Name: Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-05-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 11 s
Description: Erfahren Sie ein standardisiertes Mausmodell zur Induktion unkontrollierter Blutung durch Leberlazeration mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring. Diese reproduzierbare Methode ermöglicht präzise Blutverlustquantifizierung und Untersuchung hämostatischer Interventionen.

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Die Arbeit dieses Manuskripts wurde durch die Finanzierung an Dr. Neal durch das Gefäßmedizinische Institut Pilotprojekt-Programm in Hämostase und Gefäßbiologie (P3HVB) und das AAST Research Fellowship unterstützt. Diese Arbeit wird von US National Institutes of Health Stipendien 1 R35 GM119526-01 und UM1HL120877-01 unterstützt.

Mäuse wurden in Übereinstimmung mit der University of Pittsburgh (Pittsburgh, PA, USA) und National Institutes of Health (NIH; Bethesda, MD, USA) Tierpflege Richtlinien in bestimmten pathogenfreien Bedingungen mit 12 h Licht-Dunkel-Zyklen und freien Zugang zu Standardfutter und Wasser. Alle Tierversuche wurden gemäß den Richtlinien des Tierforschungs- und Pflegeausschusses an der University of Pittsburgh genehmigt und durchgeführt. 1. Chirurgisches Feld und Instrumenten-Setup <ol><li> Sterilisieren Sie alle chirurgischen Instrumente, Naht-, Gaze-, Baumwollspitzen-Applikatoren, Schlauch- und Schlauchverbinder vor dem Eingriff. <ol><li> Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente, Naht-, Gaze- und Baumwollspitzenapplikatoren in einem Autoklaven. Sterilisier- und Schlauchverbinder mit Ethylenoxid. </li></ol></li><li> Chirurgisches Feld <ol><li> Schalten Sie ein wasserzirkulierendes Heizkissen ein und stellen Sie es auf 37 ° C. Lege eine ChirurgieCal Blue Pad oben und dann eine sterile drapieren auf der chirurgischen blauen Pad. </li><li> Öffnen Sie alle sterilisierten Instrumente auf die sterile Abdeckung. Verwenden Sie sterile Handschuhe, um die Sterilität während dieses Schrittes zu vermeiden. </li><li> Füllen Sie eine Edelstahlschale mit 70% Ethanol und beiseite legen. Dies wird verwendet, um Instrumente zwischen Tieren zu reinigen. </li><li> Drehen Sie den Mikroperle Sterilisator ein und lassen Sie ihn auf 150 ° C erhitzen. Dies wird auch verwendet, um Instrumente zwischen den Tieren zu reinigen. Bei chirurgischen Eingriffen auf mehr als 5 Mäusen, achten Sie darauf, Instrumente zu einem neuen sterilen Satz zu wechseln. </li></ol></li><li> Aufnehmer <ol><li> Verbinden Sie einen sterilen Wandler, PE-50-Schlauch, zwei 23G-Nadeln und männlich-männlichen Luer und einen Dreiwege-Hahn. 6 </li><li> Kalibrieren und null den Messumformer pro Herstelleranleitung. </li></ol></li></ol> 2. Leber-Laceration Chirurgische Vorgehensweise <ol><li> Anästhesie Induktion und Positionierung </stRong&gt; <ol><li> Natriumpentobarbital intraperitoneal in einer Dosis von 70 mg / kg injizieren. Anästhesie sollte zwischen 5-10 min wirksam werden; Beurteilen Sie die Tiefe der Anästhesie mit einer Zehenklemme. Wenn die Maus auf die Zehen-Prise reagiert, wird zusätzliche Zeit oder Anästhesie benötigt. Wenn eine zusätzliche Anästhesie während des Eingriffs erforderlich ist, ergänzen Sie Natriumpentobarbital. Geben Sie keine Ergänzungen in größeren Mengen als 0,05 ml, um eine Überdosierung zu vermeiden. </li><li> Nachdem die Maus vollständig unter Anästhesie ist, positioniere die Maus auf einem chirurgischen Brett. Sichern Sie alle vier Glieder der Maus an die Tafel mit Klebeband. </li><li> Rasieren Sie den Bauch und die bilateralen Leisten mit einem Rasiermesser. </li><li> Sofort sterile Gaze mit Betadin und auf den Bauch und die bilateralen Leisten für die Chirurgie anwenden. Für Überlebensexperimente, Vorbereitung der Bauch und Leisten mit Betadin gefolgt von Ethanol für insgesamt drei Vorbereitungszyklen. </li><li> Setzen Sie einen rektalen Temperaturfühler ein, um die Kerntemperatur während des gesamten Verfahrens zu überwachen. Halten Sie die cErze-Temperatur zwischen 35-37 ° C. </li></ol></li><li> Femoralarterie und venöse Kanüle <ol><li> Für den venösen Katheteraufbau: PE-10-Schlauch, eine 30-G-Nadel und einen Dreiwege-Hahn mit Lactated Ringer-Lösung aus einer IV-Tasche füllen. </li><li> Für den Arterienkatheteraufbau: PE-10-Schlauch und 30G-Nadel mit heparinierter Kochsalzlösung (1:10 Verdünnung von 1.000 U Heparin) füllen. Heparin-Kochsalzlösung ist erforderlich, um Gerinnung zu verhindern. </li><li> Lege die Maus unter ein Sektionsmikroskop. </li><li> Machen Sie einen 4-5 mm Längsschnitt über die Leisten Muskeln mit chirurgischen Iris Schere. Mit Dumont Pinzette greifen die Fettgewebe mit dem Adduktor Muskel verbunden und ziehen seitlich für eine saubere Exposition der Femoral Bündel. Nicht durch das Fettgewebe zerlegen, da dies zu Gefäßverletzungen führen wird. </li><li> Den Nerv vorsichtig von der Arterie und Vene mit der Dumont-Pinzette zerlegen. Es ist ein fetter Pad neben dem Nerv. Ergreifen Sie das mit einem Dumont forcep anD seitlich ziehen; Das zieht den Nerv weg von der Arterie und schafft ein Flugzeug für die Sektion. Mit anderen Dumont-Zupfen zerlegt das Bindegewebe zwischen dem Nerv und der Arterie. <ol><li> Ergreife den Nerv nicht während dieses Teils der Sektion. </li></ol></li><li> Loop drei 6-0 Seidennähte um die Arterie und Vene proximal zum profunda femoris abheben. <ol><li> Legen Sie die Naht 1 am proximalen und lassen Sie locker. </li><li> Legen Sie Naht 2 am distal und binden Sie sofort. </li><li> Lege Naht 3 zwischen Naht 1 und 2 und lose los. </li></ol></li><li> Machen Sie eine Arteriotomie auf der ventralen Oberfläche des Schiffes. Die Verwendung von mikrovaskulären Scheren wird empfohlen, um die Arteriotomie zu vermeiden Transektion des Schiffes. </li><li> Setzen Sie den Dreiwege-Katheter in die Arterie ein. Sofort die Naht 1 und 2 abklemmen, um den Katheter zu befestigen. </li><li> Verbinden Sie den Dreiwege-Katheter mit dem Transducer und sammeln Sie die Blutdruckdaten des Grundlinders. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 2.2.4 - 2.2.6 auf der gegenüberliegenden Leiste. Cannulieren Sie die Femoralvene in ähnlicher Weise wie die Arterie. Führen Sie eine Venotomie auf der ventralen Oberfläche des Schiffes, gefolgt von Katheter-Insertion. Dieser Katheter kann für die Fluid- oder Arzneimittelverabreichung verwendet werden. </li></ol></li><li> Lebervernichtung <ol><li> Vorwägen einer Röhre mit 0,5 ml PBS, drei Absorptionsdreiecken und einem wiegen Boot pro Maus. </li><li> Machen Sie eine ventrale Mittellinie Laparotomie Inzision beginnend bei der Xiphoid-Prozess und erweitern kaudal, um die Exposition der Leber vollständig zu ermöglichen. </li><li> Setzen Sie ein Absorptionsdreieck in den Bauch gegen die rechte Bauchwand ein. Wiederholen auf der linken Seite. <ol><li> Stellen Sie sicher, dass das Absorptionsdreieck von der Leber entfernt ist, um eine hämostatische Packung zu vermeiden, nachdem die Leber zerrissen ist. </li></ol></li><li> Vorsichtig den linken Mittellappen der Leber packen und 75% des Lappens mit chirurgischer Irisschere zerreißen. Legen Sie die lacerateD-Segment in einem PBS enthaltenden Rohr. </li><li> Schließen Sie die Bauchwand mit Heftklammern über einen Heftklammerapplikator. Fassen Sie die Haut und den Muskel zusammen und feuern Sie die Heftklammer. Tun Sie dies so schnell wie möglich nach der Leberverzerrung, um Blutverlust außerhalb des Bauches zu vermeiden. Bei Überlebensexperimenten ist der Abdomen in zwei Schichten geschlossen. Eine laufende resorbierbare Naht für den Muskel, gefolgt von einer Laufschicht aus nicht resorbierbarer Naht für die Haut, sorgt für einen ausreichenden Verschluss. </li><li> Für Mäuse, die für Überlebenszeiträume länger als 30 min sind, sollten die Oberschenkelkatheter entfernt werden, die Arterie und die Vene, die mit der Naht 3 aus Schritt 2.2.6 verbunden sind. Bilaterale Leisten werden dann in zwei Schichten geschlossen, wie im vorherigen Schritt beschrieben. </li><li> Nach einer bestimmten Zeit für die Blutung (30 min bis 72 h), entfernen Sie die Heftklammern. Entfernen Sie die Absorptionsdreiecke und setzen Sie sie in entsprechende vorgewichtete Wägeboote ein. Verwenden Sie zusätzliche Absorptionsdreiecke, um jedes nicht absorbierte Blut aufzusaugen. </li><li&gt; Wiegen Sie Absorptionsfilter, um den Gesamtblutverlust zu berechnen. </li></ol></li><li> Postoperative Pflege <ol><li> Lassen Sie Mäuse, die bei 30 Minuten auf dem chirurgischen Brett geopfert werden sollen, und unter ständiger Überwachung und unter Vollnarkose bis zum Zeitpunkt des Opfers. Mäuse werden mit einer Kombination von Herzpunktion und einer Überdosis von inhaliertem Isofluran euthanasiert. </li><li> Legen Sie Mäuse, die für längere Überlebenszeit Punkte in einem Wiederherstellungskorb auf einem wasserzirkulierenden Heizkissen sind. Ständig die Mäuse während der Genesung überwachen und nicht unbeaufsichtigt lassen, bis sie das Bewusstsein wiedererlangt haben, um die Sternal Recumbency zu erhalten. Bringe die Maus mit anderen Mäusen in den Käfig zurück, sobald sie sich von der Anästhesie erholt hat. </li><li> Die postoperative Analgesie mit 0,1 mg / kg Buprenex über die subkutane Injektion nach der Anästhesie und alle 12 Stunden nach der Zeit des Opfers verabreichen. </li><li> Erlaube Mäusen freien Zugang zu Nahrung und Wasser, nachdem sie zu ihr zurückgebracht werdenNormale Käfige postoperativ. </li><li> Zum Zeitpunkt des Opfers für Überlebensmäuse wird die Anästhesie mit inhaliertem Isofluran erreicht. Einmal unter Anästhesie Blut wird über eine rechte Herz Herzpunktion gesammelt, Blutverlust wird wie oben beschrieben aufgezeichnet und schließlich Euthanasie ist mit einer Überdosierung von Isofluran versichert. </li></ol></li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben keine finanziellen Interessen zu erklären.

Das hier beschriebene murine Lebervernichtungsmodell stellt ein zuverlässiges, konsistentes Modell der unkontrollierten Blutung dar. Dieses Modell ist einfach zu erledigen, aber es gibt wichtige Schritte, die akribische Betrachtung erfordern. Der technisch anspruchsvollste Teil des Modells ist die Kanülierung der Oberschenkelgefäße für die hämodynamische Überwachung und die Flüssigkeits- / Arzneimittelverabreichung. Bei der Sezierung des Nervs und der Arteriotomie / Venotomie ist Vorsicht geboten. Es ist wichtig, den Ne...

Trauma ist die führende Todesursache und Behinderung bei Jugendlichen weltweit. 1 Unkontrollierte Blutung bleibt eine führende Ursache der Mortalität bei schwer verletzten Trauma-Patienten. 2 Management des hämorrhagierenden Trauma-Patienten ist zweifach: Kontrolle der chirurgischen Blutungen und Reanimation und Ersatz von Blut verloren. Tiermodelle des hämorrhagischen Schocks sind der Grundstein für die Traumaforschung und können bei der Bewertung der Pathophysiologie und Behandlung des traumatischen / hämorrhagischen Schocks eingesetzt werden. 3 , 4 Schock in Tiermodellen kann breit durch zwei Methoden erreicht werden: kontrollierte Blutung und unkontrollierte Blutung. 5 , 6 Kontrollierte Hämorrhagie wird durch Entfernung eines festen Blutvolumens oder durch Blutentfernung durchgeführt, um einen bestimmten Blutdruck zu erreichen (Festdruck). WährendSe-Modelle sind nützlich bei der Bewertung in den Mechanismen und Immun-Veränderungen bei hämorrhagischen Schock, sie sind nicht anwendbar auf die Prüfung von hämostatischen Mitteln und nicht imitieren das klinische Szenario der Blutung nach Trauma. In diesem Ausmaß haben wir versucht, ein Modell der unkontrollierten Blutung zu entwickeln, das es uns erlauben würde, hämostatische Veränderungen und Prokoagulierungsmittel in einem Mausmodell zu testen. Die Leber ist eine attraktive Option für unkontrollierte Blutung, zum Teil wegen der doppelten Blutversorgung der Leber und es ist eine der am häufigsten verletzten intrabdominalen Organe sowohl bei stumpfem und durchdringendem Trauma. Angesichts der hohen klinischen Relevanz wurde die Leber als Modell der unkontrollierten Blutung verwendet, am häufigsten bei Ratten- und Schweinemodellen, aber vor kurzem auch bei Primaten. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 </suP&gt; Murine Modelle haben auch Leberverletzungen, wie ein Crush-Modell oder stumpfes Trauma; Allerdings führen diese Modelle nicht zu hämorrhagischen Schock sekundär zur Leberverletzung. 13 , 14 Die Ratten- und Schweinemodelle der unkontrollierten Leberblutung, während sie bei der Betrachtung der Wiederbelebungspraktiken und der hämodynamischen Überwachung wertvoll sind, sind weniger vorteilhaft als ein Mausmodell aus verschiedenen Gründen wie Kosten, Anzahl der verwendeten Tiere und vor allem die relativen Mangel an transgenen Linien, die für die Analyse zur Verfügung stehen Spezifische zelluläre und molekulare Signalisierung. Das vorliegende murine Modell teilt wichtige Ähnlichkeiten mit bestehenden Leberblutungsmodellen, einschließlich standardisierter Leberverzerrung, Blutverlustquantifizierung, hämodynamisches Monitoring und die Fähigkeit, die Überlebensanalyse durchzuführen. Viele vorhandene Modelle enthalten nur einige dieser Aspekte, während unser Modell entwickelt wurde, um viele der physiologischen Varia zu messenBles gleichzeitig und bei mehreren Mäusen. Ebenso öffnet die Entwicklung eines murinen Modells die Tür zu Untersuchungen über die Wiederbelebung hinaus und in größere pathophysiologische Mechanismen bei unkontrollierter Blutung mit dem Potenzial eines kostengünstigen Hochdurchsatzmodells mit fortgeschrittenen molekularen Techniken.

<table><tbody><tr><td>SS/45 dumonts</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>chirurgische Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>Hämostaten</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>0,8 mm gebogene Pinzette</td><td>Fine Science Tools</td><td>11009-13</td><td></td></tr><tr><td>Nahtrolle 6-0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>Naht 4-0 Seide mit Nadel</td><td>Owens Minor</td><td>K188H</td><td></td></tr><tr><td>Gaze 4 x 4</td><td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>Watteaufapplikator</td><td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>30 G Nadel</td><td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>23 G Nadel</td><td>Kann über jeden globalen Händler</td><td></td><td></td>gekauft werden</tr><tr><td>10-cm³-Spritze</td><td>kann über jeden globalen Händler</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>50-cm³-Röhrchen</td><td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>1-cm³-Spritze mit 25G-Nadel</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylen 10 Schläuche 100'(PE-10)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12P</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylen 50 Schlauch 100' (PE-50)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12B</td><td></td></tr><tr><td>3-Wege-Absperrhahn</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9779127</td><td></td></tr><tr><td>chirurgisches blaues Pad</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Feldverbände</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>Bandrollen 1"</td> <td>Corporate Express</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>Weithalsgläser mit gerader Seite</td><td>VWR</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>Edelstahltablett 8" x 11"</td><td>VWR</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>männlich-männlich leur lock 3-Wege</td><td>VWR</td><td>20068-909</td><td></td></tr><tr><td>Sterilisationsbeutel 3" x 8"</td> <td>VWR</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>Sterilisationsbeutel 5" x 10"</td> <td>VWR</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>Absorptionsdreiecke</td><td>Fine Science Tools</td><td>18105-03</td><td></td></tr><tr><td>7 mm gewickelter Clip-Applier</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>1.000 7 mm gewickelte Clips</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>Betadin (4 oz)</td> <td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>sterile Handschuhe</td><td>können über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>eppendorfs&nbsp;</td><td>Kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>1/2 cc Lo-Dose Insulinspritze</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-826-79</td><td></td></tr><tr><td>kleine Waage</td><td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>Laktierte Ringer</td><td>können über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>gekauft werden</tr><tr><td>Hepranisierte Kochsalzlösung (0,1 & μl; hep + 9,9 μl; NaCl)</td> <td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>von</tr><tr><td>phosphatgepufferter Kochsalzlösung</td> erworben werden.<td>Kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben</tr><tr><td>werden Pentobarbital&nbsp;</td><td>kann über jeden globalen Anbieter</td><td></td><td></td>erworben werden</tr><tr><td>Wild M650 Mikroskop mit Galgenstativ</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digi-Med BPA-400 Analysator & Systemintegrator</td><td>Micro-Med</td><td>SYS-400</td><td></td></tr><tr><td>TXD-310 (Digi-Med Schallkopf)</td><td>Micro-Med</td><td>TXD-300</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroperlen-Sterilisator</td><td>für Instrumente VWR</td><td>11156-002</td><td></td></tr><tr><td>Oster A5 Schermaschine mit Klinge Größe 40</td><td>VWR</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>zirkulierendes Heizkissen 18 x 26</td><td>Harvard</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>Rektalthermometer</td><td>Kent Scientific</td><td>RET-3</td><td></td></tr></tbody></table>

unkontrollierter hämorrhagischer schock modelliert über lebervernichtung bei mäusen mit echtzeit-hämodynamik-monitoring

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Unkontrollierte Blutung ist eine wichtige Ursache für vermeidbare Todesfälle bei Trauma-Patienten. Wir haben ein murines Modell der unkontrollierten Blutung durch eine Leberverzerrung entwickelt, die zu gleichbleibendem Blutverlust, hämodynamischen Veränderungen und Überleben führt. Mäuse unterziehen sich einer standardisierten Resektion des linken Mittellappens der Leber. Sie dürfen ohne mechanische Eingriffe bluten. Hämostatische Mittel können als Vorbehandlung oder Rettungstherapie je nach Interesse des Ermittlers verabreicht werden. Während der Zeit der Blutung wird eine Echtzeit-hämodynamische Überwachung über eine linke Oberschenkel-Arterienlinie durchgeführt. Mäuse werden dann geopfert, Blutverlust wird quantifiziert, Blut wird zur weiteren Analyse gesammelt und Organe werden zur Analyse der Verletzung geerntet. Experimentelles Design wird beschrieben, um das gleichzeitige Testen mehrerer Tiere zu ermöglichen. Leberblutung als Modell der unkontrollierten Hämorrhagie existiert iN der Literatur, vor allem in Ratten- und Schweinemodellen. Einige dieser Modelle nutzen hämodynamische Überwachung oder quantifizieren Blutverlust, aber es fehlt an Konsistenz. Das vorliegende Modell beinhaltet die Quantifizierung des Blutverlusts, die Echtzeit-hämodynamische Überwachung in einem murinen Modell, das den Vorteil bietet, transgene Linien und einen Hochdurchsatzmechanismus zu verwenden, um die pathophysiologischen Mechanismen bei unkontrollierter Blutung weiter zu untersuchen.

Das Leber-Lacerationsmodell führt zu einem reproduzierbaren und konsistenten Blutverlust bei Mäusen. Abbildung 1A zeigt das gleichbleibende Gewicht der zerrissenen Leber, die mit einer Standardabweichung von nur 0,02 g erhalten werden kann. Diese Konsistenz im zerrissenen Lebergewicht ermöglicht die Fähigkeit, das Modell zwischen Mäusen und in verschiedenen experimentellen Aufbauten wie verschiedenen resuscitativen Protokollen zu reproduzieren. Ebenso liefert das reprodu...

Unkontrollierte Blutung, eine wichtige Ursache der Mortalität bei Trauma-Patienten, kann mit einer Standard-Leber-Laceration in einem Maus-Modell modelliert werden. Dieses Modell führt zu gleichbleibendem Blutverlust, Überleben und ermöglicht die Prüfung von hämostatischen Mitteln. Dieser Artikel bietet den Schritt-für-Schritt-Prozess, um dieses wertvolle Modell durchzuführen.

Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Das übergeordnete Ziel dieses murinen Leberverletzungsmodells besteht darin, eine nicht kontrollierbare Blutung zu induzieren, um Reanimationsverfahren und die pathophysiologischen Mechanismen einer nicht kontrollierbaren Blutung zu untersuchen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich des hämorrhagischen Schocks bezüglich Reanimationsstrategien, neuer hämostatischer Wirkstoffe und der molekularen Mechanismen nach einer nicht kontrollierbaren Blutung zu beantworten. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie reproduzierbar ist, einen hohen Durchsatz ermöglicht und die Verfügbarkeit transgener Mausstämme nutzt.Den Vorgang wird Shannon Haldeman, eine Technikerin aus dem Neal-Labor, demonstrieren. Vor Beginn des Verfahrens legen Sie ein steriles Tuch auf ein blaues chirurgisches Polster über eine wasserdurchströmte Heizplatte mit 37 Grad Celsius. Befestigen Sie die anästhesierte Maus mit Klebeband auf einem Operationsbrett und rasieren Sie den Bauchbereich sowie die beidseitigen Leistenregionen mit einem Rasierer. Desinfizieren Sie die freigelegte Haut mit steriler Gazetupfer und Betadine und führen Sie eine rektale Temperatursonde ein. Stellen Sie die Maus unt

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Der hämorrhagische Schock Modell verfügt über eine zuverlässige und reproduzierbare Ressource erleichtert die Identifikation und das Verständnis von Signalkaskaden mit Entzündung und Endorganschäden nach einem Trauma verbunden gewesen. Dieser Artikel enthält eine Schritt-für-Schritt-Beschreibung der chirurgischen und mechanischen Aspekte mit dem hämorrhagischen Schock experimentelle Vorgehensweise in Mäusen.

Fixed Volume oder Feste Druck: einem Mausmodell des hämorrhagischen Schocks

Eine standardisierte Maus-Modell der Subarachnoidalblutung durch intraluminale Kreis von Willis Perforation beschrieben. Schiff Perforation und Subarachnoidalblutung durch intrakranielle Drucküberwachung überwacht. Neben verschiedenen Vitalparameter erfasst und gesteuert werden, um physiologische Bedingungen aufrecht zu erhalten.

Einem Mausmodell der Subarachnoidalblutung

Dieser Film zeigt, wie die systemische und hepatische Hämodynamik bei Mäusen zu erwerben. Die ganze Überwachung umfasst Erwerb von Vitalparametern, systemischer Blutdruck, zentraler Venendruck, gemeinsame Leberarterie Strömungsrate und Pfortader Druck sowie das Portal Flussrate bei Mäusen.

Überwachung der System und Leber hämodynamischen Parameter in Mäuse

Hämorrhagischer Schock ist eine schwere Komplikation bei schwer verletzten Patienten, die zu einer lebensbedrohlichen Sauerstoffunterversorgung führt. Wir präsentieren eine standardisierte Methode, um hämorrhagischen Schock durch Blutentnahme bei Schweinen zu induzieren, die von Hämodynamik und mikrozirkulärer zerebraler Sauerstoffversorgung geleitet wird.

Standardisierte hämorrhagische Schockinduktion geführt durch Zerebrale Oximetrie und erweiterte hämodynamische Überwachung bei Schweinen

Dieser Artikel zielt darauf ab, Forschern einen detaillierten und zugänglichen Leitfaden an die Hand zu geben, um ein Modell des hämorrhagischen Schocks für Säuglinge zu erstellen.

Beschreibung eines Schweine-Säuglingsmodells des volumenkontrollierten hämorrhagischen Schocks

Jedes Jahr sterben weltweit 1,9 Millionen Menschen an einem hämorrhagischen Schock. Kleintiere werden häufig als hämorrhagische Schockmodelle verwendet, sind aber mit Fragen der Standardisierung, Reproduzierbarkeit und klinischen Bedeutung verbunden, was ihre Relevanz einschränkt. Dieser Artikel beschreibt die Entwicklung eines neuen klinisch relevanten hämorrhagischen Schockmodells bei Ratten.

Entwicklung eines klinisch relevanten hämorrhagischen Schockmodells bei Ratten

Diese Studie stellt ein hybrides quantitatives Modell für axilläre junktionale Blutungen bei Schweinen vor, das die Bewertung der präklinischen hämostatischen Intervention verbessert.

Ein neues hybrides quantitatives Bewertungsmodell für axilläre junktionale Blutungen bei Schweinen

Eine neue Technik, um eine reproduzierbare...

Controlled Cervical Laceration Verletzungen in Mäuse

Akutem Myokardinfarkt bei Mäusen induziert akute aber unvollständig zeichnet sich Veränderungen in der linken Herzkammer (LV) Funktion. LV-Katheterisierung bei Mäusen in der koronaren Okklusion dient als eine neuartige Methode für eine Echtzeit-Auswertung der LV-Funktion.

Echtzeit-Druck-Volumen-Analyse eines akuten Myokardinfarkts bei Mäusen

Hier präsentieren wir Ihnen ein Protokoll zeigen ein Hämorrhagischer Schock-Modell bei Schweinen, die Aorta Okklusion als Brücke zur definitiven Versorgung in Trauma verwendet. Dieses Modell hat Anwendung in eine Vielzahl von chirurgischen und pharmakologische therapeutische Strategien zu testen.

Komplette und partielle Aorten Okklusion für die Behandlung von hämorrhagischen Schock bei Schweinen

Erfahren Sie ein standardisiertes Mausmodell zur Induktion unkontrollierter Blutung durch Leberlazeration mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring. Diese reproduzierbare Methode ermöglicht präzise Blutverlustquantifizierung und Untersuchung hämostatischer Interventionen.

Unkontrollierter Hämorrhagischer Schock modelliert über Lebervernichtung bei Mäusen mit Echtzeit-Hämodynamik-Monitoring

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