Name: Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Erfahren Sie das Veneninterpositionsmodell bei Ratten zur Untersuchung von Bypass-Graft-Durchgängigkeit und Myointima-Hyperplasie. Diese Methode ermöglicht die Analyse biologischer Prozesse während Bypass-Verschlüssen.

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Die Autoren danken Christiane Pahrmann für ihre technische Unterstützung. Diese Studie wurde von der Deutschen Stiftung für Herzforschung (F / 28/14) finanziert. DW wurde vom Travel Award von der International Society for Heart and Lung Transplantation unterstützt. TD erhielt die Else Kröner Exzellenzstipendium von der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS erhielt ein Forschungsstipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD und SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).

Die Tiere erhielten humane Pflege im Einklang mit dem Leitfaden für die Grundsätze von Labortieren, hergestellt durch das Institut für Labortierressourcen und durch die National Institutes of Health veröffentlicht. Alle Tier Protokolle wurden von der zuständigen Behörde ( &quot;Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz) Hamburg&quot;) zugelassen. 1. Animal Care <ol><li> Erhalten Lewis-Ratten (LEW / GRL) Ratten und ROSA / Luciferase-LEW transgenen Ratten 300-350 g vom Institut für Labortiere wiegen. </li><li> Halten Sie die Ratten unter üblichen Bedingungen in belüfteten Schränken und füttern sie Standard-Rattenfutter und autoklaviert Wasser ad libitum. </li><li> Führen Sie eine Graft-Transplantation die ROSA / Luciferase-LEW transgenen Ratten als die Spender und die syngenen LEW / Crl Ratten als Empfänger verwendet wird. </li></ol> 2. Herstellung des Donor-Ratte <ol><li> Verwenden Sie ein inductIonenkammer eine Ratte mit Isofluran (2,5-3%) zu betäuben. </li><li> Legen Sie die Ratte auf den Rücken und halten die Anästhesie mit einer Gesichtsmaske für den Mund und Nase. Achten Sie auf ausreichende Narkosetiefe durch die Hinterfüße Kneifen und Überprüfung der Abwesenheit von Reflexen. Tragen Sie etwas Tierarzt Salbe in die Augen Trockenheit zu verhindern, während der Narkose. </li><li> Verbreiten Sie die Hinterbeine und fixieren ihre Position Klebeband. </li><li> Rasieren Sie den Leisten Haare mit einem Haarschneider und desinfizieren Sie die gesamte Fläche mit Povidon-Iod, gefolgt von 80% Ethanol. Wiederholen Sie den Desinfektionsschritt zweimal. HINWEIS: Der OP-Bereich, Gaze und chirurgische Instrumente sollten sterilisiert werden. Halten Sie einen sterilen Bereich während des gesamten Verfahrens und tragen Einweg, sterile OP-Handschuhe, Masken und Kappen. </li><li> Unter einem Mikroskop, einen vertikalen Schnitt entlang der linea inguinalis zuführen. Verwenden Sie zwei Pinzette vorsichtig die subkutanen Gewebe trennen und die V. epigastrica superficialis von seinem ori aussetzenGin auf die Oberschenkelvene. Sorgfältig isolieren die V. epigastrica superficialis aus den umliegenden Geweben. </li><li> Stopp des Blutflusses in der oberflächlichen Vene epigastric unter Verwendung von zwei Mikroschellen. </li><li> Ernte eine etwa 0,5 bis 1 cm-Segment der Vene durch vorsichtiges die isolierte Ader mit einer Pinzette Heben und Schneiden durch das Gefäß mit Mikroscheren. Lassen Sie die Mikroklammern auf dem Schiff Stumpf den Blutverlust zu verhindern. Legen Sie die entnommene Stück Vene auf steriler Gaze. eine 30-G-Nadel innerhalb eines Endes des geernteten Vene vorsichtig platzieren und das Gefäß mit Heparin (50 Einheiten / ml) spülen. HINWEIS: Behandeln Sie die Vene mit Sorgfalt und Vermeidung von Schäden beim Heben, Schneiden und Spülung. Stellen Sie sicher, das Transplantat mit der richtigen Menge an Heparin zu spülen. </li><li> Halten Sie das Gefäßsegment in 1% Lidocain auf Eis bis zur Transplantation in den Empfänger Ratte einen Gefäßspasmen zu verhindern. </li><li> Euthanize die Spender Ratte nach der Anästhesie bis 5% Isofluran erhöht. Nach 2-3 min, open den Bauch entlang der linea alba, schneiden durch die Membran, und entfernen Sie das Herz-Kreislauf zu stoppen. </li></ol> 3. Vorbereitung der Empfängerratte <ol><li> Anästhesieren und die Empfängerratte in der gleichen Weise wie der Spenderratte fixieren. </li><li> Rasur die mediale Seite der Schenkel mit einem Haarschneider und desinfizieren dreimal mit Povidon-Jod und 80% Ethanol. </li><li> Überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie und sicherzustellen, dass es durch die Überprüfung das Fehlen von Reflexen ausreichend ist, wenn die Hinterfüße Kneifen. </li><li> Führen Sie eine mittlere Oberschenkel Schnitt vom Knie bis zur Leistenbeuge. Unter dem Mikroskop benutzen 2 Zange die Femoralarterie von der Umgebung zu trennen. </li><li> Verwenden Sie Mikro Klammern um den Blutfluss zu stoppen. Legen Sie die proximale Klemme zuerst durch die distale Klammer gefolgt. </li><li> Schneiden Sie ein kurzes Segment der geklemmten Femoralarterie mit Mikroschere aus und entsorgen. Verkürzen Sie die verbleibenden arteriellen Stumpf mit Mikroschere, eine Lücke zu schaffen, ist1-2 mm größer als die Vene Graft. Spülen Sie den arteriellen Stumpf mit Heparin eine 30 G Nadel. HINWEIS: Wenn die Adventitia geringfügig über den Gefäßstumpf ragt, Zangen verwenden Sie es über das Ende des Schiffes leicht zu ziehen und ein Stück entfernen. </li><li> Legen Sie die geernteten Vene aus Schritt 2.8 zwischen den arteriellen Stümpfe und die Länge so einstellen, dass sie in geeigneter Weise in den Spalt passt. Beachten Sie die Richtung der Vene. </li><li> Führen Sie die proximale Anastomose zuerst eine 10-0 Prolene Naht verwendet wird. Führen Sie einzelne Stiche in der angegebenen Reihenfolge (Abbildung 1D). Beginnen mit einer Naht auf jeder lateralen Seite, bevor sie auf der Bauchseite drei Fäden hinzugefügt wird. Danach legen drei Maschen auf der dorsalen Seite des Schiffes die Anastomose zu vervollständigen. </li><li> Verbinden Sie die distale Gefäße mit dem Transplantat mit der gleichen Technik wie für die proximale Anastomose beschrieben in Schritt 3.8. Wieder mit einer Naht auf jeder Seite beginnen und dann auf der ventralen sid drei Nähte platzierene und der dorsalen Seite. </li><li> Legen Sie zwei 1-ml-Spritzen mit Fibrinkleber Komponente 1 und 2. Heben Sie vorsichtig das Transplantat mit einer Pinzette und fallen etwa 100 ul Fibrinkleber Komponente 1 unter dem Transplantat, gefolgt von Komponente 2. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Komponenten 1 und 2 in einem 1 angewendet werden: 1-Verhältnis. </li><li> Legen Sie das Transplantat wieder in seine Position und fallen weitere 100 &amp; mgr; l der Komponenten 1 und 2 auf der Oberseite des Transplantats. Achten Sie darauf, dass der Klebstoff sowohl das Transplantat und die Anastomose abdeckt, um Anastomoseninsuffizienzen und Überdehnung der Vene Transplantat zu verhindern. </li><li> Öffnen Sie vorsichtig die distale Klammer, durch die proximalen gefolgt. </li><li> Bestätigen einer erfolgreichen Operation durch einen sichtbaren Impuls in der transplantierten Vene und Arterie distal des Transplantats zu überprüfen. </li><li> Überschüssiges Klebstoff, der Hautverschluss verhindert. Verwenden einer Pinzette, um das gehärtete Klebstoff zu heben und den Überschuss mit Mikroschere entfernen. Schließen Sie die Hautschichten mit 5-0 Prolene Fäden. </li><li> Injizieren 4-5 mg / kg Carprofen subkutan, bevor der Ratte zu wecken. Nicht das Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat. Halten Sie das Tier in einem Käfig, bis es vollständig zurückgewonnen wird. </li><li> In Metamizol dem Trinkwasser (50 mg Metamizol pro 100 ml) als Schmerzmittel für die folgenden 3 Tage und überwachen täglich das Tier. </li></ol> 4. Duplex-Sonographie HINWEIS: Verwenden Sie duxplex Sonographie Blutfluss nicht-invasiv in Ratten 14 sichtbar zu machen. <ol><li> Betäuben eine Ratte in einer Induktionskammer (Isofluran 2%). Legen Sie die Ratte auf den Rücken und halten Anästhesie mit einer Gesichtsmaske bedeckt die Nase. </li><li> Verwenden Sie Haarschneidemaschinen und Enthaarungscreme die Haare um den Bereich des Oberschenkels zu entfernen. </li><li> Bewerben Ultraschall-Gel auf den Oberschenkel. Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen. Erwerben Duplexsonographie Bilder eine MS 400 Wandler mit (Mittenfrequenz: 30 MHz) mit einer Bildrate von 230 bis 400 Bilder / Sek. </li></ol> 5. Histopathologie HINWEIS: Ernte und färben das Gefäß mit Masson Trichrom Färbung für morphometrische Analyse 15. <ol><li> Befestigen Sie das entnommene Gefäß in 4% Paraformaldehyd über Nacht und entwässern es in Konzentrationen von Ethanol zu erhöhen. Einbetten der Probe in Paraffin und schneiden Sie es in 5 &amp; mgr; m dicke Scheiben mit einem Mikrotom. HINWEIS: Paraformaldehyd ist giftig und sollte mit besonderer Sorgfalt behandelt werden. </li><li> Entparaffinieren Dias vor ihnen mit Trichromfärbung Lösung Färbung. Entwässern die gefärbten Objektträger, deaktivieren Sie sie mit Xylol und montieren sie Medium bei der Montage. Nachdem die Folien Trocknen sehen Sie die Proben mit einem Mikroskop. </li></ol> 6. Biolumineszenz-Bildgebung (BLI) HINWEIS: Die postoperative Transplantat wurde im Laufe der Zeit in vivo verfolgt durch Biolumineszenz - Messsignal 16. <ol><li> Man löst 1 g D-Luciferin-Kaliumsalz in 22 ml PBS und injizieren sie intraperitoneal in der Ratte (375 mg / kg Körpergewicht). Warten Sie 15 min für das Luciferin in dem Tier zu zirkulieren. </li><li> Legen Sie die Ratte in einer Echtzeit-Biolumineszenz-Quantifizierungssystem und auf das Biolumineszenz-Signal. </li></ol>

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<li>Dashwood, M. R., Tsui, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27No-touch%27+saphenous+vein+harvesting+improves+graft+performance+in+patients+undergoing+coronary+artery+bypass+surgery%3A+A+journey+from+bedside+to+bench%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench.</a> Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).</li>
<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
<li>Geurts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433(2009).</li>
<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Dieses Video zeigt eine Ratte Vene Zwischen Modell Venentransplantatverlust zu untersuchen und für die Erforschung der zugrunde liegenden pathologischen Prozesse und die Erprobung neuer Medikamente oder Therapieoptionen zu ermöglichen. Anästhesie ist ein entscheidender Aspekt der chirurgischen Verfahren. Eine kontinuierliche inhalative Anästhesiesystem wird empfohlen, da dies eine sichere und einfache Methode ist, vor allem bei längeren Operationen. Dies kann während der Trainingsphase von g...

Koronare Herzerkrankungen und deren Komplikationen gehören zu den führenden Todesursachen weltweit. Aktuelle Therapiestrategien konzentrieren sich auf die Wiederherstellung des Blutflusses, entweder durch die verengte Gefäß dilating oder durch einen Bypass zu schaffen. Koronaren Bypass-Operation (CABG) Venentransplantaten wurde erstmals im Jahr 1968 beschrieben und wurde im Laufe der Jahre verfeinert. Abgesehen von der Revaskularisierung des linken vorderen absteigenden Koronararterie, Vena saphena Leitungen werden am häufigsten 1 verwendet. Allerdings bleibt Graft Durchgängigkeit die Achillesferse der Vena saphena-Transplantate (SVG). Ein Jahr nach der Operation, ist Graft Durchgängigkeit 85% und fiel auf 61% nach zehn Jahren 2,3. Die Enthüllung der pathophysiologischen Mechanismen und Ursachen für den Verlust SVG Durchgängigkeit ist daher eine wichtige Aufgabe. Dieses Video zeigt eine Ratte Vene Zwischen Modell Venentransplantatverlust zu untersuchen. Die allgemeinen Ziele dieser Methode sind die zugrunde liegenden pathobiologischen zu erkundenund Physiologische Prozesse während der Krankheitsprogression und ein geeignetes Modell für Arzneimittel oder therapeutische Option Tests zu entwickeln. die V. epigastrica superficialis in das arterielle System, dieses Modell ahmt die klinische Einstellung der koronaren Bypass-Operation durch Transplantation. Chirurgische Trauma, Ischämie und Wandspannung sind wichtige Auslöser der pathologischen Gefäßveränderungen und werden im Modell beschrieben nachgeahmt. Verschiedene Modelle und Arten sind vorhanden Venentransplantat Durchgängigkeit Verlust zu untersuchen. Großtiermodellen, wie Schweine 4, Schafe 5, 6 Hunden und Affen 7 ähneln menschlichen Gefäßes und anatomischer Strukturen und so komplexe therapeutische Strategien, wie beispielsweise Bypass - Stenting oder neue chirurgische Techniken zu ermöglichen, werden 8 getestet. Allerdings spezielles Gehäuse, Ausrüstung und Personal erforderlich sind. Darüber hinaus hohe Kosten und die Notwendigkeit für eine zusätzliche Anästhesist während eines chirurgischen Eingriffs zu behindern ihre breitere Anwendung. Smalle Tiere, einschließlich Ratten, sind einfach nicht spezielles Gehäuse zu handhaben, benötigen, und haben überschaubaren Kosten. Im Vergleich zu Maus - Modellen 9,10 haben Rattenmodelle den Vorteil der besseren Handhabbarkeit und damit weniger Variabilität in den Ergebnissen. Ratten sind physiologisch und genetisch ähnlich wie beim Menschen als Mäuse 11,12. Zudem sind die meisten Wildtyp - Mäusen entwickeln nur begrenzte myointima 13, die Mausmodelle machen anfällig II Fehler zu geben. Die Histologie der Hauptmaus Venen, wie die inferior vena cava, besteht nur aus wenigen Zellschichten und rendert frühzeitige Bewertung schwierig 13. Ein weiterer Nachteil ist die geringe Menge an Gewebe für eine nachfolgende Analyse nach Graft Genesung. Das Modell in diesem Video beschrieben ist reproduzierbar, kostengünstig und einfach durchzuführen, und es kann schnell und zuverlässig hergestellt werden. Es eignet sich besonders für teure experimentelle therapeutische Mittel, wie virale Vektoren Auswertenfür die Gentherapie, in wirtschaftlicher Weise.

<table><tbody><tr><td>Ratte LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Aktiennummer 004</td><td></td></tr><tr><td>Ratte LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk</td><td>Institut für Labortiere, Universität Kyoto, Japan</td><td>NBPR Rattennummer 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr> <tr><td>PFA 4%</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr.: B506</td><td>Isofluran</td></tr><tr><td>mikrochirurgische Klemme</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4 mm</td></tr><tr><td>Klemmapplikator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>Haarentfernungscreme</td><td>Rufin Kosmetik</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Ethilon Naht</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Prolen Naht</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofen</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizol</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25.000 I.E./ ml</td></tr><tr><td>Xylocain 1%</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN: 1137907</td><td>Lidocain</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J& J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE</td><td>Fibrinkleber</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 770 hochauflösendes in vivo Mikrobildgebungssystem</td><td>VisualSonics</td><td></td><td>Duplexsonographie</td></tr><tr><td>Ecogel 100 Ultraschallgel</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin Firefly, Kaliumsalz</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>Biolumineszenz-Bildgebung</td></tr><tr><td>Weigerts Eisen Hämatoxylin Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Resorcin-Fuchsin Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Säure Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Ponceau S Lösung</td><td>Serva Electrophorese</td><td>33427</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Molybdatophosphorsäurehydrat</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Hellgrün SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Eisessig</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Xylol</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>Leica Biosysteme</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Färbeschale</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Augen- und Nasensalbe</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Augensalbe</td></tr></tbody></table>

vein interposition modell: ein geeignetes modell zur untersuchung bypass graft durchgängigkeit

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass-Transplantation ist eine etablierte Behandlungsmethode für koronare Herzkrankheiten. Die Durchgängigkeit des Transplantats ist nach wie vor die Achillesferse von Venentransplantaten am Stamm. Forschungsmodelle für das Versagen von Bypass-Transplantaten sind essentiell für ein besseres Verständnis der pathobiologischen und pathophysiologischen Prozesse beim Verlust der Durchgängigkeit des Transplantats. Große Tiermodelle wie Schweine oder Schafe ähneln menschlichen anatomischen Strukturen, benötigen aber spezielle Einrichtungen und Geräte. Dieses Video beschreibt ein Rattenvenen-Interpositionsmodell zur Untersuchung des Durchgängigkeitsverlusts von Venentransplantaten. Ratten sind preiswert und einfach zu handhaben. Im Vergleich zu Mausmodellen ermöglicht die handliche Größe der Ratten eine bessere Bedienbarkeit und ermöglicht es, eine ausreichende Menge an Material für weitere vielfältige Analysen zu gewinnen. Kurz gesagt, die Vena epigastrica inferior einer Spenderratte wird entnommen und als Ersatz für ein Segment der Arteria femoralis verwendet. Die Anastomose wird über Einzelstiche durchgeführt und mit Fibrinkleber versiegelt. Die Durchgängigkeit des Transplantats kann nicht-invasiv mit Hilfe der Duplexsonographie überwacht werden. Die myointimale Hyperplasie, die die Hauptursache für den Verlust der Durchgängigkeit des Transplantats ist, entwickelt sich im Laufe der Zeit progressiv und kann aus histologischen Querschnitten berechnet werden.

Die Ratte Vene Zwischen Modell geeignet ist, die Entwicklung von myointima Hyperplasie und Venentransplantatversagen zu untersuchen. Tiere erholen gut von der Operation und zeigen eine hervorragende körperliche Verfassung nach der Operation. Abbildung 1 zeigt die wichtigsten Operationsschritte. Nach dem Hautschnitt entlang der linea inguinalis sind die epigastric oberflächliche Vene und Arteria femoralis (Abbildung 1A) identifiziert. Ernten des Transplantats sollte sorgfältig durchgefüh...

Dieses Video zeigt ein Modell zur Untersuchung der Entwicklung von myointimaler Hyperplasie nach venösen Interpositionsoperationen bei Ratten.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die Durchgängigkeit von Bypass-Transplantaten in einem Rattenvenen-Interpositionsmodell zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Bypass-Chirurgie zu beantworten, wie z.B. den zugrundeliegenden Weg biologischer und physiologischer Prozesse während des Bypass-Verschlusses. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass der chirurgische Eingriff einfach und schnell ist, was zur Untersuchung neuartiger Therapeutika und Traktate in vivo verwendet werden kann.Die Technik wird von Grigol Tediashvili, einem Mikrochirurgen aus unserem Labor, vorgeführt. Überprüfen Sie vor der Operation eine ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie die Hinterfüße der Ratte kneifen und das Fehlen von Reflexen überprüfen. Tragen Sie dann etwas Tiersalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern.Spreizen Sie anschließend die Hinterbeine und fixieren Sie ihre Position mit Klebeband. Rasieren Sie dann das Leistenhaar mit einem Haarschneider und desinfizieren Sie den Bereich anschließend umfassend mit Povidon-Jod, gefolgt von 80% Alkohol. Wiederholen Sie diese abwechselnden Peelings insgesamt dreimal.Füh

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Neointimahyperplasie ist die primäre Ursache von Stenosen in arterialisierte Adern. Wir schlagen ein neues Protokoll, wobei der rechte äußere Jugularvene gepfropft mit der Manschette Technik in der Arteria carotis communis von Sprague Dawley Ratten. Die Überlebensrate betrug 100% zum Zeitpunkt des Opfers.

Trainieren eines Sophisticated mikrochirurgische Technik: Interposition der Vena jugularis externa Graft in der Arteria carotis communis bei Ratten

Dieses Video zeigt die Interposition der Kaninchen-Halsschlagader mit der Halsvene, um eine venöse Intimushyperplasie zu induzieren, indem die Venen arteriellem Druck ausgesetzt werden. Dieses Modell wird dazu beitragen, molekulare und genetische Interventionen zu untersuchen, um das Fortschreiten der Intimahyperplasie nach Revaskularisationsoperationen abzuschwächen.

Interposition der Halsschlagader und der Halsvene: Eine Technik zur Induktion der venösen Intimahyperplasie im Kaninchenmodell

Vaskularisierte Verbund Allotransplantations (VCA) haben eine klinische Realität werden. Allerdings ist eine breite klinische Anwendung des VCA durch chronische Multi-Drug-Immunsuppression begrenzt. Die Autoren stellen eine zuverlässige und reproduzierbare Großtiermodell, um neue immunmodulatorische Strategien, die Minimierung oder Beseitigung potenziell die Notwendigkeit der Immunsuppression in VCA übersetzen kann.

Eine modifizierte Heterotope Schweine Hind Gliedmaßen-Transplantation Modell für Translationale Vaskularisierte Composite-Allotransplantation (VCA) Forschung

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Die Mechanismen, die zur Entwicklung von Intimahyperplasie (IH) und Vene Transplantatversagen sind immer noch wenig verstanden. Diese Studie beschreibt eine Ex-vivo-System für die menschliche Venen unter kontrollierten Durchfluss und Druck durchströmen. Darüber hinaus die Effizienz der externen Mattenbewehrung zur Begrenzung der Entwicklung der IH bewertet.

Verfahren für Menschen V. saphena Ex-vivo- Perfusion und Außen Verstärkung

Diese Methode beschreibt die Platzierung der Zwischenschaltung Vene Transplantationen bei Kaninchen, die Transduktion der Grafts und die Erreichung des dauerhaften Transgene Ausdruck. Dies ermöglicht die Untersuchung der physiologischen und pathologischen Rollen von transgenen und deren Proteinprodukte in veredelten Adern und Prüfung der Gentherapien für Venenleiden Transplantat.

Ein Kaninchen-Modell der dauerhafte Transgene Ausdruck in Halsschlagader, gemeinsame Halsschlagader Interposition Grafts

Das vorliegende Protokoll zielt darauf ab, experimentell venöse Intimhyperplasie zu erzeugen, indem Venen arteriellen Blutdruck für die Entwicklung von Strategien zur Abschwächung venöser Intimhyperplasie nach Revaskularisationsoperationen mit Venentransplantaten ausgesetzt werden.

A Rabbit Venous Interposition Model Mimicking Revascularization Surgery using Vein Grafts to Assess Intimal Hyperplasia under Arteriellen Blutdruck

In diesem Protokoll wurde eine neuartige Schweinevenen-Bypass-Transplantation durch einen kleinen Schnitt in der linken Brustwand ohne kardiopulmonalen Bypass durchgeführt. Es wurde eine postoperative pathologische Studie durchgeführt, die eine Verdickung der Intima zeigte.

Etablierung und Evaluierung eines Porcine Vent Graft Disease Modells

Dieses Protokoll ermöglicht die In-vivo-Quantifizierung der venösen Compliance und Dehnbarkeit mittels Katheterisierung und 3D-Angiographie als Überlebensverfahren, was eine Vielzahl potenzieller Anwendungen ermöglicht.

Quantifizierung der Compliance und Dehnbarkeit der unteren Hohlvene in einem In-vivo-Schafmodell mittels 3D-Angiographie

In dieser Studie wird ein Schweinemodell zur Bewertung von Transplantaten mit kleinem Durchmesser in Oberschenkelarterien vorgestellt. Das Modell ahmt die Gefäßdynamik des Menschen nach und bewertet umfassend die Durchgängigkeit von Transplantaten, die Hämodynamik und den Gefäßumbau. Es bietet eine wertvolle Plattform, um Gefäßtransplantate zu testen und mit Doppler-Ultraschall und Angiographie zu überwachen.

Implantation eines femoralen Gefäßtransplantats in einem Schweinemodell zur Prüfung von Gefäßtransplantaten mit kleinem Durchmesser

Erfahren Sie das Veneninterpositionsmodell bei Ratten zur Untersuchung von Bypass-Graft-Durchgängigkeit und Myointima-Hyperplasie. Diese Methode ermöglicht die Analyse biologischer Prozesse während Bypass-Verschlüssen.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

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