Name: Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in Drosophila melanogaster (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: Lernen Sie den CAFE-Assay zur Messung der Flüssignahrungaufnahme bei Drosophila melanogaster. Diese zuverlässige Methode ermöglicht Studien zum Fütterungsverhalten und metabolischen Mechanismen.

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Wir danken den ehemaligen und aktuellen Mitgliedern des Scholz-Labors für die Diskussion und Helga Döring für die hervorragende technische Unterstützung. Wir danken insbesondere den Mitgliedern des Biozentrum-Workshops der Universität zu Köln für ihre Unterstützung und Kreativität. Die Arbeit wird unterstützt durch den SFB 1340, SysMedAlc und DAAD-Siemens.

1. Die CAFE-Assay HINWEIS: Der Test besteht aus drei Komponenten: ein Versuchsfläschchen, eine spezifische Deckel und Mikrokapillaren. Ein Kunststoff-Box mit Deckel wird verwendet, um die vorbereiteten Fläschchen für den Transport und die Feuchtigkeit effizienter zu steuern. <ol><li> Verwenden Sie eine Drosophila melanogaster Kultur - Kunststoffröhrchen (optional 8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) als Rohr für den Test. </li><li> Verschließen Sie die Fläschchen mit einem hergestellten Plexiglasdeckel enthält einen O-Ring (1A, 1B). Legen Sie fliegt durch Antippen oder mit einem Blasrohr durch die zentrale Öffnung des Deckels (0,9 cm Durchmesser), die auch für die Luftzirkulation und Wasserversorgung ermöglicht, und schließen Sie das Loch mit einem Schwamm Spund. Sechs kleinere konische Öffnungen (0,4 cm oberen Durchmesser, 0,3 cm Innendurchmesser) umgeben das zentrale Loch und passen Sie die Pipettenspitzen von 2-20 &amp; mgr; l Volumen der Kapillaren in Position zu halten. (Siehe Zusatz Zahlen für technische Details des Deckels.) HINWEIS: Die Verwendungeines Schwamms Stopfen mit Öffnungen für die Stelle des nach Maß Deckel Kapillaren in unserer Handschrift verwendet wird, ist möglich. Unsere maßgeschneiderten Deckel ermöglicht einen sicheren Umgang mit den vorbereiteten Fläschchen Minimierung des Risikos der Kapillaren nach unten fallen. </li><li> Um die flüssige Lebensmittel darstellen, verwenden Sie 5 ul Mikrokapillaren mit 1 &amp; mgr; l Mark. Positionieren Sie die Kapillaren in den konischen Öffnungen im Deckel durch die Spitze eines 2 abschneidet - 20 &amp; mgr; l - Pipettenspitze und Einführen der Spitze in das Loch (Abbildung 1B, mit rotem Rand markiert). Um Fliegen an der Flucht zu verhindern, legen Sie eine ungeschnittene 2-20 ul Pipettenspitze in die gleiche Öffnung. </li><li> Um sicher mehrere vorbereitete Ampullen verarbeiten, legen Sie sie in eine Plastikbox mit einem gerasterten Inlay (2A). </li></ol> 2. Herstellung von Flies <ol><li> Halten Sie Fliegen auf Standardnahrung bei 25 ° C, 60% relativer Luftfeuchtigkeit und 12 h / 12 h Hell-Dunkel-Zyklus. </li><li> Zur Brutbedingungen kontrollieren, stellen 35 jungfräulichen Weibchen eind 15 Männer für jede Versuchsgruppe in eine Plastikkulturfläschchen (9,8 cm Höhe, 4,8 cm Durchmesser) mit 50 ml fliegen Essen. Lassen Sie Fliegen Eier für die ersten 3 Tage zu legen, dann übertragen Erwachsenen frische Lebensmittel Fläschchen fliegt und lassen Sie sie für zwei weitere Tage Eier legen. Danach wiederholen Sie die Übertragung erneut. Verwerfen Erwachsener fliegt nach 2 Tage. </li><li> Da die Nahrungsaufnahme auf Fly Größe abhängig ist, um das Gewicht einer Gruppe von 100 Fliegen bestimmen durch 2- bis 3-Tage alten erwachsenen anesthetizing fliegt mit einem CO 2 fly - Pad und sammeln sie in ein 1,5 - ml - Kunststoffröhrchen und Messen mit einem Standard Labormaßstab. Bestimmen Sie das Nassgewicht von mindestens vier unabhängigen Fliegengruppen sortiert nach Geschlecht (Tabelle 1); Verwenden Sie das Gewicht ul Nahrungsmittelverbrauch pro mg fly zu berechnen. Verwenden Sie den Wert der Menge der Nahrung, um zu bestimmen, dass eine einzige Fliege pro Experiment Feeds und stellen Sie die Anzahl der Lebensmittel gefüllten Kapillaren entsprechend Entleerung der Kapillaren zu vermeiden, durch die Fütterung. <ol><li> Für einen 3 h Assay Verwendung20 Fliegen und zwei gefüllte Kapillaren. Für einen Langzeitversuch (&gt; 3 h und bis zu 9 Tage), verwenden, um eine Gruppe von acht Fliegen mit einer Lieferung von vier gefüllten Kapillaren (zuverlässige Ergebnisse können nicht mit weniger als acht Fliegen unter den beschriebenen Bedingungen erhalten werden). </li></ol></li><li> Separate Fliegen in Gruppen (8 oder 20 Fliegen) nach Gewicht unter CO 2 Belichtung zu messen. Übertragen Sie die Gruppe in eine neue Lebensmittelfläschchen (mit 15 ml Standardnahrung) zu ermöglichen Erholung von CO 2 Sedierung für 48 Stunden vor dem Experiment. Verwenden 4- bis 6-Tage alten Fliegen für das CAFE-Test. </li><li> Als nicht verhungert Fliegen Wildtyp nur marginal ernähren 19, 21, Pre-verhungern fliegt 3 h Fütterungsversuche. Kein Fasten ist erforderlich, wenn die Nahrungsaufnahme über mehrere Tage überwacht. Für das Fasten, Transfer fliegt 16 bis 20 h vor dem Test durch vorsichtiges sie in ein Fläschchen klopfen nur einen 45-mm-Durchmesser gefalteten Filterpapier angefeuchtet mit ~ 0,5 ml ddH enthält2 O (doppelt destilliertem Wasser), und in der Nähe mit einem aufgesteckt CAFE - Test Deckel. </li></ol> 3. Herstellung von Liquid-Food <ol><li> Bereiten einer 3 M (10%, w / v) Saccharose - Stammlösung durch Füllen 102,6 g Saccharose (C 12 H 22 O 11) zu 100 ml ddH 2 O. Die Pipetten - 3 &amp; mgr; l, 33 &amp; mgr; l, 333 &amp; mgr; l, 3,3 ml und 6,6 ml der Stammlösung in einen 15 ml-Kunststoffrohr; 2 mL Lebensmittelfarbe (Rot: Cochenille [E124]; für Blau: Indigokarmin [E132]) und ddH 2 O. Die resultierenden Konzentrationen sind 0,001, 0,01, 0,1, 1 und 2 M Saccharose auf 10 ml mit füllen . HINWEIS: Der Lebensmittelfarbstoff des Meniskus leichter ermöglicht die Visualisierung. Jedoch könnte der Farbstoff einen Einfluss auf die Nahrungsaufnahme haben. Um eine Vorspannung zu vermeiden aufgrund des Farbstoffs der Lebensmittelfarbstoff verzichten oder randomisiert, um die Verwendung von Farbstoffen für die Lebensmittelproben während des Experiments und Gruppen. </li><li> Zur Prüfung auf Alkohol bevorzugt Pipette 333 ul der 3 M Saccharose-Stammlösung in einem 15 ml Kunststoffröhrchen.1,5 ml (2,3 ml) von 100% EtOH (Ethanol) und fügen Sie ddH 2 O bis zu 10 ml in 15% zur Folge (0,25 mm) und einer 23% (0,39 mM) Arbeitslösungen. </li><li> Halten Sie Stammlösungen bei -20 ° C und Arbeitslösungen bei 4 ° C; Verwenden Sie innerhalb 1 Woche. </li><li> Füllen mit einem farbigen Nahrungsmittellösung gleichzeitig bis 10 Kapillaren, durch Kapillarkraft. Führen Sie die Enden der Kapillaren in die Saccharose-Lösung (die Kapillaren in einem 45 ° Winkel zur Lösung halten). Stoppen Sie, wenn die Flüssigkeit die obere (5 ul) Markierung der Kapillare erreicht, und entfernen Sie überschüssige Lösung auf der außen und innen mit Seidenpapier. </li></ol> 4. Montage und Durchführen der Kapillar-feeder-Assay <ol><li> Wenn das Fasten ist nicht erforderlich, übertragen Sie die experimentellen Fliegen auf den Test durch Antippen oder durch Blasrohr. Stellen Sie sicher, drei Kontrollfläschchen ohne Fliegen umfassen Verdunstung zu quantifizieren. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig eine Pipettenspitze (2-20 &amp; mgr; l Volumen), die eine der äußeren openin schließtgs, und legen Sie eine gefüllte Glaskapillare, Boden-Ende zuerst. Sichern Sie die Kapillare durch die Pipettenspitze zurück neben der Kapillare platzieren. Wenn mehrere Lebensmittel-Lösungen getestet werden, wiederholen Sie diesen Vorgang entsprechend. </li><li> Legen Sie die Kapillare endet innerhalb aller Fläschchen auf dem gleichen Niveau um Verzerrungen zu vermeiden, dass, wenn die Nahrungsquellen befanden sich in unterschiedlichen Höhen auftreten konnte (3-4 cm vom Deckel); halten Sie einen Abstand zu dem Filterpapier, um die Kapillare verhindern ein Auslaufen durch versehentliches das Filterpapier oder verschiedenen Viskositäten von Nahrungsquellen zu berühren. </li><li> Beschriften Sie das obere Ende der gefärbten Flüssigkeit mit einem Markierungsstift (Marke Anfang). Um zu gewährleisten, können die verschiedenen Kapillaren identifiziert werden, beschriften sie individuell eine Farbe oder ein Streifencode. </li><li> Legen Sie mehrere vorbereitet CAFE - Assays in einer Kunststoffbox mit gerasterten Inlay und übertragen Sie die Box (2A) auf eine sichere Position unter Laborbedingungen oder in einer temperatur-, licht- und feuchtigkeitsgesteuerten Climaß Kammer (Parameter: 25 ° C, 60% relative Luftfeuchtigkeit, 12 h / 12 h Hell-Dunkel - Zyklus) für den Versuchszeitraum (zB 3 h oder Tage). </li><li> Als Bodenfilterpapier trocknet aus , wenn der Test über mehrere Tage durchgeführt wird, gelten Frischwasser alle 24 h über den Schwamm Spund (100 &amp; mgr; l) in der Test Luftfeuchtigkeit konstant zu halten. Verwenden Sie vier separaten Fläschchen (8 cm Höhe, 3,3 cm Durchmesser) , gefüllt mit 30 ml ddH 2 O als Feuchtigkeits Geräte und legen sie neben den CAFE - Assays in der Kunststoffbox. Verwenden Sie eine Abdeckung für die Kunststoff - Box auf Feuchtigkeit kontrollierten Umgebung während des Experiments (2A) erstellen. HINWEIS: Breitere Variabilität tritt unter Laborbedingungen; jedoch ist es möglich , die CAFE - Test bei Raumtemperatur durchzuführen (z. B. in einem Klassenzimmer). Die Verwendung einer Befeuchtungseinrichtung (Filterpapier, mit oder ohne einem nassen Schwamm Spund, Wasserflaschen und Abdeckung für die Kunststoff-Box gefüllt) ist sehr Verdunstung zu verringern ermutigt ( <strong&gt; 2B). </li><li> Ersetzen Sie die Kapillaren mit frisch gefüllten diejenigen, für die Langzeitversuche alle 24 h. Notieren Sie sich tote Fliegen vor jedem 24 h Intervall und verwenden, um die Zahl der lebenden Fliegen Verbrauch pro Fliege für den folgenden Zeitraum zu berechnen. Entsorgen Sie die alten Kapillaren nach dem Niedergang des Meniskus gemessen wird (siehe 5.1). HINWEIS: Während eines 3 h Experiment, das wir kaum tote Fliegen zu sehen. Während einer 4 Tage-Studie finden wir in der Regel 1-3 tote Fliegen. </li><li> Am Ende des Tests oder vor der Kapillare zu ersetzen, markieren Sie die untere Meniskus der Kapillare (Markierung Ende) mit einem Markierungsstift während der CAFE - Test noch in der aufrechten Position befindet. Entsorgen Sie die Daten , wenn Markierung Ende nicht unter dem ursprünglichen Marke (Marke Anfang). Sie den Deckel nicht entfernen, da dies den Meniskus ändern könnte. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Kapillaren aus dem Test und speichert sie für die Datenerfassung. Überprüfen Sie, ob die Flüssigkeit in der Kapillare das untere Ende erreicht, wenn nicht Discard die Daten, als Nahrung zu den Fliegen nicht zugänglich war. Sammeln Sie alle Kapillaren pro Fläschchen als Gruppe. Legen Sie ungeschnitten Pipettenspitzen in alle Öffnungen zu verhindern Fliegen entweicht. Zerlegen Sie das Setup und waschen Sie die Fläschchen, Deckel und Schwamm Spunde in einem Seife Bad und trocken über Nacht bei Raumtemperatur für die weitere Verwendung. HINWEIS: Flies kann weiter nach dem Test untersucht werden. Bestätigen Nahrungsaufnahme mit dem Auge oder unter einem Präpariermikroskop. </li><li> Wiederholungsversuche mit den gleichen Genotypen an mindestens drei verschiedenen Tagen. </li></ol> 5. Datenerhebung und Analyse <ol><li> Messen Sie den Abstand zwischen Marke Anfang und Marke Ende an der Kapillare einen Sattel oder mit einem Lineal. Zur Übertragung von Daten direkt in eine Tabelle, verwenden Sie einen USB (Universal Serial Bus) angeschlossen digitaler Schieber (Abbildung 1E). Entsorgen Sie die Kapillaren nach der Messung. </li><li> Konto für Kapillarengröße Nahrungsaufnahme oder Verdunstung zu berechnen. Betrachten wir zum Beispiel eine KappeIllary, die 73 mm lang und enthält 5 &amp; mgr; l von Lebensmitteln Lösung. Ein 14,6 mm Abnahme des Meniskus spiegelt die Aufnahme von 1 &amp; mgr; l Lösung. Berechnen der Nahrungsaufnahme mit der folgenden Formel: Nahrungsaufnahme (ul) = gemessene Abstand (mm) / 14,6 mm </li><li> Um den Effekt der Verdunstung auf die Nahrungsaufnahme auszuschließen, berechnen Verdunstung in den drei (mindestens) Kontrollfläschchen ohne Fliegen bedeuten. Subtrahieren dieses Mittelwertes aus dem Wert für die Nahrungsaufnahme durch die Fliegen erhalten. </li><li> Verwenden Sie die folgende Formel Gesamtverbrauch pro Fliege zu bestimmen: Der Futterverbrauch (ul) = (Nahrungsaufnahme [ul] - Verdunstungsverlust [ul]) / Gesamtzahl der Fliegen in der Phiole. Für langfristige Experimente verwenden, um die Anzahl der Fliegen lebendig vor dem Start des 24-Stunden-Intervall. </li><li> Zur Berücksichtigung der Unterschiede in der Körpergröße, wie zum Beispiel zwischen männlichen und weiblichen Fliegen, normalisieren die Nahrungsaufnahme auf das Körpergewicht (ul Lebensmittel / mg fly). </li><li> Verwenden Sie statistische Software für die Datenanalyse. Für Normally verteilten Daten, T -Tests die Nutzung student Unterschiede zwischen zwei fly Gruppen zu bestimmen und verwenden ANOVA (Varianzanalyse) mit Tukey post hoc Cramer Tests für mehr als zwei Gruppen. In einer Auswahl Situation analysieren Unterschiede aus einer zufälligen Auswahl eines nichtparametrischer einer Stichprobe Zeichen-Test. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Der Bericht beschreibt die CAFE-Test in einem Schritt-für-Schritt-Mode auf dem technischen Aufbau und die erfolgreiche Entwicklung im Labor konzentrieren. Aufgrund seiner Einfachheit kann dieser Assay auch bildungs ​​als Schul Experiment verwendet werden. Die Beispiele zeigen , dass der Assay Untersuchung von Lebensmitteln Erkundung, bevorzugt und Verbrauch in Drosophila melanogaster über kürzere und längere Zeiträume (Stunden bis Tage) ermöglicht. Die CAFE - Assay wurde Themen wie Essen und Drogenkonsum, Sucht...

Essen ist wichtig; jedoch Deregulierung der Nahrungsaufnahme in Essen Störungen wie Bulimie, Anorexie oder die allgemeine Tendenz erlegt zu viel zu essen Kosten auf den Einzelnen und die Gesellschaft 1, 2, 3. Das Ziel der vorliegenden Forschung ist Regulationsmechanismen der Nahrungsaufnahme zu entdecken und eine Strategie zur Maximierung für Unordnung Bildung zu umgehen. Zahlreiche Studien haben in Essstörungen 4, 5, 6 neue Erkenntnisse der Schaltung und die Rolle von Signalsystemen zur Verfügung gestellt Säugetiermodellorganismen verwendet. Dennoch ist unser Wissen über die neuronalen und molekularen Grundlagen dieser Erkrankungen zugrunde liegen bleibt noch lange nicht abgeschlossen. In den letzten Jahren hat sich die Fruchtfliege Drosophila melanogaster ein wertvolles Modellsystem werden für grundlegende mechanistische Einblicke in die Regulation von metabolis entwirrenm 7, 8, 9. Die kapillare feeder (CAFE) Assay für Drosophila melanogaster wurde von einer früheren Arbeit im Jahr 2007 inspiriert von Dethier in blowfly 10, 11 im Labor von Seymour Benzer etabliert. Die CAFE - Test machte es möglich , direkt die Nahrungsaufnahme in Drosophila melanogaster zu messen. In diesem Verhaltenstest-System füttern Fliegen auf flüssige Nahrung in abgestufter Glaskapillaren in einem Fläschchen gegeben zur Verfügung gestellt. Der Rückgang des kapillaren Meniskus zeigt den Verlust von Lebensmitteln Lösung durch Verdunstung und der Nahrungsaufnahme. Die Bestimmung der Verdampfungsrate von Fläschchen ohne Fliegen ermöglicht die genaue Quantifizierung der Nahrungsaufnahme. Die CAFE - Assay ist eine von mehreren Verhaltensparadigmen verwendet Fütterung in Drosophila melanogaster zu messen und Forscher haben die am besten geeignete für ihre spezifischen wählenFrage. Die Entscheidung für einen bestimmten Test zu verwenden, sollten Sie die folgenden Punkte zu beachten: die Art des Lebensmittels vorgesehen ist; die Fütterung Zustand; die Messung der Aufnahme oder Aufnahme von Nährstoffen und Untersuchung der Nahrungsaufnahme oder Reaktion auf Lebensmittel. Die CAFE-Test, wie in diesem Bericht beschrieben wird, ist ideal für folgende Nahrungsaufnahme einer flüssigen Nahrungsquelle unter einer aufrechten Futterzustand. Alternativ kann die Nahrungsaufnahme für eine Fliege Gruppe in einem Fläschchen oder auf einer Platte auf einem farbigen Nahrungsquelle gemessen werden. Flies werden in der Regel nach der Fütterung und die Menge der aufgenommenen Farbstoff wird durch Spektrometrie oder visuelle Inspektion des gefärbten Bauch bestimmt getötet oder betäubt. Flies starten Sie die aufgenommene Nahrung nur 30 Minuten nach der Einnahme auszuscheiden, damit dieser Ansatz schwierig ist für die Analyse von kontinuierlichen länger Fütterung zu verwenden Verhaltensweisen 12, 13. Im Gegensatz sind Fliegen intakt gehalten, wenn resorbierbaren Farbstoffs mit radioaktiven Tracer verwendet werden , und den Verbrauch von Radioisotop in einem Szintillationszähler 14, 15 erzielt. Die Absorption des radioaktiven Markers durch das System fly Verdauungs macht langfristige Nahrungsaufnahme Messung möglich, könnte aber zu einer Unterschätzung des Verbrauchs führen, weil der nicht-absorbiert und ausgeschieden Tracermoleküle. Ein anderer Ansatz als Reaktion auf Lebensmittel in Drosophila melanogaster zu messen ist der Rüssel Verlängerung Antwort (PER), die für die Nahrungsaufnahme 16 normalerweise auftritt. Dieses elegante Verfahren misst die erste Reaktion auf einen Reiz Essen, aber nicht aufnehmen, die Menge der Aufnahme. Die Nahrungsaufnahme wird während der Fütterung mit mehreren post-Verdauungs - Rückkopplungssignalen , die kritisch sind für die Regulierung der Zufuhr 17, 18 dynamisch angepasst. Mehrere Versuche wurden in den letzten Jahren zu semi-Automate Datensammlung in der PER-Test gemacht worden 19, 20. Das PER wird durch einen elektrischen Pad oder einer Kombination von Elektroden und gezählt via Computer erkannt. Die PER - Test mit Radioisotopen - Aufnahme Kombination ergab , dass dieser Test durch eine geringe Empfindlichkeit auf die Erfassung Menge Futter Differenzen 18 begrenzt ist. Die manuelle Zuführung Assay (MAFE) 21, in dem eine Fliege manuell mit einer Glaskapillare eingespeist wird, wurde vor kurzem zur Messung der Nahrungsaufnahme in einem einzigen immobilisierten fly entwickelt. Der MAFE Assay vermeidet die Interferenzen von Nahrungssuche und Zuführen Initiation und hat eine Zeitauflösung von Sekunden und die Einleitung PER und der Nahrungsaufnahme kann in dem Assay unabhängig überwacht werden. Jedoch beeinflußt die Art, wie Immobilisierung des fly bestimmte Aspekte von Fressverhalten (zB Fortbewegung, Motivation) muss noch untersucht werden. Für eine exzellente vergleichende Bewertungen verschiedener Tests zur Nahrungsaufnahme in Drosophila Messung michlanogaster und Forschern zu helfen , die am besten geeignete, siehe Berichte von Deshpande und Marx zu finden 13, 22. Die CAFE-Assay vermeidet einige der Nachteile anderer beschriebenen Tests oben und verbindet einfache Bedienung mit einer zuverlässigen Messung der Nahrungsaufnahme. Hier wird eine detaillierte Beschreibung des CAFE-Test wird zur Verfügung gestellt und wir zeigen eine einfache Einrichtung Modifikation Verdunstung zu reduzieren. Repräsentative Ergebnisse einschließlich eines zwei Wahl der Lebensmittel-Test (kurz- und langfristig) und der Saccharose-Aufnahme von Fliegen demonstriert. In der Diskussion vergleichen wir unsere beschriebene Verfahren mit alternativen Möglichkeiten, die CAFE-Test durchzuführen, und mögliche Einschränkungen hervorheben.

<table><tbody><tr><td>Fläschchen (Züchtung)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>960177</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Fläschchen (CAFE Assay)</td><td>Greiner Bio-One</td><td>217101</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Lid-CAFE Assay</td><td>Workshop</td><td>&ndash;</td><td>&ndash;</td></tr><tr><td>Kunststoffbox, niedrigwandig</td><td>Plastime</td><td>353</td><td>www.plastime.it</td></tr><tr><td>Abdeckung für die Kunststoffbox</td><td>Werkstatt</td><td>&ndash;</td><td>&ndash;</td></tr><tr><td>Kapillaren</td><td>BLAUBRAND&nbsp;</td><td>REF 7087 07</td><td>www.brand.de</td></tr><tr><td>Pipettenspitzen</td><td>Greiner Bio-One</td><td>771290</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>Filterpapierkreise</td><td>Whatman</td><td>10 311 804</td><td>www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>D(+)-Saccharose</td><td>AppliChem</td><td>57-50-1</td><td>www.applichem.com</td></tr><tr><td>Ethanol absolut</td><td>VWR Chemicals</td><td>20.821.330</td><td>www.vwr.com</td></tr><tr><td>Lebensmittelfarbe (rot, E124)</td><td>Backfun</td><td>10027</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Lebensmittelfarbe (blau, E133)</td><td>Backfun</td><td>10030</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>Seifenlösung (CVK 8)</td><td>CVH</td><td>103220 www.cvh.de</td><td></td></tr><tr><td>Digitaler Messschieber</td><td>GARANT</td><td>412.616</td><td>www.hoffmann-group.com</td></tr><tr><td>Fläschchen (Zucht)</td><td>Höhe 9,8 cm, Durchmesser 4,8 cm&</td><td></td><td></td>nbsp;</tr><tr><td>Fläschchen (CAFE-Assay)</td><td></td><td></td><td>Höhe 8 cm, Durchmesser 3,3 cm</td></tr><tr><td>Deckel-CAFE-Assay</td><td></td><td></td><td>Hergestellt in einer Universitätswerkstatt, technische Zeichnung im Lieferumfang enthalten 
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/55024/Diegelmann-Cafe-Lid-technical-drawing.pdf" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.</a></td></tr><tr><td>Kunststoffbox, niedrige Wand</td><td></td><td></td><td>Eine Kunststoffgittereinlage wurde speziell für 8 x 10 Fläschchenpositionen angefertigt&nbsp;</td></tr><tr><td>Abdeckung für die Kunststoffbox</td><td></td><td></td><td>Abmessungen (37 x 29 x 18 cm)</td></tr><tr><td>Kapillaren</td><td></td><td></td><td>DIN ISO 7550 Norm,&nbsp; IVD-Richtlinie 98/79 EG, Enden poliert</td></tr><tr><td>Pipettenspitzen</td><td></td><td></td><td>Pipetten für den äußeren Kreis werden entsprechend dem Deckel geschnitten</td></tr><tr><td>Filterpapierkreise</td><td></td><td></td><td>45 mm Durchmesser funktionieren gut, wenn sie für die verwendeten Fläschchen gefaltet</td></tr><tr><td>werden D(+)-Saccharose</td><td></td><td></td><td>Nicht schädlich</td></tr><tr><td>Ethanol absolut</td><td></td><td></td><td>Leicht entzündliche Flüssigkeit und Dämpfe</td></tr><tr><td>Lebensmittelfarbe (rot, E124)</td><td></td><td></td><td>Keine Angabe</td></tr><tr><td>Lebensmittelfarbe (blau, E133)</td><td></td><td></td><td>Keine Angabe</td></tr><tr><td>Seifenlösung (CVK 8)</td><td></td><td></td><td>Geruchsneutrale Seife</td></tr><tr><td>Digitaler Messschieber</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Fliegenfutter</td><td></td><td></td> <td>(für 20 L)</td></tr><tr><td>Agar</td><td></td><td></td><td>160 g</td></tr><tr><td>Bierhefe</td><td></td><td></td><td>299,33 g</td></tr><tr><td>Maismehl</td><td></td><td></td><td>1.200 g</td></tr><tr><td>Melasse</td><td></td><td></td><td>1,6 l</td></tr><tr><td>Propionsäure</td><td></td><td></td><td>57,3 mL</td></tr><tr><td>Nipagin 30%</td><td></td><td></td><td>160 mL</td></tr></tbody></table>

die kapillare feeder assay misst die nahrungsaufnahme in<em&gt; drosophila melanogaster</em

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

Für die meisten Tiere ist die Fütterung ein wesentliches Verhalten zur Sicherung des Überlebens und beeinflusst Entwicklung, Fortbewegung, Gesundheit und Fortpflanzung. Die Aufnahme der richtigen Art und Menge an Lebensmitteln hat daher einen großen Einfluss auf die Lebensqualität. Die Forschung zum Fressverhalten konzentriert sich auf die zugrundeliegenden Prozesse, die die tatsächliche Nahrungsaufnahme sicherstellen, und entschlüsselt die Rolle der Faktoren, die die innere Energiehomöostase regulieren, und die neuronalen Grundlagen der Entscheidungsfindung. Der Modellorganismus Drosophila melanogaster mit seiner großen Vielfalt an genetisch rückverfolgbaren Werkzeugen zur Markierung und Manipulation einzelner Neuronen ermöglicht die Kartierung neuronaler Netzwerke und die Identifizierung molekularer Signalkaskaden, die an der Regulation der Nahrungsaufnahme beteiligt sind. Dieser Bericht demonstriert den CApillary FEeder Assay (CAFE) und zeigt, wie die Nahrungsaufnahme in einer Gruppe von Fliegen über Zeiträume von Stunden bis Tagen gemessen werden kann. Dieser einfach anzuwendende Assay besteht aus Glaskapillaren, die mit flüssiger Nahrung gefüllt sind, auf die Fliegen frei zugreifen und sich davon ernähren können. Der Lebensmittelverbrauch im Assay wird mit einfachen Messwerkzeugen genau bestimmt. Darin beschreiben wir Schritt für Schritt die Methode von der Einrichtung bis zur erfolgreichen Durchführung des CAFE-Assays und geben praktische Beispiele, um die Nahrungsaufnahme einer Gruppe von Fliegen unter kontrollierten Bedingungen zu analysieren. Das Lesegerät wird durch mögliche Einschränkungen des Assays geführt, und die Vor- und Nachteile der Methode im Vergleich zu anderen Fütterungsassays bei D. melanogaster werden bewertet.

Flies des w 1118 Genotyp verwendet zu demonstrieren , wie der Test durchgeführt wird. Die w 1118 Mutanten werden häufig verwendet , transgene Linien zu erzeugen und den genetischen Hintergrund von Transgenen mit dem weißen Gen markiert zu steuern. Normalerweise für Verhaltensexperimente alle transgenen Linien werden für fünf Generationen der gleichen w 1118 Lager rückgekreuzt, die als experimentelle Kontrolle verwendet ...

Der CApillary FEeder (CAFE) Assay ist eine einfache, budgetfreundliche und äußerst zuverlässige Methode zur Untersuchung von Mechanismen, die der Nahrungsaufnahme zugrunde liegen. In Verbindung mit dem vielseitigen genetischen Modellorganismus Drosophila melanogaster bietet es ein leistungsfähiges Mittel, um neue Erkenntnisse über die Regulationsmechanismen der Nahrungsaufnahme zu gewinnen.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Das übergeordnete Ziel des CApillary FEeder-Assays ist es, die Aufnahme von flüssiger Nahrung von erwachsenen Fliegen zu beobachten und zu messen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der Stoffwechselforschung zu beantworten, z. B. wie das eigentliche Fressverhalten eingeleitet und der Nahrungskonsum beendet wird. Die Hauptvorteile dieser Technik sind, dass sie einfach zu bedienen und sehr zuverlässig ist.Die visuelle Demonstration der Methode ist von entscheidender Bedeutung, da mehrere vorbereitende Schritte sorgfältig ausgeführt werden müssen, um konsistente Ergebnisse zu erzielen. Um das Experiment zu beginnen, besorgen Sie sich ein Kunststofffläschchen aus Drosophila melanogaster-Kultur und verschließen Sie es mit einem hergestellten Plexiglasdeckel, der einen O-Ring enthält. Verwenden Sie fünf Mikroliter-Mikrokapillaren mit einer Mikrolitermarkierung, um die flüssige Nahrung zu präsentieren.Schneiden Sie die Oberseite einer Pipettenspitze von zwei bis 20 Mikrolitern ab und stecken Sie die Spitze in den gesamten Deckel, um die Kapillaren in den konischen Öffnungen zu positionieren. Führen Sie eine ungeschnittene Pipettenspitze von zwei bis 20 Mikrolitern in dieselbe Öffn

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Dieses Video beschreibt einen Fütterungstest für Fruchtfliegen, bei dem farbiges Futter verwendet wird, um die Fütterung und die Wirkung zugesetzter Verbindungen auf die Fressaktivität zu überwachen. Das Beispielprotokoll testet die Wirkung verschiedener endokrin wirksamer Chemikalien (EDC).

Fütterungstest: Erfassung der Fresspräferenzen bei Drosophila melanogaster

Dieses Video beschreibt den Geschmackspräferenz-Assay, eine Verhaltensmethode, die verwendet wird, um die Anziehungskraft oder Vermeidung von farbigen Lösungen, die anders schmecken, zu messen, indem die Bauchfärbung der Fliege nach der Einnahme der bevorzugten Substanz bewertet wird. Das vorgestellte Protokoll demonstriert das Verfahren, mit dem die Präferenz von Fliegen für Lösungen mit unterschiedlichen Saccharosekonzentrationen gemessen wird.

Geschmackspräferenz-Assay: Eine Methode zur Messung des Fressverhaltens bei Drosophila

Dieses Video beschreibt den CApillary FEeder oder CAFE-Assay, eine Verhaltensmethode, die die Nahrungsaufnahme und -präferenz von ungezügelten Fruchtfliegen misst. Das vorgestellte Protokoll zeigt, wie der Assay mit minimaler Verdunstung aus den flüssigkeitsgefüllten Kapillaren durchgeführt wird, die zur Abgabe der Nahrung und zur Verfolgung ihrer Aufnahme verwendet werden.

Der CApillary FEeder (CAFE) Assay: Eine Methode zur Verfolgung des Lebensmittelkonsums und der Präferenz bei Drosophila

In diesem Video-Artikel beschreiben wir einen automatisierten Test, um die Wirkung von Hunger oder Sättigung auf olfaktorische abhängige Nahrungsmittel Suchverhalten in der Erwachsenen Obst messen Drosophila melanogaster.

Ein Single-fly-Assay für Sammelverhalten in Drosophila

Geschmack ist ein wichtiger sensorischer Prozess, der die Anziehungskraft auf nützliche Substanzen und die Vermeidung von giftigen Substanzen erleichtert.  Dieses Protokoll beschreibt einen einfachen Ingestion-Assay zur Bestimmung der gustatorischen Präferenz von Drosophila für eine gegebene chemische Verbindung.

Geschmackspräferenz Assay für Erwachsene<em&gt; Drosophila</em

Quantitative Nahrungsaufnahme Assays mit gefärbten Lebensmittel bieten eine robuste und Hochdurchsatz-Mittel zur Fütterung Motivation zu bewerten. Kombination des Lebensmittel Verbrauch Tests mit thermogenetischen und optogenetische Bildschirme ist ein leistungsfähiger Ansatz zu untersuchen, die neuronale Schaltkreise, die zugrunde liegenden Appetit bei Erwachsenen Drosophila Melanogaster.

Kombination von quantitativer Nahrungsaufnahme Assays und zwangsweise Aktivierung von Neuronen um Appetit in Drosophila studieren

Beschrieben hier ist ein Protokoll, das die kolorimetrische Quantifizierung der Menge der Nahrung ermöglicht, die innerhalb eines definierten Zeitintervalls von Drosophila melanogaster Larven gegessen wird, die Diäten unterschiedlicher Makronährstoffqualität ausgesetzt sind. Diese Assays werden im Rahmen eines neuronalen thermogenetischen Bildschirms durchgeführt.

Quantifizierung der Zufuhr von Makronährstoffen in einem thermogenetischen neuronalen Bildschirm mit Drosophila Larven

Wir präsentieren ein Protokoll für einen Fütterungstest mit zwei Wahlmöglichkeiten für Fliegen. Dieser Fütterungstest ist schnell und einfach zu betreiben und eignet sich nicht nur für kleine Laborforschung, sondern auch für Verhaltensbildschirme mit hohem Durchsatz bei Fliegen.

Ein schneller Food-Preference-Test in Drosophila

Der Microplate-Feeder-Assay bietet eine wirtschaftliche Methode mit hohem Durchsatz zur Quantifizierung des Verbrauchs flüssiger Lebensmittel in Drosophila. Ein 3D-gedrucktes Gerät verbindet eine 96-Well-Mikroplatte, in der Fliegen untergebracht sind, mit einer 1536-Well-Mikroplatte, von der Fliegen eine Fütterungslösung mit einem Tracerfarbstoff verbrauchen. Der Volumenrückgang der Lösung wird spektralphotometrisch gemessen.

Ein Hochdurchsatz-Mikroplatten-Feeder-Assay zur Quantifizierung des Verbrauchs in Drosophila

Das Protokoll stellt eine kostengünstige Methode mit hohem Durchsatz zur Beurteilung der Neurotoxizität in der Fruchtfliege durch die Quantifizierung der Bewegungsstörung als Alternative zu herkömmlichen Säugetiermodellen dar. Ziel ist es, die neurotoxischen Wirkungen von pharmazeutischen Wirkstoffen, Umwelteinflüssen oder genetischen Veränderungen anhand eines sensitiven, reproduzierbaren und ethisch günstigen Modells zu bewerten.

Verhaltensanalyse der lokomotorischen Dysfunktion bei Drosophila melanogaster als Aussage für Neurotoxizität

Lernen Sie den CAFE-Assay zur Messung der Flüssignahrungaufnahme bei Drosophila melanogaster. Diese zuverlässige Methode ermöglicht Studien zum Fütterungsverhalten und metabolischen Mechanismen.

Die kapillare feeder Assay misst die Nahrungsaufnahme in

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