Name: Untersuchung von Willebrand Faktor Pathophysiologie mit einem Flow-Kammer-Modell des von Willebrand-Faktor-Thrombozyten String Bildung (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 30 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie VWF-Plättchen-String-Bildung unter Scherstress quantifizieren. Diese Flow-Kammer-Methode ermöglicht die Untersuchung von Endothelzell-Freisetzung und Thrombozytenbindung bei inflammatorischen Stimuli in Echtzeit.

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Alison Michels ist ein Empfänger eines Frederick Banting und Charles Best Kanada Graduate Stipendium von Canadian Institute der Gesundheit Forschung (CIHR). Laura L. Swystun ist der Empfänger ein CIHR Stipendium. David Lillicrap ist der Empfänger ein Canada Research Chair in molekularen Blutstillung. Diese Studie wurde zum Teil durch eine CIHR Zuschuss (MOP-97849) Betrieb finanziert.

Diese Studien wurden von der Research Ethics Board der Königin University, Kanada genehmigt.
(1) Endothelzellen Stimulation
<ol><li>
Kollagen-Mantel einer Gewebekultur 6-Well-Platte.
	<ol>
<li>24 Stunden im Voraus, Mantel einer Gewebekultur 6-Well Platte bei 37 ° C mit 1 mL Kollagen Puffer (50 µg/mL Ratte Schweif Kollagen Typ 1 mit 0,02 M Eisessig).</li>
		<li>Waschen Sie die Brunnen zweimal mit 2 mL von Hank es ausgewogen Salz Lösung (HBSS). Hinweis: Platten können in Alufolie gewickelt und in einer luftdichten Plastiktüte bei 4 ° c gelagert</li>
	</ol>
</li>
	<li>Samen der Endothelzellen bei einer Dichte von 1 x 106 Zellen pro Bohrloch in 2 mL Wachstum mittelfristig mit 10 % fötalen Rinderserum (FBS). Inkubieren Sie die Zellen für 24 h bei 37 ° C (5 % CO2). Hinweis: Hier wurden Blut Auswuchs endothelial Zellen (BOECs) zwischen 5 und 15 Passagen eingesetzt. BOECs wurden isoliert von gesunden Probanden mit einem Wildtyp VWF-Sequenz mit einer Methode, die in Starke Et Al. verwiesen wird 22 in gewissem Sinne ähnlich wie eine zuvor von Jupiter23beschrieben.</li>
	<li>Entfernen Sie das Medium nach 24 h und waschen Sie die Zellen mit HBSS.</li>
	<li>Fügen Sie 1 mL serumfreien Medium (minimale wesentliche Wachstumsmedium ohne FBS) enthaltenden Phorbol Myristate-12 13-Acetat (PMA; 100 nM), fraktioniertem Histon (UH) und HK oder HR (alle bei 25 µg/mL) auf die Zellen für 2 h bei 37 ° C (5 % CO2). Hinweis: Diese Konzentration von Histon basierte auf früheren in-vitro- Zytotoxizität berichten von Xu Et al. 24 und Abrams Et Al. 25 , die 50 µg/mL verwendet.</li>
	<li>Sammeln Sie das Medium nach 2 h und bis zur Analyse bei-20 ° C lagern.</li>
</ol>(2) VWF Quantifizierung von Enzym-linked Immunosorbentprobe Assay (ELISA)
<ol><li>Mantel einer Mikrotestplatte mit 100 µL Puffer (10 mM Diabas-Natriumphosphat und 145 mM Natrium-Chlorid, pH 7,2) mit 10 µg/mL polyklonale Anti-VWF Antikörper über Nacht bei 4 ° c zu beschichten</li>
	<li>Waschen Sie die Platte dreimal mit 250 µL Waschpuffer (10 mM Diabas-Natriumphosphat, Natriumchlorid 500 mM und 0,1 % Tween 20, pH 7,2).</li>
	<li>Die mittlere Proben 1:2 und 1:4 mit Waschpuffer verdünnt und normalen Referenz Plasma für eine Standardkurve, beginnend bei einer 01:10 Verdünnung.</li>
	<li>Platte 100 µL der verdünnten Proben und Standards über Nacht bei 4 ° C.</li>
	<li>Waschen Sie die Platte dreimal mit 250 µL Waschpuffer.</li>
	<li>Fügen Sie 100 µL verdünnter Anti-VWF, HRP-konjugierten Detektionsantikörper (1,1 µg/µL Waschpuffer) auf die Platte und 1 h bei Raumtemperatur inkubieren.</li>
	<li>Waschen Sie die Platte und inkubieren Sie für 10 min mit O-Phenylendiamin Dihydrochloride (OPD) Reagenz, gemäß den Anweisungen des Herstellers.</li>
	<li>Stoppen Sie die Reaktion mit 100 µL 1 M H2SO4 und lesen Sie die Platte bei 492 nm.</li>
</ol>3. Festphasen-Histon-VWF-Bindung-Assay
<ol><li>Mantel einer Mikrotestplatte mit Histonen verdünnt in 0,5 % Natrium Deoxycholate 50 mM Carbonat Puffer (pH 9,6) bis 10 µg/mL über Nacht bei 4 ° C.</li>
	<li>Waschen Sie die Platte dreimal mit 250 µL PBS ergänzt mit 0,1 % Tween 20, Inkubation für 10 min zwischen den Waschgängen.</li>
	<li>Blockieren Sie die Platte mit 200 µL PBS ergänzt mit 0,1 % Tween 20 und 1 % Rinderserumalbumin (BSA) für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 3.2.</li>
	<li>Plasma-abgeleitete menschliche VWF/Faktor VIII Komplex von 200 mU/mL bis 25 mU/mL Kochsalzlösung Puffer seriell zu verdünnen (10 mM Diabas-Natriumphosphat,, 500 mM Natriumchlorid und 0,1 % Tween 20, pH 7,2). Die Platte für 2 h bei Raumtemperatur 100 µL hinzufügen.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 3.2.</li>
	<li>Erkennen Sie die Bindung von VWF an immobilisierte Histon mit 100 µL einer Lösung mit PBS-0.1% Tween 20 und 1:1,000 Kaninchen polyklonale Anti-VWF Antikörper konjugiert, HRP für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 3.2.</li>
	<li>Brüten die Platte für 30 min mit 100 µL OPD Reagenz und stoppen die Reaktion mit 100 µL 1 M H2SO4. Messung die optische Dichte bei 492 nm.</li>
</ol>4. Aussaat Endothelzellen auf Flow-Kammern
<ol><li>Laden Sie 0,5 mL Kollagen-Beschichtung Puffer (in Schritt 2.1 beschrieben) in einer 1-mL-Spritze Luer-Lock.</li>
	<li>Drehen Sie das Luer-Lock-Ende der Spritze auf das Reservoir einer Flow-Kammer-Folie.</li>
	<li>Drücken Sie den Kolben langsam, bis die gesamte Spur beschichtet ist und jeder Behälter ist voll. Wiederholen Sie für jede Spur und inkubieren Sie die Kammer bei 37 ° C für 24 h.</li>
	<li>Den Kollagen-Beschichtung-Puffer mit einer 200 μl Pipette abzusaugen. Laden Sie eine weitere Spritze mit 1 mL HBSS und drücken Sie den Kolben langsam, jede Spur von den Strömungsraum zu waschen. Aspirieren Sie das Waschen mit einer 200 μl Pipette am entgegengesetzten Ende des den Strömungsraum. Zweimal wiederholen.</li>
	<li>Pipette ca. 100 µL einer 3 x 106 Zellen/mL Endothelzellen (BOEC) Lösung im Wachstumsmedium mit 10 % FBS in die Spur einer Kammer fließen. Hinweis: Die Aussaatdichte von Endothelzellen übersteigt die Kapazität der Kammer. Das heißt, maximal Kanal Abdeckung zu gewährleisten. nicht-anhaftende Zellen sind in der nachfolgenden Waschschritt entfernt.</li>
	<li>Inkubieren Sie der Kammer bei 37 ° C für 24 h Änderung des Mediums alle 8-12 h mit Luer-Lock Spritzen (wie in Schritt 4.4). Sicherzustellen Sie, dass es keine sichtbaren Luftblasen in den Gassen.</li>
</ol>(5) isolieren Thrombozyten aus menschlichen Vollblut
<ol><li>Fügen Sie in einer biologischen Sicherheitsschrank mit einer 30 G-Nadel 300 µL Puffer Acid Citrat Dextrose (85 mM Trinatrium Citrat, 111 mM D-Glucose und Zitronensäure 71 mM, pH 4,5 hinzu) ein Zusatzstoff-freie 3 mL Blut Sammlung Vacutainer.</li>
	<li>Sammeln Sie Vollblut von gesunden Probanden (frei von Anti-Thrombozyten und nicht-steroidale Antirheumatika für sieben Tage) durch Venenpunktion (drei Rohre von 3 mL), im Anschluss an ein Protokoll ähnlich dem von Bernardo Et Al26veröffentlicht.</li>
	<li>Das erste Rohr zu verwerfen, da die ursprüngliche Gewebeschäden im Zusammenhang mit der Venenpunktion spontane Thrombozyten Aktivierung führen kann.</li>
	<li>Invertieren Sie sanft die Vacutainer dreimal um das Blut mit Antigerinnungsmittel mischen.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die Vacutainer 150 X g für 15 min bei 24 ° C (Raumtemperatur).</li>
	<li>Entfernen Sie langsam das Platelet-Rich Plasma (überstand) mit einer Pipette in einem biologischen Sicherheitsschrank und übertragen Sie sorgfältig auf eine 15 mL konische Rohr. Übertragen Sie Platelet-Rich-Volumen von jedem Vacutainer zu einem einzigen konische Schlauch zu potenziellen Kreuz-Aktivierung zu umgehen. Hinweis: Thrombozyten Isolierung sollte in einem biologischen Sicherheitsschrank gegen bakterielle Kontamination und mögliche künstliche Thrombozyten bzw. endotheliale Aktivierung durchgeführt werden.</li>
	<li>Zentrifugieren Sie die konische Rohre bei 900 X g für 10 min bei 24 ° C (Raumtemperatur), pellet-Plättchen.</li>
	<li>Pipette und entsorgen des Thrombozyten-Armen Überstands.</li>
	<li>Waschen Sie das Pellet vorsichtig mit 1 mL Natrium-Citrat-Glukose (CGS) Puffer (Natriumcitrat 13 mM, 30 mM D-Glukose und 120 mM Natrium-Chlorid, pH 7,0). Hinweis: Die Thrombozyten erscheint in Wisp-ähnliche Formationen wenn der CGS-Puffer hinzugefügt wird und die Pellets sanft Nukleinsäuretablette. In Proben kontaminiert durch Aktivierung der Thrombozyten die Blutplättchen werden nicht leicht Aufschwemmen und klobigen erscheint.</li>
	<li>Einmal vollständig durch Zentrifugieren Sie die Proben bei 900 X g für 10 min bei 24 ° C (Raumtemperatur).</li>
	<li>Entfernen Sie die CGS Waschpuffer und Aufschwemmen der Pellets in 3 mL Tyrode Puffer (138 mM Natrium-Chlorid, 5,5 mM D-Glucose, 12 mM Sodium Bicarbonat, 2,9 mM Kaliumchlorid und 0,36 mM Diabas-Natriumphosphat, pH 7.4). Gewährleisten Sie komplette Wiederfreisetzung der Plättchen zu und Aggregationen eingehalten, verwerfen Sie die Probe.</li>
	<li>Jeweils 3 mL konische Rohr der gewaschenen Thrombozyten für eine Endkonzentration von 1 µM 1,5 µL aus einer 20 mM DiOC6-Stammlösung (57,25 mg in 5 mL Methanol auflösen) hinzufügen. Hinweis: DIOC6 ist eine grüne mitochondriale Fluoreszenzfarbstoff verwendet in diesem Experiment zu Label Thrombozyten.</li>
	<li>Aliquoten 1 mL der Lösung gewaschen Thrombozyten zu drei 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen. Hinweis: Die Thrombozyten Lautstärke erforderlich für dieses Experiment ist auf die Größe der Strömungsraum, die gewünschte Schubspannung und die Länge des Experiments (Schritt 6.5) berechnet. Dieses Protokoll kann eingestellt werden, wie Bedingungen zu ändern, um sicherzustellen, dass es genügend Volumen für Strömung.</li>
	<li>Verwenden Sie die gewaschenen Thrombozyten innerhalb 2 h der Isolation.</li>
</ol>6. Vorrichtung Fließmontage
<ol><li>Bringen Sie ein 70 cm Stück sterilen Silikon Schläuche (Innendurchmesser von 1,6 mm) auf eine männliche Ellenbogen Luer-Anschluss-Stecker an einem Ende und einem weiblichen Luer Lock Adapter am anderen.</li>
	<li>Schließen Sie den weiblichen Luer Lock Adapter auf das Rohr auf einer 20 mL Spritze befestigt.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 6.1 und 6.2 zweimal um drei identische Spritze Schlauchverbindungen zu generieren.</li>
	<li>
Verwenden Sie eine Spritzenpumpe Strömung erzeugen. Geben Sie die folgenden Einstellungen in die Spritzenpumpe: Innendurchmesser der Spritze und Flow Rate. Hinweis: Eine 20-mL-Spritze hat einen Innendurchmesser von 19,55 mm. Der Volumenstrom errechnet sich die gewünschte Rate/Scherung Schubspannung und die Abmessungen der Kammer fließen. Für den Strömungsraum verwendet in der aktuellen Studie 1 dyn/cm2 (bei niedrigen venösen Scherung), zu erreichen ist eine Durchflussmenge von 9.37 µL/min erforderlich. Wegen nachgewiesener Venenthrombose Histone verlinken ist eine moderate venöse Scherung von 4,45 dyn/cm2 ausgewählt. Dies ist auch die Annahme zugrunde, dass der Puffer eine ähnliche Viskosität zu Wasser hat. Die Fließgeschwindigkeit ist dann gleich 41,7 µL/min. Gleichungen zur Berechnung der Durchfluss für verschiedene Fluss Kammer Abmessungen finden Sie unter:<ol>
<li>Legen Sie die Pumpe Flüssigkeit über die Schaltfläche "Option auf der Spritzenpumpe zurückzuziehen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Laden Sie die drei Spritzen mit Schlauch an der Spritzenpumpe verbunden und sichern Sie Klammern um die Spritzen und Kolben fest zu.</li>
	<li>Legen Sie eine männliche Ellenbogen Luer an beiden Enden ein zweites 20 cm Stück sterile Silikonschlauch.</li>
	<li>Verbinden Sie einen Ellbogen Luer-Anschluss mit einer abgestumpften 18-Gauge-Nadel.</li>
	<li>Wiederholen Sie zweimal, drei identische Ansaugsysteme für die drei Fahrspuren der Fluss Kammer zu schaffen. Hinweis: Die Silikon-Schläuche und Luers kann mit 10 % Bleichmittel gefolgt von destilliertem Wasser vor der Wiederverwendung gewaschen werden. Es wird nicht empfohlen, die Fluss Kammern wiederzuverwenden.</li>
</ol>(7) Mikroskop Einstellungen
<ol><li>Ausgestattet mit einer voll automatisierten Bühne drehenden Scheibe Mikroskop verwenden. Durchführen Sie Beleuchtung mit einem Laser-Start, der 405, 458, 491, 543 und 633 nm Laser-Linien bietet. Alle Bilder mit einem 20 X Objektiv zu erfassen. Passen Sie alle Parameter mit der Analysesoftware (http://www.well.ox.ac.uk/_asset/file/metamorph-basic-commands.pdf).</li>
	<li>Wählen Sie die Kanaleinstellungen (Emission Filter: 520/35), mit Erregung bei 491 nm, für den Erwerb. Legen Sie das Elektron Multiplikation – Coupled Ladegerät Elektron-Multiplikation Gewinn von 150, mit einer Belichtungszeit von 200 ms, um den gesamten dynamischen Datenbereich zu erhalten. Hinweis: Thrombozyten sind gekennzeichnet mit einem grünen Fluoreszenzfarbstoff, DiOC6, mit Wellenlängen Maxima (Erregung, 482 nm, Emission, 504 nm).</li>
	<li>Passen Sie die 491 nm Laserleistung auf 20 %.</li>
	<li>Markieren Sie die Mitte der alle drei Fahrspuren und wählen Sie 1 μm für Z-Palette und 0,5 μm für Schrittgröße aus. Wählen Sie die Anzahl der Zeitpunkte (d. h. Dauer) und die Zeit zwischen den Bildern (z. B. Intervall) zum Erfassen eines Abbilds alle 10 s; Wählen Sie "60 Mal Punkte" pro Folie. Legen Sie das Mikroskop Aufnahmen von den drei Fahrspuren und in einem dafür vorgesehenen Experiment-Ordner speichern. Hinweis: Da die Strömungsraum drei Fahrspuren aufweist, müssen das Mikroskop Umschalten zwischen drei Positionen, die Bilder zu erfassen.</li>
</ol>(8) VWF-Thrombozyten String Bildung
<ol><li>Entfernen Sie das Kulturmedium von Strömungsraum (von Schritt 4) mit der gleichen Technik wie in Schritt 4.4.</li>
	<li>Hinzufügen von 100 µL der beiden Histamin (25 µM), PMA (100 nM), UH, HK oder HR (alle bei 25 µg/mL) verdünnt in serumfreien Medium (wie in Schritt 1.4) um die BOEC Monolage für 15 min bei Raumtemperatur und ambient O2Co2zu stimulieren. Hinweis: Obwohl für VWF Freisetzung nicht erforderlich ist, wird diese Stimulation bei 37 ° C durchführen VWF Exozytose27verbessern.</li>
	<li>Stellen Sie sicher, dass einer der drei getrennte Fahrspuren der Fluss Kammer bleiben als experimentelle Kontrolle unbehandelt.</li>
	<li>Entfernen Sie das Medium mit einer 1 mL Spritze und ersetzen Sie es mit 100-200 µL PBS, die Secretagogues aus der endothelialen Monolage zu waschen.</li>
	<li>Montieren Sie den Strömungsraum auf eine Folie mit vaskulären Clips um die Kammer im Ort zu sichern.</li>
	<li>Das Reservoir an den Strömungsraum zuordnen Sie verfügbaren Luer-Anschluss-Stecker am Ende der 70 cm Schlauch (verbunden mit der Spritze). Wiederholen Sie für die andere Strömung Kammer zweispurig.</li>
	<li>Starten Sie die Spritzenpumpe um die PBS waschen zu entfernen. Pipette zusätzliche PBS in den gegenüberliegenden Fluss Kammer Tank um sicherzustellen, dass die Bahnen nicht trocken laufen.</li>
	<li>Die Flow-System für gleichwertige fließen über alle drei Fahrspuren zu beobachten und dann pause die Spritzenpumpe.</li>
	<li>Wählen Sie einen Bereich um die Bilder in etwa in der Mitte jeder Bahn, in etwa der gleichen Gegend zwischen Experimente zu erfassen. Hinweis: Die Person, die das Mikroskop kann zu den Versuchsbedingungen Blenden zu lassen. Diese Schritt wird sichergestellt, dass das Mikroskop vor Thrombozyten Strömung ausgerichtet ist (siehe Schritt 7).</li>
	<li>Befestigen Sie einen weiblichen Luer-Koppler<a> </a>einer 5 mL Spritze und dann mit dem freien männlichen Luer-Anschluss (Schritt 6,8) und tauchen die abgestumpften Nadel im 1,5 mL Microcentrifuge Schlauch mit der gewaschenen Thrombozyten-Lösung (Schritt 5.13). Ziehen Sie langsam die Thrombozyten-Lösung durch den Schlauch, keine Luftblasen innerhalb des Systems zu gewährleisten.</li>
	<li>5 mL Spritze entfernen und das offene Reservoir an den Strömungsraum männlichen Luer beimessen. Wiederholen Sie für die drei Fahrspuren.</li>
	<li>Starten Sie die Spritzenpumpe und Aufnahmen Sie während der Thrombozyten-Fluss mit Mikroskop und Protokoll-Einstellungen aus Schritt 7 für 10 min in der Dunkelheit.</li>
	<li>Nach 10 min die Aufnahme Schläuche auf dem Fluss-Kammer-Stausee trennen Sie die Luer-Anschluss und füllen Sie den Tank mit PBS fließen über die endotheliale Monolage aufrecht zu erhalten.</li>
</ol>9. VWF-Thrombozyten String Quantifizierung
Hinweis: Der kontinuierliche Fluss von PBS ist verpflichtet die VWF-Thrombozyten Zeichenfolge Dehnung für die Bildanalyse zu pflegen. Einstellung der Fluss führt die VWF zu kugelförmig und wird VWF-Thrombozyten Zeichenfolge Quantifizierung beeinträchtigen. Unbedingt nach oben bis jeder Behälter mit PBS während der Bildaufnahme. HBSS können PBS ersetzen, wenn Zelle schrumpft oder Ablösung während dieses Schritts beobachtet wird.
<ol><li>Beginnend mit der ersten Spur, 10 Aufnahmen Sie pro Folie ohne Überlappung mit einem 20 X Objektiv um Mitte der Folie. Wiederholen Sie diesen Vorgang für jede Fahrspur. Hinweis: Die Bereiche rund um die Stauseen sollte aufgrund der turbulenten Schubspannung vermieden werden.</li>
	<li>Bildverarbeitungs-Software verwenden, passen Sie die Helligkeit durch Klicken auf "Bild", "Anpassen" und "Helligkeit/Kontrast." Ziehen Sie die Bildlaufleiste, bis die haften Plättchen gut genug für die Quantifizierung angezeigt werden können.</li>
	<li>Aufzeichnen einer VWF-Thrombozyten-Zeichenfolge, wenn drei oder mehr ausgerichteten Thrombozyten werden im Bild beobachtet. Zählen Sie die VWF-Thrombozyten-Saiten in einem Bild. Wiederholen Sie für alle 10 Bilder und durchschnittlich für das Experiment. Hinweis: Die Person, die die Quantifizierung kann zu den Versuchsbedingungen Blenden zu lassen. Es ist nicht notwendig, für VWF, Co zu beflecken, wie dies durch unabhängige Studien8,28,29.</li>
	<li>Wiederhole das Experiment mindestens drei Mal, jeder Sekretagog zu bewerten.</li>
</ol>

Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Während die physiologische Bedeutung der VWF-Thrombozyten aufgrund ihrer schnellen Auflösung im Beisein der VWF-Spaltung Protease ADAMTS13 umstritten bleibt Streicher, dienen sie als quantifizierbare in Vitro Modell der Thrombozyten Rekrutierung von VWF an einen Standort am bilden ein Thrombus kann in Gegenwart von lokalisiert Anstieg Histon Level5. Zudem fehlen ADAMTS13 Aktivität-solch als thrombotische thrombozytopenische Purpura (TTP) - oder entzündliche Mikroumgebungen - Pathologien w...

Thrombose ist eine führende Ursache von Sterblichkeit weltweit1 und Antwort Todysregulated Thrombozyten Aktivierung und Thrombin Generation in beiden Veinsand Arterien entwickeln kann. Plasmaspiegel von VWF sind ein wichtiger Regulator der Blutgerinnung, wobei niedrige Konzentrationen (< 50 %) führen, die Störung der Blutgerinnung bekannt als von Willebrand Krankheit (VWD)2 und ein hohes Maß (> 150 %) sind verbunden mit einem erhöhten Risiko von venösen3 und arterielle4 Thrombose.
VWF ist ein Multimeric Glykoprotein von Megakaryozyten und Endothelzellen synthetisiert und gespeichert in Thrombozyten α-Granula und WPBs, beziehungsweise. Bei blutstillende Herausforderung kann VWF von endothelialen WPBs, zirkulierende Thrombozyten aktiviert Endothelzellen5 oder freiliegende Kollagen auf dem Schiff Wand6Leine freigegeben werden. Verankerung der VWF an Endothelzellen nachweislich durch P-Selektin7 und Integrin αvβ38vermittelt werden. Die anschließende Freisetzung von Thrombozyten α-Granulat Geschäften kann lokalisierte VWF-Konzentrationen zur Stabilisierung der Thrombozyten-Thrombozyten Interaktionen für Thrombozyten Stecker Bildung, das Gerüst für die Ausbreitung der Koagulation Kaskade und Fibrin benötigt weiter erhöhen. Ablagerung. Die Thrombozyten-Bindung-Aktivität des VWF ist durch seine Multimeric Struktur mit hochmolekularen Gewicht Multimere besitzen größere blutstillende Aktivität9,10geregelt. Im Umlauf fungiert VVS auch als Träger für die Gerinnung Faktor VIII.
Fluid Scherspannung ist ein wesentlicher Regulator der VWF-Physiologie. In Ermangelung der Schubspannung existiert VWF in eine kugelige Form verbergen Bindung Domains für Thrombozyten-Glykoprotein Ib Adhäsion11. Wenn Schubspannung vorhanden ist, ist die Spaltstelle für eine Metalloprotease, ein Disintegrin und Metalloprotease mit Thrombospondin-Motiv (ADAMTS13) ausgesetzt. ADAMTS13 spaltet nackte und Thrombozyten eingerichtet VWF Zeichenfolgen zur Regulierung der Multimer Größe, wodurch seine blutstillende Aktivität12.
VWF ist ein akute-Phase-Protein, und zahlreiche Reize, einschließlich Hypoxie13, Infektion14und proinflammatorischen Zytokinen, haben gezeigt, dass VWF Freisetzung aus Endothelzellen zu vermitteln. Ähnlich wie andere entzündliche Agenten, extrazelluläre Histone haben auch gezeigt, dass systemische VWF Freisetzung in Mäusen15,16 und die Aktivierung von Thrombozyten in-vitro-17,18, induzieren 19. dies gezeigt wurde abhängig von Histon-Subtyp, da Unterschiede im Lysin und Arginin Inhalt Funktion15beeinflussen kann. Unsere Studie zielt darauf ab, eine Strömungsraum etablieren zu modellieren, um den Einfluss von Lysin-Rich (HK) zu untersuchen und reich an Arginin (HR) Histon Untertypen und Secretagogues auf endothelialer VWF Freisetzung und Echtzeit-Plättchen erfassen, mögliche frühe Ereignisse in Entzündung-induzierte Thrombose.
Dieser Fluss Kammer Methodik rekapituliert in Vivo Interaktionen zwischen Subendothelial Kollagen, Endothelzellen, VWF und Thrombozyten in eine in-vitro- System, das visuelle, reproduzierbare und quantifizierbar ist. Es ermöglicht die Echtzeit-Bewertung aller Aspekte des Pfades, der VWF-Thrombozyten Interaktionen, darunter WPB-Sekretion, Thrombozyten Aktivierung und VWF Proteolyse reguliert. Studien von VWF unter kontrollierten Schubspannung Bedingungen wurden zur VWD Mutationen zu bewerten, die VWF Freisetzung und Thrombozyten-bindende Funktion20, WPB Physiologie21und VWF Spaltung beeinträchtigen von ADAMTS135. Wir verwenden diese Methode, um VWF-Thrombozyten Zeichenfolge Bildung als Folge einer Entzündungsreiz zu quantifizieren: extrazelluläre Histone.

<table><tbody><tr><td>Unfraktionierte Histone (UH) von Kalb und Thymus (UH)</td><td>Biochemisches</td><td>HLY</td> von Worthington <td>Rekonstituiert in serumreduzierten Medien (5 mg/ml)</td></tr><tr><td>Kalbthymus lysinreiche Histone (HK)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H5505</td><td>Rekonstituiert in serumreduzierten Medien (5 mg/ml)</td></tr><tr><td>Kalbthymus argininreiche Histone (HR)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H4830</td><td>Rekonstituiert in serumreduzierten Medien (5 mg/ml)</td></tr><tr><td>Phorbol 12-Myristat-13-acetat (PMA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8139</td><td>rekonstituiert in DMSO (20 mM)</td></tr><tr><td>Histamin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7125-1G</td><td>Rekonstituiert in Wasser (50 mg/ml)</td></tr><tr><td>3,3' Dihexyloxacarbocyaniniodid (DiOC6)</td><td>Invitrogen</td><td>D273</td><td>Rekonstituiert in Methanol (20 mM)</td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-VWF-Beschichtung Antikörper</td><td>DAKO</td><td>A0082</td><td>für VWF ELISA</td></tr><tr><td>Kaninchen Anti-VWF-Nachweis Antikörper, HRP-konjugiert</td><td>DAKO</td><td>P0026</td><td>Für VWF ELISA und Histon-VWF-Bindungsassay</td></tr><tr><td>Nunc MaxiSorp 96-Well-Mikroplatten mit flachem Boden</td><td>eBioscience</td><td>44-2404-21</td><td>Für Histon-VWF-Bindungsassay</td></tr><tr><td>Immulon 4 HBX Mikrotiter mit flachem Boden 96-Well-Platten</td><td>Thermo Scientific</td><td>3855</td><td>Für VWF ELISA</td></tr><tr><td>Humate-P</td><td>CSL Behring</td><td>N/A</td><td>Aus Plasma gewonnener humaner von-Willebrand-Faktor/Faktor-VIII-Komplex</td></tr><tr><td>Normales Referenzplasma</td><td>Präzision BioLogic</td><td>CCNRP-05</td><td>Für VWF ELISA-Standardkurve</td></tr><tr><td>O-Phenylendiamin-Dihydrochlorid (OPD) Reagenz</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P8287</td><td>Gleichwertiges Produkt erhältlich über ThermoFisher Scientific (Katalognummer: 34006)</td></tr><tr><td>EGM-2 BulletKit</td><td>Lonza</td><td>CC-3162</td><td>Für die Kultivierung und Initialisierung Aussaat von BOEC</td></tr><tr><td>Hank's Balanced Salt Solution (HBSS)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>14025092</td><td></td></tr><tr><td>Rat-tail Collagen Type 1</td><td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Opti-MEM I Reduced Serum Media</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>31985070</td><td>Für die Stimulation von Endothelzellen</td></tr><tr><td>METAMORPH Mikroskopie Automatisierung und Bildanalysesoftware</td><td>Molekulare Geräte</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>BD Vacutainer Blutentnahmeröhrchen, ohne Zusatz</td><td>BD Biosciences</td><td>366703</td><td></td></tr><tr><td>&micro;-Slide III 0.1 (Durchflusskammern)</td><td>Ibidi</td><td></td><td>Dieses Produkt wird nicht mehr hergestellt. Wir empfehlen, &micro;-Slide VI 0.1 (#80661) oder 0.4 (# 80601) zu verwenden und die Flussrate und das Thrombozytenvolumen neu zu berechnen, die erforderlich sind, um eine Scherspannung von 4.45 dyn/cm2 aufrechtzuerhalten</td></tr>. <tr><td>Silikonschlauch 1.6 mm ID: 5 m, sterilisiert</td><td>Ibidi</td><td>10842</td><td></td></tr><tr><td>Luer-Lock-Anschluss weiblich: natürliches Polypropylen, sterilisiert</td><td>Ibidi</td><td>10825</td><td></td></tr><tr><td>Winkel-Luer-Anschluss Stecker: weißes Polypropylen, sterilisiert</td><td>Ibidi</td><td>10802</td><td></td></tr><tr><td>Blunted 18G Nadel</td><td>BD Biosciences</td><td>305180</td><td></td></tr><tr><td>20 mL Spritzen</td><td>BD Biosciences</td><td>302830</td><td></td></tr><tr><td>Spritzenpumpe</td><td>New Era Pump Systems Inc. NE-1600 Multi-PhaserTM</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Quorum WaveFX- 4X1 Spinning Disk Mikroskop</td><td>Quorum Technologies</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Bildverarbeitungssoftware</td><td>ImageJ</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

untersuchung von willebrand faktor pathophysiologie mit einem flow-kammer-modell des von willebrand-faktor-thrombozyten string bildung

Investigating von Willebrand Factor Pathophysiology Using a Flow Chamber Model of von Willebrand Factor-platelet String Formation

Von-Willebrand-Faktor (VWF) ist ein Multimeric Glykoprotein Gerinnungsfaktor vermittelt, die Plättchen Adhäsion und Aggregation an Standorten von Endothelschäden und Faktor VIII in der Zirkulation führt. VWF ist durch endothelial Zellen synthetisiert und wird entweder konstitutiv in das Plasma abgegeben oder in speziellen Organellen, Weibel-Palade Körper (WPBs), genannt für bedarfsgesteuerte Freigabe in Erwiderung auf blutstillende Herausforderung gespeichert. Gerinnungsfördernden und proinflammatorischen Reize können schnell WPB Exozytose und VWF Freisetzung auslösen. Die Mehrheit der VWF veröffentlicht von Endothelzellen zirkuliert im Plasma; jedoch ist ein Teil der VWF an der Oberfläche der Endothelzellen verankert. Unter Bedingungen der physiologischen Scherung kann Endothelzellen verankert VWF binden an Thrombozyten, bilden eine VWF-Thrombozyten-Zeichenfolge, die die Nidus Thrombusbildung darstellen kann. Ein Flow-Kammer-System kann verwendet werden, um visuell zu beobachten, die Freisetzung von VWF aus Endothelzellen und das anschließende Plättchen in einer Art und Weise zu erfassen, die reproduzierbar und relevant für die Pathophysiologie der VWF-vermittelten Thrombusbildung. Mit dieser Methodik, Endothelzellen sind kultiviert in einem Strömungsraum und anschließend mit Secretagogues induzieren WPB Exozytose stimuliert. Gewaschene Thrombozyten sind dann über die aktivierte Endothel durchblutet. Die Plättchen werden aktiviert und anschließend binden an länglichen VWF-Zeichenfolgen in die Richtung der Flüssigkeitsströmung. Verwendung von extrazellulären Histone als gerinnungsfördernden und proinflammatorischen Anregung, beobachteten wir erhöhten VWF-Thrombozyten Zeichenfolge Bildung auf Histon-behandelten endothelial Zellen im Vergleich zu unbehandelten Endothelzellen. Dieses Protokoll beschreibt eine quantitative, visuelle und Echtzeit-Bewertung der Aktivierung von VWF-Thrombozyten-Interaktionen in den Modellen der Thrombose und Hämostase.

Um die Wirkung der Histone auf VWF Freisetzung aus Endothelzellen direkt zu beurteilen, wir konfluierende BOECs serumfreien Medium mit PMA (Positivkontrolle), UH, HR und HK für 2 h ausgesetzt. Wir haben gezeigt, dass HK eine 2-fache Erhöhung im VWF-Protein (VWF:Ag) in das Medium der behandelten Endothelzellen (Abbildung 1 induziert). Interessant ist, wenn Sie BOECs mit UH und HR angeregt wurden, war es weniger VWF:Ag im Medium als im unbehandelten Zustand erk...

In diesem Artikel beschreiben wir eine Methode zur Bestimmung der endothelialen von Willebrand Faktor Release und das anschließende Plättchen erfassen unter Fluid Schubspannung in Reaktion auf entzündliche Reize mit einer in-Vitro -Fluss-Kammer-System.

Untersuchung von Willebrand Faktor Pathophysiologie mit einem Flow-Kammer-Modell des von Willebrand-Faktor-Thrombozyten String Bildung

Von Willebrand factor (VWF) is a multimeric glycoprotein coagulation factor that mediates platelet adhesion and aggregation at sites of endothelial damage ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens besteht darin, die Bildung von von-Willebrand-Faktor- oder VWF-Blutplättchen-Strängen als Reaktion auf Sekretagoge zu beobachten und zu quantifizieren. Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen in der Biologie des von-Willebrand-Faktors und der wavo-palliativen Körper-Pathophysiologie zu beantworten. Außerdem ermöglicht sie die Beantwortung von Fragen zu Mutationen, die die Freisetzung des von-Willebrand-Faktors und die Plättchenbindungs-Funktion beeinträchtigen.Der Hauptvorteil dieser Technik liegt darin, dass sie die in-vivo-Wechselwirkungen zwischen subendothelialem Kollagen, endothelialen Zellen, VWF und Thrombozyten in einem visuellen und quantifizierbaren in-vitro-System nachbildet. Ich halte die visuelle Demonstration dieser Methode für entscheidend. Die erforderlichen mikroskopischen Schritte zur Aufnahme der VWF-Thrombozyten-Strangbildung unter mehreren gleichzeitigen Bedingungen in Echtzeit sind allein anhand von Text schwer zu beherrschen.Beginnen Sie damit, 0,5 Milliliter Kollagen-Beschichtungspuffer in eine 1-Milliliter-Luer-Lock-Spritze zu laden. Drehen Sie das Ende der Spritze auf das Reservoir einer Durchflusskammerplatte und drücken Sie den Kolben langsam herunter, bis die gesamte Spur beschichtet ist und jedes Reservoir gefüllt ist. Ergänzen Sie die Flüssigkeit in den Reservoiren, um sicherzustellen, dass jedes vollständig gefüllt ist.Wenn alle Gänge beladen wurden, inkubieren Sie die Kammer 24 Stunden bei 37 Grad Celsius. Am nächsten Tag entfernen Sie mit einer 200-Mikroliter-Pipette den Kollagen-Beschichtungspuffer. Spülen Sie anschließend jeden Gang mit HBSS und aspirieren Sie die Salzlösung mit einer 200-Mikroliter-Pipette.Nachdem die dritte Runde HBSS verworfen wurde, fügen Sie etwa drei mal 10 hoch 6 Blood Outgrowth Endothelial Cells pro Milliliter in 100 Mikroliter Wachstumsmedium, ergänzt mit 10 % FBS, in jede Kammer der Durchflusszelle hinzu. Danach bringen Sie die Zelle für 24 Stunden in den 37 °C-Inkubator und wechseln das Medium alle acht bis zwölf Stunden. Um die Durchflussapparatur zusammenzubauen, befestigen Sie zunächst einen männlichen Luer-Verbindungsstück-Elbogen an einem Ende von jeweils drei 70 cm langen Stücken steriler Silikonschläuche.Und befestigen Sie einen weiblichen Luer-Lock-Adapter an jedem anderen Ende der Schläuche. Verbinden Sie die weiblichen Luer-Lock-Adapter mit einzelnen 20-Milliliter-Spritzen und programmieren Sie die Spritzenpumpe. Laden Sie die Spritzen auf die Pumpe auf und sichern Sie die Halterungen fest um die Spritzen und Kolben.Danach einzelne männliche Bogenstutzen an beiden Enden von drei verschiedenen 20 cm langen Stücken steriler Silikonschläuche befestigen und an jeweils einen der drei Bogenstutzen eine abgestumpfte 18-Gauge-Nadel anschließen. Anschließend am Drehkreismikroskop, das mit einem vollautomatischen Objekttisch ausgestattet ist, das 20x-Objektiv auswählen und die entsprechenden Kanaleinstellungen vornehmen. Um den vollständigen dynamischen Datenbereich zu erhalten, die elektronenvervielfachende CCD-Kamera auf eine elektronische Verstärkung von 150 bei einer Belichtungszeit von 200 Millisekunden einstellen.Stellen Sie die Laserleistung des 491-Nanometer-Lasers auf 20 % ein und markieren Sie mithilfe der Mikroskop-Software die Mitte aller drei Spuren. Legen Sie den Z-Bereich auf 1,0 Mikrometer und die Schrittgröße auf 0,5 Mikrometer fest. Wählen Sie abschließend die Dauer und das Intervall, um alle 10 Sekunden über 60 Zeitpunkte pro Objektträger ein Bild aufzunehmen.Um die Bildung von VWF-Blutplättchen-Strängen zu induzieren, ersetzen Sie das Kulturmedium aus drei Kanälen der Durchflusskammer durch serumfreies Medium allein als Kontrolle und fügen Sie dann den gewünschten Stimulus, verdünnt in 100 Mikroliter serumfreiem Medium, den zusätzlichen Kanälen hinzu. Inkubieren Sie anschließend die Kammer 15 Minuten bei Raumtemperatur. Am Ende der Stimulationsphase waschen Sie alle drei Kanäle mit 100 bis 200 Mikrolitern PBS und verwenden Sie vaskuläre Clips, um die Durchflusskammer auf einem Objektträgerhalter zu fixieren.Verbinden Sie einen männlichen Luer-Verbinder vom Ende eines 70 cm langen Schlauchs mit jedem Reservoir der Durchflusskammer. Starten Sie die Spritzenpumpe, um die PBS-Waschung zu entfernen. Geben Sie mithilfe einer Pipette zusätzliches PBS in das gegenüberliegende Reservoir der Durchflusskammer, um sicherzustellen, dass die Kanäle nicht austrocknen.Wenn der gleichmäßige Durchfluss bestätigt ist, halten Sie die Spritzenpumpe an. Befestigen Sie eine 5-Milliliter-Spritze mit einem weiblichen Luer-Lock-Verbinder am ersten freien männlichen Luer-Anschluss und tauchen Sie die abgestumpfte Nadel in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen, das eine fluoreszenzmarkierte, gewaschene Thrombozytenlösung enthält.Ziehen Sie die Thrombocytenlösung langsam durch die Schläuche, um sicherzustellen, dass sich keine Luftblasen im System befinden. Befestigen Sie das männliche Luer-Ende am offenen Reservoir der Durchflusskammer und füllen Sie die beiden anderen Kanäle wie zuvor gezeigt mit Thrombocytenlösung. Überprüfen Sie die Durchflussanlage, um sicherzustellen, dass alle Verbindungen fest sitzen.Starten Sie die Spritzenpumpe erneut und nehmen Sie den Thrombozytenfluss 10 Minuten lang im Dunkeln auf. Trennen Sie dann den Luer-Anschluss von der Zulaufschlauchleitung am Flusskammerreservoir und füllen Sie das Reservoir mit PBS, um einen sanften Salzfluss über die Endothelzellschicht aufrechtzuerhalten.Um die Bildung von VWF-Blutplättchen-Strängen zu quantifizieren, nehmen Sie 10 Bilder pro Objektträger aus jedem Kanal ohne Überlappung vom Mittelpunkt des Objektträgers auf. Sobald alle Bilder aufgenommen wurden, öffnen Sie die Bildverarbeitungssoftware und klicken Sie auf Bild, Anpassen und Helligkeit/Kontrast. Um die Helligkeit des ersten Bildes anzupassen, ziehen Sie den Bildlaufbalken, bis die angehefteten Blutplättchen gut genug zur Quantifizierung sichtbar sind.Zeichnen Sie anschließend eine VWF-Blutplättchen-Verbindung auf, wenn drei oder mehr ausgerichtete Blutplättchen beobachtet werden, und zählen Sie alle Verbindungen im Bild. Nach Einleitung der Strömungsbedingungen zeigen die unbehandelten Zellen im Vergleich zu Histamin- oder PMA-behandelten Zellen nur sehr wenige VWF-Blutplättchen-Verbindungen, die im Durchschnitt zwei bis drei Verbindungen pro Sichtfeld aufweisen.Außerdem induzieren Histone, die Thrombozyten sowie endotheliale Zellen aktivieren, die Bildung von mehr VWF-Thrombozyten-Strängen als unbehandelte Kontrollen oder Kontrollen, die mit Histamin oder PMA stimuliert wurden. Während des Durchführens dieses Verfahrens sollten die Thrombozyten bis zum Flussversuch inaktiv gehalten werden, indem die erste Blutentnahme-Röhrchen verworfen, alle Reagenzien bei Raumtemperatur gehalten und eine schonende Pipettier-Technik angewendet wird. An diesem Verfahren können Modifikationen vorgenommen werden, um die Bildung von VWF-Thrombozyten-Strängen in Gegenwart von Leukozyten oder thrombozytenaktivierenden Substanzen zu untersuchen oder die Auflösung der Stränge durch das spaltende Enzym ADAMTS13 zu bewerten.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die durch Sekretagoga induzierte VWF-Plättchen-Strukturbildung und das In-vitro-Durchflusskammermodell beurteilt.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Plättchenadhäsion Kaskade erfolgt in Gegenwart von Scherströmung, ein Faktor, nicht entfielen in konventionellen (statischen) Well-Platte-Assays. Dieser Artikel berichtet über eine Thrombozyten-Aggregation-Assay unter Verwendung eines mikrofluidischen Well-Platte-Format auf physiologische Scherströmung Bedingungen zu emulieren.

Adhäsion und Aggregation unter Fluss mit Mikrofluidik-Flow-Cells

Source: Claes, J., et al, In Vitro and In Vivo Model to Study Bacterial Adhesion to the Vessel Wall Under Flow Conditions. J. Vis. Exp. (2015).This video demonstrates a method for studying host-pathogen interactions using a micro-parallel plate flow chamber seeded with human primary endothelial cells. Following endothelial cell activation by an ionophore and perfusion with fluorescently labeled bacteria, the cells release von Willebrand factor (VWF), which binds bacterial adhesins under shear...

Micro-Parallel Plate Flow Chamber Model for Studying Bacterial Adhesion to Human Endothelial Cells

Um die Interaktion von Bakterien mit den Blutgefäßen unter Scherspannung zu untersuchen, werden eine Strömungskammer und ein in vivo mesenteriales Intravitalmikroskopie-Modell beschrieben, die es ermöglichen, die bakteriellen und Wirtsfaktoren zu entschlüsseln, die zur Gefäßadhäsion beitragen.

In-vitro- und In-vivo-Modell, um die bakterielle Adhäsion an der Gefäßwand unter Strömungsbedingungen Studieren

Die Thrombozytentransfusion und Hämostase wurde unter Verwendung von Blutrekonstitution und mikrofluidischen Flusskammern modelliert, um die Funktion von Blutbankplättchen zu untersuchen. Die Daten zeigen die Auswirkungen einer Thrombozytenspeicherung auf die Blutstillung in vitro.

Mikrofluidik-Strömungskammern Mit Rekonstituierte Blut Hämostaseologie und Transfusions Platelet zu Modell<em&gt; In Vitro</em

Dieses Dokument beschreibt ein experimentelles Modell der Hämostase, die Thrombozytenfunktion und Koagulation gleichzeitig misst. Blutplättchen- und Fibrin- Fluoreszenz wird in Echtzeit gemessen und die Plättchenadhäsion Rate, Gerinnungsrate und Einsetzen der Gerinnung bestimmt. Das Modell wird verwendet, um die Thrombozyten Prokoagulanz-Eigenschaften unter Strömung in Konzentraten für Transfusions bestimmen.

Ein Mikrofluidik-Flow-Kammer-Modell für Platelet Transfusions und Hämostase Maßnahmen Platelet Deposition und Fibrinbildung in Echtzeit

Diese Arbeit beschreibt eine Fluoreszenzmikroskopie-basierte Methode für die Untersuchung von Thrombozytenadhäsion, -ausbreitung und -sekretion unter Strömung. Diese vielseitige Plattform ermöglicht die Untersuchung der Thrombozytenfunktion für die mechanistische Forschung auf Thrombose und Hämostase.

Live-Zelle Bildgebung von Platelet Degranulation und Sekretion unter Flow

Leukozyten Interaktion eifrig mit vaskulären Zellen und Blutplättchen nach Schiff Wand Unfall oder während einer Entzündung. Hier beschreiben wir einen unkomplizierten Laminar-Flow-based Assay zur Charakterisierung der molekularen Mechanismen, die die Wechselwirkungen zwischen Leukozyten und ihre zellulären Partner zugrunde liegen.

Laminar-Flow-based Assays, Rekrutierung von Leukozyten auf kultivierten vaskuläre Zellen und adhärenten Thrombozyten zu untersuchen

Diese Studie beschreibt die mikroskopische Überwachung der Pneumokokken-Bindung an von Willebrand-Faktor-Strings, die auf der Oberfläche differenzierter menschlicher Primärendothelzellen unter Scherspannung unter definierten Strömungsbedingungen hergestellt werden. Dieses Protokoll kann auf eine detaillierte Visualisierung spezifischer Zellstrukturen und die Quantifizierung von Bakterien durch die Anwendung von Differential-Immunostaining-Verfahren erweitert werden.

Pneumokokken-Infektion von primären humanen Endothelzellen im konstanten Fluss

Die Thrombozytenfunktion unter Fluss kann beurteilt und eine simulierte hämostatische Wiederbelebung mit einem mikrofluidischen Gerät modelliert werden, das in der Trauma- und Transfusionsmedizin Anwendung findet.

Mikrofluidik zur Beurteilung der Thrombozytenfunktion

Dieser Artikel beschreibt das Protokoll zur Quantifizierung des Prozentsatzes an Gewebefaktor-(TF)-positiven Blutplättchen mittels Vollblutzytometrie und bewertet das Protein: (1) intrazellulär unter Ruhebedingungen und (2) auf der Zelloberfläche, sowohl in Ruhezustand als auch in aktivierten Bedingungen. Für die Bewertung von TF-positiven Blutplättchen im plättchenreichen Plasma wird auch eine Anleitung bereitgestellt.

Flowzytometrie-Analyse der Gewebefaktor-Expression bei menschlichen Thrombozyten

Diese Arbeit beschreibt einen mikrofluidischen Assay, der Scherspannung nutzt, um die Thrombusbildung im Blut auszulösen, und charakterisiert den Thrombus anhand mehrerer Auswertungsdimensionen. Der Test kann die prothrombotische Tendenz von Blutproben messen und ist daher nützlich für die Krankheitsdiagnose, Arzneimittelentwicklung sowie grundlegende mechanistische Studien im Zusammenhang mit Thrombose.

Thrombusprofiling-Assay: Eine auf Mikrofluidik basierende Plattform zur umfassenden Charakterisierung biomechanischer Thrombogenese

Erfahren Sie, wie Sie VWF-Plättchen-String-Bildung unter Scherstress quantifizieren. Diese Flow-Kammer-Methode ermöglicht die Untersuchung von Endothelzell-Freisetzung und Thrombozytenbindung bei inflammatorischen Stimuli in Echtzeit.

Untersuchung von Willebrand Faktor Pathophysiologie mit einem Flow-Kammer-Modell des von Willebrand-Faktor-Thrombozyten String Bildung (Video) | JoVE Journal

Untersuchung von Willebrand Faktor Pathophysiologie mit einem Flow-Kammer-Modell des von Willebrand-Faktor-Thrombozyten String Bildung

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