Name: Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: Erfahren Sie das Veneninterpositionsmodell bei Ratten zur Untersuchung von Bypass-Graft-Durchgängigkeit und Myointima-Hyperplasie. Diese Methode ermöglicht die Analyse biologischer Prozesse während Bypass-Verschlüssen.

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Die Autoren danken Christiane Pahrmann für ihre technische Unterstützung. Diese Studie wurde von der Deutschen Stiftung für Herzforschung (F / 28/14) finanziert. DW wurde vom Travel Award von der International Society for Heart and Lung Transplantation unterstützt. TD erhielt die Else Kröner Exzellenzstipendium von der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_EKES.04). SS erhielt ein Forschungsstipendium der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; DE2133 / 2-1, TD und SCHR992 / 3- 1, SCHR992 / 4-1, SS).

Die Tiere erhielten humane Pflege im Einklang mit dem Leitfaden für die Grundsätze von Labortieren, hergestellt durch das Institut für Labortierressourcen und durch die National Institutes of Health veröffentlicht. Alle Tier Protokolle wurden von der zuständigen Behörde ( &quot;Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz) Hamburg&quot;) zugelassen. 1. Animal Care <ol><li> Erhalten Lewis-Ratten (LEW / GRL) Ratten und ROSA / Luciferase-LEW transgenen Ratten 300-350 g vom Institut für Labortiere wiegen. </li><li> Halten Sie die Ratten unter üblichen Bedingungen in belüfteten Schränken und füttern sie Standard-Rattenfutter und autoklaviert Wasser ad libitum. </li><li> Führen Sie eine Graft-Transplantation die ROSA / Luciferase-LEW transgenen Ratten als die Spender und die syngenen LEW / Crl Ratten als Empfänger verwendet wird. </li></ol> 2. Herstellung des Donor-Ratte <ol><li> Verwenden Sie ein inductIonenkammer eine Ratte mit Isofluran (2,5-3%) zu betäuben. </li><li> Legen Sie die Ratte auf den Rücken und halten die Anästhesie mit einer Gesichtsmaske für den Mund und Nase. Achten Sie auf ausreichende Narkosetiefe durch die Hinterfüße Kneifen und Überprüfung der Abwesenheit von Reflexen. Tragen Sie etwas Tierarzt Salbe in die Augen Trockenheit zu verhindern, während der Narkose. </li><li> Verbreiten Sie die Hinterbeine und fixieren ihre Position Klebeband. </li><li> Rasieren Sie den Leisten Haare mit einem Haarschneider und desinfizieren Sie die gesamte Fläche mit Povidon-Iod, gefolgt von 80% Ethanol. Wiederholen Sie den Desinfektionsschritt zweimal. HINWEIS: Der OP-Bereich, Gaze und chirurgische Instrumente sollten sterilisiert werden. Halten Sie einen sterilen Bereich während des gesamten Verfahrens und tragen Einweg, sterile OP-Handschuhe, Masken und Kappen. </li><li> Unter einem Mikroskop, einen vertikalen Schnitt entlang der linea inguinalis zuführen. Verwenden Sie zwei Pinzette vorsichtig die subkutanen Gewebe trennen und die V. epigastrica superficialis von seinem ori aussetzenGin auf die Oberschenkelvene. Sorgfältig isolieren die V. epigastrica superficialis aus den umliegenden Geweben. </li><li> Stopp des Blutflusses in der oberflächlichen Vene epigastric unter Verwendung von zwei Mikroschellen. </li><li> Ernte eine etwa 0,5 bis 1 cm-Segment der Vene durch vorsichtiges die isolierte Ader mit einer Pinzette Heben und Schneiden durch das Gefäß mit Mikroscheren. Lassen Sie die Mikroklammern auf dem Schiff Stumpf den Blutverlust zu verhindern. Legen Sie die entnommene Stück Vene auf steriler Gaze. eine 30-G-Nadel innerhalb eines Endes des geernteten Vene vorsichtig platzieren und das Gefäß mit Heparin (50 Einheiten / ml) spülen. HINWEIS: Behandeln Sie die Vene mit Sorgfalt und Vermeidung von Schäden beim Heben, Schneiden und Spülung. Stellen Sie sicher, das Transplantat mit der richtigen Menge an Heparin zu spülen. </li><li> Halten Sie das Gefäßsegment in 1% Lidocain auf Eis bis zur Transplantation in den Empfänger Ratte einen Gefäßspasmen zu verhindern. </li><li> Euthanize die Spender Ratte nach der Anästhesie bis 5% Isofluran erhöht. Nach 2-3 min, open den Bauch entlang der linea alba, schneiden durch die Membran, und entfernen Sie das Herz-Kreislauf zu stoppen. </li></ol> 3. Vorbereitung der Empfängerratte <ol><li> Anästhesieren und die Empfängerratte in der gleichen Weise wie der Spenderratte fixieren. </li><li> Rasur die mediale Seite der Schenkel mit einem Haarschneider und desinfizieren dreimal mit Povidon-Jod und 80% Ethanol. </li><li> Überwachen Sie die Tiefe der Anästhesie und sicherzustellen, dass es durch die Überprüfung das Fehlen von Reflexen ausreichend ist, wenn die Hinterfüße Kneifen. </li><li> Führen Sie eine mittlere Oberschenkel Schnitt vom Knie bis zur Leistenbeuge. Unter dem Mikroskop benutzen 2 Zange die Femoralarterie von der Umgebung zu trennen. </li><li> Verwenden Sie Mikro Klammern um den Blutfluss zu stoppen. Legen Sie die proximale Klemme zuerst durch die distale Klammer gefolgt. </li><li> Schneiden Sie ein kurzes Segment der geklemmten Femoralarterie mit Mikroschere aus und entsorgen. Verkürzen Sie die verbleibenden arteriellen Stumpf mit Mikroschere, eine Lücke zu schaffen, ist1-2 mm größer als die Vene Graft. Spülen Sie den arteriellen Stumpf mit Heparin eine 30 G Nadel. HINWEIS: Wenn die Adventitia geringfügig über den Gefäßstumpf ragt, Zangen verwenden Sie es über das Ende des Schiffes leicht zu ziehen und ein Stück entfernen. </li><li> Legen Sie die geernteten Vene aus Schritt 2.8 zwischen den arteriellen Stümpfe und die Länge so einstellen, dass sie in geeigneter Weise in den Spalt passt. Beachten Sie die Richtung der Vene. </li><li> Führen Sie die proximale Anastomose zuerst eine 10-0 Prolene Naht verwendet wird. Führen Sie einzelne Stiche in der angegebenen Reihenfolge (Abbildung 1D). Beginnen mit einer Naht auf jeder lateralen Seite, bevor sie auf der Bauchseite drei Fäden hinzugefügt wird. Danach legen drei Maschen auf der dorsalen Seite des Schiffes die Anastomose zu vervollständigen. </li><li> Verbinden Sie die distale Gefäße mit dem Transplantat mit der gleichen Technik wie für die proximale Anastomose beschrieben in Schritt 3.8. Wieder mit einer Naht auf jeder Seite beginnen und dann auf der ventralen sid drei Nähte platzierene und der dorsalen Seite. </li><li> Legen Sie zwei 1-ml-Spritzen mit Fibrinkleber Komponente 1 und 2. Heben Sie vorsichtig das Transplantat mit einer Pinzette und fallen etwa 100 ul Fibrinkleber Komponente 1 unter dem Transplantat, gefolgt von Komponente 2. HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Komponenten 1 und 2 in einem 1 angewendet werden: 1-Verhältnis. </li><li> Legen Sie das Transplantat wieder in seine Position und fallen weitere 100 &amp; mgr; l der Komponenten 1 und 2 auf der Oberseite des Transplantats. Achten Sie darauf, dass der Klebstoff sowohl das Transplantat und die Anastomose abdeckt, um Anastomoseninsuffizienzen und Überdehnung der Vene Transplantat zu verhindern. </li><li> Öffnen Sie vorsichtig die distale Klammer, durch die proximalen gefolgt. </li><li> Bestätigen einer erfolgreichen Operation durch einen sichtbaren Impuls in der transplantierten Vene und Arterie distal des Transplantats zu überprüfen. </li><li> Überschüssiges Klebstoff, der Hautverschluss verhindert. Verwenden einer Pinzette, um das gehärtete Klebstoff zu heben und den Überschuss mit Mikroschere entfernen. Schließen Sie die Hautschichten mit 5-0 Prolene Fäden. </li><li> Injizieren 4-5 mg / kg Carprofen subkutan, bevor der Ratte zu wecken. Nicht das Tier unbeaufsichtigt lassen, bis es genügend Bewusstsein zu halten Brustlage wiedergewonnen hat. Halten Sie das Tier in einem Käfig, bis es vollständig zurückgewonnen wird. </li><li> In Metamizol dem Trinkwasser (50 mg Metamizol pro 100 ml) als Schmerzmittel für die folgenden 3 Tage und überwachen täglich das Tier. </li></ol> 4. Duplex-Sonographie HINWEIS: Verwenden Sie duxplex Sonographie Blutfluss nicht-invasiv in Ratten 14 sichtbar zu machen. <ol><li> Betäuben eine Ratte in einer Induktionskammer (Isofluran 2%). Legen Sie die Ratte auf den Rücken und halten Anästhesie mit einer Gesichtsmaske bedeckt die Nase. </li><li> Verwenden Sie Haarschneidemaschinen und Enthaarungscreme die Haare um den Bereich des Oberschenkels zu entfernen. </li><li> Bewerben Ultraschall-Gel auf den Oberschenkel. Stellen Sie sicher, dass es keine Luftblasen. Erwerben Duplexsonographie Bilder eine MS 400 Wandler mit (Mittenfrequenz: 30 MHz) mit einer Bildrate von 230 bis 400 Bilder / Sek. </li></ol> 5. Histopathologie HINWEIS: Ernte und färben das Gefäß mit Masson Trichrom Färbung für morphometrische Analyse 15. <ol><li> Befestigen Sie das entnommene Gefäß in 4% Paraformaldehyd über Nacht und entwässern es in Konzentrationen von Ethanol zu erhöhen. Einbetten der Probe in Paraffin und schneiden Sie es in 5 &amp; mgr; m dicke Scheiben mit einem Mikrotom. HINWEIS: Paraformaldehyd ist giftig und sollte mit besonderer Sorgfalt behandelt werden. </li><li> Entparaffinieren Dias vor ihnen mit Trichromfärbung Lösung Färbung. Entwässern die gefärbten Objektträger, deaktivieren Sie sie mit Xylol und montieren sie Medium bei der Montage. Nachdem die Folien Trocknen sehen Sie die Proben mit einem Mikroskop. </li></ol> 6. Biolumineszenz-Bildgebung (BLI) HINWEIS: Die postoperative Transplantat wurde im Laufe der Zeit in vivo verfolgt durch Biolumineszenz - Messsignal 16. <ol><li> Man löst 1 g D-Luciferin-Kaliumsalz in 22 ml PBS und injizieren sie intraperitoneal in der Ratte (375 mg / kg Körpergewicht). Warten Sie 15 min für das Luciferin in dem Tier zu zirkulieren. </li><li> Legen Sie die Ratte in einer Echtzeit-Biolumineszenz-Quantifizierungssystem und auf das Biolumineszenz-Signal. </li></ol>

<ol><li>Sabik, J. F., 3rd, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+saphenous+vein+graft+patency%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Understanding saphenous vein graft patency.</a> Circulation. 124, 273-275 (2011).</li>
<li>Goldman, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+patency+of+saphenous+vein+and+left+internal+mammary+artery+grafts+after+coronary+artery+bypass+surgery%3A+results+from+a+Department+of+Veterans+Affairs+Cooperative+Study%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Long-term patency of saphenous vein and left internal mammary artery grafts after coronary artery bypass surgery: results from a Department of Veterans Affairs Cooperative Study.</a> J Am Coll Cardiol. 44, 2149-2156 (2004).</li>
<li>Fitzgibbon, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Coronary+bypass+graft+fate+and+patient+outcome%3A+angiographic+follow-up+of+5%2C065+grafts+related+to+survival+and+reoperation+in+1%2C388+patients+during+25+years%5BTitle%5D)+AND+%22J+Am+Coll+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Coronary bypass graft fate and patient outcome: angiographic follow-up of 5,065 grafts related to survival and reoperation in 1,388 patients during 25 years.</a> J Am Coll Cardiol. 28, 616-626 (1996).</li>
<li>O'Brien, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wound+healing+around+and+within+saphenous+vein+bypass+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Wound healing around and within saphenous vein bypass grafts.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 114, 38-45 (1997).</li>
<li>El-Kurdi, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ovine+femoral+artery+bypass+grafting+using+saphenous+vein%3A+a+new+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Ovine femoral artery bypass grafting using saphenous vein: a new model.</a> J Surg Res. 193, 458-469 (2015).</li>
<li>Yuda, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Angiotensin+II+receptor+antagonist%2C+L-158%2C809%2C+prevents+intimal+hyperplasia+in+dog+grafted+veins%5BTitle%5D)+AND+%22Life+Sci%22%5BJournal%5D)">Angiotensin II receptor antagonist, L-158,809, prevents intimal hyperplasia in dog grafted veins.</a> Life Sci. 68, 41-48 (2000).</li>
<li>McCann, R. L., Hagen, P. O., Fuchs, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aspirin+and+dipyridamole+decrease+intimal+hyperplasia+in+experimental+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Surg%22%5BJournal%5D)">Aspirin and dipyridamole decrease intimal hyperplasia in experimental vein grafts.</a> Ann Surg. 191, 238-243 (1980).</li>
<li>Thomas, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+studying+vein+graft+failure+and+therapeutic+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Opin+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Animal models for studying vein graft failure and therapeutic interventions.</a> Curr Opin Pharmacol. 12, 121-126 (2012).</li>
<li>Hu, Y., Xu, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+mouse+model+of+vein+bypass+graft+atherosclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Lung+Circ%22%5BJournal%5D)">New mouse model of vein bypass graft atherosclerosis.</a> Heart Lung Circ. 11, 182-188 (2002).</li>
<li>Salzberg, S. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Increased+neointimal+formation+after+surgical+vein+grafting+in+a+murine+model+of+type+2+diabetes%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Increased neointimal formation after surgical vein grafting in a murine model of type 2 diabetes.</a> Circulation. 114, I302-I307 (2006).</li>
<li>Abbott, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laboratory+animals%3A+the+Renaissance+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Laboratory animals: the Renaissance rat.</a> Nature. 428, 464-466 (2004).</li>
<li>Lindblad-Toh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genome+sequencing%3A+three%27s+company%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Genome sequencing: three's company.</a> Nature. 428, 475-476 (2004).</li>
<li>Yu, P., Nguyen, B. T., Tao, M., Campagna, C., Ozaki, C. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rationale+and+practical+techniques+for+mouse+models+of+early+vein+graft+adaptations%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+vascular+surgery%22%5BJournal%5D)">Rationale and practical techniques for mouse models of early vein graft adaptations.</a> Journal of vascular surgery. 52, 444-452 (2010).</li>
<li>Olver, D. T., Lacefield, J. C., Shoemaker, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+bidirectional+flow+in+the+sciatic+vasa+nervorum%5BTitle%5D)+AND+%22Microvascular+research%22%5BJournal%5D)">Evidence of bidirectional flow in the sciatic vasa nervorum.</a> Microvascular research. 94, 103-105 (2014).</li>
<li>Stubbendorff, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inducing+myointimal+hyperplasia+versus+atherosclerosis+in+mice%3A+an+introduction+of+two+valid+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+visualized+experiments+%3A+JoVE%22%5BJournal%5D)">Inducing myointimal hyperplasia versus atherosclerosis in mice: an introduction of two valid models.</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2014).</li>
<li>Conradi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunobiology+of+fibrin-based+engineered+heart+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+cells+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Immunobiology of fibrin-based engineered heart tissue.</a> Stem cells translational medicine. 4, 625-631 (2015).</li>
<li>Dashwood, M. R., Tsui, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27No-touch%27+saphenous+vein+harvesting+improves+graft+performance+in+patients+undergoing+coronary+artery+bypass+surgery%3A+A+journey+from+bedside+to+bench%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench.</a> Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).</li>
<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
<li>Geurts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Knockout+rats+via+embryo+microinjection+of+zinc-finger+nucleases%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Knockout rats via embryo microinjection of zinc-finger nucleases.</a> Science. 325, 433(2009).</li>
<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Dieses Video zeigt eine Ratte Vene Zwischen Modell Venentransplantatverlust zu untersuchen und für die Erforschung der zugrunde liegenden pathologischen Prozesse und die Erprobung neuer Medikamente oder Therapieoptionen zu ermöglichen. Anästhesie ist ein entscheidender Aspekt der chirurgischen Verfahren. Eine kontinuierliche inhalative Anästhesiesystem wird empfohlen, da dies eine sichere und einfache Methode ist, vor allem bei längeren Operationen. Dies kann während der Trainingsphase von g...

Koronare Herzerkrankungen und deren Komplikationen gehören zu den führenden Todesursachen weltweit. Aktuelle Therapiestrategien konzentrieren sich auf die Wiederherstellung des Blutflusses, entweder durch die verengte Gefäß dilating oder durch einen Bypass zu schaffen. Koronaren Bypass-Operation (CABG) Venentransplantaten wurde erstmals im Jahr 1968 beschrieben und wurde im Laufe der Jahre verfeinert. Abgesehen von der Revaskularisierung des linken vorderen absteigenden Koronararterie, Vena saphena Leitungen werden am häufigsten 1 verwendet. Allerdings bleibt Graft Durchgängigkeit die Achillesferse der Vena saphena-Transplantate (SVG). Ein Jahr nach der Operation, ist Graft Durchgängigkeit 85% und fiel auf 61% nach zehn Jahren 2,3. Die Enthüllung der pathophysiologischen Mechanismen und Ursachen für den Verlust SVG Durchgängigkeit ist daher eine wichtige Aufgabe. Dieses Video zeigt eine Ratte Vene Zwischen Modell Venentransplantatverlust zu untersuchen. Die allgemeinen Ziele dieser Methode sind die zugrunde liegenden pathobiologischen zu erkundenund Physiologische Prozesse während der Krankheitsprogression und ein geeignetes Modell für Arzneimittel oder therapeutische Option Tests zu entwickeln. die V. epigastrica superficialis in das arterielle System, dieses Modell ahmt die klinische Einstellung der koronaren Bypass-Operation durch Transplantation. Chirurgische Trauma, Ischämie und Wandspannung sind wichtige Auslöser der pathologischen Gefäßveränderungen und werden im Modell beschrieben nachgeahmt. Verschiedene Modelle und Arten sind vorhanden Venentransplantat Durchgängigkeit Verlust zu untersuchen. Großtiermodellen, wie Schweine 4, Schafe 5, 6 Hunden und Affen 7 ähneln menschlichen Gefäßes und anatomischer Strukturen und so komplexe therapeutische Strategien, wie beispielsweise Bypass - Stenting oder neue chirurgische Techniken zu ermöglichen, werden 8 getestet. Allerdings spezielles Gehäuse, Ausrüstung und Personal erforderlich sind. Darüber hinaus hohe Kosten und die Notwendigkeit für eine zusätzliche Anästhesist während eines chirurgischen Eingriffs zu behindern ihre breitere Anwendung. Smalle Tiere, einschließlich Ratten, sind einfach nicht spezielles Gehäuse zu handhaben, benötigen, und haben überschaubaren Kosten. Im Vergleich zu Maus - Modellen 9,10 haben Rattenmodelle den Vorteil der besseren Handhabbarkeit und damit weniger Variabilität in den Ergebnissen. Ratten sind physiologisch und genetisch ähnlich wie beim Menschen als Mäuse 11,12. Zudem sind die meisten Wildtyp - Mäusen entwickeln nur begrenzte myointima 13, die Mausmodelle machen anfällig II Fehler zu geben. Die Histologie der Hauptmaus Venen, wie die inferior vena cava, besteht nur aus wenigen Zellschichten und rendert frühzeitige Bewertung schwierig 13. Ein weiterer Nachteil ist die geringe Menge an Gewebe für eine nachfolgende Analyse nach Graft Genesung. Das Modell in diesem Video beschrieben ist reproduzierbar, kostengünstig und einfach durchzuführen, und es kann schnell und zuverlässig hergestellt werden. Es eignet sich besonders für teure experimentelle therapeutische Mittel, wie virale Vektoren Auswertenfür die Gentherapie, in wirtschaftlicher Weise.

<table><tbody><tr><td>Ratte LEW/Crl</td><td>Charles River</td><td>Aktiennummer 004</td><td></td></tr><tr><td>Ratte LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1 luc)11Jmsk</td><td>Institut für Labortiere, Universität Kyoto, Japan</td><td>NBPR Rattennummer 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr> <tr><td>PFA 4%</td><td>Elektronenmikroskopie</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>AbbVie</td><td>PZN 10182054 Art.Nr.: B506</td><td>Isofluran</td></tr><tr><td>mikrochirurgische Klemme</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4 mm</td></tr><tr><td>Klemmapplikator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>Haarentfernungscreme</td><td>Rufin Kosmetik</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>Povidon-Jod</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Ethilon Naht</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Prolen Naht</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofen</td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizol</td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25.000 I.E./ ml</td></tr><tr><td>Xylocain 1%</td><td>AstraZeneca</td><td>PZN: 1137907</td><td>Lidocain</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J& J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 Art. Nr.:EVK01DE</td><td>Fibrinkleber</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 770 hochauflösendes in vivo Mikrobildgebungssystem</td><td>VisualSonics</td><td></td><td>Duplexsonographie</td></tr><tr><td>Ecogel 100 Ultraschallgel</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-Luciferin Firefly, Kaliumsalz</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>Perkin Elmer</td><td></td><td>Biolumineszenz-Bildgebung</td></tr><tr><td>Weigerts Eisen Hämatoxylin Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Resorcin-Fuchsin Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Säure Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Ponceau S Lösung</td><td>Serva Electrophorese</td><td>33427</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Molybdatophosphorsäurehydrat</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Hellgrün SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Eisessig</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>Xylol</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>Leica Biosysteme</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol absolute</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Slide Rack</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>Färbeschale</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Augen- und Nasensalbe</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Augensalbe</td></tr></tbody></table>

vein interposition modell: ein geeignetes modell zur untersuchung bypass graft durchgängigkeit

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass-Transplantation ist eine etablierte Behandlungsmethode für koronare Herzkrankheiten. Die Durchgängigkeit des Transplantats ist nach wie vor die Achillesferse von Venentransplantaten am Stamm. Forschungsmodelle für das Versagen von Bypass-Transplantaten sind essentiell für ein besseres Verständnis der pathobiologischen und pathophysiologischen Prozesse beim Verlust der Durchgängigkeit des Transplantats. Große Tiermodelle wie Schweine oder Schafe ähneln menschlichen anatomischen Strukturen, benötigen aber spezielle Einrichtungen und Geräte. Dieses Video beschreibt ein Rattenvenen-Interpositionsmodell zur Untersuchung des Durchgängigkeitsverlusts von Venentransplantaten. Ratten sind preiswert und einfach zu handhaben. Im Vergleich zu Mausmodellen ermöglicht die handliche Größe der Ratten eine bessere Bedienbarkeit und ermöglicht es, eine ausreichende Menge an Material für weitere vielfältige Analysen zu gewinnen. Kurz gesagt, die Vena epigastrica inferior einer Spenderratte wird entnommen und als Ersatz für ein Segment der Arteria femoralis verwendet. Die Anastomose wird über Einzelstiche durchgeführt und mit Fibrinkleber versiegelt. Die Durchgängigkeit des Transplantats kann nicht-invasiv mit Hilfe der Duplexsonographie überwacht werden. Die myointimale Hyperplasie, die die Hauptursache für den Verlust der Durchgängigkeit des Transplantats ist, entwickelt sich im Laufe der Zeit progressiv und kann aus histologischen Querschnitten berechnet werden.

Die Ratte Vene Zwischen Modell geeignet ist, die Entwicklung von myointima Hyperplasie und Venentransplantatversagen zu untersuchen. Tiere erholen gut von der Operation und zeigen eine hervorragende körperliche Verfassung nach der Operation. Abbildung 1 zeigt die wichtigsten Operationsschritte. Nach dem Hautschnitt entlang der linea inguinalis sind die epigastric oberflächliche Vene und Arteria femoralis (Abbildung 1A) identifiziert. Ernten des Transplantats sollte sorgfältig durchgefüh...

Dieses Video zeigt ein Modell zur Untersuchung der Entwicklung von myointimaler Hyperplasie nach venösen Interpositionsoperationen bei Ratten.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, die Durchgängigkeit von Bypass-Transplantaten in einem Rattenvenen-Interpositionsmodell zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, Schlüsselfragen im Bereich der Bypass-Chirurgie zu beantworten, wie z.B. den zugrundeliegenden Weg biologischer und physiologischer Prozesse während des Bypass-Verschlusses. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass der chirurgische Eingriff einfach und schnell ist, was zur Untersuchung neuartiger Therapeutika und Traktate in vivo verwendet werden kann.Die Technik wird von Grigol Tediashvili, einem Mikrochirurgen aus unserem Labor, vorgeführt. Überprüfen Sie vor der Operation eine ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie die Hinterfüße der Ratte kneifen und das Fehlen von Reflexen überprüfen. Tragen Sie dann etwas Tiersalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Narkose zu verhindern.Spreizen Sie anschließend die Hinterbeine und fixieren Sie ihre Position mit Klebeband. Rasieren Sie dann das Leistenhaar mit einem Haarschneider und desinfizieren Sie den Bereich anschließend umfassend mit Povidon-Jod, gefolgt von 80% Alkohol. Wiederholen Sie diese abwechselnden Peelings insgesamt dreimal.Führen Sie nun unter einem Mikroskop einen vertikalen Schnitt entlang der Linea inguinalis durch. Trennen Sie anschließend mit zwei Pinzetten vorsichtig das Unterhautgewebe und legen Sie die oberflächliche Magenvene bis zu ihrem Ursprung an der Oberschenkelvene frei. Tun Sie dies sehr vorsichtig, da die Vene zerbrechlich ist.Stoppen Sie anschließend den Blutfluss durch die oberflächliche Magenvene mit zwei Klemmen. Ernten Sie nun ein Segment der Ader. Heben Sie die isolierte Vene vorsichtig an und schneiden Sie das Gefäß mit einer Mikroschere durch.Legen Sie dann das Venensegment auf sterile Gaze. Dort schieben Sie vorsichtig eine 30-Gauge-Nadel in ein Ende und spülen die Vene mit Heparin aus. Übertragen Sie dann die Vene in 1%Lidocain und halten Sie sie auf Eis, um Krämpfe zu vermeiden.Euthanasieren Sie nun die Spenderratte, indem Sie die Anästhesie auf 5% Isofluran erhöhen. Als nächstes bereiten Sie die Empfängerratte in Vorbereitung auf die Anastamosen auf die gleiche Weise wie die Spenderratte bis zum Rasierschritt vor. Nach zwei bis drei Minuten mit 5 % Isofluran öffnen Sie den Bauch der Spenderratte entlang der Linea alba, schneiden Sie durch das Zwerchfell und entfernen Sie das Herz, um die Durchblutung zu stoppen.Bereiten Sie die Empfängerratte weiterhin auf die Operation vor. Rasieren Sie die mediale Seite der Beine mit einem Haarschneider und desinfizieren Sie die Haut mit drei abwechselnden Peelings aus Povidon-Jod und 80% Ethanol. Bevor Sie fortfahren, führen Sie eine weitere Zehenkneifung durch, um die Anästhesie zu überwachen.Führen Sie nun einen medialen Femurschnitt vom Knie bis zur Leistenfalte durch. Trennen Sie unter dem Mikroskop mit zwei Pinzetten die Oberschenkelarterie von ihrer Umgebung. Verwenden Sie dann zwei Mikroklemmen, um den Blutfluss zu stoppen, und platzieren Sie zuerst die proximale Klemme.Schneiden Sie als Nächstes ein kurzes Segment der eingeklemmten Oberschenkelarterie aus und entsorgen Sie es. Kürzen Sie den verbleibenden arteriellen Stumpf, um einen Spalt zu lassen, der ein bis zwei Millimeter größer ist als das Venentransplantat. Spülen Sie dann den arteriellen Stumpf mit Heparin aus einer 30-Gauge-Nadel.Wenn die Adventitia leicht über den Gefäßstumpf hinausragt, ziehe die Adventitia mit einer Pinzette leicht über das Ende des Gefäßes und entferne dann ein Stück Adventitia. Platzieren Sie nun das entnommene Venensegment in der richtigen Ausrichtung zwischen den arteriellen Stümpfen und passen Sie die Spaltgröße für eine gute Passform an. Führen Sie nun zuerst die proximale Anastomose mit einer 10-0-Prolenennaht durch.Beginnen Sie mit dem Nähen jeder lateralen Seite und fügen Sie dann drei weitere Nähte an der ventralen Seite hinzu. Enden Sie mit drei Maschen auf der Rückenseite. Verbinden Sie als Nächstes die distalen Gefäße mit der gleichen Technik, beginnend mit einer Naht auf jeder lateralen Seite, gefolgt von drei Nähten auf der ventralen Seite und dann endend auf der dorsalen Seite.Nach Abschluss der Anastomosen beladen Sie zwei Ein-Milliliter-Spritzen mit den Fibrinkleberkomponenten. Heben Sie dann das Transplantat vorsichtig mit einer Pinzette an und legen Sie etwa 100 Mikroliter der ersten Komponente unter das Transplantat, gefolgt von 100 Mikrolitern der zweiten Komponente. Die beiden Komponenten müssen immer in denselben Volumes hinzugefügt werden.Setzen Sie nun das Transplantat wieder in seine Position und tragen Sie 100 Mikroliter jeder Komponente auf das Transplantat auf, um das Transplantat und die Anastomose vollständig zu bedecken. Dies verhindert eine Anastomoseninsuffizienz und eine Überdehnung des Venentransplantats. Öffnen Sie nun vorsichtig die Klemmen, beginnend mit der distalen Klemme.Bestätigen Sie dann eine erfolgreiche Operation, indem Sie nach einem sichtbaren Impuls in der transplantierten Vene und der distalen Arterie des Transplantats suchen. Entfernen Sie vor dem Schließen der Haut überschüssigen Kleber, der den Verschluss behindern könnte. Dann verschließen Sie die Hautschichten mit 5-0 Prolene-Nähten.Bevor die Ratte aufwacht, injizieren Sie vier bis fünf Milligramm Carprofen pro Kilogramm subkutan. Behalten Sie das Tier im Auge, bis es wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um das Brustbein aufrecht zu erhalten. Geben Sie der Ratte dann einen Heimkäfig ohne andere Tiere.Geben Sie in den nächsten drei Tagen Metamizol in das Trinkwasser und überprüfen Sie täglich, ob sich die Ratte erholt hat. Sobald sie sich vollständig erholt hat, kann die Ratte bei anderen Ratten untergebracht werden. Die Tiere erholten sich gut von der Operation und zeigten nach der Operation eine ausgezeichnete körperliche Verfassung.Die erfolgreiche Integration der Vene in die Oberschenkelarterie und die Durchgängigkeit des Transplantats nach der Transplantation wurde nichtinvasiv mittels Duplexsonographie bestätigt. Durch die Transplantation der Vene einer luke-positiven Ratte in eine luke-negative Ratte wurde eine Biolumineszenz-Bildgebung verwendet, um das Vorhandensein des Transplantats zu überwachen. Es wurde festgestellt, dass sich die myointimale Hyperplasie im Transplantat im Laufe der Zeit progressiv entwickelt.Die histologische Färbung mit dem Masson-Trichrom zeigt eine myointimale Bildung innerhalb der inneren elastischen Lamina. Um zu bestätigen, dass das Modell die Dynamik der myointimalen Hyperplasie reproduziert, wurde die luminale Obliteration gemessen. Von sieben Tagen bis 28 Tagen nach der Operation wurde ein allmählicher Verlust der Durchgängigkeit des Transplantats festgestellt, was gut zum Modell passt.Einmal gemeistert, kann diese Technik in 20 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird. Vielen Dank fürs Zuschauen und viel Glück bei Ihren Experimenten.

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