Name: Bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks-Vascular abgeleitet (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 53 s
Description: Erfahren Sie die bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks in PEGDA-Hydrogelen. Diese Methode ermöglicht präzise biomimetische Gefäßnetzwerke für Gewebeengineering und Krankheitsmodelle.

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Die Autoren danken Dr. Jeff Caplan und Herrn Michael Moore vom Delaware Biotechnology Institute Bio-Imaging Center für ihre Unterstützung bei der konfokalen Mikroskopie. Der Zugang zu Mikroskopiegeräten wurde durch die Zuschüsse der National Institutes of Health (NIH) für gemeinsame Instrumente (S10 RR0272773 und S10 OD016361) und das Federal Research and Development Grant Program des Bundesstaates Delaware (16A00471) unterstützt. Diese Forschung wurde durch Zuschüsse des Institutional Development Award (IDeA) des NIH National Institute of General Medical Sciences (P20GM103446), der American Cancer Society (14-251-07-IRG), der University of Delaware Research Foundation (14A00778), des Cancer Prevention and Research Institute of Texas (CPRIT) (RR140013) und der NIH National Library of Medicine (4 R00 LM011390-02) unterstützt.

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Kritisch in die Standardfunktionen des Mikroskop-Software überschreibt die Verwendung von virtuellen Masken für bildgesteuerte, laserbasierte Abbau zu ermöglichen, muss das Mikroskop Makro sorgfältig Setup und manipuliert werden. Wie die Mikroskop-Software-Schnittstellen mit dem Mikroskop Makro kann manchmal nicht eingängig sein, und viel Aufwand wurde bei der Ermittlung der optimalen Einstellungen in beiden Programmen investiert, um diese Methode zu entwickeln. Ein allgemeines Verständnis der grundlegenden Laser-Scanning-Konfokalmikroskop Verwendung wird empfohlen, insbesondere mit der &quot;Stufe&quot; und &quot;Focus&quot; Fenster für das Auffinden und die Positionierung korrekt des Hydrogels in den x, y und z-Dimensionen, vor laserbasierten Abbau versucht. Darüber hinaus ist die Herstellung eines Einlasskanals zum Protokoll kritisch; suspendiert fluoreszierende Spezies müssen die mikrofluidische Systeme für die erfolgreiche Bildgebung und Netzwerk Charakterisierung eingeben können. Es ist wichtig zu beachten, dass dieses Protokoll zu einem bestimmten gilt laser-konfokalen Mikroskop mit einem bestimmten Femtosekunden gepulsten Laser konfiguriert, laufen bestimmte Versionen der Mikroskop-Software und das Mikroskop-Makro (siehe Details in der Liste der spezifische Materialien / Ausrüstung). Wir haben entdeckt, dass neuere Versionen des Mikroskops Makro fehlt die notwendige Kontrolle und Funktionalität für bildgesteuerte Lasersteuerung benötigt. Während andere Mikroskop Plattformen und gepulste Laserquellen verwendet werden kann, wendet dieses Protokoll für dieses System spezifisch und Modifikation benötigen nach der Plattform Laserquelle und implementierte Software. Die zugrunde liegenden Prinzipien in diesem Protokoll gelten jedoch weiterhin. Eine mögliche Änderung dieses Protokoll beinhaltet die Änderung der Hydrogel-Zusammensetzung. Hier verwendeten wir 5 Gew%, 3,4 kDa PEGDA Hydrogele, aber laserbasierten Abbau (für die Zwecke abgesehen von mikrofluidischen Netzwerk Generation) implementiert wurde sowohl synthetische als auch natürliche Hydrogele abzubauen, einschließlich pegyliertes Fibrinogen 21,22, Seidenprotein Hydrogele 23 und Kollagen 24. Die Einstellung der Laserleistung, Abtastgeschwindigkeit, den Abstand zwischen den Z-Scheiben, und die Anzahl der Wiederholungen wird bei der Bestimmung der optimalen Parameter unterstützen zu mikrofluidischen Netzwerken in anderen Hydrogel-Formulierungen herzustellen. Eine Strombegrenzung der Technik ist das Gesamtvolumen des Hydrogels, das in einem durchführbar Zeitspanne abgebaut werden kann. Um offene Hohlräume oder mikrofluidischen Funktionen innerhalb des Hydrogels schaffen, wohnen die Laserzeit muss bei oder über 8,96 &amp; mgr; s / Pixel (oder eine Laser - Scan - Geschwindigkeit von 0,021 &amp; mgr; m / &amp; mgr; s) , wenn ein Laser - Fluenz von 37,7 nJ / &amp; mgr; m 2 verwendet wird . Mit diesen Einstellungen, dauert es 1,4 h Gefäße zu degradieren innerhalb eines 0,014 mm 3 Volumen (wie in Abbildung 1 zu sehen ist ). Mit einem Laser Verweilzeit von 4,48 &amp; mgr; s / Pixel oder unten, lieferte die Energie ist nicht genug für die vollständige Abbau des Hydrogels Formulierung hier verwendet. Die Implementierung eines unterschiedlichen HydrogelZusammensetzung könnte diese Einschränkung zu überwinden. Die Verwendung von photolabilen Gele , die lichtempfindlichen Komponenten 34-36 oder Hydrogele enthalten , die große Mehrphotonenquerschnitte 21-24 sind gute Möglichkeiten, die die Verwendung von weniger Energie ermöglichen würde und zu einem schnelleren Abbau führen würde. Im Hinblick auf Maßbegrenzungen wurden Merkmale bis 1,5 mm tief in das Hydrogel 7 hergestellt werden. Die Tiefe erzielbar ist eine Funktion des Arbeitsabstands der Objektiv und kann mit extrem großen Arbeitsabstand Ziele für in vivo Bildgebung optimiert werden erhöht. Der kleinste gemessene Kanal 7 erstellt ein 20X (NA1.0) Wasserimmersionsobjektiv mit hatte eine Breite von 3,3 &amp; mgr; m und einer Tiefe von 8,9 um, die mit der Größe der kleinsten Kanäle auf einer Stufe erzeugt wird in Abbildung 1. Während andere Labore niedriger NA Ziele 21,23,24 verwendet haben, erwarten wir , dass mikrofluidischen Netzwerken mit kleineren Merkmalen hohe erzeugt werden kann unter Verwendung voner NA Ziele auf Kosten eines reduzierten Arbeitsabstand. Letztlich aber die Auflösung der Technik ist eine Funktion der Punktverteilungsfunktion des fokussierten Laserstrahls, die Laserscan Eigenschaften, die Menge an Energie, die durch den Laser geliefert, und die Laserabsorptionseigenschaften des Materials verschlechtert wird. Proteinbasis gegen synthetische: Weiterhin Lasereigenschaften (Geschwindigkeit, Fluenz, der Abstand zwischen der virtuellen Masken und die Anzahl der Wiederholungen) sind basierend auf Hydrogeleigenschaften (Vernetzungsdichte, Makromer / Monomer-Molekulargewicht, Gewichtsprozent, und der Art des Hydrogels optimiert wie diese), werden von Natur aus Interaktionen mit dem Laser zu verändern und damit die endgültige Auflösung des Prozesses. Da die zugeführte Energie auch durch das Ziel verwendet wird, zusätzliche Optimierungs beeinflusst wird erforderlich, wenn zwischen den Zielsetzungen Schalt. Im Hinblick auf die damit verbundenen Kosten, der Zugang zu einem Mikroskop mit einem gepulsten Laser erforderlich ist, und während viele verschiedene objectiven kann verwendet werden, können solche mit einer hohen NA und langen Arbeitsabstand (für in vivo imaging) teuer sein. Darüber hinaus das Protokoll hier detailliert, erzeugt mikrofluidischen Netzwerken unter Verwendung dieser Technik kann auch mit zelladhäsive Peptide post-Kanal Fertigung funktionalisiert werden 7 Endothelzelladhäsion und Lumenbildung zu induzieren. Zusätzlich könnte der Einbau von zell abbaubares Peptidsequenzen in das Schüttgut 9 vor Degradation zu Kanal für die Untersuchung der Zellwanderung erlauben , in und durch das Hydrogel. Für eine kontinuierliche Fluidisierung des Mikrofluidik - Netzes innerhalb des Hydrogels können Hydrogele in größeren fluidischen Vorrichtungen oder Gehäuse photopolymerisiert werden, wie 7 in den Figuren 2 und 3 gezeigt. Die Erzeugung von Gefäßnetze über vaskulogener oder angiogenen Selbstorganisation 8-12 bietet einen einfachen Ansatz va zu induzierenscularization über einen relativ großen Volumen Hydrogels. Während dieser Ansatz in perfundierbaren fluidische Netzwerke ergibt, ist es schwierig, direkt die Größe zu steuern, Tortuosität, Dichte und Gesamtnetzarchitektur. Aufgrund dieser Einschränkung kann das Strömungsprofil und die Scherraten in der Vaskulatur zwischen den Experimenten unterscheiden. Alternativ erlauben Techniken Mikro 13-16 für die direkte Kontrolle über die Netzwerk - Architektur werden jedoch oft begrenzt durch ihre Unfähigkeit , kleine, Kapillar-Größe Kanäle oder die Herstellung von dichten Netzen zu erzeugen , die in vivo Gefäßarchitektur nachahmen. Während der Laser-basierten Hydrogel Abbautechnik skizzierte hat für mikrofluidische Generation repurposed neu ist, überwindet sie gleichzeitig sowohl die architektonische Kontrolle und größenbasierte Grenzen der bestehenden Mikrofabrikationsmethoden durch die Erstellung von 3D biomimetische mikrofluidischen Netzwerken ermöglicht, die die Dichte, die Verwindung rekapitulieren, Größenbereich, und die allgemeine architecture von in vivo Vaskulatur. Darüber hinaus können mehrere fluidische Netzwerke in einem Hydrogel erzeugt werden, so dass die Untersuchung von Internetzwerktransport 7. Für Tissue - Engineering - Anwendungen , die mehr replizieren eng in vivo Transportprozesse in vitro streben danach, die hochaufgelöste Hydrogel eingebettet mikrofluidischen Netzwerken hier skizziert sind gut geeignet. Wir gehen davon aus, dass dieses Protokoll in Entwicklungsgewebekonstrukte nützlich sein wird , dass genauer nachahmen in vivo Transport für die Verwendung als Arzneimittel - Screening - Geräte und In - vitro - Krankheitsmodellen.

Das Gefäßsystem, die beide Lymph- und cardiovasculature besteht, bildet hochdichte Netzwerke, die für den Transport von Nährstoffen und Sauerstoff und zur Entfernung von Stoffwechselabfall wesentlich sind. Dementsprechend sind in bluteten Geweben mit Wohnsitz Zellen nie mehr als 50 bis 100 &amp; mgr; m entfernt von einem Behälter 1. Die Fähigkeit , in vivo vaskuläre Architektur in vitro zu reproduzieren , ist kritisch , um genau in vivo Transportprozesse modellieren Konstrukte verwenden. Mit einer aktuellen Antriebs Orgel-on-a-Chip - Vorrichtungen 2 für Hochdurchsatz - Medikament zu entwickeln Screening 3,4 und Krankheit Modellierung 5,6, zu Methoden mikrofluidischen Netzwerken schaffen , die in vivo -ähnlichen Transport in synthetischen oder natürlichen Hydrogelen rekapitulieren zeichnen großes Interesse. Um die biomimicry von microtissues verbessern in diesen Geräten verwendet werden, entwickelten wir ein bildgeführtes, laserbasierten Hydrogel-Abbauverfahren, das drei-MASS nutztl (3D) Bildstapel von nativen Gefäß als Vorlagen in PEGDA Hydrogele 7 Gefäß abgeleiteten mikrofluidischen Netzwerken eingebettet zu erzeugen. Dieses Protokoll beschreibt die Verwendung eines handelsüblichen Laser-Scanning-konfokalen Mikroskop mit einem Femtosekundenimpulslaser ausgestattet vaskulären abgeleitetes, biomimetische mikrofluidischen Netzwerke in PEGDA-Hydrogele über bildgeführte, laserbasierten Abbau herzustellen. Aktuelle Ansätze Hydrogele zu fluidisieren umfassen die Induktion von vaskulogenischen 8-10 oder 10-12 angiogene Endothelzelle Selbstorganisation und Mikrofabrikationstechniken vordefinierten Kanäle für 13-16 Endothelialisierung zu schaffen. Während selbstorganisierende Netzwerke die Dichte und die komplexe Architektur von microvasculature rekapitulieren, sind sie oft durchlässiger als in - vivo - Netzwerke 11,17,18, die für Wirkstoff - Screening - Anwendungen in der Modellierung Transport problematisch sein kann. Selbstorganisierende Netzwerke bestehen aus physiologtisch relevant, Kapillar große Schiffe, aber sie können bei der Erzeugung von größeren Arteriolen große Schiffe aufgrund von Einschränkungen mit Hauptfluidströmung schwierig zu integrieren sein. Da es keine direkte Kontrolle über die Anordnung dieser Netze ist, kann die endgültige Architektur von Probe zu Probe variieren, was es schwierig macht, um wiederholt Netzwerke mit den gleichen Fluidstrom und Transporteigenschaften herzustellen. Zu erzeugen , 3D, Hydrogel eingebettet mikrofluidischen Netzwerken mit wiederholbaren Geometrie und gut definierte Architektur, eine Reihe von Mikrofabrikationstechniken wurden entwickelt, einschließlich modulare Baugruppe 13, 3D - Drucken von Opfermaterialien 16, Montage Direktschreib 14 und omnidirektionalen Druck 15. Die Anwendung dieser Methoden, mikrofluidische Architektur und damit Strömungs- und Transporteigenschaften können wiederholt über viele Konstrukte hergestellt werden. Eine große Einschränkung dieser Ansätze ist jedoch die Unfähigkeit microf zu erstellenluidic Netzwerke mit Kapillar-Größe Merkmale, 4 bis 10 um 19. 150-650 &amp; mgr; m im Durchmesser 13,16 Bereich meisten Mikrofabrikationstechniken werden häufig auf Merkmale beschränkt. Einige existierende Techniken sind in der Lage zur Erzeugung von hierarchischen Netzwerken mit Kanälen in einem breiten Durchmesserbereich von 10 bis 300 um für die Direktschreibanordnung 14, und 18 bis 600 um für omnidirektionale Druck 15, aber sie sind in ihrer Fähigkeit begrenzt dichte Netze zu erzeugen oder mehrere Mikrofluidik - Netzwerke in der Nähe in einem einzigen Konstrukt 7 zu erzeugen. Um einige dieser Einschränkungen zu überwinden, entwickelten wir eine bildgeführte, laserbasierten Hydrogel Abbautechnik , die wiederholbare Herstellung von biomimetischen ermöglicht, hierarchische mikrofluidischen Netzwerken , die die Architektur der in vivo microvasculature rekapitulieren. Dazu ein 790 nm, 140 Femtosekunden (fs) gepulster Laser, der bei 80 MHz arbeitet, ist rasterabgetasteten in 3D - Positionen innerhalb eines Hydrogels gewünscht, wie es durch Bilder von in vivo Vaskulatur definiert. Wir vermuten , dass der Abbauprozess der laserinduzierten optischen Durchbruch von Wasser arbeitet durch, die resultierende Plasmabildung, die anschließende schnelle thermo Ausdehnung des Wassers und dem lokalen Abbau des Hydrogels als das Wasser 20 erweitert. Dieser Mechanismus unterscheidet sich etwas von laserbasierten Abbau von Protein-basierten Hydrogelen 21-24. Im Gegensatz PEGDA, die einen niedrigen Multiphotonen- Querschnitt hat, Proteine haben oft eine große Multiquerschnitt auf und sind daher über einen Mehrphotonen - Absorption induzierten chemischen Bruch 23 abgebaut. Zur bildgeführten mikrofluidischen Netzwerken, die Laserverschlußeinrichtung wird gesteuert durch bild abgeleitet virtuellen Masken, die aus einem Mosaik von interessierenden Bereichen 9 , die definieren , die mikrofluidische Architektur erzeugen. Mit diesem Ansatz haben wir die Fähigkeit unter Beweis gestellt biomimetische mikrofluidischen herzustellen 3D-Gefäß abgeleitetenic Netzwerke, welche die dichte und gewundene Architektur in vivo Gefäß rekapitulieren, steuern , um lokal die Porosität von Hydrogelen durch die Menge an Energie während des Abbaus geliefert zu verändern. Wir haben auch in der Lage gewesen , zwei unabhängige mikrofluidischen Netzwerken zu erzeugen , die sich in unmittelbarer Nähe verflechten (15 &amp; mgr; m) , aber nie direkt 7 verbinden. Wir haben gezeigt , auch die Fähigkeit , Laser-abgebauten Mikrokanäle durch Post Abbau Funktionalisierung mit dem Integrin Ligieren Peptidsequenz Arginin-Glycin-Asparaginsäure-Serin (RGDS) zu endothelialisieren, 7 endothelialen Zelladhäsion und Lumenbildung zu fördern. Mit diesem Protokoll wird die Erzeugung von komplexen mikrofluidischen Netzwerken in PEGDA Hydrogele möglich über die bildgesteuerte, laserbasierte Abbau eines im Handel erhältlichen Mikroskop zugänglich an vielen Universitäten verwendet. Da der Abbauprozess durch digitale, virtuelle Masken geführt wird, diese Fabricaçãotechnik ist für die kreative Gestaltung von mikrofluidischen Netzwerken zugänglich, seine Verwendung in einer Vielzahl von Anwendungen ermöglicht. Wir gehen davon aus, dass das hier beschriebene Verfahren am vorteilhaftesten sein wird biomimetische Organ- und Menschen-on-a-Chip - Vorrichtungen, die replizierende biologische Transportprozesse wichtig bei der Modellierung Arzneimitteltransport 2 in der Gestaltung. Diese Herstellungstechnik kann auch für die Erzeugung von in - vitro - Krankheitsmodellen von Interesse sein, einschließlich Krebsmetastasen 5,6 und Blut-Hirn - Schranke Modelle 25. Als laserbasierten Hydrogel Abbau zuvor verwendet wurde , Spuren für die Führung der neuronalen Auswachsens 21-23, die bildgeführte Erweiterung dieser Technik zu schaffen , könnten Zellen in benutzerdefinierten 3D räumlichen Anordnungen als nützlich erweisen , in Strategien Engineering Advanced Tissue zu positionieren.

<table><tbody><tr><td>MATLAB</td><td>Mathworks</td><td>R2015a</td><td>wird im Protokoll als "programming software" bezeichnet; siehe Quelle 9 für Details zum Algorithmus</td></tr><tr><td>FIJI (Fiji is Just Image J)</td><td>NIH</td><td>Version 1.51a</td><td>wird im Protokoll als "image processing software" bezeichnet</td></tr><tr><td>LSM 780 Konfokalmikroskop</td><td>Zeiss</td><td></td><td>wird im Protokoll als "Laser-Scanning-Konfokalmikroskop" bezeichnet; für laserbasiertes Hydrogel degradation</td></tr><tr><td>Zen 2010B SP1</td><td>Zeiss</td><td>Release Version 6.0</td><td>mit der Bezeichnung "Microscope Software" im Protokoll; zur Verwendung mit Zeiss LSM-780</td></tr><tr><td>Multitime, 2010</td><td>Zeiss</td><td>v16.0</td><td>mit der Bezeichnung "Microscope Macro" im Protokoll; zur Verwendung mit Zeiss LSM-780 (in Verbindung mit Zen)</td></tr><tr><td>Objektiv W Plan-Apochromat 20X/1.0 DIC D=0,17 M27 75 mm</td><td>Zeiss</td><td>421452-9880-000</td><td>zur Verwendung mit Zeiss LSM-780</td></tr><tr><td>Chameleon Vision II Modelocked Ti:S Laser</td><td>Coherent</td><td></td><td>wird im Protokoll als "High-Powered Pulsed Laser" bezeichnet</td></tr><tr><td>Natriumchlorid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5886-1KG</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H3375-250G</td><td></td></tr><tr><td>Triethanolamin (TEOA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>90279-100ML</td><td>brennbar; haut- und augenreizend; in einem Abzug</td></tr><tr><td>arbeiten Natrium Hydroxid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5881-500G</td><td></td></tr><tr><td>150 mL Vakuum-Filterbecher mit 0,2 & Mikro; m PES-Membran</td><td>VWR</td><td>10040-460</td><td></td></tr><tr><td>PEGDA</td> im <td>eigenen Haus</td><td></td> synthetisiert, <td>beziehen Sie sich auf Quelle 33 für Synthesemethoden; lagern</td></tr><tr><td>unter Argon Eosin Y Dinatriumsalz</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E6003-25G</td><td></td></tr><tr><td>1-Vinyl-2-pyrrolidinon (NVP)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>V3409-5G</td><td>unter Argon lagern; krebserregend; arbeiten mit in einem Abzug</td></tr><tr><td>3M Doppelseitiges Band, 9500PC, 6,0 mil</td><td>Thomas Goldkamp</td><td>37728</td><td></td></tr><tr><td>Flexmark 90 PFW Liner</td><td>FLEXcon</td><td>FLX000620</td><td>Träger für die Handhabung von doppelseitigem Klebeband</td></tr><tr><td>Modell SC Plotter (Klebeschneider)</td><td>USCutter</td><td>SC631E</td><td>zum Schneiden von Klebstoff in Ringform zum Verbinden von Deckgläsern mit Petrischalen</td></tr><tr><td>60 mm Petrischale mit 20 mm Loch</td><td>MatTek Corporation</td><td>P60-20-F-NON</td><td></td></tr><tr><td>High Intensity Illuminator (Weißlichtquelle)</td><td>Fiber-Lite</td><td>4715MS-12WB10</td><td></td></tr><tr><td>Leistungsmesser</td><td>Newport</td><td>1916-R</td><td>erkennt die Leistung bei 524 nm bei Verwendung einer Weißlichtquelle</td></tr><tr><td>Slim Profile Wand Detector</td><td>Newport</td><td>918D-ST</td><td>für die Verwendung mit Leistungsmesser</td></tr><tr><td>Sylgard 184 Silikonelastomer Kit</td><td>Dow Corning</td><td>3097358-1004</td><td>wird zur Herstellung von PDMS-Formen verwendet; siehe Quelle 7 für Methoden</td></tr><tr><td>TMPSA-funktionalisierte #1.5 Deckgläser, 40 mm Rund</td> im <td>Haus</td><td></td> synthetisiert <td>beziehen sich auf Quelle 7 für die Methoden</td></tr><tr><td>Dextran, Fluorescein, 2.000.000 MW, Anionsäure, Lysin Fixable</td><td>Life Technologies</td><td>D7137</td><td>kann alternative markierte Dextrane verwenden; 2.000 kDa diffundiert nicht ohne weiteres in ein 5% 3,4 kDa PEGDA Hydrogel</td></tr><tr><td>1 mL Spritze, Luer-Lok</td><td>BD</td><td>309628</td><td></td></tr><tr><td>Acrodisc Spritzenfilter, 0,2 & Mikro; m Supor Membran, Low Protein Binding</td><td>Pall</td><td>PN 4602</td><td></td></tr><tr><td>Sticky-Slide VI0.4&nbsp; </td><td>Ibidi</td><td>80601</td><td>mikrofluidische Geräte, die zur Aufnahme von Hydrogelen verwendet werden können</td></tr></tbody></table>

bildgestützte, laserbasierte herstellung von mikrofluidik-networks-vascular abgeleitet

Image-guided, Laser-based Fabrication of Vascular-derived Microfluidic Networks

Diese detaillierte Protokoll beschreibt die Umsetzung von bildgeführten, laserbasierten Hydrogel Abbau zur Herstellung von vaskulären abgeleitetes mikrofluidischen Netzwerken in PEGDA-Hydrogele eingebettet. Hier beschreiben wir die Erstellung von virtuellen Masken, die für bildgesteuerte Lasersteuerung ermöglichen; die Photopolymerisation eines micromolded PEGDA Hydrogel, geeignet für mikrofluidische Netzwerk Herstellung und Druckkopf getriebenen Strömung; der Aufbau und die Verwendung eines handelsüblichen Konfokalmikroskop Laser-Scanning mit einer Femtosekundenimpuls Ti gepaart: S Laser Hydrogels Abbau zu induzieren; und die Abbildung von fabrizierten mikrofluidischen Netzwerken unter Verwendung von fluoreszierenden Spezies und konfokaler Mikroskopie. Ein großer Teil des Protokolls ist auf der richtigen Aufstellung und Umsetzung des Mikroskop-Software und Mikroskop Makro konzentriert, da diese entscheidenden Schritte sind eine kommerzielle Mikroskop für mikrofluidische Herstellungszwecke verwendet, die eine Reihe von Feinheiten enthalten. Die bildgesteuerte Komponente dieses technique ermöglicht die Durchführung von 3D-Bildstapeln oder benutzergenerierten 3D-Modellen, wodurch für kreative mikrofluidischen Design ermöglicht und für die Herstellung von komplexen mikrofluidischen Systemen praktisch jeder Konfiguration. Mit einem erwarteten Auswirkungen in Tissue Engineering, die in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren könnten bei der Herstellung von fortgeschrittenen biomimetische microtissue Konstrukte unterstützen für Organ- und Menschen-on-a-Chip-Geräte. Durch Nachahmung die komplexe Architektur, die Verwindung, die Größe und Dichte der in vivo Vaskulatur können essentielle biologische Transportprozesse in diesen Konstrukten repliziert werden, was zu genaueren in vitro - Modellierung von Arzneimittel Pharmakokinetik und Krankheit.

Um die Implementierung von bildgeführten, laserbasierten Hydrogel Abbau zeigen ein 3D zu erzeugen, Gefäß abgeleiteten mikrofluidischen Netzwerk verwendeten wir einen 3D - Bildstapel von Maus - Gehirns Gefäßen , die über Zacke - Scanning - Mikroskopie (KESM) 26, erworben wurde 27 . Eine ausgewählte 3D-Region des größeren mikrovaskulärer Datensatz wurde in eine Reihe von virtuellen Masken für bildgesteuerte mikrofluidischen Netzwerkbildung umgewandelt, wie oben beschrieben. Nach der Herstellung wurde das resultierende mikrofluidischen Netzwerk mit einer Lösung von FITC-markiertem, 2.000 kDa Dextran und abgebildet durch konfokale Mikroskopie perfundiert. Der Bildstapel der in vivo Vaskulatur, die die Netzwerkarchitektur (1A und C) und der hergestellte mikrofluidischen Netzwerk (1B und D) definiert wurden verwendet Z-Vorsprünge (1A und B) und 3D - Renderings (Abbildung 1C zu erzeugen , und D </strong&gt;). Der Vergleich der Bilder zeigt , daß bildgeführte, laserbasierten Hydrogel Abbau die Herstellung von 3D - biomimetischen mikrofluidischen Netzwerken ermöglicht, die die Größe, die Verwindung, und komplexe Architektur von in vivo Vaskulatur rekapitulieren. Die Technik ist zugänglich für die Herstellung von Netzwerken ein breites Spektrum von Durchmessern enthält; in Abbildung 1, angefangen Kanäle 3,3-28,8 &amp; mgr; m im Durchmesser erzeugt wurden. Beachten Sie, dass die größere rechteckige Struktur in der oben links in Figur 1B und in der linken Ecke der Figur 1D der Einlasskanal ist Strom in das Netz einzuführen. <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55101/55101fig1.jpg" /> Abbildung 1: Vascular-Derived Mikrofluidik - Netzwerk. Eine Reihe von virtuellen Masken, abgeleitet von einem Bildstapel von Maushirn Vaskulatur (A und C), wurden verwendet Fabricaçãote ein 3D - biomimetischen mikrofluidischen Netzwerk eingebettet in einem PEGDA Hydrogel (B und D) über die bildgesteuerte, laserbasierte Abbau. Das Mikrofluidik-Netzwerk wurde mit 2.000 kDa FITC-markiertem Dextran durchbluteten und über die konfokale Mikroskopie abgebildet. Z-Vorsprünge (A und B) und 3D - Renderings (C und D) der beiden Netze zeigen die Fähigkeit mikrofluidischen Netzwerke zu erzeugen , die die Dichte, die Organisation und Gesamtarchitektur in vivo Vaskulatur rekapitulieren. Der Pfeil (D) markiert den rechteckigen Einlass geschaffen , um die Dextran einzuführen. Der Maßstab entspricht 50 &amp; mgr; m. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55101/55101fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55101/55101fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Wir haben zwei Methoden implementiert, Druckköpfe und Spritzenpumpen, Flüssigkeits f einzuleitenniedrig in diesen eingebettet mikrofluidischen Netzwerken. Zum Beispiel wurde ein 30 um 30 &amp; mgr; m rechteckigen Kanal hergestellt zwei Vertiefungen in einer micromolded PEGDA Hydrogel (2A) zu verbinden, mit Fluidstrom über einen Druckkopf 7 angetrieben. Erzeugt in den Brunnen links, fließen durch den Mikrokanal und in den Brunnen der Druckkopf auf der rechten Seite induziert. In 2A ist eine erste vor Tetramethylrhodamin (TRITC) -markiertem 70 kDa - Dextran wurde durch den Kanal unter Verwendung von Zeitraffermikroskopie beobachtet bewegen. Später in 2B, 10 &amp; mgr; m Durchmesser fluoreszierende Polystyrolkugel floss aus dem Brunnen links, durch den Kanal, auf dem Brunnen auf der rechten Seite . Mit der Dauer der Strömung durch das Volumen des vorhandenen Fluids in dem Bohrloch an dem Einlass micromolded gesteuert und die Fließgeschwindigkeit durch den hydrostatischen Gradienten zwischen dem Einlaß erzeugte gesteuert und gut Auslass, Druckkopf-driven Strömung in micromolded Hydrogele bietet eine einfache Methode für die Strömung inohne die Notwendigkeit für ein externes Gehäuse oder eine Spritzenpumpe Produktion. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/55101/55101fig2.jpg" /> Bild 2: Druckkopf-Driven Fluss in einem Micromolded PEGDA Hydrogels. PEGDA wurde micromolded ein Hydrogel zu bilden, die zwei Vertiefungen durch einen eingebetteten Mikrokanal verbunden ist. Ein Druckkopf wurde in der linken und einzuleiten Fluss TRITC-markierten, 70 - kDa - Dextran (A1-A3) und 10 &amp; mgr; m Polystyrolkugel (B1-B3) durch ein 30 um 30 &amp; mgr; m rechteckigen Kanal von einer Vertiefung auf die erzeugten andere. Der Maßstab entspricht 50 &amp; mgr; m. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55101/55101fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55101/55101fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> Alternativ konstanten Fluidströmung innerhalb mikrofluidischen Netzwerken zu erzeugen, Spritzenpumpe angetriebenen fNieder kann durch Photopolymerisation das Hydrogel innerhalb eines sekundären Mikrofluidikvorrichtung mit Einlass- und Auslassöffnungen für Spritzenpumpe Interfacing eingeleitet werden. In 3A wird ein handelsüblicher, wird vorgefertigte mikrofluidischen Vorrichtung mit einem 1-mm - Band aus Hydrogel über die Breite der Vorrichtung 7 photopolymerisiert gezeigt. Laser-basierten Abbau wurde implementiert, um mikrofluidische Kanäle und Netzwerke in untergebracht Hydrogele herzustellen und mit demselben Protokoll hier beschrieben für Hydrogele freistehend. Spritzenpumpe generierten Fluss kann in 3B zu sehen ist, wo eine 20-Mikrometer Durchmesser zylindrischen Kanal in einem Hydrogel in einer mikrofluidischen Vorrichtung untergebracht hergestellt wurde. In diesem 20-Mikrometer Durchmesser Kanal, individuelle 2 um fluoreszierende Polystyrolkugeln werden ohne Fluidströmung (Abbildung 3B1) leicht gelöst werden , während , wenn eine 5 &amp; mgr; l / s Strömungsgeschwindigkeit angewendet wird, die Kugeln durch das Sichtfeld bewegen, wie durch Ausstreichen bewiesen (Abbildung 3B2 &lt;/ Strong&gt;). Dieser gleiche Ansatz verwendet wurde Fluss durch eine 2D, Gefäß abgeleitete Netzwerk zu induzieren zu überwachen Fluss von TRITC-markierten, 65 kDa Dextran durch das Netzwerk und die Diffusion in das umgebende Hydrogel (3C). <img alt="Figur 3" src="/files/ftp_upload/55101/55101fig3.jpg" /> Abbildung 3: Spritzenpumpe Getriebene Strömung in PEGDA Hydrogele Einpolymerisiertes in Mikrofluidik - Gehäuse. Ein im Handel erhältlicher, vorgefertigten Mikrofluidikvorrichtung (A) mit einem 17 x 3,8 x 0,53 mm (x, y, z) Mikrokanal beherbergt eine photopolymerisierte 1 x 3,8 x 0,53 mm (x, y, z) PEGDA Hydrogels durch die angegebenen schwarzer Pfeil. Ein 20 &amp; mgr; m Durchmesser zylindrischen Kanal wurde durch das Hydrogel abgebaut, und 2 &amp; mgr; m Polystyrolkugeln wurden durch die Vorrichtung (B) gepumpt. Die Kugeln sind klar ohne Flüssigkeitsströmung (B1) gelöst, aber sie erscheinen als Streifen mit einer Fließgeschwindigkeit von 5 &amp; mgr; l / s(B2). In einem anderen untergebracht Hydrogel, ein 2D - vaskulären abgeleitetes Netzwerk hergestellt wurde und TRITC-markierten 65 kDa - Dextran wurde durch das Netzwerk (C) gepumpt. Zeitraffer-Mikroskopie wurde verwendet, um die Fluoreszenz-Dextran zu überwachen, wie es die Kanäle und diffundiert in das umgebende Hydrogel gefüllt. Weiße Pfeile in (B) und (C) zeigen die Richtung der Fluidströmung. Die Kalibrierungs bar in (C) zeigt die Intensität des fluoreszierenden Dextran. Die Skalierungsbalken stellen 20 &amp; mgr; m in (B1) und (B2) und 50 &amp; mgr; m in (C). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55101/55101fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55101/55101fig3large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a>

Dieses Protokoll beschreibt die Implementierung einer bildgeführten, laserbasierten Hydrogeldegradation zur Herstellung von vaskulär abgeleiteten, biomimetischen mikrofluidischen Netzwerken, die in Poly(ethylenglykol)-diacrylat (PEGDA) Hydrogele eingebettet sind. Diese biomimetischen mikrofluidischen Systeme können für Tissue-Engineering-Anwendungen, die Generierung von In-vitro-Krankheitsmodellen und die Herstellung fortschrittlicher "On-a-Chip"-Geräte nützlich sein.

Bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks-Vascular abgeleitet

This detailed protocol outlines the implementation of image-guided, laser-based hydrogel degradation for the fabrication of vascular-derived microfluidic ...

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls besteht darin, die Anwendung eines konfokalen Mikroskops, das mit einem Femtosekunden-Pulslaser ausgestattet ist, zur Erzeugung dreidimensionaler, vaskulärer, biomimetischer mikrofluidischer Netzwerke in Polyethylenglykoldiacrylat-Hydrogelen mithilfe bildgeführter, laserbasierter Degradation zu beschreiben. Ein wesentlicher Vorteil dieser Technik liegt in der Fähigkeit, dreidimensionale biomimetische mikrofluidische Netzwerke zu erzeugen, die Dichte, Verwindung, Größenbereich und die gesamte Architektur der in-vivo-Vaskulatur in synthetischen Konstrukten genau nachbilden. Dieser Ansatz zur Herstellung mikrofluidischer Systeme wird unsere Fähigkeit voranbringen, stärker in-vivo-ähnliche, gewebetechnisch konstruierte Gebilde, biomimetische Krankheitsmodelle und ultraschichtdichte Geräte auf einem Chip zu erzeugen.Die visuelle Demonstration dieser Methode ist entscheidend, da die korrekte Einrichtung und Anwendung der Mikroskop-Software nicht intuitiv ist, aber entscheidend für die Bildung der gewünschten mikrofluidischen Netzwerke. Viele der vorbereitenden Schritte werden im Textprotokoll behandelt, einschließlich der Erzeugung virtueller Masken, der Konfiguration des Mikroskops und des Hochladens der virtuellen Masken in die Mikroskop-Software. Um das PEGDA-Hydrogel zu photopolymerisieren, befestigen Sie zunächst einen Ring aus doppelseitigem Klebeband an einer 60 Millimeter großen Petrischale, in deren Boden ein 20 Millimeter großes Loch ausgeschnitten wurde.Danach im Abzug ein Milliliter HBS mit TEOA in ein mit Aluminiumfolie abgedecktes zwei-Milliliter-Braunzentrifugenröhrchen geben. Anschließend 10 Mikroliter einer einmillimolaren Eosin-Y-Disodiumsalzlösung zum Röhrchen hinzufügen. Nun mit einer Glaspipette eine kleine Menge NVP in ein Glasbecherglas pipettieren.Entnehmen Sie aus diesem Volumen 3,5 Mikroliter NVP und geben Sie diese in die Mischung. Geben Sie anschließend 10 Milligramm 3,4 Kilodalton PEGDA in ein zweites mit Folie bedecktes Röhrchen. Fügen Sie dann 0,2 Milliliter der Mischung hinzu, um eine 5 % (Gewicht pro Volumen) PEGDA-Präpolymerlösung herzustellen.Vortexen Sie nun die Präpolymerlösung, bis das PEGDA vollständig gelöst ist. Pipettieren Sie anschließend 60 Mikroliter auf eine PDMS-Form, ohne Luftblasen einzuführen. Zentrieren Sie nun eine acrylierte 40-Millimeter-Glasdeckfolie der Klasse 1,5 über der Lösung auf den PDMS-Abstandshaltern.Bringen Sie die Vorrichtung anschließend unter einer auf 95 Milliwatt kalibrierten weißen Lichtquelle an. Härten Sie das Polymer drei Minuten lang aus. Danach lassen Sie destilliertes Wasser zwischen der Form und der Deckglasplatte fließen, um das Hydrogel vom PDMS zu trennen, und spülen Sie das Hydrogel ab.Dann trocknen Sie die Ränder der Deckglas vorsichtig ab, ohne Wasser aus dem Hydrogel zu saugen. Befestigen Sie nun das Deckglas an der vorbereiteten Petrischale. Ein wenig Druck hilft dabei.Anschließend das Hydrogel in destilliertem Wasser eintauchen. Das Laser-Scanning-Konfokalmikroskop gemäß der schriftlichen Anleitung aufbauen und mit der Konfiguration für die Visualisierung des Hydrogels beginnen. Danach das Hydrogel zusammen mit der Petrischale in den Stufenadapter einsetzen und diesen auf die Objektbühne stellen.Füllen Sie als Nächstes die Petrischale mit mindestens fünf Milliliter destilliertem Wasser und senken Sie das Immersionsobjektiv langsam bis knapp über das Hydrogel ab, ohne es zu berühren. Schalten Sie nun durch Klicken auf „Live“ die Argon-Laserlinie ein. Fokussieren Sie dann auf das Hydrogel, bis das Signal von Eosin Y auf der Oberseite des Hydrogels sichtbar ist.Um das Hydrogel zu finden, versuchen Sie, die Leistung in Prozent oder die Lochblende vorübergehend zu vergrößern. Markieren Sie die Positionen der Ober- und Unterseite des Hydrogels sowie der Unterseite des Wells. Bewegen Sie dann mithilfe des Joysticks quer, um die Ränder des Wells zu finden.Lassen Sie in dem Fokusfenster die Fokusebene mithilfe des Pfeils nach unten neben dem Z-Positionsfeld um 150 Mikrometer innerhalb des Hydrogels absinken. Der nächste Schritt ist entscheidend. Setzen Sie die X- und Y-Position im Objekttischfenster auf null, löschen Sie anschließend alle anderen markierten Positionen und markieren Sie nur die auf null gesetzte Position.Um nun den Prozess der Bildung eines Zulaufkanals zu beginnen, machen Sie zuerst ein Bild und umreißen dann mithilfe der Rechteck-Schaltfläche im Fenster „Regions“ den Bereich, der der Zulauf zum vaskulären Netzwerk sein wird. Danach wechseln Sie zur Kanalbildungs-Konfiguration. Einzelheiten sind im Textprotokoll beschrieben.Wechseln Sie dort im Z-Stapel-Fenster durch Klicken auf die mittleren Schaltflächen oben und über Offset den Z-Stapel auf die aktuelle Position. Legen Sie anschließend je nach erforderlicher Größe des Einlasses die Anzahl der Schichten mit einem Intervall von eins fest. Überprüfen Sie nun, ob die Geschwindigkeit auf drei und die Leistung in Prozent auf 100 eingestellt ist.Danach mit dem Speichern der Konfiguration fortfahren und auf die Schaltfläche „Experiment starten“ klicken. Um das Hydrogel während des Abbaus des Kanals zu visualisieren, entweder den Master-Gain im Kanalfenster erhöhen, falls der Bereich im Sichtfeld schwarz ist, oder den Master-Gain verringern, falls der Bereich weiß ist. Nach dem Abbau sicherstellen, dass der Zulauf gebildet wurde, indem zur Konfiguration der Hydrogel-Visualisierung zurückgekehrt und auf „Live“ geklickt wird.Zuerst im Fenster „Regions“ eine beliebige ovl-Datei aus dem Z-Stapel virtueller Masken laden und auf den Pfeilknopf klicken, um die ROIs im Sichtfeld anzuzeigen. Anschließend auf „Live“ klicken, um die Konfiguration zur Hydrogel-Visualisierung zu scannen, und den Joystick oder das Bühnenfenster verwenden, um das Hydrogel so zu positionieren, dass der Zulauf mit der korrekten Position im vaskulären Netzwerk verbunden ist. Danach die Fokusebene mithilfe der Schrittweite im Fokusfenster um 50 Mikrometer unter die zuvor zentrierte Z-Position absenken, indem der Absenkungspfeil angeklickt wird.Auch hier ist es entscheidend, die X- und Y-Positionen erneut auf Null zu setzen, alle anderen markierten Positionen zu löschen und ausschließlich diese Position als neuen Nullpunkt festzulegen. Stellen Sie sicher, dass Sie diese neue Konfiguration speichern. Wählen Sie nun unter der Kanalbildungs-Konfiguration lediglich die Zeitreihe und die Bleaching-Fenster aus.Öffnen Sie als Nächstes das Makro und wählen Sie den Speicher-Tab aus. Wählen Sie das zuvor erstellte Rezept aus und klicken Sie auf „Übernehmen“. Achten Sie darauf, nicht auf „Speichern“ zu klicken, da andernfalls das Rezept überschrieben wird.Nach Überprüfung der Einstellungen speichern Sie die Kanalbildungs-Konfiguration erneut und klicken Sie anschließend im Mikroskop-Makro auf Aktualisieren. Klicken Sie auf Nein, um die aktuelle Positionsliste nicht zu überschreiben, und klicken Sie dann im Mikroskop-Makro auf Start, um das Rezept zu beginnen. Nach Abschluss des Abbauprozesses verwenden Sie die Hydrogel-Visualisierungs-Konfiguration mit einer niedrigeren Laserleistung, um die Sichtbarmachung von FITC-markiertem Dextran zu ermöglichen, das ein helleres Signal als das native Eosin-Y-Signal des Hydrogels aufweist.Bevor der fluoreszenzmarkierte Dextran zugegeben wird, entfernen Sie etwas Wasser aus der Kammer im Hydrogel durch Abwickeln. Danach pipettieren Sie 10 Mikroliter filtrierten, mit FITC markierten Dextran hinein. Das beschriebene Verfahren wurde verwendet, um eine große Menge mikrovaskulärer Bilder in eine Reihe virtueller Masken für die bildgeführte Bildung mikrofluidischer Netzwerke umzuwandeln.Das resultierende mikrofluidische Netzwerk wurde mit der in-vivo-Gefäßstruktur verglichen, von der es abgeleitet wurde. Die bildgeführte, laserbasierte Hydrogel-Degradation ermöglichte die Herstellung dreidimensionaler biomimetischer mikrofluidischer Netzwerke, die Größe, Verwinklung und komplexe Architektur der in-vivo-Gefäßstruktur nachbilden. Sowohl Druckdifferenzen als auch Spritzenpumpen wurden verwendet, um den Fluidfluss in diesen eingebetteten mikrofluidischen Netzwerken zu initiieren.Fluoreszenzmarkierter 70-Kilodalton-Dextran und 10-Mikrometer-Polystyrol-Perlen wurden beobachtet, wie sie durch eine durch Druckdifferenz erzeugte Strömung von links nach rechts wanderten. Alternativ wurde eine durch eine Spritzenpumpe erzeugte Strömung eingeleitet, indem ein Hydrogel innerhalb einer sekundären mikrofluidischen Vorrichtung durch Photopolymerisation fixiert wurde. Unter Verwendung desselben hier beschriebenen Protokolls wurde anschließend eine laserbasierte Abbautechnik angewandt, um in einem Gehäuse befindliches Hydrogel zu strukturieren und ein zweidimensionales, vaskuläres Netzwerk zur Durchströmung mittels Spritzenpumpe und Perfusion von 65-Kilodalton-Dextran herzustellen.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man ein Laser-Scanning-Konfokalmikroskop, das mit einem Femtosekunden-Pulslaser ausgestattet ist, verwendet, um biomimetische mikrofluidische Netzwerke mittels bildgeführter, laserbasierter Hydrogel-Degradation zu erzeugen. Sobald diese Technik beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung innerhalb von zwei bis drei Stunden durchgeführt werden. Bei der Durchführung dieses Verfahrens ist es wichtig zu beachten, dass die Laserparameter – einschließlich Leistung, Wellenlänge und Scanngeschwindigkeit – entsprechend der verwendeten Hydrogel-Formulierung angepasst und optimiert werden müssen.Vielen Dank und viel Erfolg bei Ihren Experimenten.

image-guided-laser-based-fabrication-vascular-derived-microfluidic

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

A Mikrokanälen-on-a-Chip-Plattform wurde durch die Kombination von photolithographischen reflowable Photolacktechnik, weiche Lithographie und Mikrofluidik entwickelt. Die endothelialisierten Mikrokanäle Plattform imitiert die dreidimensionale (3D) Geometrie in vivo Mikrogefäßen läuft unter kontrollierten kontinuierlichen Perfusionsfluss, ermöglicht qualitativ hochwertige und Echtzeit-Bildgebung und kann für mikrovaskuläre Forschung angewendet werden.

Verfahren für die Entwicklung von Multi-Tiefe rundem Querschnitt endothelialisierten Mikrokanäle-on-a-Chip

Wir stellen eine Methode zur mikrofluidischen Abscheidung von gemustertem Genipin und Fibronektin auf PDMS-Substraten vor, die eine erweiterte Lebensfähigkeit von Geweben mit vaskulären glatten Muskelzellen ermöglicht. Diese Gewebeherstellungsmethode wird mit der bisherigen vaskulären muskulären Dünnschichttechnologie kombiniert, um die Gefäßkontraktilität über krankheitsrelevante Zeitverläufe zu messen.

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Dieses Manuskript stellt ein Spritzgussverfahren microvessels zu entwickeln, die physiologischen Eigenschaften des Endothels rekapitulieren. Die Mikrofluidik-basierten Prozess erstellt Patent 3D Gefäßnetze mit tailor Bedingungen, wie Durchfluss, zelluläre Zusammensetzung, Geometrie und biochemische Steigungen. Das Herstellungsverfahren und Beispiele für mögliche Anwendungen beschrieben.

Mikrostrukturierung und Montage von 3D-Micro-Ader

Wir bieten ein generalisiertes Protokoll basiert auf einer mikrofluidische Bioprinting Strategie für engineering-ein Microfibrous Kreislauf Bett, wo eine sekundäre Zelle Art weiter in den interstitiellen Raum dieser Microfibrous Struktur, vaskularisierte Gewebe und Organellen zu generieren ausgesät werden konnte.

Mikrofluidische Bioprinting für Engineering durchblutet, Gewebe und Organellen

Das Protokoll beschreibt, wie ein perfusable Kreislauf Netzwerk in ein Sphäroid zu konstruieren. Das Sphäroid umliegenden Mikroumgebung ist entworfen, um induzieren Angiogenese und der Sphäroid an die Mikrokanäle in einem mikrofluidischen Gerät anschließen. Die Methode erlaubt die Perfusion der Sphäroid, das eine lang ersehnte Technik in dreidimensionale Kulturen ist.

Perfusable vaskuläre Netzwerk mit einem Gewebe-Modell in einem mikrofluidischen Gerät

Künstliche Gewebe sind stark auf geeignete vaskuläre Netzwerke angewiesen, um lebenswichtige Nährstoffe und Gase bereitzustellen und Stoffwechselabfälle zu entfernen. In dieser Arbeit erstellt ein schrittweises Seeding-Protokoll von Endothelzellen und Stützzellen hochorganisierte vaskuläre Netzwerke in einer Hochdurchsatzplattform, um das Entwicklung des Gefäßverhaltens in einer kontrollierten 3D-Umgebung zu untersuchen.

Schrittweise Zellaussaat auf tessellierten Gerüsten zur Untersuchung keimender Blutgefäße

In diesem Protokoll wird ein biomimetischer Mikrofluid-Assay, der eine physiologisch relevante mikrovaskuläre Umgebung reproduzieren und die gesamte Leukozyten-Adhäsions-/Migrationskaskade reproduzieren kann, eingesetzt, um Leukozyten-Endothelzell-Interaktionen bei entzündlichen Erkrankungen zu untersuchen.

Ein mikrophysiologisches System zur Untersuchung der Leukozyten-Endothelzell-Interaktion während einer Entzündung

Konstruierte Klappen erfordern ein integriertes funktionelles Gefäßnetzwerk. In diesem Protokoll stellen wir eine Methode zur Herstellung einer 3D-gedruckten Gewebeklappe vor, die ein hierarchisches Gefäßnetzwerk und seine direkten mikrochirurgischen Anastomosen an der Oberschenkelarterie der Ratte enthält.

Herstellung von technischen Gefäßklappen mit 3D-Drucktechnologien

Dieses Protokoll stellt ein physiologisch relevantes Tumor-on-a-Chip-Modell vor, um Hochdurchsatz-Grundlagen- und translationale Krebsforschung am Menschen durchzuführen und das Arzneimittel-Screening, die Krankheitsmodellierung und Ansätze der personalisierten Medizin mit einer Beschreibung von Lade-, Wartungs- und Bewertungsverfahren voranzutreiben.

Etablierung eines physiologischen humanen vaskularisierten Mikrotumormodells für die Krebsforschung

Hier stellen wir ein Protokoll für die Konstruktion eines Organ-on-Chip (OOC)-Systems vor, das die Pneumonektomie nachahmen soll. Dieses System untersucht den möglichen Zusammenhang zwischen einer Beeinträchtigung der Glykokalyx und Komplikationen nach Pneumonektomie.

Modellierung der endothelialen Glykokalyx nach der Pneumonektomie in einem 3D-Fluidik-Chip - Ein Ansatz zur Herstellung eines vaskulär basierten Organ-on-Chip-Systems

Erfahren Sie die bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks in PEGDA-Hydrogelen. Diese Methode ermöglicht präzise biomimetische Gefäßnetzwerke für Gewebeengineering und Krankheitsmodelle.

Bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks-Vascular abgeleitet

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