die Analyse der Mortalität und der therapeutischen Interventionsergebnisse verwirren. Hier wird ein Protokoll für die interne Karotisinjektion von Krebszellen vorgestellt, das konsistente intrakranielle Tumoren mit minimalen systemischen Tumoren erzeugt.

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Die Reparatur der Arteria intracarotisis in einem Mausmodell nach der Injektion stellt den Blutfluss in die Arterie wieder her, ohne die Verteilung des injizierten Materials negativ zu beeinflussen. Die Reparatur der Injektionsstelle erleichtert nachfolgende Injektionen durch dieselbe Arterie und beugt zerebraler Ischämie bei Mausstämmen vor, denen ein vollständiger Willis-Circle fehlt.

Erleichterung wiederholter Intrakarotis-Injektionen in Mausmodellen durch eine neuartige Reparaturtechnik an der Injektionsstelle

Hier stellen wir ein Protokoll zur Beurteilung der Immunzellfunktion nach ischämischem Schlaganfall mittels durchflusszytometrischer Analyse in einem Mini-Schlaganfallmodell vor. Diese Methode ermöglicht eine detaillierte Untersuchung der neuroimmunen Interaktionen und kann für die Untersuchung anderer neurodegenerativer Erkrankungen angepasst werden, um unser Verständnis der Immunantworten in der Schlaganfallpathologie zu verbessern.

Isolierung und durchflusszytometrische Bewertung neuroimmuner Interaktionen in einem Mini-Schlaganfall-Mausmodell

Erfahren Sie eine Mikroinfusionstechnik bei Mäusen zur gezielten Substanzlieferung ins Gehirn über die Arteria carotis interna. Diese Methode minimiert Traumata, bewahrt neuronale Integrität und ermöglicht hohe Substanzkonzentrationen im ZNS.

Maus Mikroinfusionstechnik für Zielsubstanz Lieferung in das ZNS über Die Arteria carotis interna

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