Name: Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-02T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Erfahren Sie die zentralvenöse Katheterisierung bei Mäusen mit Sepsis-Induktion durch CLP. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung metabolischer Veränderungen bei prolongierter kritischer Erkrankung.

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GVdB, über die Universität Leuven (KU Leuven), erhält langfristige strukturelle Forschungsförderung aus dem von der flämischen Regierung finanzierten Methusalem-Programm (METH08/07) und hält einen European Research Council Advanced Grant AdvG-2012-321670 aus dem Ideenprogramm des siebten Rahmenprogramms der Europäischen Union. Das SET erhielt ein Research Assistant Fellowship der Research Foundation-Flanders (FWO).

Das Protokoll wurde von der Universität Leuven Ethical Review Board für Tierforschung genehmigt. 1. Herstellung der venösen Leitung <ol><li> Bereiten Sie die Spitze des Venenkatheters durch schnell den Mittelteil von 60 cm microrenathane (MRE) Schläuchen in heißem (&gt; 220 ° C), Sesamöl eingetaucht wird. Anschließend dehnt den mittleren Teil des Rohres einen schmalen Durchmesser (Außendurchmesser (OD) von &lt;0,5 mm) durch vorsichtige die Ende des Schlauches voneinander weg zu bewegen zu erzeugen. </li><li> Verwenden eine Skalpellklinge das Rohr in zwei Teile von 30 cm geschnitten , die jeweils (siehe Figur 1, Tabelle 1). </li><li> Schließen Sie den MRE Schlauch an Polyethylenschlauch unter Verwendung von Polyethylen PE10 PE50 abklemmen und diesen PE10 Schlauch an den unteren Teil des Dreh. Verbinden des oberen Teils des Schwenk bis PE10 Schläuche, und verbinden diese mit einer Luer - Stub Nadel mit PE50 Verbinderschlauch gemäß Abbildung 1. </li><li> Bewerben stark schnell akting Klebstoff Klebstoff an alle Anschlüsse und den Katheter zur Dichtigkeitsprüfung von mit Luft gespült wird. Gas sterilisiert die Katheter vor der Verwendung. </li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/55553/55553fig1.jpg" /> Abbildung 1: Konstruktion von Venöse Linie. Venöse Linien werden durch Strecken des MRE Schlauch auf einen kleinen Durchmesser und anschließen über Polyethylenschlauch zu einer Nagetier Schwenkvorrichtung hergestellt. Siehe Tabelle 1 für Anweisungen auf Längen der verschiedenen Teile. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55553/55553fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td> Legende </td><td> Länge </td><td> Volumen </td></tr><tr><td> 1) Luer-Stub Nadel 22G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 2) PE50 - Polyethylen .023&quot; x .038&quot; </td><td> 5 cm </td><td> 13 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 3) PE10 - Polyethylen .011&quot; x .024” </td><td> 50 cm </td><td> 30 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 4) Rodent Swivel 20 G </td><td></td><td></td></tr><tr><td> 5) PE-10 </td><td> 15 cm </td><td> 9 ul </td></tr><tr><td> 6) PE-50 (Steckverbinder) </td><td> 5 cm </td><td> 13 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> 7) MRE025 Tipp gestreckt microrenathane .025&quot; x .012&quot; </td><td> 30 cm </td><td> 27 &amp; mgr; l </td></tr><tr><td> Gesamtsumme </td><td> 105 cm </td><td> 92 &amp; mgr; l </td></tr></tbody></table> Tabelle 1: Aufbau der Venöse Linie. Diese Tabelle enthält eine Legende für Abbildung 1. 2. Anästhesie und Pre-Chirurgie Handhabung <ol><li> Verwenden Sie 24 Wochen alte männliche C57BL / 6J-Mäuse (27-32 g). HINWEIS: Wir verwenden 24-Wochen alte Mäuse (reif Erwachsene) als dieses Alter mit dem Alter von Intensivpatienten mittleren besser entspricht. Wir verwenden nur männliche Mäuse den zyklischen Einfluss von Östrogenen zu vermeiden. Die Technik kann auch auf jüngeren Tieren verwendet werden (getestet in 16 Wochen alten Mäusen) und Weibchen, bevorzugt, wenn. </li><li> Sterilisiert alle chirurgischen Instrumente vor dem Gebrauch. Spülen Sie den sterilen hausgemachten venösen Katheter mit Kochsalzlösung aller Luftblasen zu entfernen und um die Durchgängigkeit und möglichen Lecks zu testen. </li><li> Geschnitten, um einen Metalldraht (0,8 mm Durchmesser) von 80 cm Länge, verdoppeln sie durch Falten und eine Schleife bilden. Lead 3 Perlen über den verdoppelten Draht der Schleife. Befestigen des Katheters an dem Metalldraht durch die Spitze des Katheters durch die 3-Perlen führen. HINWEIS: Das Metallbefestigungsdraht zur Drehung des Schwenks notwendig ist, um die der Katheter angeschlossen ist. Als solches kann die Maus frei bewegen, ohne dass die venöse Leitung zu blockieren. </li><li> Betäubt den mouse durch eine intraperitoneale (IP) Injektion einer Mischung von 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml Xylazin (13 mg / kg). Stellen Sie sicher, dass Anästhesie durch Überprüfung der Abwesenheit von Reflexen ausreichend ist. Ziehen Sie vorsichtig außerhalb der Maus Zunge mit einer Pinzette durch Schlucken der Zunge Erstickung zu vermeiden. HINWEIS: Wenn nach 10 min, noch die Maus versucht, seine Gliedmaßen geben zusätzliche Ketamin als 0,01 mL bolus zurückzuziehen. </li><li> Shave OP-Bereich einschließlich Abdomen, ventrale Seite des Halses (Dreieck zwischen Kinn, Sternum und Clavicula) und zwischen den Schulterblättern an der Basis des Kopfes). </li><li> Platzieren Sie die Maus in Bauchlage auf ein vorgewärmten Heizkissen, Desinfizieren die Haut mit 70% Ethanol und eine kleine Menge von ophthalmischen Schmiermittels Schutz der Augen vor dem Austrocknen. Infiltriert die Operationsstellen (Bauch, Hals-Vorder- und Rückseite) mit 0,2 ml Ropivacain (0,67 mg / kg). </li><li> Während die Maus noch immer in Bauchlage ist, auf der Basis der dorsalen Seite einen kleinen Einschnitt machendes Kopfes mit Skalpell oder einer Schere. Setzen Sie die hinteren Halsmuskeln und den Muskels zu der Schleife des Befestigungskabelbinders mit 3,0 Nylon 3,0 durch einen Nylonfaden unter dem Muskel führt. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf der rechten Seite. Machen Sie einen kleinen vertikalen Schnitt in der Haut des ventralen Hals mit einem Skalpell oder einer Schere. Unter visueller Führung Tunnel einer 18-Gauge-Nadel subkutan durch diesen ventralen Einschnitt in Richtung des Einschnitts an der Rückseite aus zuvor und den Katheter durch die Nadel einfädeln es an der Bauchseite exteriorisieren. </li><li> Platzieren Sie die Maus auf dem Rücken. Übergeben eine 3,0 Nylongarn hinter den oberen Schneidezahn der Maus und Band es nach unten zu dem Heizkissen. Sichern des Kopfes in einer Gesichtsmaske für die Bereitstellung von Sauerstoff (2 l / min). Befestigen Sie die Maus in einer gestreckten Position durch Abkleben des Schwanzes und die beiden Vorderbeine nach unten. HINWEIS: Wenn die Ketamin-Xylazin Narkose allein nicht ausreichend ist, inhaliert Isofluran (0,5-1,5%) kann während der Operation geliefert werden. </li></ol><pclass = &quot;jove_title&quot;&gt; 3. Platzierung eines chronischen Verweil-Katheter <ol><li> Platzieren Sie die Maus unter dem Binokular. Im Schnitt zuvor im ventralen Hals gemacht, necken sanft Fettgewebe und Drüsen entfernt mit einer Pinzette, bis die Halsvene sichtbar gemacht werden kann. </li><li> Bluntly sezieren die Vena jugularis vom Binde- und subkutane Gewebe über und um den Behälter zu befreien, indem die Spitze der Zange zwischen der Vene und Bindegewebe platzieren und die Zange wiederholt parallel zu der Vene öffnet. Als solche wird eine Beschädigung der Vene vermieden werden. </li><li> Isolieren der Jugularvene indem stumpfen Pinzette unter der Vene. Futtermittel drei Stücke von 3,0 Seidenfaden unter der Vene, Position ein Stück proximal zu der Bifurkation der Vena jugularis (cranialen Ligatur) und ein Stück der Nähe des Kopfnickers (caudal Ligatur). Ziehen Sie die kraniale Ligatur und die Schwanz Ligatur die Vene zu dehnen und zu übermäßigen Blutungen zu verhindern, während der Katheter platziert. Tdh eine lose Ligatur mit dem mittleren Gewinde leicht Sicherung des Katheters zu gewährleisten später. </li><li> Verwendung von Mikroscheren, einen Einschnitt macht entlang der Vene zwischen den kranialen und kaudalen Ligaturen und groß genug, um den Katheter zu führen. Ergreifen des Katheters mit einer Pinzette, und legen den Katheter 11 mm in die Vene. Lose um den Katheter sicher durch die Mitte Ligatur Abbinden und die korrekte Platzierung bestätigen, indem Sie vorsichtig mit steriler Kochsalzlösung gespült. </li><li> Sichern Sie den Katheter durch Abbinden fest in der Mitte und Schwanz Ligatur um das Gefäß und Katheter. Tie Enden Schwanz und mittlerer Ligatur fest zusammen, den Katheter zu sichern. Stellen Sie sicher, dass die Knoten nicht die Vene verschließen, indem der Katheter Spülung nach jedem Knoten gemacht. Schließlich binden die Schwanz- und Schädel Ligatur. Schließen Sie den Schnitt mit 5,0 Seidenfäden. </li></ol> 4. Blinddarm Ligatur und Puncture <ol><li> Machen einen 1 cm-Mittelschnittes durch die Haut der unteren Hälfte des Bauches mit Skalpell oder eine Schere;nicht zu durchdringen, in die Peritonealhöhle vorsichtig sein. </li><li> Identifizieren der linea alba der Bauchmuskulatur und ein intermuscular Einschnitt Eintritt in die Bauchhöhle zu gewinnen. Finde den Blinddarm, und verwenden blunt anatomische Pinzette Blinddarm zu isolieren und es exteriorisieren. </li><li> Ligieren Caecum bei 50% seiner Länge mit 3,0 Seidennähten. Achten Sie darauf, nicht die lleozökalklappe abzubinden, so dass Darm-Kontinuität aufrechterhalten wird. </li><li> Perforiert Zökum mit einer 18-Gauge-Nadel durch eine einzige durch und durch Punktion der Mitte zwischen der Ligatur und der Spitze des Blinddarms. Nachdem die Nadel zu entfernen, extrudieren aus dem Loch eine kleine Menge von Fäkalien Durchgängigkeit zu gewährleisten. </li><li> Repositionieren, den Darm in der Bauchhöhle, und schließen Sie das Peritoneum und die Haut mit 5,0 Seidennähten. HINWEIS: im Durchschnitt eine neue Ausbildungs ​​erfordert 10 bis 15 Tiere in der Lage sein, sanft den venösen Katheter zu setzen und durchzuführen CLP innerhalb von 45 min. Nach der Einarbeitungszeit, eine Anästhesie / Chirurgie related Mortalität von 10% zu erwarten. </li></ol> 5. Post-chirurgische Behandlung und Flüssigkeitstherapie <ol><li> Platzieren Sie die Maus in Rückenlage und sichern, den Katheter an den Befestigungsdraht mit Klebeband. Bewegen Sie die Maus auf einen einzelnen Käfig. Verwenden, um einen Ständer mit einstellbarem Klemm der Schwenkvorrichtung 25 cm über der Maus zu halten und Band fest den freien Teils des Metallbefestigungsdrahtes an den Drehpunkt des Schwenks. </li><li> Befestigen einer Spritze, die die Mischung von symmetrischen Kolloide und Kristalloide (1: 4), die an die venöse Leitung Flüssigkeitszufuhr zu starten. </li><li> Platzieren Sie den Käfig in einem temperierten (27 ° C) Tierschrank mit 12 h Licht und Dunkel-Zyklen und starten intravenöse Flüssigkeit Reanimation (10 ml / kg / h) über eine Spritze präzise getriebene Infusionspumpe. Käfig bereitzustellen Anreicherung wie Verschachtelung Material und ein Holzblock. </li></ol> 6. Intensive Care <ol><li> Um 6 h nach der Operation, injiziert subkutan Schmerz medication und Antibiotika (0,3 ml Buprenorphin (0,15 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16.67mg / kg)). HINWEIS: Im Anschluss an Standard-Labortiermedizin Praxis, die erste Dosis von Schmerzmitteln wird vor dem ersten chirurgischen Eingriff gegeben und dann wie von der Institution Veterinärpolitik gerichtet. Subkutane Injektionen sollten sorgfältig in den subkutanen Raum injiziert werden. </li><li> Nach 20 - 24 h der Flüssigkeitszufuhr, ersetzen die Kristalloide / Kolloide durch totale parenterale Ernährung (6,67 ml / kg / h). HINWEIS: totale parenterale Ernährung verabreicht (5,8 kcal / 24 h) umfasst rund 40% des täglichen Kalorienbedarfs von Mäusen, ähnlich wie die frühen Kalorienzufuhr der Patienten in der Intensivstation. </li><li> Subkutan verabreichen Schmerzmittel und Antibiotika (0,6 ml Buprenorphin (0,3 mg / kg) und 0,2 ml Imipenem (16,67 mg / kg) alle 12 h während der gesamten Dauer der kritischen Erkrankung. </li><li> Schauen Sie sich die Tiere mindestens alle 3 Stunden während des Tages. Beurteilen Sie das Leiden durch einen Schmerz gebenNote basierend auf der validierten Maus Grimasse Skala 11. Intensivieren für Tiere mit einem hohen Schmerz-Score zu überwachen. </li></ol> 7. Ende des Experiments HINWEIS: Zustimmung und Empfehlungen auf der Ebene der Schwere des Modells und Richtlinien und Richtlinien für die menschlichen Endpunkte sollten von der lokalen Institutional Ethical Review Board für Tierforschung gesucht werden. HINWEIS: Bei einer nicht-funktionellen venösen Leitung wie blockierte Katheter, Delokalisierung des Katheters, Probleme mit der Spritzenpumpe, das Tier von der Studie ausgeschlossen und euthanasiert. <ol><li> Am Ende der Versuchsperiode, tief anästhesieren die Maus eine Mischung aus 0,03 ml Ketamin (100 mg / kg) und 0,02 ml (13 mg / kg), Xylazin verwenden. Euthanize die Maus durch das Blut durch Herzpunktion zurückzieht. Shop-Snap gefrorene Gewebeproben von Interesse bei -80 ° C. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Wir entwickeln ein klinisch relevantes Mausmodell der kritischen Erkrankung, durch die cecal Ligatur und Einstichverfahren Kombination für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter zu induzieren. Dieser Versuchsaufbau reproduzierbar ist, ermöglicht die längere Phase der kritischen Erkrankung und führt zu einer stabilen Sterblichkeit zu untersuchen, hiermit die menschliche klinische Situation nachahmt 1. <p class="jove_conten...

Kritische Erkrankung ist ein Krankheitszustand, in dem die Funktion eines oder mehrerer Organsysteme in dem Maße behindert wird, dass der Patient sterben, es sei denn, eine intensive medizinische Unterstützung verabreicht wird. Während die ursprüngliche Ursache für die Aufnahme in die Intensivstation (ICU) variieren kann, im Bereich von Trauma, komplizierten Operationen, Verbrennungen, Krankheit Exazerbationen Sepsis, alle kritisch kranken Patienten leiden an Zellschäden, verursacht durch Hypoperfusion, Hypoxie und übermäßige Entzündung unter anderem , was zu Organversagen. Die meisten Patienten überleben ihre akute Beleidigung, sondern ein wichtiger Teil der Patienten nicht sofort erholen und längere intensive Pflege benötigen. Sie sind mit einem hohen Risiko von Tod durch nicht-Lösung multiplem Organversagen. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert und endokrine und metabolische Veränderung, von denen die Pathogenese derzeit nicht vollständig verstanden. mehrere rOdent Modelle sind in der kritischen Versorgungsforschung Einstellung verwendet werden. Die zwei hauptsächlich verwendeten Modelle sind die exogene Verabreichung von Lipopolysaccharid (LPS) und cecal Ligation und Punktion (CLP). Beide Modelle werden entwickelt , um die akute Phase der Sepsis zu imitieren, als lebensbedrohlich definiert durch eine Dysregulation Wirtsantwort auf eine Infektion verursacht Organdysfunktion, und einer der Hauptgründe für die Aufnahme in die ICU weltweit 1, 2. Das LPS - Modell hat mehrere Nachteile , da es nur übergangsweise die Freisetzung von Zytokinen und dem hämodynamischen Status des Tieres 3 auswirkt. Im Gegensatz zu Menschen, Nagetiere sind auch besonders widerstandsfähig gegen Endotoxin und die Verwendung von ‚hohen Dosen‘ von Endotoxin ist notwendig , Blutdruckabfall und Mortalität zu erzeugen, hiermit weitere Anliegen der Gültigkeit dieses Verfahrens erhöht 4, 5. Das andere Modell, cecal Ligatur und Einstich Modell (CLP)kennzeichnet eine Ligation eines Teils des Blinddarms durch einen Nadelstich durch und durch gefolgt. Dieses Verfahren führt zu einer Unterleibsinfektion mit polymikrobiellen Gewebsschädigung, durch eine Translokation der Bakterien in die Blutkammer gefolgt. Dies wird eine systemische Entzündungsreaktion und die Entwicklung von Sepsis auslösen. Hyperinflammation, Vasodilatation, Hypotension und erhöhte Herzleistung 6, 7: Das CLP - Modell wurde als ein Tiermodell der akuten kritischer Erkrankungen , die die Hauptmerkmale von Sepsis reproduziert extensiv erkannt. Allerdings ist dieses Modell nicht Studie der Nicht-Lösung multiplem Organversagen, Muskelschwund und endokrinen und metabolischen Veränderungen, die für die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung typisch sind erlaubt. Darüber hinaus kürzlich die Gültigkeit von Mausmodellen für kritische Krankheit hat in Frage gestellt worden, da Erkenntnisse aus Mausmodellen können nicht immer auf den menschlichen 8 Einstellung übersetzt werden, 9, 10. Eine mögliche Erklärung könnte sein, dass die unterstützende Behandlung, die krank menschliche Patienten kritisch vorgesehen ist wesentlich von der Pflege unterscheidet, die schwerkranken Mäuse vorgesehen ist. Daher die menschliche Einstellung stärker ähneln und zur Untersuchung der verlängerten Phase der kritischen Erkrankung zu ermöglichen, entwickeln wir ein Mausmodell, das die akute Intensivmedizin als gegeben für die Menschen, wie zum Beispiel umfangreiche intravenöse Verabreichung von Flüssigkeiten und Antibiotika-Behandlung nachahmt, und die erlaubt zu verabreichen, unterstützende Pflege, um die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung, wie Ernährungsunterstützung, um zu überleben. Zu diesem Zweck haben wir an das Maus-Modell der CLP-induzierte Sepsis, Sepsis der Goldstandard sind, und legten eine zentrale Venen Linie, die die Verabreichung von Flüssigkeiten, Nahrung und Medikamenten ermöglicht.

<table><tbody><tr><td>Buprenorphin</td><td>Ecuphar</td><td></td><td>Vetergesic 0,3 mg/ml</td></tr><tr><td>C57BL/6&nbsp;</td><td>Janvier labs</td><td>C57BL/6JRj</td><td></td></tr><tr><td>Kolloide</td><td>Fresenius Kabi</td><td></td><td>Volulyte 6%</td></tr><tr><td>kristalloide</td><td>Baxter</td><td></td><td>Plasmalyte a viaflo</td></tr><tr><td>Ethilon 3.0</td><td>Ethicon</td><td>F3211</td><td></td></tr><tr><td>Imipenem</td><td>MSD</td><td></td><td>Tienam 500&nbsp; mg Pulver zur Herstellung von Injektionsflüssigkeiten</td></tr><tr><td>: Isofluran,</td><td>Eurovet</td><td></td>, <td>Iso-vet</td></tr>, <tr><td>Ketamin</td>, <td>Eurovet</td><td></td>, <td>Nimatek, 100 mg/ml,</td></tr><tr><td>LocTite Sekundenkleber3, alle Kunststoffe&nbsp;</td><td>Rectavit</td><td>119818</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 3.0</td><td>Ethicon</td><td>L192</td><td></td></tr><tr><td>Mersilk 5.0</td><td>Ethicon</td><td>F682</td><td></td></tr><tr><td>Microrenathane .025" Außendurchmesser x .012" Innendurchmesser</td><td>Bioseb</td><td>MRE-025</td><td></td></tr><tr><td>olimel N7E</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PE10 - Polyethylen .011" x .024"&nbsp;</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-10</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 Schlauch .023" x.038"</td><td>Instech Solomon</td><td>BTPE-50</td><td></td></tr><tr><td>Nagetierwirbel 20 G</td><td>Bioseb</td><td>RS-20G&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Ropivaca&iuml; ne</td><td>Astrazenica</td><td></td><td>Naropin 2&nbsp; mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>VMD</td><td></td><td>Xylazinhydrochlorid 2%</td></tr></tbody></table>

die verwendung eines zentralen venenkatheter für flüssigkeiten, drugs und nährstoffverwaltung in einem maus-modell der critical illness

Use of a Central Venous Line for Fluids, Drugs and Nutrient Administration in a Mouse Model of Critical Illness

Dieses Protokoll beschreibt ein zentral katheterisierte Mausmodell einer längeren kritischer Krankheit. Wir kombinieren die cecal Ligatur und Einstichverfahren Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Medikamente und Nährstoff Verabreichung zu induzieren das menschliche klinische Umfeld zu imitieren. Schwerkranke Patienten erfordern eine intensive medizinische Unterstützung, um zu überleben. Während die Mehrheit der Patienten innerhalb von ein paar Tagen, etwa ein Viertel der Patienten müssen längere Intensivpflege und sind mit einem hohen Risiko zu sterben, von nicht-Lösung multiplem Organversagen wieder erholen wird. Darüber hinaus wird die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung durch tiefe Muskelschwäche punziert, und endokrine und metabolische Veränderungen, von denen die Pathogenese noch nicht vollständig verstanden. Das am häufigsten verwendete Tiermodell in der Intensivmedizin-Forschung ist das cecal Ligatur und Einstich Modell Sepsis zu induzieren. Dies ist ein sehr reproduzierbares Modell, mit akuten entzündlichen und hämodynamischen Veränderungen ähnlich dem menschlichen Septembersis, die die akute Phase der kritischen Erkrankung untersuchen soll. Allerdings wird dieses Modell durch eine hohe Letalität punziert, die sich aus der klinischen menschlichen Situation anders ist, und entwickelt nicht die verlängerte Phase der kritischen Erkrankung zu untersuchen. Deshalb passen wir die Technik durch einen zentralen Venenkatheter in die Halsvene Platzierung ermöglicht es uns, eine klinisch relevante unterstützende Pflege, zu verabreichen, um besser auf die menschliche klinische Situation der kritischen Erkrankung zu imitieren. Dieses Mausmodell erfordert eine umfangreiche chirurgische Verfahren und die tägliche intensive Pflege der Tiere, aber es ergibt sich ein relevantes Modell der akuten und anhaltende Phase der kritischen Erkrankung.

C57BL / 6-Mäuse wurden schwer krank gemacht, wie oben beschrieben. Wir führten zwei Experimente post-CLP Überleben bis zwei Zeitpunkt zu bewerten: Überleben bis zum Tag 5 (n = 15) und das Überleben bis zum Tag 7 (n = 22) nach CLP. Überlebenskurven der beiden Experimente waren nicht signifikant unterschiedlich (im Vergleich bis zum Tag 5), was auf die Reproduzierbarkeit des experimentellen Aufbaus. Nicht überlebende Tiere wurden Tod oder eingeschläfert aufgrund des Erreichens menschlicher...

Dieses Protokoll beschreibt ein zentral katheterisiertes Mausmodell für anhaltende kritische Erkrankungen. Wir kombinieren die Zäkalligatur und die Punktionsmethode zur Induktion einer Sepsis mit der Verwendung eines zentralen Venenzugangs für die Verabreichung von Flüssigkeiten, Medikamenten und Nährstoffen, um das klinische Umfeld des Menschen nachzuahmen.

Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness

This protocol describes a centrally catheterized mouse model of prolonged critical illness. We combine the cecal ligation and puncture method to induce ...

Das übergeordnete Ziel dieser zentral kategorisierten Maus-Methode zur Zäkalligation und -punktion, oder CLP, besteht darin, ein reproduzierbares Modell für einen lang andauernden kritischen Krankheitszustand unter intensivmedizinischen Maßnahmen zu schaffen, um die menschliche klinische Situation nachzuahmen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen auf dem Gebiet der Intensivmedizin zu beantworten, insbesondere bezüglich der Pathogenese endokriner und metabolischer Veränderungen während akuter und langanhaltender kritischer Krankheiten.Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie die gut standardisierte CLP-Technik mit der Verwendung einer zentralen Venenleitung zur Verabreichung von Flüssigkeiten, Medikamenten und Nährstoffen kombiniert. Die Demonstration des Verfahrens übernimmt Thomas Dufour, ein Techniker aus unserem Labor. Um die Spitze der Venenleitung vorzubereiten, tauchen Sie den mittleren Abschnitt eines 60 Zentimeter langen Micro-Renathane-Schlauchs kurz in 220 Grad Celsius heißes oder heißeres Sesamöl.Ziehen Sie vorsichtig an den Enden des Schlauchs, um die Mitte des Schlauchstücks zu dehnen und einen engen mittleren Durchmesser zu erzeugen, und schneiden Sie den Schlauch mit einer Skalpellklinge in zwei gleich lange Stücke à 30 Zentimeter. Verbinden Sie nun den Schlauch mit einem Polyethylen-PE-50-Verbinder, einem Swivel und einer Luer-Stopfnadel, um den Katheter wie gezeigt aufzubauen, und tragen Sie einen starken, schnell härtenden Kleber an allen Verbindungsstellen auf. Sobald der Kleber ausgehärtet ist, spülen Sie den Katheter mit Luft durch, um auf Dichtheit zu prüfen. Schneiden Sie danach ein 80 Zentimeter langes Stück von einem Metalldraht mit 0,8 Millimeter Durchmesser ab und falten Sie den Draht zurück, um eine Schleife zu bilden.Führen Sie drei Perlen über den doppelten Draht der Schlaufe und leiten Sie die Spitze des sterilisierten Katheters durch die drei Perlen, um den Katheter am Draht zu befestigen. Betäuben Sie eine 27 bis 32 g schwere, 24 Wochen alte männliche c57 black six Maus, und bestätigen Sie die Sedierung durch das Fehlen einer Reaktion auf einen Zehenquetschtest. Verwenden Sie eine Pinzette, um die Zunge vorsichtig aus dem Mund zu ziehen, um ein Verschlucken der Zunge zu vermeiden.Als Nächstes rasieren Sie den Operationsbereich, bringen Sie die Maus in Bauchlage auf eine vorgewärmte Heizplatte. Desinfizieren Sie die freiliegende Haut mit 70 % Ethanol und tragen Sie eine kleine Menge Augenschmiermittel auf. Infiltrieren Sie die Operationsstellen mit Analgetika und führen Sie einen kleinen Schnitt an der Basis der Rückenseite des Kopfes durch.Exponieren Sie die hinteren Halsmuskeln, und führen Sie ein Stück 3,0-Nylon unter den Muskeln hindurch, um die Schleife des Befestigungsdrahts an dem Muskel zu befestigen. Danach machen Sie bei der Maus in rechter Seitenlage einen kleinen vertikalen Schnitt in die Haut des vorderen Halsbereichs. Führen Sie eine 18-Gauge-Nadel subkutan durch diesen vorderen Schnitt in Richtung des Rückenschnitts und ziehen Sie den Katheter durch die Nadel, um die Nadel an der Ventralseite zu exteriorisieren.Legen Sie die Maus auf den Rücken, führen Sie einen drei Nullen umfassenden Nylonfaden hinter den oberen Schneidezähnen vorbei und befestigen Sie den Nylonfaden mit Klebeband auf der Heizplatte. Befestigen Sie anschließend Schwanz und Vordergliedmaßen in ausgestreckter Position. Richten Sie nun das Stereomikroskop scharf und lösen Sie mit einer Pinzette vorsichtig das Fettgewebe und die Drüsen im ventralen Schnittbereich, bis die Vena jugularis sichtbar wird.Platzieren Sie die Spitze der Pinzette zwischen der Vene und dem Bindegewebe und öffnen Sie die Pinzette wiederholt parallel zur Vene, um die V. jugularis stumpf vom umgebenden Bindegewebe und subkutanem Gewebe zu lösen. Sobald die Vene isoliert ist, legen Sie die stumpfe Pinzette unter die V. jugularis und führen zwei Stücke Dreinull-Seidenfaden unterhalb der Vene hindurch. Positionieren Sie ein Stück nahe der Bifurkation der V. jugularis für die kraniale Ligatur und ein weiteres Stück in der Nähe des Musculus sternocleidomastoideus für die kaudale Ligatur.Ziehen Sie die kraniale und kaudale Ligatur fest, um die Vene zu dehnen und übermäßiges Bluten während der Katheterplatzierung zu verhindern. Verwenden Sie einen dritten Faden, um eine lose Ligatur anzulegen, und führen Sie dann mit Mikroscheren einen Schnitt entlang der Vene zwischen der kranialen und kaudalen Ligatur durch, der groß genug ist, um den Katheter hindurchzuführen. Führen Sie den Katheter mithilfe einer Pinzette 11 Millimeter in die Vene ein und fixieren Sie ihn locker mit der mittleren Ligatur.Spülen Sie den Katheter vorsichtig mit steriler Kochsalzlösung, um die korrekte Platzierung zu überprüfen. Danach ziehen Sie die kaudale und mittlere Ligatur fest an. Verknoten Sie die Enden der kaudalen und mittleren Ligatur miteinander, um den Katheter zu sichern.Überprüfen Sie, dass die Vene durch die Knoten nicht verschlossen ist, indem Sie den Katheter nach jedem Knoten spülen. Schließen Sie abschließend auch die kraniale Ligatur. Anschließend verschließen Sie den Schnitt mit fünf Null Seidenfäden.Bei der Zäkalligation und -punktion einen einen Zentimeter langen medianen Schnitt durch die Haut der unteren Baushälfte führen, wobei darauf zu achten ist, dass die Peritonealhöhle nicht durchbrochen wird. Nach Identifizierung der Linea alba der Bauchmuskulatur einen zwischenmuskulären Schnitt durchführen, um in die Peritonealhöhle vorzudringen.Unter Verwendung stumpfer anatomischer Pinzette wird der Z盲kum isoliert und nach au脽en gef眉hrt. Der Z盲kum wird bei 50 % seiner L盲nge mit drei Seidenligaturen der St盲rke 0 abgebunden, wobei darauf zu achten ist, dass der Ileoz盲kalklappen nicht eingeengt wird, um die intestinale Kontinuit盲t aufrechtzuerhalten. Anschlie脽end wird der Z盲kum mit einer 18-Gauge-Nadel mittig zwischen der Ligatur und der Z盲kumspitze mit einer einzigen Durchstichpunktion perforiert, wobei eine kleine Menge F盲zes aus der 脰ffnung austritt, um die Durchg盲ngigkeit nach Entfernen der Nadel sicherzustellen.Bringen Sie den Darm in die Bauchhöhle zurück und schließen Sie das Peritoneum und die Haut mit fünf Null-Seiden-Nähten. Befestigen Sie bei der Maus in Rückenlage den Katheter mit Klebeband am Befestigungsdraht. Anschließend stellen Sie die Maus in einen Einzelkäfig mit Nestmaterial und einem Holzblock.Platzieren Sie die Schwenkvorrichtung mithilfe eines Statives mit verstellbarer Klemme in der Klemme und befestigen Sie den freien Teil des metallenen Befestigungsdrahts fest mit Klebeband an der Drehachse des Schwenks. Stellen Sie dann den Käfig in einen auf 27 Grad Celsius temperaturgeregelten Tierkäfig mit 12-Stunden-Licht- und Dunkelzyklen. Befestigen Sie die Spritze, die die geeignete Mischung aus balancierten Kolloiden und Kristalloiden enthält, an der venösen Leitung und verwenden Sie eine präzise, spritzengetriebene Infusionspumpe, um die Flüssigkeitsresuscitation mit 0,3 Millimetern pro Stunde zu beginnen.Nach sechs Stunden Analgetika und Antibiotika injizieren. Die Analyse der Überlebenskurven eines Fünf-Tage- und eines Sieben-Tage-Experiments zur Zäkalligatur und -punktion zeigt, dass die Überlebensraten in beiden Studien bis zum fünften Tag nicht signifikant unterschiedlich waren, was die Reproduzierbarkeit des experimentellen Aufbaus unterstreicht. Die Ligatur von 50 % des Zäkums in Kombination mit Antibiotika, Flüssigkeitsersatz und totaler parenteraler Ernährung über einen venösen Katheter in der Vena jugularis führt nach einem Tag schwerer Erkrankung zu einer Mortalität von 13 %.24 % Mortalität nach drei Tagen schwerer Erkrankung und 27 % bis 31 % Mortalität nach fünf Tagen schwerer Erkrankung sowie 36 % Mortalität nach sieben Tagen schwerer Erkrankung. Die gesunden, para-fettpoligen Mäuse, denen kalorisch auf das Niveau der schwer erkrankten Mäuse beschränkt wurde, zeigten jedoch in keinem der Experimente eine Mortalität. Nachdem 10 bis 15 Tiere verwendet wurden, um die Technik zu beherrschen, kann der Katheter platziert und die CLP innerhalb von 45 Minuten durchgeführt werden, sofern die Verfahren ordnungsgemäß ausgeführt werden.Bei Durchführung dieses Verfahrens muss darauf geachtet werden, den Katheter vorsichtig in die Vene einzuführen. Wird der Katheter zu weit ins Herz vorgeschoben, kann dies Herzrhythmusstörungen auslösen. Wird er nicht weit genug vorgeschoben, kann er leicht herausgezogen werden.Stets überprüfen, ob der Katheter innerhalb des Lumens des Gefäßes platziert ist. Befindet sich der Katheter in den Schichten der Gefäßwand, treten Flüssigkeiten in das umgebende Gewebe aus. Dieses Modell kann ein umfangreiches chirurgisches Vorgehen und eine tägliche intensive Tierpflege erfordern.Aber es führt zu einem stabilen und reproduzierbaren Modell, das die Untersuchung vieler Aspekte akuter und prolongierter kritischer Erkrankungen ermöglicht.

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Medikamentöse Behandlung mittels zentralvenösem Katheter in einem Mausmodell des Angiotensin-II-induzierten Bauchaortenaneurysmas und Überwachung mittels 3D-Ultraschall

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Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness (Video) | JoVE Journal

Die Verwendung eines zentralen Venenkatheter für Flüssigkeiten, Drugs und Nährstoffverwaltung in einem Maus-Modell der Critical Illness

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