Name: Überexpression und Reinigung des Menschen Cis -prenyltransferase in Escherichia coli (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-03T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 35 s
Description: Lernen Sie die Überexpression und Reinigung der humanen Cis-Prenyltransferase DHDDS in Escherichia coli unter nicht-denaturierenden Bedingungen. Diese einfache Methode ermöglicht funktionelle Enzymaktivitätsassays.

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Diese Arbeit wurde gefördert durch das Zentrum für Forschungs-Exzellenz der Israelischen Wissenschaftsstiftung (I-CORE) in der Strukturzellbiologie (1775/12) und die Israelische Wissenschaftsstiftung 1721/16 und 2338/16 (YH) und 825/14 (DK ). Die Unterstützung der Fields Estate Foundation an DK wird sehr geschätzt. Diese Arbeit wurde von Ilan Edri und Michal Goldenberg in Teilerfüllung der MD-Thesis-Anforderungen der Sackler Fakultät für Medizin, Tel Aviv Universität durchgeführt.

1 Klonierung von cis- PT zur Überexpression in E. coli <ol><li> Erhalten Sie den pET-32b-Expressionsvektor, der für die Klonierung und die Expression von Proteinsequenzen mit dem 109aa-Thioredoxin (TRX) -Protein 17 und der E. coli- Codon-optimierten 18- kodierenden Sequenz von Volllängen- cis- PT entwickelt wurde. </li><li> Achten Sie darauf, dass eine TEV-Protease (Tabak-Ätzvirus-Protease) -Schnittstelle (ENLYFQ / G, wo &quot;/&quot; den Spaltpunkt anzeigt) 9, gefolgt von einem kurzen flexiblen Linker (SGSGSG, zur Erhöhung der Spaltungsstelle Zugänglichkeit) stromaufwärts der cis -PT-Sequenz ( Abbildung 1 A ). Auch fügen Sie geeignete 5 &#39;und 3&#39; Restriktionsstellen für das Klonen hinzu. </li><li> Klonieren Sie das synthetisierte DNA-Konstrukt in den pET-32b-Vektor unter Verwendung von Standard-Ligationstechniken 10 . </li></ol> 2 OverexpreSsion von menschlichen DHDDS in E. coli <ol><li> Transformieren Sie E. coli T7 kompetente Zellen mit dem TRX-Fusion DHDDS-Konstrukt gemäß den Anweisungen des Herstellers. </li><li> Stellen Sie die transformierten Zellen gemäß den Anweisungen des Herstellers auf LB-Agar unter ampicillinselektiven Bedingungen (200 mg / L) auf. </li><li> Inokulieren ausgewählter Kolonien in 100 ml LB-Medium in 250 ml-Kolben-Starterkulturen mit 100 mg / l Ampicillin und inkubieren über Nacht bei 37 ° C unter konstantem Schütteln bei 200 U / min. </li><li> Inokulieren Sie 80 ml der Kultur in zwei 5-l-Kolben (40 ml pro Kolben), die jeweils 1,5 l 2x YT-Medium (16 g / l Trypton, 10 g / l Hefeextrakt, 5 g / l NaCl) mit 100 mg / L Ampicillin </li><li> Inkubieren Sie die Kultur bei 37 ° C mit konstantem Schütteln bei 180 U / min bis zum Erreichen von OD 600 nm = 0,5. </li><li> Senken Sie die Temperatur auf 16 ° C und induzieren Sie die Zellen durch Zugabe von 0,5 mM Isopropyl-β-D-1-thiogalactopyranosid (IPTG). ConZinn inkubieren unter der gleichen Bedingung für 16-20 h für Proteinexpression. </li><li> Ernten Sie die Zellen durch Zentrifugation (10.000 x g für 10 min). Hinweis: Das Protokoll kann hier pausiert werden. Das Zellenpellet sollte bis zur Reinigung auf -80 ° C gehalten werden. </li></ol> 3 . Reinigung von menschlichen DHDDS <ol><li> Die Zellen in Puffer A (25 mM Tris-HCl, pH 7,5, 150 mM NaCl, 0,1% Triton X-100, 10 mM β-Mercaptoethanol), 1 μg / ml DNase I und einem Protease-Inhibitor-Gemisch resuspendieren. </li><li> Homogenisieren der Zellen mit einem Glas-Teflon-Homogenisator. </li><li> Unterbrechen Sie die Zellen mit einem Mikrofluidizer oder gleichwertig bei 12.000 - 15.000 psi 11 . </li><li> Zentrifugieren des Zelllysats bei 40.000 xg für 45 min bei 4 ° C. Wiederherstellen des Überstandes, der die lösliche Fraktion enthält. </li><li> Legen Sie den Überstand auf eine 5 - 10 ml Kobalt-immobilisierte Metall-Affinitätschromatographie (Co 2+ -IMAC) 12 Säule mit 10MM Imidazol, gefolgt von gründlichem Waschen mit Puffer A und 10 mM Imidazol, um die unspezifische Proteinbindung zu reduzieren. </li><li> Eluieren Sie die überexprimierten Proteine ​​mit Puffer A, ergänzt mit 250 mM Imidazol. </li><li> Entfernen Sie Imidazol unter Verwendung einer 53 ml präparativen Entsalzungssäule, die mit Puffer A äquilibriert ist. </li><li> Füge 6xHis-markierte TEV-Protease (1 mg TEV-Protease pro 50 mg Protein) zu den eluierten Proteinen hinzu, um ihr 6xHis-markiertes TRX-Fusionsprotein bei 4 ° C über Nacht zu entfernen. </li><li> Laden Sie die gespaltenen Proteine ​​auf eine Co 2+ -IMAC-Säule, äquilibriert mit Puffer A, ergänzt mit 5 mM Imidazol, um das gespaltene 6x His-markierte TRX-Fusionsprotein und TEV-Protease zu entfernen. </li><li> Sammeln Sie den Durchfluss und konzentrieren Sie auf 3 - 4 ml mit einem 30 kDa Molekulargewichts-Cut-off-Zentrifugalfilter. </li><li> Laden Sie das konzentrierte Protein auf eine Superdex-200-Size-Ausschluss-Chromatographiesäule, die mit Puffer A für die Endreinigung äquilibriert wurde. Das Protein eluiert als Dimer (~ 76 kDa). </Li&gt; <li> Wählen Sie relevante Fraktionen aus, indem Sie das Elutionsprofil mit einer Spaltenkalibrierungskurve vergleichen. </li><li> Beurteilen Sie die Reinheit der Zubereitung mit SDS-PAGE. </li><li> Bestimmen Sie die Proteinkonzentration, die für nachgeschaltete Experimente und Flash-Freeze-Aliquote von gereinigten, konzentrierten Proteinen in flüssigem Stickstoff benötigt wird, und lagern bei -80 ° C bis zur Verwendung. </li></ol> 4 Analytische Größenausschluss-Chromatographie (SEC) <ol><li> Um die Fähigkeit des Proteins zu gewährleisten, Gefrier-Tau-Zyklen zu ertragen, ein Aliquot der gefrorenen Proteine ​​auftauen und bei 21.000 x g für 10 min zentrifugieren, um unlösliche Aggregate zu entfernen. Sammle den Überstand. </li><li> Laden Sie die Proteine ​​auf eine Superdex-200-Analysensäule, die mit 25 mM Tris-HCl, pH 7,5, 150 mM NaCl, 0,02% Triton X-100, 10 mM β-Mercaptoethanol, unter Verwendung eines Ultra-Performance-Flüssigkeitschromatographiesystems 13 , 14 </li><li> Beobachten Sie Tryptophan-Fluore(Λ ex = 280 nm, λ em = 350 nm), um das Elutions-Elutionsprofil der Proteine ​​zu detektieren. Achten Sie darauf, eine gültige Kalibrierkurve für die Molekulargewichtsbewertung zu haben - solche Kurven sind über die SEC-Säulenhersteller erhältlich. </li></ol> 5 Enzymkinetik - zeitabhängige Aktivität 15 , 16 , 17 <ol><li> Um die Aktivität des gereinigten Proteins zu gewährleisten, mischen Sie 5 μM gereinigtes DHDDS mit 10 μM FPP und 50 μM 14 C-IPP, um die Reaktion in Puffer A mit 0,5 mM MgCl 2 bei 22 - 30 ° C einzuleiten. Hinweis: Die genauen Reaktionsbedingungen können mit den von DHDDS verschiedenen Zubereitungen von cis- PTs variieren. Darüber hinaus hängt die Aktivität von DHDDS auch von der Temperatur und [Mg 2+ ] ab. Achtung: 14 C-IPP ist radioaktiv und sollte nach den örtlichen Strahlenschutzvorschriften verwendet werden. </Li&gt; <li> Nach der sofortigen Abschreckung der Reaktion durch Zugabe von 15 μl Puffer A, ergänzt 20 mM EDTA (bis zu einer Endkonzentration von 10 mM EDTA), wurden 15 μl Proben aus der Reaktion bei 0, 2, 4 und 6 h abgezogen. </li><li> Füge 1 ml H 2 O-gesättigtes 1-Butanol hinzu und verwirre mich gründlich, um die Reaktionsprodukte zu extrahieren. Hinweis: Das Protokoll kann hier gestoppt und die Samples zum späteren Lesen gehalten werden. </li><li> Füge Szintillationscocktail zu den Proben hinzu und unter Verwendung eines Szintillationszählers die Reaktionsprodukte in der Butanolphase, die 14 C umfasst, zusammen mit der Radioaktivität von 15 μl aus dem Reaktionsgemisch quantifizieren, was die gesamte Radioaktivität darstellt. </li><li> Subtrahieren Sie die Hintergrundwerte, die mit den 0 h Proben von jedem Zeitpunkt gemessen wurden, und berechnen Sie den Prozentsatz von 14 C-IPP, der verwendet wird. </li><li> Berechnen Sie den Netto- 14- C-IPP-Einbau zu jedem Zeitpunkt, indem Sie den Prozentsatz aus der Gesamtmenge 14 berechnen </Sup&gt; C-IPP-Konzentrationen und zeichnet die Ergebnisse als Funktion der Zeit auf. Eine Zunahme des Netto- 14- C-IPP-Einbaus mit der Zeit wird erwartet. </li></ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Das hier beschriebene Protokoll zur Reinigung von funktionellen humanen DHDDS in E. coli- Zellen ist einfach und effizient, so dass man das Protein in 3 - 4 Tagen überexprimieren und reinigen kann, sobald ein geeignetes Konstrukt vorliegt. Solche Protokolle für die Proteinreinigung sind bei den Durchbrüchen in der Genomsequenzierung von besonderer Bedeutung, die eine Fülle von Informationen über die Genetik vieler Krankheiten 18 lieferte und damit die Entwicklung von Hochdurchsatzmethode...

Prenyltransferasen sind eine Gruppe von Enzymen, die die Kettenverlängerung von Allyl-Diphosphat unter Verwendung von Isopentenyldiphosphat (IPP) über mehrere Kondensationsreaktionen 1 , 2 katalysieren. Z-Typ - Enzyme katalysieren die Bildung von cis - Doppelbindungen aus der Kondensationsreaktion, wohingegen E-Typ - Enzyme 3 trans - Doppelbindungsbildung katalysieren. Cis- Prenyltransferasen ( cis- PT, Z-Typ-Enzyme) werden klassisch nach ihrer Produktkettenlänge in kurzkettige (C 15 ), mittelkettige (C 50-55 ) und langkettige (C 70-120 ) klassifiziert ) 4 . DHDDS (Dehydrodolichyldiphosphatsynthase) ist ein eukaryotisches langkettiges cis- PT, das die Kettenverlängerung von Farnesyldiphosphat (FPP, ein allylisches Diphosphat) über mehrere Kondensationen mit Isopentenyldiphosphat (IPP) 1 katalysiert, 5 , 6 Dies führt zu der Bildung von dehydrodolichyl Diphosphat, ein C 55-100 Polyprenyldiphosphat als Vorstufe für dolichylpyrophosphate dien Molekül des Glycosyl Träger beteiligt in N-verknüpften Proteinglykosylierung 1. Unter den ashkenazischen Juden führt eine nicht-konservative Mutation (K42E) in DHDDS zu einer autosomal-rezessiven Retinitis pigmentosa 7 , 8 . Daher wurde das vorliegende Protokoll entwickelt, um gereinigtes DHDDS für mechanistische Studien zu erwerben. Escherichia coli gilt als der bequemste und kostengünstigste Wirt für die rekombinante Proteinexpression und ist daher auch der am häufigsten verwendete Wirt. Wenn man jedoch versucht, die Proteine ​​in E. coli heterolog zu überexprimieren, sollten proteinspezifische Überlegungen gemacht werden. Gewinnung richtig gefaltet, aktivE rekombinante Proteine ​​aus E. coli , ist aufgrund der unterschiedlichen Eigenschaften verschiedener Proteine ​​keine einfache Sache. Zahlreiche Ansätze wurden entwickelt, um diese Hürden zu überwinden. Hier wurden die Verwendung von Proteinfusion, optimierten Kulturbedingungen und Codonoptimierung verwendet, um die Überexpression und Reinigung von funktionell aktivem humanem DHDDS in E. coli zu ermöglichen . Der vorherige Versuch, die Hefe cis- PT ohne Proteinfusion zu überexprimieren, war aufgrund der vollständigen Unlöslichkeit auch in Gegenwart des Detergens 12 nicht erfolgreich . Das beschriebene Protokoll ist einfach, kostengünstig, zeitsparend und erlaubt es, DHDDS-Präparate zu erhalten, die für mechanistische Studien geeignet sind. Angesichts der Homologie von cis- PT unter verschiedenen Spezies schlagen wir vor, dass dieses Protokoll auch für andere eukaryotische cis- PT angewendet werden kann.

<table><tbody><tr><td>pET-32b</td><td>Novagen</td><td>69016-3</td><td></td></tr><tr><td>T7 Express&nbsp; lysY&nbsp; Kompetent&nbsp; E. coli&nbsp; (Hoher Wirkungsgrad)</td><td>NEB</td><td>C3010I</td><td></td></tr><tr><td>cOmplete, EDTA-freier Proteasehemmer-Cocktail</td><td>Roche</td><td>11873580001</td><td></td></tr><tr><td>TALON-Superflow-Harz</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9574-99</td><td></td></tr><tr><td>HiPrep 26/10 Entsalzungssäule&nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>17508701</td><td></td></tr><tr><td>HiLoad 16/60 superdex-200&nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>28989335</td><td></td></tr><tr><td>Superdex-200 steigen um 5/150 GL&nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>28990945</td><td></td></tr><tr><td>14C-Isopentenylpyrophosphat</td><td>Perkin-Elmer</td><td>NEC773050UC&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>trans,trans-Farnesylpyrophosphat</td><td>Sigma</td><td>44270-10MG</td><td></td></tr></tbody></table>

Überexpression und reinigung des menschen cis -prenyltransferase in escherichia coli

Overexpression and Purification of Human Cis-prenyltransferase in Escherichia coli

Prenyltransferasen (PT) sind eine Gruppe von Enzymen, die die Kettenverlängerung von Allyldiphosphat unter Verwendung von Isopentenyldiphosphat (IPP) über mehrere Kondensationsreaktionen katalysieren. DHDDS (Dehydrodolichyldiphosphatsynthase) ist ein eukaryotisches langkettiges cis- PT (bildende cis -Doppelbindungen aus der Kondensationsreaktion), das die Kettenverlängerung von Farnesyldiphosphat (FPP, ein allylisches Diphosphat) über mehrere Kondensationen mit Isopentenyldiphosphat (IPP) katalysiert. DHDDS ist von biomedizinischer Bedeutung, da eine nicht-konservative Mutation (K42E) im Enzym zu Retinitis pigmentosa führt , was letztlich zur Blindheit führt. Daher wurde das vorliegende Protokoll entwickelt, um große Mengen an gereinigtem DHDDS zu erwerben, die für mechanistische Studien geeignet sind. Hier wurden die Verwendung von Proteinfusion, optimierten Kulturbedingungen und Codonoptimierung verwendet, um die Überexpression und Reinigung von funktionell aktivem humanem DHDDS in zu ermöglichen <eM&gt; E Coli Das beschriebene Protokoll ist einfach, kostengünstig und zeitsparend. Die Homologie von cis- PT unter verschiedenen Spezies deutet darauf hin, dass dieses Protokoll auch für andere eukaryotische cis- PT angewendet werden kann, wie jene, die an der Naturkautschsynthese beteiligt sind.

Ein allgemeiner Überblick über das hier verwendete Konstrukt und den Reinigungsprozess sind in Abbildung 1 dargestellt . Die bei jedem Reinigungsschritt erhaltenen Proben sind in Fig. 2 gezeigt . Diese SDS-PAGE-Analyse zeigt die schrittweise Reinigung von DHDDS, was zu einem hochgereinigten Produkt führt. Abbildung 3 zeigt die Ergebnisse der analytischen SEC des gereinigten Enzyms und zeigt, dass da...

Ein einfaches Protokoll zur Überexpression und Reinigung von codonoptimierter, menschlicher cis- Prenyltransferase unter nicht-denaturierenden Bedingungen aus Escherichia Coli , wird zusammen mit einem enzymatischen Aktivitäts-Assay beschrieben. Dieses Protokoll kann für die Produktion von anderen cis- Prenyltransferase- Proteinen in Quantität und Qualität geeignet für mechanistische Studien verallgemeinert werden.

Überexpression und Reinigung des Menschen Cis -prenyltransferase in Escherichia coli

Prenyltransferases (PT) are a group of enzymes that catalyze chain elongation of allylic diphosphate using isopentenyl diphosphate (IPP) via multiple ...

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, Codon-optimierte humane cis-Prenyltransferase unter nicht denaturierenden Bedingungen zu überexprimieren und zu reinigen und ihre enzymatische Aktivität zu testen. Das Verfahren wird mit der eukaryotischen langkettigen cis-Prenyltransferase Dehydrodolichyldiphosphatsynthase (DHDDS) demonstriert. Diese Methode kann unser Verständnis der Isoprenoidsynthese verbessern und wichtige Einblicke in den pathophysiologischen Mechanismus der Retinitis pigmentosa im Zusammenhang mit Mutationen in DHDDS liefern.Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie einfach, kostengünstig und zeitsparend ist. Es kann auch für die Produktion anderer cis-Prenyltransferase-Proteine in großen Mengen verallgemeinert werden. Beginnen Sie dieses Verfahren mit dem Klonen einer Expression von humanem DHDDS, wie im Textprotokoll beschrieben.Resuspendieren Sie die Zellen in Puffer A, einem Mikrogramm pro Milliliter DNase I und einer Proteaseinhibitor-Mischung. Homogenisieren Sie dann die resuspendierten Zellen mit einem Teflon-Homogenisator aus Glas. Zerstören Sie die Zellen mit einem Mikrofluidisierer oder einem gleichwertigen Wert bei 12.000 bis 15.000 psi.Als nächstes zentrifugieren Sie das Zelllysat bei 40.000 g für 45 Minuten bei vier Grad Celsius. Der Überstand, der die lösliche Fraktion enthält, wird zurückgewonnen. Laden Sie den Überstand auf eine fünf bis 10 Millimeter große kobaltimmobilisierte Metall-Affinitätschromatographiesäule mit 10 millimolarem Imidazol.Nach dem Laden in ein schnelles Proteinflüssigkeitschromatographiegerät ist die Säule gründlich mit Puffer A in 10 millimolarem Imidazol zu waschen, um die unspezifische Proteinbindung zu reduzieren. Starten Sie das FPLC-Programm. Eluieren Sie die überexprimierten Proteine mit Puffer A, der mit 250 millimolaren Imidazol ergänzt ist.Nach der Elution entfernen Sie das Imidazol mit 53 Millilitern einer präparativen Entsalzungssäule, die mit Puffer A äquilibriert ist. Fügen Sie dann den eluierten Proteinen Hexahistidin-markierte TEV-Protease hinzu, um ihre Hexahistidin-markierte Thioredoxin-DHDDS-Fusion zu entfernen. Inkubieren Sie die Mischung über Nacht bei vier Grad Celsius. Als nächstes laden Sie die gespaltenen Proteine auf eine kobaltimmobilisierte Metallaffinitätschromatographiesäule, die mit Puffer A und fünf Millimolar Imidazol angereichert ist.Sammeln Sie den Durchfluss, um das gespaltene Hexahistidin-markierte Thioredoxin und die TEV-Protease zu entfernen. Konzentrieren Sie den Durchfluss auf drei bis vier Milliliter mit einem 30-Kilodalton-Zentrifugalfilter mit Molekulargewicht. Laden Sie dann das konzentrierte Protein zur endgültigen Aufreinigung auf eine Superdex 200-Ausschlusschromatographiesäule, die mit Puffer A äquilibriert ist.Legen Sie die Proben in ein 96-Well-Rack in einem Fraktionssammler. Das Protein eluiert als Dimer. Wählen Sie relevante Fraktionen aus, indem Sie das Elutionsprofil mit einer Säulenkalibrierungskurve vergleichen.Beurteilen Sie an dieser Stelle die Reinheit des Präparats mit SDS-PAGE. Bestimmen Sie schließlich die Proteinkonzentration, die für nachgelagerte Experimente erforderlich ist, und frieren Sie Aliquots von gereinigten konzentrierten Proteinen in flüssigem Stickstoff ein. Lagern Sie die Aliquots bis zur Verwendung bei minus 80 Grad Celsius.Um die Fähigkeit des Proteins zu gewährleisten, Gefrier-Tau-Zyklen zu überstehen, tauen Sie ein Aliquot der gefrorenen Proteine auf. Das Aliquot wird 10 Minuten lang bei 21.000 g zentrifugiert, um unlösliche Aggregate zu entfernen. Nach dem Zentrifugieren den Überstand auffangen.Als nächstes laden Sie die Proteine auf eine Superdex 200 Analysesäule, die mit TNXB unter Verwendung eines Hochleistungsflüssigkeitschromatographiesystems voräquilibriert wurde. Überwachen Sie die Tryptophan-Fluoreszenz, um das Elutionsprofil des Proteins zu erkennen. Stellen Sie sicher, dass Sie über eine gültige Kalibrierkurve für die Molekulargewichtsbestimmung verfügen, die über die Hersteller der SEC-Säulen erhältlich ist.Um die Aktivität des gereinigten Proteins sicherzustellen, mischen Sie zunächst fünf Mikromolare gereinigte DHDDS mit 10 Mikromolaren FPP und 50 Mikromolaren C14 IPP. Die Reaktion wird in Puffer A mit 0,5 millimolar Magnesiumchlorid bei 22 bis 30 Grad Celsius eingeleitet. 15 Mikroliter Proben werden nach null, zwei, vier und sechs Stunden nach sofortigem Abschrecken der Reaktion durch Zugabe von 15 Mikrolitern Puffer A, ergänzt mit 20 millimolar EDTA, aus der Reaktion entnommen.Fügen Sie dann einen Milliliter wassergesättigtes 1-Butanol hinzu und wirbeln Sie es gründlich ein, um die Reaktionsprodukte zu extrahieren. Hier kann das Protokoll gestoppt werden, und die Proben können für eine spätere Ablesung aufbewahrt werden. Fügen Sie als Nächstes den Szintillationscocktail zu den Proben hinzu.Unter Verwendung eines Szintillationszählers werden Reaktionsprodukte in der Butanolphase quantifiziert, die C14 zusammen mit einer Radioaktivität von 15 Mikrolitern der Reaktion umfassen, was der Gesamtradioaktivität entspricht. Berechnen Sie schließlich die Netto-C14-IPP-Inkorporation zu jedem Zeitpunkt, indem Sie den Prozentsatz berechnen, der von den gesamten C14-IPP-Konzentrationen verwendet wird, und stellen Sie die Ergebnisse als Funktion der Zeit dar. Mit der Zeit wird mit einer Zunahme der Netto-Einbeziehung von C14-IPP gerechnet.Die Proben, die bei jedem Reinigungsschritt gewonnen werden, sind hier dargestellt. Diese SDS-PAGE-Analyse zeigt die schrittweise Aufreinigung von DHDDS, was zu einem hochgereinigten Produkt führt. Dieses Chromatogramm stellt die Ergebnisse der analytischen Größenausschlusschromatographie des gereinigten Enzyms dar und zeigt, dass das Protein nur als Homodimer beobachtet wird.Hier zeigt der Pfeil das Void-Volumen an. Ein repräsentativer zeitabhängiger Aktivitätsassay zeigt, dass der C14-IPP-Einbau über sechs Stunden deutlich ansteigt, was die Funktionsfähigkeit des gereinigten Enzyms bestätigt. Einmal gemeistert, kann diese einfache Zubereitung in zwei bis drei Tagen durchgeführt werden, was zu einem hochreinen und aktiven Enzym führt.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man humane cis-Prenyltransferase aus E.coli überexprimiert und reinigt und ihre Aktivität zeitabhängig misst.

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