Name: Kinetik der Verzögerungs-DNA-Synthese In Vitro Von den Bakteriophagen T7 Replikationsproteine (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-02-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 14 s
Description: Erfahren Sie die Kinetik der Verzögerungsstrang-DNA-Synthese mit den Replikationsproteinen des Bakteriophagen T7. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Primärstrukturen und Okazaki-Fragmenten.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Wir danken den Mitgliedern des C.C.R.-Labors für die Kommentare und S. Moskowitz für die Figurenvorbereitung. Diese Arbeit wurde von den National Institutes of Health Grants F32GM101761 (A.J.H.) und GM54397 (C.C.R.) unterstützt.

HINWEIS: Befolgen Sie alle institutionellen Bestimmungen für die sichere Verwendung und Entsorgung von radioaktivem Material, einschließlich, aber nicht beschränkt auf, Verwendung persönlicher Schutzausrüstung wie Handschuhe, Schutzbrille, Kittel und entsprechende Acryl Schilde. HINWEIS: Der Standardpuffer besteht aus 40 mM HEPES-KOH, pH 7,5, 50 mM Kaliumglutamat, 5 mM DTT, 0,1 mM EDTA (dieser Puffer wird bei einer 5-fach Konzentration vorgefertigten) und 0,3 mM jedes dNTP. T7 - Replikationsproteine werden gereinigt , wie beschrieben 8, 9, 10. Einzelsträngige DNA eine einzelne T7 Primase-Erkennungsstelle (5&#39;-GGGTC-3 &#39;, 5&#39;-GTGTC-3&#39;, 5&#39;-TGGTC-3 &#39;) enthält, kann aus einer Vielzahl von DNA-Synthese Unternehmen erworben werden (die Länge die ssDNA auf das Enzym der Wahl abhängen, für T7 - Primase, ein Pentamer der minimale Schablonenlänge für ein Volllängen - Primers zu synthetisieren 11, wie die kryptische C wesentlich ist jedoch, wenn der Primer durch die Polymerase verlängert werden soll, müssen zusätzliche Nucleotide am 3&#39; - Ende der Matrize vorhanden sein. Reaktionen werden durch die Zugabe einer Endkonzentration von 10 mM MgCl 2 und inkubiert bei 25 ° C eingeleitet. Manuelle Probenahme funktioniert gut für die Zeitpunkte von 5 Sekunden oder länger. Wenn Zeitpunkten kürzer ist als die erforderlich sind, wird empfohlen, ein rapid-quench Strömungs Instrument zu verwenden, um genaue Daten zu erhalten. 1. Multiple-Umsatz Primer Synthesereaktion durch manuelle Probenahme <ol><li> Vor dem Start des Experiments Aliquot 2 ul Formamid-Farbstoff-Puffer (93% (v / v) Formamid, 50 mM EDTA, 0,01% Xylolcyanol und 0,01% Bromphenol blau) in 8 1,5 ml Polypropylenröhrchen. Im Allgemeinen ist die Anzahl der Rohre gleich der Anzahl von Zeitpunkten analysiert. </li><li> Bereiten Sie eine 20 &amp; mgr; l Mischung aus 1x Puffer, 0,1 mM ATP und CTP, 0,25 mCi / ml [α- 32 P] CTP, 0,1 uM ssDNA Vorlage, und 0,1 uM gp4 (als Hexamer Konzentration ausgedrückt - 0,6 &amp; mgr; M-Monomer). </li><li> Inkubieren der Mischung bei Raumtemperatur für 5 min. </li><li> Entfernen 2 &amp; mgr; l der Mischung ein Pipettiergerät und mischen sich mit 2 ul Formamid-Farbstoff Puffer in einem 1,5 ml-Röhrchen in Schritt unter Verwendung von 1,1 für die keine Reaktionskontrolle (Zeit Null). </li><li> Fügen Sie 2 ul 0,1 M MgCl 2 auf die Reaktionsmischung (auf eine Endkonzentration von 10 mM). </li><li> zurückziehen manuell 2 &amp; mgr; l-Proben der Reaktionsmischungen eine Pipette in 10 s Intervallen und mischen sich mit Formamid Farbstoff vordosiert in 1,5 ml-Röhrchen, hergestellt in Schritt 1.1 verwendet. </li><li> Wärme Proben bei 95 ° C für 5 min in einem Heizblock. </li><li> Laden Aliquots der Proben auf einem denaturierenden Gel. Die kleinen tetraribonucleotide Primer Produkte von der T7-Primase synthetisiert sind auf einer 0,4 mm dicken 25% Acrylamid gelöst: Bisacrylamid (19: 1), 3 M Harnstoff, 1x TBE (100 mM Tris-Borat, 1 mM EDTA). </li><li> Legen gesamte Gel auf chromatograPHY Papier und Abdeckung mit Plastikfolie. Trockenes Gel mit einem Gel-Trockner. </li><li> Bereiten Sie eine Verdünnungsreihe der Rest des Reaktionsgemisches und Spot das gleiche Volumen auf dem Gel auf Chromatographie Papier eingelegt, das heißt, vor Ort 4 ul der Verdünnung , wenn 4 ul der Probe geladen wurden. ANMERKUNG: Diese als Standardkurve dient der Konzentration der Produkte während der Reaktion gebildet zu bestimmen. Zum Beispiel fünffache Verdünnungen TE Puffer (10 mM Tris-HCl, pH 8,0, 1 mM EDTA) funktionieren gut, eine Reihe von 01.25 Spanning bis 1: 15.625 (5 2 -5 6), aber die Verdünnungen sollten in Abhängigkeit von dem Aktivitätsniveau eingestellt werden. </li><li> Expose trockenes Gel und Standard mit einem Phosporimager Bildschirm. Quantifizierung der Radioaktivität in der Verdünnungsreihe und konstruieren als eine Standardkurve 8 beschrieben, 12 HINWEIS: Inclusion von T7 DNA - Polymerase zu der Reaktionsmischung ermöglicht es , zu EXAMine die Verwendung von tetraribonucleotide Primer durch dieses Enzym. Optimalerweise sollte die Polymerase-Konzentration werden Sättigen der Interpretation der Daten zu vereinfachen. Eine Polymerase-Konzentration von 0,4 &amp; mgr; M oder höher gute Ergebnisse. Zusätzlich kann die Wirkung von anderen Proteinen, wie beispielsweise Einzelstrang-DNA-bindende Proteine, entweder auf der Primersynthese oder nacheilend Stranginitiations kann auf diese Weise untersucht werden. </li></ol> 2. Multiple-Umsatz Primer Synthesereaktion einem Rapid-Quench Einsatz des Instruments <ol><li> Herstellung von Reaktionsgemischen <ol><li> Bereiten 400 ul Lösung A, enthaltend 1x Puffer, 0,2 &amp; mgr; M gp4 Hexamer, 0,2 uM ssDNA Vorlage, 0,6 mM dNTPs, 0,2 mM ATP und CTP (einschließlich 0,5 mCi / ml [α- 32 P] CTP. </li><li> Bereiten 400 ul Lösung B, enthaltend 1x Puffer und 20 mM MgCl 2. </li></ol></li><li> Der Betrieb von S-Quench Fluss Instrument <ol><li> Schalten Sie Rapid-Quench-Flow Instruments; nachdem das Hauptmenü angezeigt wird, geben 7 auf dem Instrument Tastatur, um die Spritze Fahrer in die Ausgangsposition zu bewegen. </li><li> Offene Pufferspritzenposition auf &quot;LOAD&quot;. </li></ol></li><li> Ladepuffer Spritzen <ol><li> Bringen Sie einen 10-ml-Spritze mit dem Antriebs Spritze Port mit Puffer. Ändern Spritze Knopfposition auf &quot;LOAD&quot;. </li><li> Unter Verwendung von 10 ml Spritzen, füllen Instrument Pufferbehälter A und B mit 10 mM Tris, pH 7,5, 1 mM EDTA und Spritze C mit Quench-Lösung (250 mM EDTA und 0,2% SDS) zu füllen. Entfernen Sie Luftblasen durch Drücken Kolben, die in die und aus. </li><li> Ändern Knopfpositionen auf &quot;FIRE&quot;. Typ-2-Position der Spritze Fahrer bar einzustellen. Drücken Sie &quot;EINSTELLUNG VERRINGERN&quot;, um die Spritze zu senken, bis Puffer aus der Austrittsschleife kommt: (7-geht kontinuierlich; 8-großen Schritt nach unten; 9-kleiner Schritt nach unten). Geben Sie &quot;ESC&quot;, um in das Hauptmenü zurückzukehren. </li></ol></li><li> Wash Schlauch <ol><li> AttACH Ausfahrt Linie Vakuum. Ändern Probe Knöpfe auf &quot;flush&quot;. Schließen Puffer Spritze durch die Knöpfe in die horizontale Position. Schalten Sie Vakuum und tauchen Sie die 2 bündig Schleifen in H 2 O für 10 s, dann tauchen in MeOH für 10 s. Trockenschleifen von Luft für ~ 15 s saugen, oder bis es trocken ist. </li></ol></li><li> Laden Proben <ol><li> Ändern Probe Knopfposition auf &quot;LOAD&quot;. Legen Sie die Lösung A in 1-ml-Spritze. Stecken Spritze in einem der Probenladestationen. Wiederholen Sie dies für die Lösung B, und legen Sie in die entgegengesetzte Probenladeöffnung. </li></ol></li><li> Sammlung von Zeitpunkten <ol><li> Auf dem Hauptmenü, geben Sie 1 für Quench-Flow-Lauf. Geben Sie Reaktionszeit (s) ein und drücken Sie &quot;ENTER&quot;. Die Reaktionsschleife Nummer verwendet wird angezeigt. Wechseln Sie auf die gewünschte Reaktionsschleife. Wiederholen Waschvorgang in Schritt 2.2.4. </li><li> Drehen Probe Knöpfe auf &quot;LOAD&quot;. Last Reaktion mischt in Probenschleifen bis kurz außerhalb des zentralen Mischraum. Drehen Sie alle Regler auf &quot;FIRE &quot;. Bestätigen Sie, dass alle Knöpfe in der richtigen Position sind. </li><li> Legen Sie 1,5 ml-Röhrchen auf Ende der Ausfahrt Schleife. Drücken Sie auf &quot;GO&quot; um die Reaktion auszuführen. Wiederholen Waschvorgang in Schritt 2.2.4. Nachladepuffer Spritzen A und B, bis sie den Fahrer getroffen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.2.6.2-2.2.6.3 für jeden gewünschten Zeitpunkt. Ausnahme: Legen Sie keine Lösung , um die Start - Reagenz (dh MgCl 2 in diesem Fall) , wenn das Abschrecken des Null - Zeit-Punkt - Regelung enthält. </li><li> Wenn die Proben fertig zu sammeln, geben Sie &quot;ESC&quot; zum Hauptmenü zurückzukehren. Drücken Sie &quot;7&quot; Puffer Spritze Fahrer in seine Ausgangsposition zurückzukehren. </li></ol></li><li> Instrument clean-up <ol><li> Entfernen Reaktionsgemisch Spritzen. Drehen Probenladeknopf auf &quot;LOAD&quot; Position. Im Vakuum waschen jede Probenschleife mit 10 ml 0,2 N NaOH, gefolgt von 10 ml 0,3 NH 3 PO 4 und 10 ml MeOH. </li><li> Drehen Sie Spritze Knöpfe auf &quot;LOAD&quot; Position. Drücken Sie auf allen 3 syringe Plunger Reaktion und Quench-Puffer abzurufen. Waschen Sie die Spritzen mit 5 ml H 2 O mindestens zweimal. </li><li> Füllen Sie Spritzen erneut mit 5 ml H 2 O und drehen Knöpfe auf &quot;FIRE&quot; Position. Ändern Sie Knopfpositionen und schalten Sie Vakuum zu H 2 O Flush , wie in Schritt 2.2.4 entfernen. Schalten Sie das Gerät ab. HINWEIS: Die Produkte werden in Schritten von 1,7 bis 1,12 , wie beschrieben analysiert. Zusätzlich Polymerase T7 DNA und andere Replikationsproteine ​​können in der Reaktionsmischung hinzugefügt werden, deren Wirkung auf der Primersynthese oder Erweiterung zu analysieren. </li></ol></li></ol> 3. Single-Umsatz Primer Synthesereaktion HINWEIS: Single-Umsatz Primersynthese / Extension - Assays sind in ähnlicher Weise zu Mehrumsatz Reaktionen durchgeführt, mit einigen großen Unterschiede: diese Tests folgen die Umwandlung von radiomarkiertem ATP in Primer oder Verlängerungsprodukte, aber die Konzentration von Substraten und Proteinen sind consideraBly höher. Darüber hinaus, um Millisekundenauflösung zu ermöglichen Analyse der Primer-Synthesereaktion zu erreichen, muss man eine schnelle Abschrecken Strömungsmaschine zu nutzen. <ol><li> Herstellung der Reaktionsgemische. <ol><li> Bereiten Sie 400 ul der Lösung A, bestehend aus 1x Puffer, 3 uM gp4 Hexamer, 6 uM ssDNA - Vorlage, 0,6 mM dNTPs, 1 mM CTP und 2 nM [γ- 32 P] ATP. Bereiten 400 ul Lösung B, enthaltend 1x Puffer und 20 mM MgCl 2. </li></ol></li><li> Schneller-Quench Flow - Betrieb <ol><li> Führen Sie Reaktionen wie in Schritt 2.2 beschrieben. Falls gewünscht, fügen T7 DNA-Polymerase oder T7 einzelsträngige DNA-Bindungsprotein in einer Konzentration von 15 uM und 20 uM, respectively. In diesem Fall sammeln sich die Verlängerungsprodukte zu einem Zeitpunkt Regime, das für die manuelle Probennahme der Reaktions ermöglicht. </li></ol></li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Fit Produkt Verlaufskurven auf nicht-lineare LeastQuadrate Modelle im Handel erhältliche Software, die der kleinsten Quadrate passt und / oder numerische Integration verwendet wird. Die Einzelheiten der Operation wird mit der Software verwendet wird, variieren, aber unterhalb sind verallgemeinerte Formen der Gleichungen verwendet, um die Daten passen. </li><li> Bestimmen die Rate der Produktbildung mehrerer Umsatz Primer Synthesereaktionen von Anpassungskurven in eine lineare Gleichung für den Fortschritt. Bei wesentlichen Krümmung ist, verwenden Sie die Anfangsgeschwindigkeit Methode 13, 14 durch die Daten in eine Single-Exponentialfunktion passend: y = A (e - k t), wobei y die Produktkonzentration ist, A die Reaktions Amplitude, k die beobachtete Geschwindigkeitskonstante, t die Zeit in Sekunden. Die Steigung der Tangente zum Zeitpunkt = 0 ist die Anfangsgeschwindigkeit. HINWEIS: Fit pre-steady state Primer Synthesereaktionen auf eine lineare Gleichung oder dem Ober steady state Burst Gleichung y = A (e - k burst t) + Rate ss t, wobei A die Reaktions Amplitude, k Burst ist die beobachtete Geschwindigkeitskonstante für die Pre-Steady - State - Burst - Rate ss ist die Steady-State - Rate ss = k cat [Enzym]), t die Zeit , in Sekunden. Fit Einzel Umsatz Primer Synthesereaktionen Verlaufskurven auf einer Single-Exponentialfunktion y = A (e - k t). Im Falle von gp4, passen die Daten durch numerische Integration 15 zu einem Modell mit drei NTP Kondensationsschritten, wobei jeder Zwischen in Gleichgewicht mit dem Enzym ist, im Handel erhältliche Software. </li></ol>

<ol><li>Kornberg, A., Baker, T. A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKornberg%2C+A+%22DNA+replication%22">DNA replication</a>. , 2nd, W.H. Freeman. (1992).</li>
<li>Hamdan, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Motors%2C+switches%2C+and+contacts+in+the+replisome%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biochem%22%5BJournal%5D)">Motors, switches, and contacts in the replisome.</a> Annu Rev Biochem. 78, 205-243 (2009).</li>
<li>Mendelman, L. V., Notarnicola, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Roles+of+bacteriophage+T7+gene+4+proteins+in+providing+primase+and+helicase+functions+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Roles of bacteriophage T7 gene 4 proteins in providing primase and helicase functions in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 89 (22), 10638-10642 (1992).</li>
<li>Qimron, U., Lee, S. J., Hamdan, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primer+initiation+and+extension+by+T7+DNA+primase%5BTitle%5D)+AND+%22EMBO+J%22%5BJournal%5D)">Primer initiation and extension by T7 DNA primase.</a> EMBO J. 25 (10), 2199-2208 (2006).</li>
<li>Kato, M., Ito, T., Wagner, G., Richardson, C. C., Ellenberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modular+architecture+of+the+bacteriophage+T7+primase+couples+RNA+primer+synthesis+to+DNA+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell%22%5BJournal%5D)">Modular architecture of the bacteriophage T7 primase couples RNA primer synthesis to DNA synthesis.</a> Mol Cell. 11 (5), 1349-1360 (2003).</li>
<li>Kusakabe, T., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+4+DNA+primase+of+bacteriophage+T7+mediates+the+annealing+and+extension+of+ribo-oligonucleotides+at+primase+recognition+sites%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Gene 4 DNA primase of bacteriophage T7 mediates the annealing and extension of ribo-oligonucleotides at primase recognition sites.</a> J Biol Chem. 272 (19), 12446-12453 (1997).</li>
<li>Lee, S. J., Zhu, B., Hamdan, S. M., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanism+of+sequence-specific+template+binding+by+the+DNA+primase+of+bacteriophage+T7%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">Mechanism of sequence-specific template binding by the DNA primase of bacteriophage T7.</a> Nucleic Acids Res. 38 (13), 4372-4383 (2010).</li>
<li>Hernandez, A. J., Lee, S. J., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primer+release+is+the+rate-limiting+event+in+lagging-strand+synthesis+mediated+by+the+T7+replisome%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Primer release is the rate-limiting event in lagging-strand synthesis mediated by the T7 replisome.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (21), 5916-5921 (2016).</li>
<li>Tabor, S., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+single+residue+in+DNA+polymerases+of+the+Escherichia+coli+DNA+polymerase+I+family+is+critical+for+distinguishing+between+deoxy-+and+dideoxyribonucleotides%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">A single residue in DNA polymerases of the Escherichia coli DNA polymerase I family is critical for distinguishing between deoxy- and dideoxyribonucleotides.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 92 (14), 6339-6343 (1995).</li>
<li>Kim, Y. T., Tabor, S., Bortner, C., Griffith, J. D., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Purification+and+characterization+of+the+bacteriophage+T7+gene+2.5+protein.+A+single-stranded+DNA-binding+protein%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Purification and characterization of the bacteriophage T7 gene 2.5 protein. A single-stranded DNA-binding protein.</a> J Biol Chem. 267 (21), 15022-15031 (1992).</li>
<li>Frick, D. N., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DNA+primases%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Biochem%22%5BJournal%5D)">DNA primases.</a> Annu Rev Biochem. 70, 39-80 (2001).</li>
<li>Lee, S. J., Richardson, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Essential+lysine+residues+in+the+RNA+polymerase+domain+of+the+gene+4+primase-helicase+of+bacteriophage+T7%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Essential lysine residues in the RNA polymerase domain of the gene 4 primase-helicase of bacteriophage T7.</a> J Biol Chem. 276 (52), 49419-49426 (2001).</li>
<li>Cao, W., De La Cruz, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantitative+full+time+course+analysis+of+nonlinear+enzyme+cycling+kinetics%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Quantitative full time course analysis of nonlinear enzyme cycling kinetics.</a> Sci Rep. 3, 2658(2013).</li>
<li>Wang, M. H., Zhao, K. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+determining+kinetic+constants+of+complexing+inactivation+at+identical+enzyme+and+inhibitor+concentrations%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">A simple method for determining kinetic constants of complexing inactivation at identical enzyme and inhibitor concentrations.</a> FEBS Lett. 412 (3), 425-428 (1997).</li>
<li>Johnson, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fitting+enzyme+kinetic+data+with+KinTek+Global+Kinetic+Explorer%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Fitting enzyme kinetic data with KinTek Global Kinetic Explorer.</a> Methods Enzymol. 467, 601-626 (2009).</li>
<li>Johnson, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+century+of+enzyme+kinetic+analysis%2C+1913%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">A century of enzyme kinetic analysis, 1913.</a> FEBS Lett. 587 (17), 2753-2766 (2013).</li>
<li>Biswas, T., Resto-Roldan, E., Sawyer, S. K., Artsimovitch, I., Tsodikov, O. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+non-radioactive+primase-pyrophosphatase+activity+assay+and+its+application+to+the+discovery+of+inhibitors+of+Mycobacterium+tuberculosis+primase+DnaG%5BTitle%5D)+AND+%22Nucleic+Acids+Res%22%5BJournal%5D)">A novel non-radioactive primase-pyrophosphatase activity assay and its application to the discovery of inhibitors of Mycobacterium tuberculosis primase DnaG.</a> Nucleic Acids Res. 41 (4), e56(2013).</li>
<li>Sanyal, G., Doig, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bacterial+DNA+replication+enzymes+as+targets+for+antibacterial+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opin+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">Bacterial DNA replication enzymes as targets for antibacterial drug discovery.</a> Expert Opin Drug Discov. 7 (4), 327-339 (2012).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Der wichtigste Faktor, diese Experimente in der Durchführung ist die Verfügbarkeit von hoch aktiven gereinigten Enzyms. Während unserer Arbeit mit gp4 zum Beispiel haben wir festgestellt, dass die Lagerung des gereinigten Enzyms in Puffer (20 mM Kaliumphosphat, pH 7,4, 0,1 mM EDTA, 1 mM DTT), enthaltend 50% Glycerin bei -20 ° C führt zu einer Reduktion in die spezifische Aktivität des Präparats über einige Monate. Daher wir nun Flash-freeze kleinen Aliquots von gereinigtem gp4 in 25 mM Tris-HCl, pH 7,5, 50 mM NaCl, 0,1 ...

Die Replikation der DNA ist ein konserviertes Merkmal aller zellulären Lebens. Während die Identität und Anzahl der Replikationskomponenten in weiten Grenzen variieren, werden die allgemeinen Mechanismen für die Evolution 1 geteilt. Hier beschreiben wir Gelbasis, diskontinuierliche kinetischen Experimenten, radioaktiven Substraten, dem Ziel, das Verständnis der Kinetik der nacheilenden Strang - DNA - Synthese in vitro durch Komponenten des T7 replisome. Die Replikationsmaschinerie des Bakteriophagen T7 ist sehr einfach, die aus nur vier Proteine (die DNA - Polymerase, GP5 und dessen Prozessivitätsfaktor, E. coli - Thioredoxin, die bifunktionellen Primase-Helikase gp4 und die einzelsträngige DNA - Bindungsprotein, GP2. 5) 2. Diese Funktion macht es ein attraktives Modellsystem die konservierten biochemischen Mechanismen der DNA-Replikation beteiligt zu studieren. Ein besonderer Schwerpunkt liegt auf der Bildung von Ribonukleotid Primer durch T7-DNA-Primase platziert, ein critical Schritt bei der Initiation der DNA-Synthese. Darüber hinaus kann man auch die Verwendung dieser Primer durch T7-DNA-Polymerase oder andere Replikationsproteine ​​zu untersuchen, indem sie in der Reaktionsmischung einschließlich. Die T7-Primase-Helikase, gp4, katalysiert die Bildung von Primer für DNA-Synthese an spezifische DNA-Sequenzen Primase-Erkennungsstellen oder PRS genannt, (5&#39;-GTC-3 &#39;). Das Cytosin in der PRS ist kryptisch, es für die Anerkennung der Website von wesentlicher Bedeutung ist, aber es wird nicht in das Produkt 3 kopiert. Der erste Schritt bei der Primersynthese durch gp4 beinhaltet die Bildung des Dinucleotid pppAC, die dann zu einem Trimer verlängert wird, und schließlich zu funktionellen Tetranukleotid Primern pppACCC, pppACCA oder pppACAC Abhängigkeit von der Sequenz in der Template - 4. Diese Primer können dann von T7 DNA - Polymerase verwendet werden , um DNA - Synthese zu initiieren, das auch ein gp4 unterstütztes Verfahren 5, 6. In dieser Hinsicht ist die PrimaseDomäne stabilisiert die extrem kurze tetraribonucleotides mit der Vorlage ihrer Dissoziation zu verhindern, greift DNA - Polymerase tatsächlich in einer Weise , um die Primer / Matrize in der Polymerase - aktiven Stelle 7 sichern. Diese Schritte (RNA-Primer-Synthese, Primer-Handoff-Polymerase und Verlängerung) werden in mehreren Zyklen wiederholt, um die nacheilende Strang zu replizieren und mit der Replikation des führenden Stranges koordiniert werden. Die Assays hier beschrieben sind, sind sehr empfindlich und kann in einem moderaten Zeitrahmen durchgeführt werden. Sie sind jedoch mit relativ niedrigem Durchsatz und großer Sorgfalt muss bei der Nutzung und Entsorgung von radioaktiven Materialien ausgeübt werden. In Abhängigkeit von der Geschwindigkeit, mit der die Reaktion abläuft, könnte man ein schnelles Abschrecken Instrument einsetzen, um Proben auf Zeitskalen zugänglich für aussagekräftige Analyse der Kurse Reaktionszeit erreichen entweder die stationäre oder die Pre-stabilen Zustand. Vor kurzem haben wir verwendeten Assays hier beschriebenen evidenc zur Verfügung zu stellene die Bedeutung der Primer Freisetzung aus der Primase-Domäne von gp4 in der Einleitung von Okazaki-Fragmenten. Zusätzlich fanden wir Beweise für eine regulatorische Rolle für die T7 einzelsträngige DNA - Bindungsprotein, gp2.5, bei der Förderung der effizienten Primer Bildung und Nutzung 8.

<table><tbody><tr><td>Tris voreingestellte Kristalle pH 7,5</td><td>SIGMA</td><td>T4128</td><td></td></tr><tr><td>Tris Base</td><td>SIGMA</td><td>93362</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutaminsäure Kaliumsalz Monohydrat</td><td>SIGMA</td><td>G1501&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid-Hexahydrat</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>5958-04</td><td></td></tr><tr><td>1,4-Dithiothreitol</td><td>J.T. Baker</td><td>F780-02</td><td></td></tr><tr><td>Natriumdodecylsulfat</td><td>MP Biomedicals</td><td>811030</td><td></td></tr> <tr><td>(Ethylenedinitrilo) Tetraessigsäure, Dinatriumsalz, Dihydrat</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>4931-04</td><td></td></tr><tr><td>[&alpha;-32P] CTP</td><td>PerkinElmer</td><td>BLU508H</td><td>radioaktiv, Schutzmaßnahmen ergreifen</td></tr><tr><td>[&gamma;-32P] ATP</td><td>PerkinElmer</td><td>BLU502A</td><td>radioaktiv, Schutzmaßnahmen</td></tr><tr><td>ergreifen 100 mM dATP, dCTP, dGTP, dTTP&nbsp;</td><td>Affymetrix</td><td>77100</td><td>vier dNTPs Teil des Sets</td></tr><tr><td>100 mM ATP und CTP</td><td>Epizentrum</td> RN02825 <td>Teil des NTP-Sets</td><td></td></tr><tr><td>ssDNA-Konstrukte</td><td>Integrated DNA</td><td>Technologies N/A</td><td>benutzerdefinierte Sequenzen&nbsp;</td></tr><tr><td>Methanol&nbsp;</td><td>Macron Feinchemikalien</td><td>3017-08</td><td></td></tr><tr><td>Formamid</td><td>Thermo Scientific</td><td>17899</td><td></td></tr><tr><td>Bromphenolblau</td><td>SIGMA</td><td>B8026&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Cylene Xyanol&nbsp;</td><td>SIGMA</td><td>X4126&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Acrylamid</td><td>SIGMA</td><td>A9099</td><td>Giftig</td></tr><tr><td>N,N&prime; -Methylenbisacrylamid</td><td>SIGMA</td><td>M7279&nbsp;</td><td>giftig</td></tr><tr><td>Harnstoff</td><td>Boston Bioproducts</td><td>P-940</td><td></td></tr><tr><td>Borsäure</td><td>Mallinckrodt Chemicals</td><td>2549</td><td></td></tr><tr><td>Rapid Quench-Flow Instrument&nbsp;</td><td>Kintek Corp.</td><td>RQF-3&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Kintek Entdecker</td><td>Kintek Corp.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Kaleidagraph&nbsp;</td><td>Synergy Software</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

kinetik der verzögerungs-dna-synthese<em&gt; in vitro</em&gt; von den bakteriophagen t7 replikationsproteine

Kinetics of Lagging-strand DNA Synthesis In Vitro by the Bacteriophage T7 Replication Proteins

Hier stellen wir Protokolle für die kinetische Untersuchung der Spätstrang-DNA-Synthese in vitro durch die Replikationsproteine des Bakteriophagen T7 zur Verfügung. Das T7-Replisom ist eines der einfachsten bekannten Replikationssysteme, das aus nur vier Proteinen besteht, was für biochemische Experimente attraktiv ist. Besonderer Wert wird auf die Synthese von Ribonukleotid-Primern durch die T7-Primase-Helikase gelegt, die von der DNA-Polymerase zur Initiierung der DNA-Synthese verwendet werden. Da die Mechanismen der DNA-Replikation über die Evolution hinweg konserviert sind, sollten diese Protokolle für Forscher, die andere Modellsysteme verwenden, anwendbar oder als konzeptionelles Sprungbrett nützlich sein. Die hier beschriebenen Protokolle sind hochempfindlich und ein erfahrener Untersucher kann diese Experimente durchführen und in etwa einem Tag Daten für die Analyse erhalten. Das einzige Spezialgerät, das erforderlich ist, ist ein Schnellabschreckgerät, aber dieses Gerät ist relativ verbreitet und aus verschiedenen kommerziellen Quellen erhältlich. Zu den Hauptnachteilen dieser Assays gehören jedoch die Verwendung von Radioaktivität und der relativ geringe Durchsatz.

Die Ergebnisse in Figur 1A gezeigt sind, wurden wie in Schritt 1 des Protokolls beschrieben erhalten, dh durch eine manuell Primer - Synthesereaktion durch gp4 unter mehreren Bedingungen Umsatz katalysierten Abtasten. Hier kann eine Reihe von Produkten nach der Gelelektrophorese unter Verwendung von CTP mit 32 P an der α-Position in Primer - Synthesereaktionen (Abbildung 1A) markiert beobachtet werden. Die markierte V...

Wir beschreiben sensitive, gelbasierte diskontinuierliche Assays, um die Kinetik der Verzögerungsstranginitiierung mit den Replikationsproteinen des Bakteriophagen T7 zu untersuchen.

Kinetik der Verzögerungs-DNA-Synthese<em&gt; In Vitro</em&gt; Von den Bakteriophagen T7 Replikationsproteine

Here we provide protocols for the kinetic examination of lagging-strand DNA synthesis in vitro by the replication proteins of bacteriophage T7. The T7 ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Kinetik der Primer- und der nachfolgenden DNA-Synthese zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der DNA-Replikation zu beantworten, beispielsweise wie Primer durch DNA-Primase gebildet, anschließend auf die DNA-Polymerase übertragen und von dieser genutzt werden. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie die Identifizierung wichtiger Schritte während der Synthese von Okazaki-Fragmenten ermöglicht.Da in diesem Experiment radioaktive Materialien verwendet werden, müssen alle institutionellen Vorschriften bezüglich des sicheren Umgangs und der Entsorgung radioaktiver Stoffe eingehalten werden. Geben Sie zunächst zwei Mikroliter Formamid-Färbe-Puffer in acht 1,5-Milliliter-Polypropylenröhrchen, entsprechend der Anzahl der zu analysierenden Zeitpunkte. Bereiten Sie danach ein 20-Mikroliter-Gemisch bestehend aus Puffer, ATP, CTP, mit P32 am Alpha-Phosphat markiertem CTP, Einzelstrang-DNA-Vorlage und dem Gen-vier-Protein oder GP-vier-Primase-Helikase vor.Inkubieren Sie die Mischung bei Raumtemperatur für fünf Minuten. Entfernen Sie nach fünf Minuten mit einer Pipette zwei Mikroliter der Mischung und mischen Sie sie mit zwei Mikrolitern Formamid-Färbe-Puffer in einem der zuvor vorbereiteten 1,5-Milliliter-Röhrchen. Dies ist die Negative-Kontrolle ohne Reaktion.Fügen Sie zwei Mikroliter einer 0,1-molaren Magnesiumchloridlösung der Reaktionsmischung hinzu und starten Sie unmittelbar einen Timer. Entnehmen Sie in Abständen von 10 Sekunden manuell zwei Mikroliter der Reaktionsmischung und mischen Sie diese mit dem Formamid-Farbstoff in den 1,5-Milliliter-Röhrchen. Nachdem alle Zeitpunkte gesammelt wurden, erhitzen Sie die Proben fünf Minuten lang in einem Heizblock bei 95 Grad Celsius. Geben Sie Aliquote der Proben zur Elektrophorese auf ein denaturierendes Gel auf. Beginnen Sie dieses Verfahren, indem Sie die Reaktionsgemische vorbereiten. Bereiten Sie 400 Mikroliter Lösung A, die Puffer, GP vier Hexamer, Einzelstrang-DNA-Vorlage, dNTPs, ATP, CTP und CTP, das am Alpha-Phosphatrest mit P32 markiert ist, enthält. Stellen Sie 400 Mikroliter Lösung B her, die einen X-Puffer und 20 Millimolar Magnesiumchlorid enthält. Richten Sie anschließend das Schnellmisch-Gerät ein. Schalten Sie das Gerät ein und geben Sie nach dem Erscheinen des Hauptmenüs die Zahl sieben auf der Instrumententastatur ein, um den Spritzenantrieb in die Ausgangsposition zu bewegen.Öffnen Sie die Puffer-Spritzenposition zum Befüllen. Füllen Sie die Spritze C mit der Quench-Lösung und anschließend die Pufferreservoirs A und B des Geräts mit Puffer, wobei Sie eine 10-Milliliter-Spritze verwenden. Entfernen Sie Luftblasen, indem Sie die Kolben hinein- und herausdrücken.Verändern Sie die Knopfpositionen, um zu aktivieren. Drehen Sie am Knopf zwei, um die Position der Spritzenantriebsstange einzustellen. Drücken Sie die Taste „Anpassen nach unten“, um die Spritze abzusenken, bis Puffer aus der Ablaufschleife austritt.Drücken Sie Escape, um zum Hauptmenü zurückzukehren. Um die Tubing zu spülen, schließen Sie die Auslassleitung an ein Vakuum an. Stellen Sie die Probeneinstellknöpfe zum Spülen um.Stellen Sie die Knöpfe in die horizontale Position, um die Puffer-Spritze zu schließen. Schalten Sie das Vakuum ein, tauchen Sie die beiden Spülschleifen 10 Sekunden lang in Wasser und danach 10 Sekunden lang in Methanol. Trocknen Sie die Schleifen, indem Sie etwa 15 Sekunden lang Luft ansaugen oder bis sie trocken sind.Um Proben aufzuladen, stellen Sie den Probenschalter auf „Load“ (Laden). Füllen Sie Lösung A in eine Ein-Milliliter-Spritze, stecken Sie die Spritze in einen der Probenaufgabestutzen. Auf dieselbe Weise wird Lösung B in den gegenüberliegenden Probenaufgabestutzen gegeben. Beginnen Sie die Erfassung der Zeitpunkte, indem Sie im Hauptmenü eine Eins eingeben, um einen Quench-Flow-Lauf zu starten.Geben Sie die Reaktionszeit ein und drücken Sie die Eingabetaste. Die zu verwendende Nummer der Reaktionsrunde wird angezeigt. Wechseln Sie zu der erforderlichen Reaktionsrunde.Nachdem das Rohr wie zuvor gezeigt gewaschen wurde, drehen Sie die Probenschalter auf „Laden“. Füllen Sie die Reaktionsgemische in die Probenschleifen, bis sie sich gerade außerhalb des zentralen Mischraums befinden. Drehen Sie alle Schalter auf „Zünden“ und vergewissern Sie sich, dass sich alle Schalter in der korrekten Position befinden.Platzieren Sie ein 1,5-Milliliter-Gefäß an das Ende der Ausgangsschleife. Drücken Sie „Go“, um die Reaktion durchzuführen. Nach Wiederholung des Schlauchreinigungsverfahrens füllen Sie die Puffer-Spritzen A und B erneut auf, bis sie den Puffer-Spritzenantrieb erreichen.Wiederholen Sie die Schritte zum Durchführen der Reaktion für jeden gewünschten Zeitpunkt, mit einer Ausnahme: Laden Sie keine Lösung B, wenn der Nullzeitpunkt-Kontrollansatz abgeschreckt wird. Wenn die Probenentnahme abgeschlossen ist, drücken Sie Escape, um zum Hauptmenü zurückzukehren. Drücken Sie sieben, um den Puffer-Spritzenpumpenantrieb in seine Ausgangsposition zurückzufahren.Beginnen Sie mit der Reinigung des Instruments, indem Sie die Spritzen mit der Reaktionsmischung entfernen, und drehen Sie den Probenaufgabeknopf in die Ladeposition. Spülen Sie unter Vakuum jede Probenloop mit jeweils 10 Milliliter Natriumhydroxid, Phosphorsäure und Methanol. Drücken Sie alle drei Spritzenkolben nach unten, um die Reaktions- und Quenchpuffer zurückzuholen.Spülen Sie die Spritzen mindestens zweimal mit fünf Milliliter Wasser. Füllen Sie die Spritzen erneut mit fünf Milliliter Wasser, drehen Sie die Regler in die Feuerstellung, schalten Sie das Vakuum ein und senken Sie den Kolben über den Tastaturbefehl, um das Wasser zu entfernen. Spülen Sie die Schläuche, wie zuvor gezeigt. Zum Schluss schalten Sie das Schnell-Misch-Quench-Flow-Instrument aus. Die Proben werden anschließend wie im Textprotokoll beschrieben analysiert. Diese Ergebnisse wurden durch manuelle Entnahme von Proben aus einer Primer-Synthesereaktion erzielt, die durch GP vier unter Bedingungen mit mehrfacher Umsatzkatalyse katalysiert wurde.Der markierte Vorläufer CTP zeigt die höchste Mobilität und wandert zum unteren Rand des Gels, gefolgt von langsamer wandernden Spezies, die dem Farbstoff und den von GP vier synthetisierten Tetraribonukleotiden entsprechen. Abhängig von der Inkubationsdauer und der Sequenzkontext des Templates können zusätzliche markierte Produkte, die höheren Oligomeren entsprechen, beobachtet werden. Wenn ein Schnellmischgerät verwendet wird, um die von GP vier katalysierte Reaktion in Zeitskalen im Bereich von Sekunden bis hinunter zu wenigen ms zu untersuchen, zeigt sich, dass die Akkumulation des Primers nicht linear verläuft, sondern ein biphasisches Profil aufweist, wie durch die durchgezogene Linie angegeben.Dies deutet darauf hin, dass die Produktbildung schnell erfolgt und die Freisetzung im stationären Zustand geschwindigkeitsbestimmend ist. Die gestrichelte Linie stellt eine hypothetische Fortschrittskurve dar, die sich ergeben würde, wenn die Primerbildung durch GP vier nicht mit einem Vorzustands-Ausbruch verlief. Ein Einzelumsatz-Primer-Syntheseexperiment liefert Informationen über die Bildung und den Zerfall von Zwischenprodukt-Spezies während der Umwandlung von Substrat zu Produkt.Ein Zeitverlauf der Tetramerbildung wird durch das Gelelektrophoresebild gezeigt. Der Graph zeigt die Bildung von Zwischenprodukten über die Zeit. Wenn die Technik einmal beherrscht ist, kann sie bei korrekter Durchführung in 90 Minuten durchgeführt werden.Es darf nicht vergessen werden, dass das Arbeiten mit radioaktiven Reagenzien äußerst gefährlich sein kann und Vorsichtsmaßnahmen wie eine geeignete Abschirmung stets getroffen werden sollten, während dieses Verfahren durchgeführt wird.

kinetics-lagging-strand-dna-synthesis-vitro-bacteriophage-t7

Research

Forschung

JoVE Journal

Genetics

Genetik

Dieses Protokoll zeigt eine einfache Einzelmolekül-Fluoreszenz-Mikroskopie-Technik zur Visualisierung der DNA-Replikation von einzelnen replisomes in Echtzeit.

Visualizing Einzel-Molekül-DNA-Replikation mit Fluoreszenz-Mikroskopie

Wir beschreiben eine Methode zur Beobachtung der Echtzeit-Replikation einzelner DNA-Moleküle durch Proteine ​​des Bakteriophagen Replikationssystem vermittelt.

Direkte Beobachtung von Enzymen Replizieren DNA Mit einem Single-Molekül DNA Stretching Assay

Das Schicksal der replisome nach einer Kollision mit einem Kopf-an-RNA-Polymerase (RNAP) ist unbekannt. Wir finden, dass die replisome Stände beim Zusammenstoß mit einem Kopf-an RNAP, sondern nimmt Dehnung nach Verschieben der RNAP von DNA. Mfd fördert die Replikation starten durch Erleichterung der Verschiebung der RNAP nach der Kollision.

Direkte Starten eines Replication Fork von einem Head-On RNA Polymerase Stalled

Source: Rustad, M., et al. Synthesis of Infectious Bacteriophages in an E. coli-based Cell-free Expression System. J. Vis. Exp. (2017).This video demonstrates the synthesis of bacteriophages using a cell-free transcription–translation (TXTL) system. A master mix is prepared using a bacterial crude extract, an energy mix, an amino acid mix, an inhibitor for a DNA-degrading enzyme, and bacteriophage DNA, then incubated. The in vitro molecular machinery enables viral protein expression and DNA...

Bacteriophage Synthesis Using a Cell-Free Transcription-Translation System

Eine neue Generation von zellfreien Transkription-Übersetzung Plattformen wurde entwickelt, um die biochemischen Systemen in Vitro durch die Ausführung des Gens Schaltungen aufbauen. In diesem Artikel beschreiben wir, wie aus ihrem Genom mit einem alle E. Coli zellfreie TXTL System Bakteriophagen MS2, ΦΧ174 und T7, synthetisiert werden.

Synthese von infektiösen Bakteriophagen in einem E. Coli -basierte zellfreie Expressionssystems

Eine reproduzierbare und genaue Zeit effizientere quantitative PCR (qPCR) Methode aufzuzählenden T7 Bakteriophagen wird hier beschrieben. Das Protokoll beschreibt klar Phagen genomische DNA-Vorbereitung, PCR Reaktion Vorbereitung, qPCR Radsport Bedingungen und qPCR Datenanalyse.

Quantitative PCR von Bakteriophagen T7 aus Biopanning

In diesem Manuskript beschreiben wir ein Protokoll zur funktionellen Untersuchung der Transkription und der inhibitorischen Aktivität von antibakteriellen Wirkstoffen, die auf die bakterielle Transkription abzielen.

In - vitro - Transkriptionsassays und ihre Anwendung in der Drug Discovery

RNA-Protein-Wechselwirkungen sind das Herzstück vieler zellulärer Prozesse. Hier beschreiben wir eine in vivo Methode, um spezifische RNA zu isolieren und neue Proteine zu identifizieren, die mit ihr assoziiert sind. Dies könnte ein neues Licht darauf werfen, wie RNAs in der Zelle reguliert werden.

Neuartige RNA-bindende Proteine ​​Isolation durch die rasche Methodik

Die Oogenese von Drosophila ist weiterhin außerordentlich nützlich für die Untersuchung der mitochondrialen Proliferation und Vererbung. Dieses Manuskript beschreibt ein detailliertes Protokoll zur Markierung der replizierenden mitochondrialen DNA (mtDNA) in adulten Eierstöcken von Drosophila mit 5-Ethinyl-2'-Desoxyuridin (EdU), das die Aufdeckung von Mechanismen im Zusammenhang mit der mitochondrialen Vererbung erleichtert, die bisher umstritten waren.

In Situ Labeling der mitochondrialen DNA - Replikation in Drosophila Adult Ovarien von EdU Anfärben

Wir beschreiben hier einen relativ schnellen und einfachen Ansatz zur Kartierung des genomweiten Zeitplans der Säugetierreplikation, von der Zellisolierung bis zur grundlegenden Analyse der Sequenzierungsergebnisse. Eine genomische Karte eines repräsentativen Replikationsprogramms wird gemäß dem Protokoll zur Verfügung gestellt.

Genomweite Bestimmung der Mammalian Replication-Timing von Inhaltsmessung DNA

Erfahren Sie die Kinetik der Verzögerungsstrang-DNA-Synthese mit den Replikationsproteinen des Bakteriophagen T7. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung von Primärstrukturen und Okazaki-Fragmenten.

Kinetik der Verzögerungs-DNA-Synthese

Weitere Videos entdecken