Name: Ein Ultraschall Werkzeug für die Nervenleitung blockieren in diabetischen Ratten Modelle (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-10-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: Erfahren Sie die Anwendung hochintensiver fokussierter Ultraschalltherapie zur Blockierung der Nervenleitung bei diabetischen Rattenmodellen. Diese Methode ermöglicht lokalisierte und wiederholbare Schmerzlinderung.

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Die Studie wurde unterstützt durch das Ministerium für Wissenschaft und Technologie (Projekt am meisten 105-2221-E-400-001) und den National Health Research Institutes (Projekt BN-105-PP-10), Taiwan.

der institutionellen Animal Care und Use Committee des National Health Research Institutes in Taiwan genehmigt alle tierischen Protokolle.
 1. Induktion von diabetischen Modell in männlichen Erwachsenen Sprague - Dawley (SD) Ratten <ol><li>Ratte essen Pellets aus dem Käfig entfernen, um schnell männlichen SD-Ratten (300-350 g) für 6 h vor der STZ Induktion.</li>
	<li>Vorbereiten Natriumcitrat Puffer (0,1 M, pH 4,5).
	<ol><li>Auflösen 1,05 g Zitronensäure Monohydrat (C 6 H 8 O 7 · H 2 O; Mol WT 210.14) in 50 mL destilliertem Wasser um eine 0.1 M Zitronensäure-Lösung machen.</li>
		<li>Auflösen 1,47 g Trinatrium Citrat Dihydrat (C 8 H 5 O 7 Na 3 · 2 H 2 O; Mol WT 294.12) in 50 mL destilliertem Wasser um eine 0,1 M Natriumcitrat Lösung machen.</li>
		<li>Fügen Sie 25 mL Zitronensäurelösung 25 mL Natriumcitrat Lösung. Überwachen den Natrium-Citrat Puffer pH-Wert (pH 4,5) mit dem pH-Meter. 
		Hinweis: Der Puffer erfolgt isotonische durch Zugabe einer entsprechenden Menge von Natriumcitrat Lösung 0,1 M.</li>
	</ol></li> <li>Auflösen STZ in 0,1 M Natriumcitrat Puffer um 50 mg/mL STZ Lösung erzielen. 
	Hinweis: Die STZ-Lösung ist lichtempfindlich, daher die STZ-Lösung mit Alu-Folie abdecken und innerhalb von 15-20 min.</li>
	<li>Ziehen die 50 mg/kg STZ-Lösung in eine 1 mL Insulin oder Tuberkulin-Spritze mit 26 - 28-Gauge Nadel reinigen der Injektionsstelle mit einem Ethanol-Pad und intraperitoneale injizieren die STZ-Lösung in der unteren rechten Quadranten des Abdomens zur Vermeidung von Schäden Bauchorgane. </li> <li>Liefern Ratten mit 10 % Saccharose-Wasser als die einzige Wasserquelle für 48 h nach der Injektion der STZ Hypoglykämie zu verhindern.</li></ol>
 2. Bestätigung der Diabetes bei STZ-induzierte Ratten <ol><li>Monitor Fasten Plasma Glukosekonzentration aller Ratten injiziert durch STZ post 72 h mit einem Blutzuckermessgerät.
	<ol><li>Schnell die STZ-induzierte diabetischen Ratten für 15 h vor der Messung das Fasten Blut Glukoseniveau.</li>
		<li>Die Ratten in einem Beutel Zurückhaltung zügeln und setzen die Schwänzen zur Blutentnahme während der Blut-Glukose-Messungen.</li>
		<li>Verwenden eine Blutlanzetten, stechen die Schwanzspitze, einen kleinen Tropfen Blut zu erhalten. Legen Sie den Blutstropfen auf einen Blutzucker-Teststreifen. Aufzeichnen der Fastende Plasma Glukoseniveaus. 
		Hinweis: Das Blutzuckermessgerät erkennt und zeigt den Blutzuckerspiegel in Einheiten von mg/dL. Die Ratten mit Fasten Blutzuckerspiegel unter 150 mg/dL nach 2 Wochen der STZ-Induktion auszuschließen.</li>
	</ol></li></ol> 3. Bewertung der diabetischen Neuropathie bei diabetischen Ratten <ol><li>Beurteilung der mechanischen Allodynie mit elektronischen von Frey.
	<ol><li>Gewöhnen die STZ-induzierte diabetische Ratten in einem Käfig auf einem 1 cm Durchmesser Metallgewebe Boden für 30 min vor der Bewertung der Hind Pfote Rückzug Antwort.</li>
		<li>Verwenden eine elektronische von Frey-Sonde mit starrer Spitze (0,8 mm Durchmesser) für manuell Druck auf die plantar Oberfläche der Hinterpfote der Ratten, und allmählich den Druck erhöhen, bis eine Pfote Rückzug Reaktion gesehen wird.</li>
		<li>Den Druck, der auf dem System und wiederholen Sie die Messung 5 Mal pro Ratte mit einer 30 s-Intervall zwischen den einzelnen Messungen aufzeichnen.</li>
	</ol></li> <li>Die Hitze-Hyperalgesie mit einer Heizplatte zu beurteilen.
	<ol><li>Gewöhnen die STZ-induzierte diabetischen Ratten auf der Heizplatte (24 ± 0,5 ° C) für 10 min vor der Bewertung der Schmerzen Antwort.</li>
		<li>Entfernen und setzen Sie die Ratten wieder in ihren Käfigen nach Gewöhnung, die Kochplatte erhitzen und pflegen die Heizplatte &#39; s Temperatur bei 55 ± 0,5 ° C.</li>
		<li>Legen Sie die Ratte auf der beheizten Herdplatte während gleichzeitig Timer starten.</li>
		<li>Wenn die Ratte unterschiedliche Verhaltensweisen zeigt, wie lecken der hinteren Pfote oder ungewöhnlich flimmernden Hirschkuh Pfote, stoppen Sie die Zeitmessung und Rückzug Latenz aufnehmen. 
		Hinweis: Wenn eine Ratte nicht unterschiedliche Verhaltensweisen nach 20 ausdrückt s (20 s-Cut-off-Zeit), den heißen Platte Test beenden und entfernen Sie die Ratte aus der heißen Platte.</li>
	</ol></li></ol> 4. In Vivo Nerve Conduction Blockade mit der HIFU-Wandler Hinweis: die in-Vivo-Experiment startet am 5. Woche nach 50 mg/kg STZ Injektion.
<ol><li>Perform Tier Verfahren vor der Blockade von CMAPs mit HIFU-Beschallung.
	<ol><li>Die chirurgischen Werkzeuge (Skalpell, Schere, Pinzette und Glas Haken) im Autoklav vor der Operation sterilisieren.</li>
		<li>Betäuben die Ratten mit intraperitonealer Injektion von Tiletamin/Zolazepam Gemisch (40 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) oder über Inhalation von 1,75 % Isofluran über Isofluran Vaporizer. Legen Sie die Ratten auf ein Heizkissen auf die Körpertemperatur aufrechtzuerhalten.</li>
		<li>Positionieren Sie die Ratten für Chirurgie im ventralen liegen. Anwendung der Augensalbe. Erweitern Sie das Bein der Ratte und Kneifen der plantaren Oberfläche des Fußes mit den Fingernägeln zu prüfen, die Tiefe der Narkose. Wenn die Ratten Rückzug Antworten zeigen, gelten zusätzliche Anästhesie.</li>
		<li>Entfernen Haare aus dem Oberschenkel und hinten die Ratten mit einer elektrischen Haarschneidemaschine zu senken. Wenden Sie flüssiges Jod mit sauberen Gaze an der Operationsstelle und kreisförmig bewegen Sie die Gaze, die außen an der Operationsstelle. Verwenden Sie eine Alkohol-Pad auf um der flüssigen Jod mit der gleichen Kreisbewegung zu wischen. Dieses Experiment ist auf der Website Links und rechts OP durchgeführt. Wiederholen Sie den Vorgang auf der anderen Operationsstelle beim Durchführen des nächste Schrittdes des Verfahrens.</li>
		<li>Verwenden eine sterile chirurgische Schere oder Skalpell einen Einschnitt der Haut am dorsalen Oberschenkel zu machen. Verwenden Sie stumpfe chirurgische Schere sorgfältig trennen das Gewebe unter der Haut und schützen die Haut mit Haut Haken. Femur innerhalb der Muskeln sichtbar werden.</li>
		<li>Verwenden Sie die Schere, um die Muskeln, die parallel zum Femur sorgfältig zu trennen, bis die Mitte des Oberschenkels Ischias-Nervenfasern, die in den Muskeln eingebettet sind sichtbar sind. Sorgfältig einen Glas Haken verwenden, um die Mitte des Oberschenkels Ischiasnerv aus dem umliegenden Bindegewebe und Muskulatur trennen.</li>
	</ol></li> <li>Positionieren Sie den Ischiasnerv in der fokalen HIFU-Zone mit einer maßgeschneiderten Nerv Fixateur ( Abbildung 1 und Abbildung 3). 
	Hinweis: Die maßgeschneiderte Nerv Fixateur besteht aus 3 Komponenten ( Abbildung 3). Alle Komponenten bestehen aus durchsichtigen Polymethylmethacrylat (PMMA). Das Außengewinde der oberen Struktur der Komponente I ist 2,5 mm groß und M10XP0.7 ( Abb. 4A). Der zentrale Brunnen ist ein Durchmesser von 4,0 mm Loch durch Komponente ich. Die untere Öffnung des Brunnens wird durch ein Blatt von Klebeband abgedichtet. Der Durchmesser des Schlitzes ist 1,2 mm und der Abstand zwischen der Zentralebene des Schlitzes und die obere Fläche der Komponente I ist 3,1 mm. Komponente II besteht aus einem Grundkörper, vier Beine und die Bodenstruktur ( Abbildung 4 b). Das Innengewinde der Bodenstruktur ist 2,5 mm groß und M10XP0.7 auf das Außengewinde der Komponente passen ich. Der Durchmesser der zentralen Bohrung ist identisch mit dem zentralen Brunnen Komponente ich. Die Abmessungen des Hauptteils sind 32 mm Durchmesser und 5.4 mm Dicke. Vier Beine sind symmetrisch bereitgestellt. Zwei identische kurze Beine sind für Ausrichtung und zwei gleich lange Beine arbeiten zum Einhängen auf Komponente III. Der Außendurchmesser und die Höhe der Komponente III sind 41 bis 9,2 mm. Das Innengewinde ist M36XP1.0 und die Durchgangsbohrung ist 27,5 mm Durchmesser (< starke Klasse = "Xfig"> Abbildung 4). Der Kegel ist eine hohle Kegel mit der oberen Öffnung von 84 mm Durchmesser und die untere Öffnung von 27,5 mm Durchmesser. Die Höhe beträgt 57,5 mm ( Abb. 5A).
	<ol><li>Vor dem Experiment, maßgefertigte Acryl Nerv Fixateur in Bleichmittel-Lösung für 30-60 min, gefolgt von einweichen in sterilem Wasser einweichen.</li>
		<li>Mit einem Glas Haken heben Sie vorsichtig den Nerv und steckte sie in den Schlitz der Komponente I.</li>
		<li>Schraubenkomponente II an Komponente I. füllen die zentrale Komponente gut ich mit Ringer &#39; s Lösung für Ultraschall Ausbreitung und Nerven Erhalt.</li>
		<li>Schraube Komponente III, der HIFU-Gehäuse-Kegel. Dock-Komponente III mit Bauteil II durch die vier Beine des Bauteil II. 
		Hinweis: Der geometrischen Mitte der drei Komponenten und der Wandler ausgerichtet sind. Der Abstand zwischen den Nerv und der Wandler ist die Brennweite, sorgt der Nerv im Inneren der HIFU Fokuszone.</li>
	</ol></li> <li>Fügen Sie ein paar von Akupunkturnadeln in die Entstehung der Ischiasnerv und das andere Paar in den Gastrocnemius Muskel. Schließen Sie jedes Paar von Nadeln an das Erfassungssystem Elektrophysiologie durch einen elektrischen Koaxialkabel ( Abbildung 1). 
	Hinweis: An einem Ende des Kabels sind zwei Krokodilklemmen, zwei Nadeln separat und am anderen Ende des Kabels clip ist ein BNC-Stecker, das System zu verknüpfen. Die Paare von Akupunkturnadeln Arbeit als anregende Elektroden an den Ischiasnerv und die Aufnahme Elektroden an den Gastrocnemius Muskel.
	<ol><li>Die Sampling-Rate und die Bandbreite der Elektrophysiologie-Erfassungssystem auf 50 kHz und 70 Hz - 3 kHz, "bzw." festgelegt. Anwenden einer supra-maximale Impulse mit einer Pulsbreite von 0,1 ms zu den stimulierenden Elektroden am Ursprung des Nervus ischiadicus.</li>
		<li>Die CMAPs von den Aufnahme-Elektroden aufnehmen und verstärken die CMAPs mit eingebautem Verstärker in der Elektrophysiologie Erfassungssystem. 
		Hinweis: Verwenden den eingebauten Verstärker in der Elektrophysiologie-Erfassungssystem CMAPs von den Aufnahme-Elektroden mit Elektrophysiologie-Erfassungssystem zu verstärken die Nervensignale.</li>
	</ol></li> <li>Einen kommerziellen 2,68 MHz-HIFU-Wandler verwenden, um die CMAPs bei diabetischen neuropathischen Ratten unterdrücken. 
	Hinweis: Die Spezifikationen des Wandlers werden wie folgt beschrieben: ein Single-Element kugelförmigen Schale mit Öffnungsdurchmesser von 6 cm und 5 cm Brennweite und ein Ellipsoid Fokuszone von 4 mm in der Tiefe und 0,8 mm in der Breite in das freie Feld.
	<ol><li>Untertauchen der sphärischen Kegel, der HIFU-Wandler und den Kegel in den Tank zu decken mit entgastem Wasser gefüllt. Die HIFU-Wandler in den kugelförmigen Konus und befestigen Sie die Kegel-Abdeckung, um die obere Öffnung des Kegels sphärische durch 6 Schrauben ( Abbildung 5 b). Nach Luftblasen in den kugelförmigen Kegel natürlich aufgrund der niedrigen Dichte Blasen im Vergleich mit Wasser vertrieben werden, verschließen Sie die Front-End-Öffnung des Kegels mit einem transparenten 0,03 mm dicken Band. Schraubenkomponente III auf den kugelförmigen Kegel.</li>
		<li>Herausnehmen der HIFU-Wandler mit den sphärischen Kegel und Komponente III aus dem entgastem Wassertank. 
		Hinweis: In der Studie verwendeten Umkehr-Osmose-Wasser ist das Wasser durch den Prozess der Umkehrosmose gereinigt. Die Umkehr-Osmose-Wasser wird gekocht, um das Gas zu vertreiben. Nach dem Abkühlen entgastem Wasser erhält man in einem einzelnen geschlossenen Tank.</li>
	</ol></li> <li>Komponente legte ich in den Raum zwischen den Nerv und Muskel sorgfältig, und positionieren Sie die Nerven in den Spalt der Komponente I. durchführen Schritte 4.2.3 und 4.2.4 um sicherzustellen, dass der Nerv im Inneren der Fokuszone die HIFU ist ( Abbildung 3A < / starke >).</li>
	<li>Link einen Funktionsgenerator und ein Radiofrequenz-Endstufe. Verbinden Sie die Endstufe mit der HIFU-Wandler für die Generation der HIFU-Strahl. Manuell einstellen der Ausgangsspannung der Funktionsgenerator, der HIFU-Wandler über die Endstufe. Manuell schalten Sie der Funktionsgenerator, sobald die HIFU-Belichtung Zeit abgelaufen ist. Zeit mit Hilfe eines Timers beobachten. 
	Hinweis: Die Intensität und die Energie der HIFU-Strahl in dieser Studie verwendeten sind 2.810 W/cm 2 84 J/mm 2, bzw..</li>
	<li>Liefern gleichzeitig den Reiz über die Elektrophysiologie-Erfassungssystem (Schritt 4.3) und HIFU Strahl über HIFU-System (Schritt 4.6) an den Ischiasnerv während der Aufnahme die CMAPs. Schrittweise Erhöhung die HIFU-Exposition auf den Ischiasnerv von 3 s, 5 s bis 8 s bis Abnahme oder Hemmung der Amplitude des CMAPs beobachtet wird.
	<ol><li>Rekord CMAPs einmal pro Sekunde während der Entbindung von der HIFU-Strahl. Nach der Feststellung der Änderung der Amplitude der CMAPs, die HIFU-Anlage abschalten und manuell klicken Sie auf das Aufnahmesymbol auf die Elektrophysiologie Datenerfassungs-Software zum Datensatz CMAPs alle 2 min in den frühen 10 min alle 5 min in den aufeinander folgenden 30 min und alle 10 min in der letzten phase bis die Aufnahmedauer 2 h. erreicht</li>
	</ol></li> <li>Separate Komponente II und III des Nervs Fixateur ( Abbildung 3), die HIFU-Wandler von der Einschnitt-Website zu entfernen. Separate Komponente II und ich den gesicherten Ischiasnerv freizugeben. Naht der Operationsstelle diabetischen Ratten durch 4-0 Chromsäure Catgut Nähte nach der Aufnahme die CMAPs. Gelten Sie flüssiges Jod an der Operationsstelle um Infektionen zu vermeiden.
	<ol><li>Die Käfige auf das Heizkissen und die Ratten in ihren Käfigen zu erholen, vor der Rückgabe an die Tierstation. Die Ratten mit Ibuprofen im Trinkwasser für 3 Tage oder intraperitoneale Injektion von Buprenorphin (0,05 - 0,1 mg/kg) zur Verfügung zu stellen.</li>
	</ol></li> <li>Fügen Sie anregende und Aufnahme Elektroden in das Herkunftsland der Ischiasnerv und die Gastrocnemius Muskeln der narkotisierten diabetischen neuropathischen Ratten, wie in den Schritten 4.1.2 und 4.3 auf 7, 14 und 28 Tagen nach der ersten HIFU-Ultraschall beschrieben. Wiederholen Sie die Schritte 4.3.1, 4.3.2.
	<ol><li>Die Käfige auf das Heizkissen und ermöglichen die Ratten in ihren Käfigen zu erholen, bevor die Käfige mit der Tierstation.</li>
	</ol></li> <li>Einschläfern die Ratten nach dem Experiment. Legen Sie die Ratte in eine Kohlendioxid-Kammer. Warten Sie ca. 5 min. für die Ratten zu atmen aufhören. Stellen Sie sicher, dass das Herz aufgehört hat zu schlagen.</li>
</ol>

<ol><li>Abuaisha, B. B., Costanzi, J. B., Boulton, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acupuncture+for+the+treatment+of+chronic+painful+peripheral+diabetic+neuropathy%3A+A+long-term+study%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Res+Clin+Pract%22%5BJournal%5D)">Acupuncture for the treatment of chronic painful peripheral diabetic neuropathy: A long-term study.</a> Diabetes Res Clin Pract. 39 (2), 115-121 (1998).</li>
<li>Hamza, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+electrical+nerve+stimulation%3A+A+novel+analgesic+therapy+for+diabetic+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Care%22%5BJournal%5D)">Percutaneous electrical nerve stimulation: A novel analgesic therapy for diabetic neuropathic pain.</a> Diabetes Care. 23 (3), 365-370 (2000).</li>
<li>Ballantine, H. T. Jr, Bell, E., Manlapaz, J. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/13686380">Progress and problems in the neurologic applications of focused ultrasound.</a> J Neurosurg. 17, 858-876 (1960).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Image-guided+high-intensity+focused+ultrasound+for+conduction+block+of+peripheral+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Image-guided high-intensity focused ultrasound for conduction block of peripheral nerves.</a> Ann Biomed Eng. 35 (1), 109-119 (2007).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-intensity+focused+ultrasound+attenuates+neural+responses+of+sciatic+nerves+isolated+from+normal+or+neuropathic+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">High-intensity focused ultrasound attenuates neural responses of sciatic nerves isolated from normal or neuropathic rats.</a> Ultrasound Med Biol. 41 (1), 132-142 (2015).</li>
<li>Young, R. R., Henneman, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+block+of+nerve+conduction+by+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Neurol%22%5BJournal%5D)">Reversible block of nerve conduction by ultrasound.</a> Arch Neurol. 4, 83-89 (1961).</li>
<li>Lele, P. P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/0014488663900086">Effects of focused ultrasonic radiation on peripheral nerve, with observations on local heating.</a> Exp Neurol. 8 (1), 47-83 (1963).</li>
<li>Hong, C. Z. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/1846738">Reversible nerve conduction block in patients with poly- neuropathy after ultrasound thermotherapy at therapeutic dosage.</a> Arch Phys Med Rehabil. 72 (2), 132-137 (1991).</li>
<li>Okada, A., Morita, Y., Fukunishi, H., Takeichi, K., Murakami, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+magnetic+resonance-guided+focused+ultrasound+treatment+of+uterine+fibroids+in+a+large+Japanese+population%3A+impact+of+the+learning+curve+on+patient+outcome%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Non-invasive magnetic resonance-guided focused ultrasound treatment of uterine fibroids in a large Japanese population: impact of the learning curve on patient outcome.</a> Ultrasound Obstet Gynecol. 34 (5), 579-583 (2009).</li>
<li>Huisman, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((International+consensus+on+use+of+focused+ultrasound+for+painful+bone+metastases%3A+current+status+and+future+directions%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Hyperthermia%22%5BJournal%5D)">International consensus on use of focused ultrasound for painful bone metastases: current status and future directions.</a> Int J Hyperthermia. 31 (3), 251-259 (2015).</li>
<li>Dickinson, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Medium-term+Outcomes+after+Whole-gland+High-intensity+Focused+Ultrasound+for+the+Treatment+of+Nonmetastatic+Prostate+Cancer+from+a+Multicentre+Registry+Cohort%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Medium-term Outcomes after Whole-gland High-intensity Focused Ultrasound for the Treatment of Nonmetastatic Prostate Cancer from a Multicentre Registry Cohort.</a> Eur Urol. 70 (4), 668-674 (2016).</li>
<li>Foley, J. L., Little, J. W., Vaezy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+high-intensity+focused+ultrasound+on+nerve+conduction%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+Nerve%22%5BJournal%5D)">Effects of high-intensity focused ultrasound on nerve conduction.</a> Muscle Nerve. 37 (2), 241-250 (2008).</li>
<li>Lee, Y. F., Lin, C. C., Cheng, J. S., Chen, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+conduction+block+in+diabetic+rats+using+high-intensity+focused+ultrasound+for+analgesic+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Nerve conduction block in diabetic rats using high-intensity focused ultrasound for analgesic applications.</a> Br J Anaesth. 114 (5), 840-846 (2015).</li>
<li>Donoff, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+regeneration%3A+basic+and+applied+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Rev+Oral+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Nerve regeneration: basic and applied aspects.</a> Crit Rev Oral Biol Med. 6 (1), 18-24 (1995).</li>
<li>Fawcett, J. W., Keynes, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral+nerve+regeneration%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Peripheral nerve regeneration.</a> Annu Rev Neurosci. 13, 43-60 (1990).</li>
<li>Nightingale, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+neuropathic+pain+market%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Drug+Discov%22%5BJournal%5D)">The neuropathic pain market.</a> Nat Rev Drug Discov. 11 (2), 101-102 (2012).</li>
<li>Lipton, R. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single-pulse+transcranial+magnetic+stimulation+for+acute+treatment+of+migraine+with+aura%3A+a+randomised%2C+double-blind%2C+parallel-group%2C+sham-controlled+trial%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet+Neurol%22%5BJournal%5D)">Single-pulse transcranial magnetic stimulation for acute treatment of migraine with aura: a randomised, double-blind, parallel-group, sham-controlled trial.</a> Lancet Neurol. 9 (4), 373-380 (2010).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Teil- und vorübergehenden Unterdrückung von Action potentials der neuropathischen Nerven von diabetischen Ratten in Vivo und sofortige auftreten die Sperrwirkung nach der HIFU-Behandlung, die beide beobachtet wurden. Die 28-Tage-Follow-up-Studie auf CMAPs gezeigt, dass eine sichere Blockade der Nervenleitung am eine angemessene HIFU-Belichtung durchgeführt werden kann. Infolgedessen bieten das obige Protokoll der HIFU-Behandlung eine alternative Lösung für die reversible Wärmeleitung Block des Ischias-Nerven bei...

Orale Medikamente, Akupunktur1und elektrische Nerven Stimulation2 für die Behandlung der schmerzhaften diabetischen Polyneuropathie verwendet worden. Allerdings behindern die Nebenwirkungen der oralen Medikamenten, invasive Betrieb von Akupunktur und elektrische Nervenstimulation die therapeutische Wirksamkeit und Einhaltung des Patienten. Ultraschall-Block der peripheren Nerven in Tiermodellen untersucht worden ist, für Jahrzehnte3,4,5. Die Durchführung von in-vitro- Ischias Nerven von der großen grünen Frosch war reversibel gehemmt, nach der Behandlung von 10-20 Impulse von Ultraschall Belichtung für 0,4 - 1,0 s6. Ein Faktor, Nervenleitung zu blockieren ist die Temperaturerhöhung induziert durch Ultraschall-7. Für Patienten mit Polyneuropathie erklang die Unterdrückung der zusammengesetzten Muskel Aktionspotentiale (CMAPs) in der peroneus geringer Intensität Ultraschall für 2 min8ausgesetzt. Die vollständige Genesung war innerhalb von 5 Minuten.
Vor kurzem der Food and Drug Administration der USA HIFU als eine nicht-invasive Behandlung für uterine faserartige Tumoren9, Palliations Schmerzen der Knochen Metastasen10und Prostatakrebs11genehmigt. Eine HIFU-Wandler stößt akustische Balken außerhalb des Körpers und der Balken in verschiedenen Gewebe Medien übertragen und konvergieren auf den Ziel-Tumor im Mittelpunkt. Der Fokuszone ist sofort gebildet, um lokalisierte Auswirkungen auf Ziel Tumoren zu erzeugen, ohne das umliegende Gewebe zu beschädigen. HIFU wurde auch angewendet, um Nervenleitgeschwindigkeit hemmen oder Nerv Denervation in in Vivo Experimente von normalen Sprague-Dawley (SD) Ratten12verursachen. Darüber hinaus wurden die kurz- und langfristigen Auswirkungen der HIFU auf neuropathischen Nerven untersuchten13. Bisherige Ergebnisse gezeigt, dass die reversible oder dauerhafte Block von sensorischen Nervenleitgeschwindigkeit durch HIFU mit geeigneten Parametern erreicht werden könnte. Neben schmerzstillende Anwendungen könnte HIFU als Werkzeug verwendet werden, um den relativen Beitrag des peripheren und zentralen Komponenten Nerv Wärmeleitung Blockade für Grundlagenforschung der Neurologie und Entwicklung von Schmerzmitteln zu untersuchen. Daher ist eine HIFU blockierende Technologie-Plattform speziell für periphere Nerven in Tiermodellen erforderlich. Der Zweck dieses Artikels ist, die Verfahren für die ganz oder teilweise Sperrung der Aktionspotentiale der peripheren Nerven bei diabetischen neuropathischen Ratten durch HIFU demonstrieren. Diabetischen Ratten Modelle und Beurteilung der peripheren neuropathischen Symptome wurden eingerichtet. Eine HIFU-Plattform und experimentelle Prozesse spezifisch für die Behandlung von Ratte Ischias Nerven werden vorgestellt.

<table><tbody><tr><td>Streptozotocin</td><td>Sigma</td><td>85882</td><td></td></tr><tr><td>Zitronensäure-Monohydrat&nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C1909</td><td></td></tr><tr><td>Trinatriumcitrat-Dihydrat</td><td>Sigma</td><td>W302600</td><td></td></tr><tr><td>Glukosemessgeräte</td><td>Roche Accu-Check Active</td><td>GC</td><td></td></tr><tr><td>electronic von Frey Gerät</td><td>IITC Life Science</td><td>2390</td><td></td></tr><tr><td>Heizplatte</td><td>IITC Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biopac MP36 Erfassungssystem</td><td>Biopac Systems, Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>HIFU-Wandler</td><td>Sonic Concepts</td><td>H108</td><td></td></tr><tr><td>Funktionsgenerator</td><td>Agilent</td><td>33250A</td><td></td></tr><tr><td>Leistungsverstärker</td><td>Elektronik & Elektronik Innovation</td><td>1040L</td><td></td></tr><tr><td>Ratten&nbsp;</td><td>Biolasco taiwan</td><td>Sprague-Dawley</td><td></td></tr><tr><td>Puralube Tierarztsalbe</td><td>Dechra</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran Vaporizer</td><td>Parkland Scientific</td><td>V3000PS</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurance</td><td>Attane</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rückhaltebeutel (Decapicone)</td><td>Braintree Scientific</td><td>DC 200</td><td></td></tr></tbody></table>

ein ultraschall werkzeug für die nervenleitung blockieren in diabetischen ratten modelle

An Ultrasonic Tool for Nerve Conduction Block in Diabetic Rat Models

Wärmeleitung Nervenblockade mit einer hohen Intensität fokussierten Ultraschall (HIFU) wurde vor kurzem im normalen und diabetischen Tiermodell durchgeführt. HIFU kann reversibel die Leitung der peripheren Nerven blockieren, ohne Beschädigung der Nerven während der Verwendung eines entsprechenden Ultraschall-Parameters. Temporäre und teilweise Block von Aktionspotentialen der Nerven zeigt, dass die HIFU hat das Potenzial, eine nützliche klinische Behandlung zur Schmerzlinderung. Diese Arbeit zeigt die Verfahren für die Unterdrückung der Aktionspotentiale der neuropathischen Nerven in diabetischen Ratten in Vivo eine HIFU-Wandler verwenden. Der erste Schritt ist es, Erwachsene männlichen diabetische neuropathische Ratten durch die Streptozocin (STZ) Injektion zu generieren. Der zweite Schritt ist, die diabetische Neuropathie bei diabetischen Ratten STZ-induzierte durch eine elektronische von Frey-Sonde und einer heißen Platte zu bewerten. Der letzte Schritt ist es, Rekord in Vivo extrazellulären Aktionspotentialen des Nervus HIFU Beschallung ausgesetzt. Die hier gezeigten Methode kann das Studium der analgetische Ultraschallanwendungen profitieren.

Die in-Vivo -Studie zeigte, dass mit einer HIFU-Dosis von 3 s-Beschallung mit einer Intensität von 2.810 W/cm2, die CMAPs wurden um 20 % der Grundlinie unterdrückt, aber sie waren nach 30 min (Abbildung 2A, Diamanten) vollständig erholt und waren fast Konstante in der Frist von 28 Tagen (Abb. 2 b, Diamanten). Für die 5 s-HIFU-Belichtung mit der gleichen Intensität die CMAPs sank auf 65,4 % (9,5 %) der Basislin...

Dieses Werk stellt die Methodik der Anwendung hoher Intensität fokussierten Ultraschall um die Aktionspotentiale der diabetischen neuropathischen Nerven zu blockieren.

Ein Ultraschall Werkzeug für die Nervenleitung blockieren in diabetischen Ratten Modelle

Nerve conduction block with a high intensity-focused ultrasound (HIFU) transducer has been performed in normal and diabetic animal models recently. HIFU ...

Das übergeordnete Ziel dieser Ultraschalltechnik besteht darin, eine vorübergehende Blockade der peripheren Nervenleitung mithilfe eines ultraschallinduzierten thermischen Effekts durchzuführen. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Schmerztherapie zu beantworten, beispielsweise die Schmerzlinderung bei diabetischer peripherer Neuropathie. Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass die Ultraschallbestrahlung des Zielnervs lokalisiert und wiederholbar ist.Die Bedeutung dieser Technik liegt in der Schmerzlinderung bei neuropathischen Schmerzen beim Menschen, da die Ultraschallbehandlung ein langwieriger, aber sehr sicherer Prozess ist. Die Durchführung des Verfahrens wird gezeigt von Cheng Jung-Sung und Tan Joo-Shin sowie weiteren wissenschaftlichen Hilfskräften aus einem Labor. Nachdem männliche Sprague-Dawley- oder SD-Ratten nüchtern gestellt und die STZ-Lösung gemäß dem schriftlichen Protokoll vorbereitet wurden, wird die STZ-Lösung mit 50 Milligramm pro Kilogramm unter Verwendung einer 26- oder 28-Gauge-Nadel in eine Ein-Milliliter-Insulin- oder Tuberkulinspritze aufgezogen.Reinigen Sie die Injektionsstelle an den Ratten mit einem Ethanol-Pad und injizieren Sie die STZ-Lösung in den Bauchraum des Tieres. Messen Sie 72 Stunden nach der Injektion die nüchterne Plasma-Glukosekonzentration aller injizierten Ratten, indem Sie mit einem Blutlanzetten die Spitze des Schwanzes anstechen, um einen kleinen Blutstropfen zu erhalten. Geben Sie den Blutstropfen auf einen Glukoseteststreifen und führen Sie diesen in ein Glukosemessgerät ein, bevor Sie die nüchternen Plasma-Glukosespiegel aufzeichnen.Um eine STZ-induzierte diabetische Ratte einzugewöhnen, überführen Sie sie für 30 Minuten in einen Käfig mit einem Boden aus Metallgitter mit einem Durchmesser von einem Zentimeter. Anschließend werten Sie die Rückzugsreaktion der Hinterpfote aus, indem Sie mit einer elektronischen Von-Frey-Sonde mit starrer Spitze manuell Druck auf die plantare Fläche der Hinterpfote der Ratte ausüben und den Druck allmählich erhöhen, bis eine Rückzugsreaktion der Pfote beobachtet wird. Notieren Sie den Druck und warten Sie 30 Sekunden, bevor Sie die Messung erneut wiederholen.Fünf Wochen nach der STZ-Injektion, nachdem die Ratten entsprechend dem Textprotokoll anästhesiert und die plantare Fußfläche gequetscht wurde, verwenden Sie einen elektrischen Rasierer, um das Haar am Oberschenkel und im unteren Rückenbereich zu entfernen. Tragen Sie flüssiges Jod auf die Haut der Operationsstelle auf. Wischen Sie das flüssige Jod anschließend mit einem Alkohltupfer ab.Erstellen Sie mit einem sterilen Skalpell einen Schnitt in die Haut am dorsalen Oberschenkel. Verwenden Sie chirurgische Scheren, um das darunterliegende Gewebe zu öffnen, und sichern Sie die Haut mit Hautklemmen. Trennen Sie mit der Schere vorsichtig die Muskeln parallel zum Femur, bis die im Muskelgewebe eingebetteten Nervenfasern des Nervus ischiadicus in der Oberschenkelmitte sichtbar werden.Verwenden Sie vorsichtig einen Glas-Haken, um den mittleren Oberschenkelnervus ischiadicus vom umgebenden Bindegewebe und den Muskeln zu lösen. Anschließend heben Sie mit dem Glas-Haken vorsichtig den Nervus ischiadicus an und positionieren ihn im Fokusbereich des hochintensiven fokussierten Ultraschalls (HIFU), indem Sie ihn in die Nut von Bauteil eins des Geräts legen, wozu ein speziell angefertigter Nervenfixator verwendet wird. Danach schrauben Sie Bauteil zwei an Bauteil eins fest.Verwenden Sie dann Ringer-Lösung, um die zentrale Kammer von Bauteil eins zur Ultraschallausbreitung und Nervenpräparation zu füllen. Schrauben Sie Bauteil drei auf den HIFU-Gehäusekonus. Verbinden Sie anschließend Bauteil drei über die vier Beine von Bauteil zwei mit Bauteil zwei.Nachdem ein Paar Akupunkturnadeln in den Ursprung des Nervus ischiadicus und ein weiteres Paar in den Musculus gastrocnemius eingeführt wurde, verbinden Sie jedes Nadelpaar über ein elektrisches Koaxialkabel mit dem elektrophysiologischen Erfassungssystem. Stellen Sie die Abtastrate und die Bandbreite des elektrophysiologischen Erfassungssystems jeweils auf 50 Kilohertz und 70 Hertz bis 3 Kilohertz ein. Anschließend wird am Ursprung des Nervus ischiadicus ein übermaximaler Reiz mit einer Impulsbreite von 0,1 Millisekunden an die stimulierenden Elektroden angelegt.Notieren Sie im Elektrophysiologie-Aufzeichnungssystem die zusammengesetzten muskulären Aktionspotentiale oder CMAPs von den Ableitelektroden und verstärken Sie die CMAPs mit dem integrierten Verstärker. Um einen kommerziellen 2,68-Millihertz-HIFU-Wandler zur Unterdrückung der CMAPs bei diabetischen neuropathischen Ratten zu verwenden, tauchen Sie den sphärischen Kegel, den HIFU-Wandler und die Kegelabdeckung in den mit entgastem Wasser gefüllten Tank ein. Setzen Sie den HIFU-Wandler in den sphärischen Kegel ein und befestigen Sie die Kegelabdeckung mit sechs Kopfschrauben an der oberen Öffnung des sphärischen Kegels.Nachdem die Blasen im sphärischen Kegel aufgrund der geringen Dichte der Blasen im Vergleich zum Wasser natürlich entwichen sind, verwenden Sie durchsichtiges, 0,03 Millimeter dickes Klebeband, um die vordere Öffnung des Kegels abzudichten. Schrauben Sie anschließend Bauteil drei auf den sphärischen Kegel und nehmen Sie den HIFU-Transducer zusammen mit dem sphärischen Kegel und Bauteil drei aus dem entgasten Wassertank heraus. Führen Sie vorsichtig Bauteil eins in den Zwischenraum zwischen Nerv und Muskel ein und positionieren Sie den Nerv in der Nut von Bauteil eins.Um sicherzustellen, dass sich der Nerv im Fokus des HIFU befindet, wie zuvor gezeigt, schrauben Sie Bauteil zwei an Bauteil eins. Nachdem Sie Bauteil drei über die vier Beine von Bauteil zwei an dem HIFU-Gehäusekegel befestigt haben, verbinden Sie Bauteil drei mit Bauteil zwei und füllen das zentrale Reservoir von Bauteil eins mit Ringer-Lösung, um die Ultraschallausbreitung und die Erhaltung des Nervs zu gewährleisten. Schließen Sie einen Funktionsgenerator und einen Hochfrequenz-Leistungsverstärker an.Schließen Sie den Leistungsverstärker an den HIFU-Transducer zur Erzeugung des HIFU-Strahls an. Stellen Sie dann die Spannungsausgabe des Funktionsgenerators manuell über den Leistungsverstärker an den HIFU-Transducer ein und setzen Sie einen Timer zur Messung der HIFU-Belichtungszeit. Schalten Sie den Funktionsgenerator manuell aus, sobald die HIFU-Belichtungszeit abgelaufen ist.Geben Sie gleichzeitig den Reiz über das elektrophysiologische Erfassungssystem und den HIFU-Strahl über das HIFU-System an den Nervus ischiadicus ab, während Sie die CMAPs aufzeichnen. Erhöhen Sie die HIFU-Belastung des Nervus ischiadicus schrittweise von drei Sekunden, fünf Sekunden, dann auf acht Sekunden, bis eine Abnahme oder Hemmung der Amplitude der CMAPs beobachtet wird. Zeichnen Sie die CMAPs einmal pro Sekunde während der Applikation des HIFU-Strahls auf.Nach Beobachtung der Änderung der Amplitude der CMAPs schalten Sie das HIFU-System aus und klicken Sie manuell auf das Aufnahme-Symbol in der Elektrophysiologie-Aufnahmesoftware, um CMAPs für zwei Stunden aufzuzeichnen. Nach dem Entfernen der Nervenfixator-Komponenten, dem Vernähen der Operationsstelle der diabetischen Ratte und der Erholungsphase der Tiere führen Sie am siebten, 14. und 28. Tag nach der initialen HIFU-Beschallung stimulierende und ableitende Elektroden wie zuvor bei den anästhetisierten diabetischen neuropathischen Ratten ein und nehmen zusätzliche CMAPs auf, wie zuvor in diesem Video gezeigt. Die in diesem Video dargestellte In-vivo-Studie zeigte, dass bei einer hochintensiven fokussierten Ultraschallbehandlung (HIFU) mit einer Dosis von drei Sekunden Beschallung bei einer Intensität von 2810 Watt pro Quadratzentimeter die CMAPs um 20 Prozent gegenüber dem Ausgangswert unterdrückt wurden, sich jedoch innerhalb von 30 Minuten vollständig erholten.Bei der Fünf-Sekunden-HIFU-Bestrahlung mit gleicher Intensität nahmen die CMAPs nach vier Minuten auf 65,4 Prozent des Ausgangswerts ab und erholten sich innerhalb von 120 Minuten auf 73,7 Prozent des Ausgangswerts. Die CMAPs kehrten erst am Tag 14 zum Ausgangsniveau zurück. Bei Verlängerung der HIFU-Beschallungszeit auf 8 Sekunden bei gleicher Intensität verringerten sich die CMAPs nach vier Minuten auf 26 Prozent des Ausgangswerts, stiegen nach 120 Minuten auf 38 Prozent des Ausgangswerts an und erhöhten sich bis zum Tag 28 allmählich auf 74 Prozent des Ausgangswerts.Wenn man diese Technik einmal beherrscht, kann sie innerhalb einer Stunde durchgeführt werden, sofern sie korrekt ausgeführt wird. Während des Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, den Nerv äußerst schonend zu behandeln. Nach Abschluss dieses Verfahrens können weitere Methoden wie die Marken-Easy-Detection angewendet werden, um zusätzliche Fragestellungen, beispielsweise zur peripheren sensorischen Interaktion, zu untersuchen.Nach ihrer Entwicklung ebnete diese Technik den Forschern auf dem Gebiet der Schmerztherapie den Weg, um eine neue energetische Modalität für die Akupunktur bei peripherer Neuropathie zu erforschen. Nach dem Ansehen dieses Videos sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie die Leitung diabetischer neuropathischer Nerven in einem Rattenmodell mittels Ultraschall dargestellt werden kann. Vergessen Sie nicht, dass die Arbeit mit dem Leistungsverstärker äußerst gefährlich sein kann, und dass stets Vorsichtsmaßnahmen wie das Tragen isolierter Arbeitshandschuhe zu beachten sind, während dieses Verfahren durchgeführt wird.

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Forschung

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