1. Oktober 2017
Dieses Protokoll zeigt einen einfache, robuste und hohen Durchsatz Einzelmolekül Fluss-stretching Assay für das Studium eindimensionale (1D) Diffusion von Molekülen entlang DNA.
Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, einen einfachen, robusten und hochdurchsatzstarken Einzelmolekül-Flow-Stretching-Assay zur Untersuchung des Transports von Molekülen entlang der DNA zu entwickeln. Dies wird erreicht, indem zunächst Biotin-markierte Lambda-DNA hergestellt wird, indem ein Biotin-markiertes Oligo an Lambda-DNA ligiert wird. Der zweite Schritt besteht darin, funktionalisierte Deckgläser aus Polyethylenglykol oder PEG herzustellen, indem ein einstufiges Reaktionsprotokoll befolgt wird.
Als nächstes wird eine Durchflusszelle mit hohem Durchsatz konstruiert, indem ein doppelseitiges Klebeband mit vorgeschnittenen Kanälen zwischen einem PEG-funktionalisierten Deckglas und einer Polydimethylsiloxan- oder PDMS-Platte mit Ein- und Auslasslöchern platziert wird. Der letzte Schritt besteht darin, die Trajektorien einzelner fluoreszierender Moleküle im Strömungskanal mit Hilfe von Zeitraffer-Totalreflexionsfluoreszenz oder TIRF-Bildgebung zu verfolgen. Um die Trajektorien einzelner Moleküle zu identifizieren, die entlang der strömungsgestreckten Lambda-DNA diffundieren, wird eine zuverlässige und effiziente Einzelpartikel-Tracking-Software zur Analyse von Fluoreszenzrohbildern verwendet.
Die Hauptvorteile dieser Assay-Konfiguration gegenüber Alternativen sind die Zuverlässigkeit der Deckglasvorbereitung, die höhere Durchsatzkapazität, die kürzere Bearbeitungszeit für die Probenvorbereitung und die optimierte unbeaufsichtigte Datenanalyse. Das Verfahren wird von einem Postdoc in meinem Labor, Dr. Kan Xiong, demonstriert. Bereiten Sie vor Beginn dieses Assays alle erforderlichen Reagenzien vor, wie im Protokolltext beschrieben.
0,5 Milligramm pro Milliliter Lambda-DNA-Vorrat für 60 Sekunden auf 65 Grad Celsius erhitzen und sofort in nasses Eis tauchen. Mischen Sie 100 Mikroliter der Lambda-DNA-Lösung mit zwei Mikrolitern 10 mikromolaren Biotin-markierten Oligos in einem Mikrozentrifugenröhrchen. Die Mischung 60 Sekunden lang bei 65 Grad Celsius erhitzen und dann langsam auf Zimmertemperatur abkühlen lassen.
Die Mischung auf Eis legen. 11 Mikroliter T4-DNA-Ligase-Reaktionspuffer zugeben und vorsichtig mischen. Dann zwei Mikroliter, die 800 Einheiten T4-DNA-Ligase entsprechen, und vorsichtig mischen.
Inkubieren Sie die Mischung zwei Stunden lang bei 16 Grad Celsius oder über Nacht bei vier Grad Celsius. Reinigen Sie das Produkt mit Zentrifugalfilterrohren mit einem nominalen Molekulargewicht von 100 Kilodalton. Sonicate Nummer eins Deckgläser in 95 % Ethanol in einem Färbeglas für 10 Minuten und dann dreimal mit Reinstwasser spülen.
Füllen Sie das Färbeglas mit einem molaren Kaliumhydroxid, beschallen Sie es erneut 10 Minuten lang und spülen Sie es dann dreimal mit Reinstwasser aus. Wiederholen Sie diesen Zyklus zweimal. Trocknen Sie die Deckgläser unter sauberem, trockenem Stickstoffgasstrom.
Reinigen und trocknen Sie die Deckgläser weiter, indem Sie eine Luftplasmabehandlung bei 900 Millitorr Druck für fünf Minuten durchführen. Inkubieren Sie Deckgläser mit 50 Mikrolitern à 25 Milligramm pro Milliliter Silan-Polyethylenglykol-Biotin, gelöst in 95%igem Ethanol bei Raumtemperatur für zwei Stunden. Waschen Sie überschüssiges Polyethylenglykol mit Reinstwasser ab und trocknen Sie die mit Polyethylenglykol beschichteten Deckgläser unter sauberem, trockenem Stickstoffgasstrom.
Entwerfen Sie Strömungskanäle mit Hilfe einer CAD-Software und schneiden Sie die Kanäle auf einem doppelseitigen Klebeband mit einem Bandschneider ab. Entfernen Sie Bandreste in den Kanälen. Um PDMS-Platten herzustellen, mischen Sie 45 Gramm PDMS gründlich mit fünf Gramm Vernetzungsreagenz mit einem Mischer.
Gießen Sie die Mischung in zwei 100-Millimeter-Petrischalen und lassen Sie die Schalen etwa 30 Minuten lang in einer Vakuumkammer, bis alle Luftblasen verschwunden sind. Lassen Sie das Geschirr etwa zwei Stunden lang in einem 80 Grad heißen Ofen, bis PDMS fest wird. Schneiden Sie eine PDMS-Platte aus, die der Größe des doppelseitigen Klebebandes mit vorgestanzten Kanälen entspricht.
Ziehen Sie eine Schutzfolie von dem doppelseitigen Klebeband ab und kleben Sie sie auf eine flache Seite der PDMS-Platte. Stanzen Sie Auslass- und Einlasslöcher auf der PDMS-Platte mit einem Biopsie-Locher mit einer 23-Gauge-Nadel. Ziehen Sie die andere Schutzfolie von dem doppelseitigen Klebeband ab und kleben Sie sie auf die funktionalisierte Oberfläche des Deckglases.
Befestigen Sie die zusammengebaute Durchflusszelle auf einem Mikroskoptischeinsatz. Laden Sie alle vorentgasten Reagenzien in Behälter, in denen ein Tygon-Schlauch mit einem Magnetventil und ein weiterer Schlauch mit einem PEEK-Schlauch verbunden sind, um einen Rückfluss von Reagenzien zu verhindern. Der Fluss der Reagenzien wird durch Magnetventile gesteuert, die von einer Skriptprogrammieranwendung gesteuert werden.
Einen Strömungskanal durch Einströmen des Rohlingspuffers ansaugen. Führen Sie drei weitere PEEK-Schläuche in die Einlasslöcher ein. Achten Sie darauf, dass sich keine Luftblasen im Kanal bilden.
Verbinden Sie einen Tygon-Schlauch mit einem kurzen PEEK-Schlauch aus dem Auslassloch mit einem Probenabfallbehälter. 0,2 Milligramm pro Milliliter Streptavidin-Lösung einfließen lassen und fünf Minuten inkubieren. Lassen Sie dann Blankpuffer einfließen, um das ungebundene Streptavidin auszuwaschen.
Ein Milligramm pro Milliliter Rinderserumalbuminlösung einfließen lassen und eine Minute inkubieren. Anschließend wird Blankpuffer eingegossen, um das ungebundene Rinderserumalbumin auszuwaschen. 100 picomolarer Biotin-Lambda-DNA-Lösung einfließen lassen und 10 Minuten inkubieren.
Fließen Sie dann einen leeren Puffer ein, um die ungebundenen Lambda-DNAs auszuwaschen. Um die Qualität des PEG-funktionalisierten Deckglases zu überprüfen, gießen Sie DNA-Färbefarbstoff wie SYTOX Orange Farbstoff ein und starten Sie die Fluoreszenzbildgebung. Wenn die Qualität des Deckglases gut ist, ist die Dichte der strömungsgedehnten Lambda-DNAs hoch.
Passen Sie außerdem den TIRF-Winkel an, um das höchste Signal-Rausch-Verhältnis von Bildern von nahezu vollständig gestreckten Lambda-DNAs zu erzielen. Um die Flugbahnen einzelner Moleküle zu verfolgen, starten Sie Inkubationen in einem neuen Kanal, fusionieren Sie dann subnanomolare Fluorophor-markierte Moleküle mit einer ausreichend hohen Flussrate mit einer Spritzenpumpe und sammeln Sie Zeitraffer-Fluoreszenzbilder mit einer Bildrate von 100 Hertz. In der Regel werden 10.000 Bilder in einem Sichtfeld erfasst, und Filme aus mehreren Sichtfeldern werden erfasst.
Zum Schluss fließen Sie erneut DNA-Färbefarbstoff ein, um zu bestätigen, dass die DNAs noch strömungsgedehnt werden können. Eine spezielle Einzelpartikel-Tracking-Software wird verwendet, um die Flugbahnen einzelner Moleküle zu identifizieren, die entlang der DNA diffundieren. Die Software wird zunächst die Schwerpunktpositionen einzelner Partikel mit hoher Genauigkeit bestimmen.
Entfernen Sie Partikel, die auf der Deckglasoberfläche haften, und verknüpfen Sie dann Partikel in verschiedenen Frames, um Zeitrafferbahnen zu bilden. Aus diesen Trajektorien werden die 1D-Diffusionskonstanten geschätzt. Um die Datenanalyse zu starten, öffnen Sie eine Skriptprogrammieranwendung und gehen Sie in das Verzeichnis der Einzelpartikel-Tracking-Software.
Öffnen Sie ein Skript mit dem Namen largedataprocess3.m. Ein wichtiger Parameter, der definiert werden muss, ist der Schwellenwert für die Einzelpartikeldetektion. Um den optimalen Schwellenwert zu ermitteln, führen Sie den determine_threshold_value aus.
m-Skript. Dieses Skript visualisiert, wie sich der Schwellenwert auf die Einzelpartikelerkennung auswirkt. Nachdem Sie den optimalen Schwellenwert bestimmt haben, führen Sie largedataprocess3 aus.
m-Skript. Nach Abschluss der Einzelpartikelverfolgungsanalyse werden die Rohtrajektorien durch Ausführen der trajectory_filtering gefiltert. m-Skript.
Eine grafische Benutzeroberfläche oder GUI wurde erstellt, um den Filterschritt zu visualisieren. Legen Sie im GUI-Panel die minimale Verschiebung entlang der DNA, MinXDisp, auf zwei Pixel fest. Legen Sie die maximale Verschiebung quer auf DNA, MaxYDisp auf zwei Pixel fest.
Legen Sie die minimale Anzahl von Frames, minFrames, auf 10 fest. Legen Sie die minimale Anzahl der Zustände von Tripletts (minTriplets) auf 10 fest. Legen Sie die minimale Diffusionskonstante entlang der DNA D_par auf Null fest.
Legen Sie die maximale geschätzte Diffusionskonstante quer zu DNA, D_trans, auf 10 Megabasenpaar zum Quadrat pro Sekunde fest. Legen Sie den minimalen Statistikparameter Chi2 Stat auf minus fünf fest. Legen Sie das minimale Verhältnis der Verschiebung entlang der DNA auf das Verhältnis quer zur DNA, MinX/Y, auf zwei fest.
Alle Rohkurven, die diese Filterparameter erfüllen, werden in Tabelle eins aufgelistet, und diejenigen, die dies nicht tun, werden in Tabelle drei aufgeführt. Klicken Sie auf eine Trajektoriennummer in Tabelle eins. Die Trajektorie wird in den Grafiken eins und zwei angezeigt.
Klicken Sie auf die Wiedergabeschaltfläche, um die rohen Fluoreszenzbilder abzuspielen. Klicken Sie auf "Zu Tabelle2 hinzufügen", wenn es sich bei dieser Trajektorie um eine Gleitbahn mit einem einzelnen Molekül handelt. Am Ende werden alle Trajektorien, die zu Tabelle2 hinzugefügt wurden, beim Schließen der GUI gespeichert.
Die Trajektorien, die alle Filterschritte durchlaufen haben, werden zusammengefasst, woraus die mittlere Diffusionskonstante geschätzt wird. Um die mittleren Diffusionskonstanten zu berechnen, führen Sie einfach das Skript calculate_mean_diffusion_constant.m aus. Dieses Verfahren wird vielen Menschen zugute kommen, die sich mit der In-vitro-Biophysik einzelner Moleküle beschäftigen.
Dieses Protokoll demonstriert einen einfachen, robusten und hochdurchsatzfähigen Einzelmolekül-Flow-Stretching-Assay zur Untersuchung der eindimensionalen (1D) Diffusion von Molekülen entlang der DNA. Die Methode ermöglicht die Verfolgung einzelner fluoreszierender Moleküle in einer kontrollierten Strömungsumgebung und verbessert das Verständnis der molekularen Transportmechanismen.
This high throughput single molecule flow-stretching assay enables quantitative analysis of 1D molecular transport along DNA, supporting target validation and mechanistic de-risking in early discovery. By providing reproducible, automated data on molecular binding and diffusion kinetics, it improves predictive confidence in lead identification and reduces biological uncertainty in preclinical decision-making. The scalable, streamlined workflow enhances enterprise reuse across multiple transport studies.
The assay fits within the discovery continuum from target validation through lead identification, delivering quantitative transport data that informs hit-to-lead progression.