Name: Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 32 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie Myointimalhyperplasie nach aortaler Ballonverletzung in Mäusen induzieren. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung der Pathomechanismen und schnellen Krankheitsprogression für kardiovaskuläre Forschung.

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Die Autoren danken Christiane Pahrmann für ihre technische Unterstützung.
D.w. wurde von der Max-Kade-Foundation unterstützt. T.D erhalten Zuschüsse von der Else Kröner-Stiftung (2012_EKES.04) und der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. erhielt Stipendien von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3-1, SCHR992/4-1).

Tiere erhalten humane Pflege in Einklang mit dem Leitfaden für die Prinzipien der Versuchstiere, vorbereitet durch das Labor Tier Ressourcen Instituts und veröffentlicht von der National Institutes of Health. Alle tierischen Protokolle wurden von der zuständigen örtlichen Behörde ('' Amt Für Gesundheit Und Verbraucherschutz, Hansestadt (Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz) Hamburg'') genehmigt.
(1) Katheter Vorbereitung
Hinweis: Beziehen sich auf die Tabelle der Materialien für Informationen über den Katheter.
<ol><li>Katheter aus dem Katheter Halter zu nehmen.</li>
	<li>Ziehen Sie der Führungsdraht aus dem Lumen durch die distale Port heraus.</li>
	<li>Legen Sie in einen Tropfen Cyanacrylat Klebstoff am distalen Ende des Katheters. Achtung: Latex oder Nitril-Handschuhe.</li>
	<li>Legen Sie den Führungsdraht am RX-Hafen des Katheters und durchlaufen Sie das Lumen in den distalen Hafen. Danach ziehen Sie leicht, den Führungsdraht zurück um einen Raum von ca. 5 mm bis zum Ende zu verlassen.</li>
	<li>Warten Sie 5 Minuten, damit den Kleber trocknen kann.</li>
	<li>Bewegen Sie den Führungsdraht, es sollte behoben werden. Wenn es noch fahrbar ist, wiederholen Sie Schritte 1,3-1,6.</li>
	<li>Eine 3-mL-Spritze mit 1,5 mL 0,9 % Kochsalzlösung füllen und mit dem Ballon-Inflation-Anschluss verbinden.</li>
	<li>Schieben Sie den Spritzenkolben Ballon Inflation zu testen. 0,6 mL Kochsalzlösung in die Spritze zu verlassen.</li>
</ol>(2) Maus-Vorbereitung
<ol><li>Erhalten Sie männliche Mäuse im Alter von 14 Wochen mit einem Gewicht von ca. 30 g. Hinweis: Wir Tiere erhalten die Institute der Versuchstiere verwendet. Hier verwendeten wir C57BL/6J.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Induktion-Kammer, um die Maus mit 2,0-2,5 % Isofurane (500 mL/min Sauerstoff Durchfluss) zu betäuben.</li>
	<li>Platzieren Sie den Mauszeiger auf dem Rücken auf ein Heizkissen und unterhalten Sie Anästhesie mit einer Gesichtsmaske, die über Mund und Nase der Maus. Suchen Sie nach ausreichender Tiefe der Narkose durch Kneifen die Hinterfüße und Heck zu fehlender Reflexe zu überprüfen.</li>
	<li>Entfernen Sie die Abdominal-Haar mit einem Haarschneidegerät.</li>
	<li>Die Hinterbeine zu verbreiten und ihre Position mit Klebeband fixieren.</li>
	<li>Desinfizieren Sie den Bauchbereich mit Povidon-Jod, gefolgt von 80 % Ethanol. Wiederholen Sie diesen Schritt zwei weitere Male.</li>
	<li>Verwenden Sie eine chirurgische drapieren, um sicherzustellen, dass die Operationsstelle nicht kontaminiert erhalten. Öffnen Sie die Haut und Muskel Schichten entlang der Linea Alba mit einer Schere (oder Skalpell), die Bauchorgane verfügbar zu machen.</li>
	<li>Legen Sie den Darm in 0,9 % Kochsalzlösung befeuchtet angegossen und wickeln Sie um sie feucht zu halten.</li>
	<li>Verwenden Sie zwei feine Pinzetten, um das Fettgewebe über die Bauchaorta zu entfernen.</li>
	<li>Mit einer Insulin-Spritze (30G), injizieren Sie 250 µL Heparin-Lösung (50 U/mL) in die minderwertige Vena Cava (IVC) zu und warten Sie 3 min für die systemische Verteilung. Heparin wird unterdrücken Blutstillung und verhindern, dass unerwünschte Blutgerinnung während der Operation.</li>
	<li>Mit zwei Pinzetten, sezieren Sie Infrarenal Aorta bis hin zu seiner Gabelung und ihrer abgehenden Zweig Schiffe.</li>
	<li>Verbinden Sie die Seite Schiffe, die in den eingespannten Bereich mit einem Hochtemperatur-linken platziert werden sollen.</li>
	<li>Klemmend Infrarenal Aorta direkt unterhalb der Nierenarterien Blutfluss zu stoppen.</li>
	<li>Legen Sie eine zweite Klammer an einer distalen Position oberhalb der Aortenklappe Bifurkation.</li>
	<li>Führen Sie einen kleinen horizontalen Schnitt mit einer Schere in der Mitte zwischen den Klemmen entlang des Schiffes. Hinweis: Die Größe des Schnittes sollte 1/3 des Umfanges des Schiffes entsprechen.</li>
	<li>Legen Sie eine Spritze mit einer Nadel (30G) in die Inzision und Spülen der Aorta mit 250 µL Heparin-Lösung (50 U/mL).</li>
	<li>Mit 10: 0 Nahtmaterial, platzieren Sie einen einzigen Knoten auf jeder Seite des Schnittes.</li>
	<li>Erweitern der Aorta durch Einfügen eines Schiffes Dilatator in den Schnitt und das Schiff leicht zu verbreiten. Wiederholen Sie die Dehnung 2 bis 3 Mal.</li>
	<li>Befeuchten Sie den Ballon-Katheter mit 0,9 % Kochsalzlösung.</li>
	<li>Stecken Sie den abgeflachten Ballon-Katheter in die Aorta und fördern Sie es in Richtung der proximalen Klemme auf der Aorta.</li>
	<li>Beim Erreichen der proximalen Klemme vorsichtig öffnen Sie die proximale Halterung und Pumpen Sie den Ballon um Blut austreten, durch die Injektion von ~0.6 mL Kochsalzlösung zu vermeiden. Hinweis: Das Verhältnis von den aufgeblasenen Ballon Schiff ist 1,5: 1.</li>
	<li>Fördern Sie den Katheter retrograde für ca. 2 cm.</li>
	<li>Ziehen Sie den erweiterten Katheter zurück, während den Ballon leicht durch die Freigabe der Spritze entleeren.</li>
	<li>Befestigen Sie die proximale Klammer erreicht die Katheter den Schnitt der Aorta. Entlüften Sie den Ballon vollständig zu und entfernen Sie es.</li>
	<li>Spülen Sie die Aorta mit 250 µL Heparin-Lösung (50 U/mL) mit einer 30G Spritze.</li>
	<li>Schließen des Aortenklappe Schnittes mit 10: 0 Nahtmaterial. Stelle unterbrochen Maschen auf jeder Querseite, gefolgt von ein oder zwei Maschen auf der Bauchseite.</li>
	<li>Öffnen Sie die distalen Halterung. Im Falle von Blutungen, die Klemme wieder schließen und zusätzliche Stiche zu platzieren.</li>
	<li>Öffnen Sie die proximale Zange vorsichtig.</li>
	<li>Legen Sie zwei Tupfer auf die Naht zu unterstützen und eine Blutung zu stoppen.</li>
	<li>Legen Sie resorbierbar Futterzange auf die Naht um es zu erhalten. Hinweis: Ein Aortenklappe Puls sollte nach distal von der Schnitt sichtbar.</li>
	<li>Platzieren Sie den Darm wieder in die Bauchhöhle.</li>
	<li>Spülen Sie die Bauchhöhle mit steriler 0,9 % Salzlösung, auf 37 ° c vorgewärmt worden ist</li>
	<li>Schließen Sie die Bauchmuskel-Schicht mit 6-0 ausgeführten Nähte.</li>
	<li>Schließen Sie die Haut mit 5: 0 ausgeführten Nähte.</li>
	<li>Injizieren Sie 4-5 mg/kg Carprofen subkutan, bevor so dass die Maus, um aufzuwachen. Überwachen Sie das Tier, bis es Bewusstsein erlangt hat, pflegen Sie sternalen liegen. Halten Sie das Tier allein in einem Käfig bis zur vollständigen Genesung.</li>
	<li>Das Trinkwasser (50 mg/100 mL) als Schmerzmittel für 3 Tage Metamizole hinzu und überwachen Sie das Tier täglich zu. In der Regel Mäuse wie die süßen Geschmack Metamizole und beginnen sofort nach der Operation zu trinken. Falls gewünscht, können statt Metamizole retard-injizierbare Agenten verwendet werden. Hinweis: Der Beobachtungszeitraum für dieses Modell beträgt 28 Tage.</li>
</ol>3. Histopathologie
<ol><li>Ernten Sie die Ballon-verletzte Aorta nach 28 Tagen durch die Vorbereitung der Mäuse, wie in 2.2 bis 2,9 beschrieben.</li>
	<li>Mit einer Schere entfernen der Ballon verletzt Aorta (zwischen der Bifurkation und 0,3 mm über die renale Schiffe) und die Maus durch Ausschneiden von seinem Herzen einschläfern.</li>
	<li>Spülen Sie das Lumen des Gefäßes mit 0,9 % NaCl.</li>
	<li>Die geerntete Schiff in 4 % Paraformaldehyd (PFA) über Nacht zu beheben und in steigenden Konzentrationen von Ethanol, beginnend mit 70 % igem Ethanol 80 % Ethanol für 1 Stunde, 2 Stunden, 95 % igem Ethanol für 2 Stunden und 100 % igem Ethanol für 5 Stunden austrocknen. Dann inkubieren Sie Proben in Xylol 2 Stunden 3 Mal, bevor die Proben mit Paraffin zu infiltrieren. Hinweis: anstatt Spülung der geernteten Schiffs mit 0,9 % NaCl, es kann gespült werden mit 4 % PFA. Achtung: PFA und Xylol sind giftig und sollten mit besonderer Sorgfalt behandelt werden.</li>
	<li>Die Probe in Paraffin einbetten und in Scheiben von 5 µm Dicke, die mit einem Mikrotom schneiden.</li>
	<li>Deparaffinize Sie die Folien mit Xylol 3 Mal für 5 Minuten.</li>
	<li>Rehydrieren Sie Gewebe Folien mit einer abnehmenden Reihe von Ethanol. Beginnen Sie mit 100 % Ethanol 2 Mal für 5 min, gefolgt von 3 Minuten von 95 %, 80 % und 70 % Ethanol.</li>
	<li>Färben Sie die Folien mit Masson trichrome Färbung, wie beschrieben18.</li>
	<li>Gefärbte Folien in 100 % igem Ethanol 2 Mal für 10 min zu entwässern. Klar mit Xylol 2 Mal für 10 min und in Eindeckmedium montieren.</li>
	<li>Zeigen Sie die Folien mit einem Hellfeld-Mikroskop. Verwenden Sie ein Objektiv mit 5 x Vergrößerung und einer numerischen Apertur von 0,12 für ein Überblicksbild oder ein Objektiv mit 20 X Vergrößerungen mit einer numerischen Apertur von 0,35 für detaillierte Beobachtung.</li>
</ol>4. Immunfluoreszenz-Mikroskopie
<ol><li>Rehydrieren Sie Gewebe Folien mit einer abnehmenden Reihe von Ethanol. Beginnen Sie mit 100 % Ethanol 2 Mal für 5 min, gefolgt von 3 min von 95 %, 80 % und 70 % Ethanol.</li>
	<li>Durchführen Sie Antigen-Retrieval durch Erhitzen der Folien in Antigen-Retrieval Lösung in einem Dampfer für 20 min.</li>
	<li>Lassen Sie die Folien auf Raumtemperatur abkühlen.</li>
	<li>Nach dem Waschen auftragen die Folien für dreimal mit Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS), Antigen blockiert Lösung auf Abschnitte für 30 min.</li>
	<li>Waschen Sie Objektträger drei Mal für 5 min mit PBS.</li>
	<li>Inkubieren Sie Abschnitte mit Primärantikörper in Primärantikörper Verdünnungsmittel verdünnt. Hinweis: Die richtige Konzentration und Inkubation Zeit sollte separat für jeden Antikörper gewählt werden.</li>
	<li>Waschen Sie Folien drei Mal für 5 min mit PBS, ungebundenen Antikörper zu entfernen.</li>
	<li>Inkubieren Sie Abschnitte mit einem Pre-konjugierten Sekundärantikörper in Sekundärantikörper Verdünnungsmittel verdünnt. Hinweis: Die richtige Konzentration und Inkubation Zeit sollte separat für jeden Antikörper gewählt werden.</li>
	<li>Ungebundenen Antikörper durch die Folien für 5 min dreimal waschen zu entfernen.</li>
	<li>Counterstain die Zellkerne mit 4', 6-Diamidino-2-Phenylindole (DAPI) für 15 min; die Endkonzentration DAPI sollte 350 nM.</li>
	<li>Montieren Sie Folien in Immunfluoreszenz kompatibel Montagelösung. Hinweis: Mit der falschen Montage-Lösung kann das Fluoreszenzsignal verdecken.</li>
	<li>Zeigen Sie Folien mit einem Fluoreszenzmikroskop. Verwenden Sie ein 40 X Vergrößerung Objektiv mit einer numerischen Apertur von 1,3.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Dieser Artikel zeigt ein Mausmodell zur Untersuchung der Entwicklung der Myointimal Hyperplasie und ermöglicht die Erforschung der zugrunde liegenden pathologischen Prozesse und die Erprobung neuer Medikamente oder therapeutische Optionen.
Der wichtigste Schritt in diesem Protokoll wird die Denudation der Aorta. Besonderer Sorgfalt sollte bei diesem Schritt bezahlt werden, da übermäßige Denudation zur Bildung von Aneurysmen und Modell Scheitern führt. Auf der anderen Seite, wenn Denudation unz...

Arterielle Stenose in den koronaren und peripheren Arterien hat einen großen Effekt auf die Morbidität und Mortalität von Patienten1. Eine zugrunde liegende Pathomechanismus ist Myointima Hyperplasie (MH), charakterisiert durch erhöhte Proliferation, Migration und Synthese von Proteinen der extrazellulären Matrix von vaskulären glatten Muskelzellen Zellen (SMC)2. SMC befinden sich in der Medienschicht des Schiffes und nach Stimulation an die Oberfläche des Gefäßlumens zu migrieren. Stimulierende Signale sind Wachstumsfaktoren, Zytokine, Zell-Zell-Kontakt, Lipide, Komponenten der extrazellulären Matrix und mechanische Scherkräfte und Strecken Kräfte3,4,5,6. Verletzungen der Gefäßwand, pathologische oder iatrogene, Endothelzellen und glatten Muskelzellen Zellschäden verursachen Entzündungsreaktionen zu stimulieren und somit zu MH7führen.
Verschiedene Tiermodellen sind derzeit für arterielle Verletzungen und Myointima Hyperplasie zu studieren. Große Tiere wie Schweine oder Hunde haben den Vorteil, eine ähnliche Arterie und koronare Anatomie mit Menschen zu teilen und eignen sich besonders für Studien zur Untersuchung der Angioplastie Techniken, Verfahren und Geräte8. Schwein-Modelle weisen jedoch den Nachteil der höheren Thrombogenität9,10, während Hunde nur eine milde Reaktion auf Schiff Verletzungen11haben. Darüber hinaus müssen alle großen Tiermodellen Spezialgehäuse, Ausrüstung und Personal, die sind mit hohen Kosten verbunden und stehen nicht immer an einer Hochschule. Kleiner Tiermodelle sind Ratten und Mäuse. Haben im Vergleich zu Ratten, Mäuse, die Vorteile der geringeren Kosten und die Existenz einer Vielzahl von k.o.-Modelle. Das Modell in diesem Video beschrieben kombinierbar mit ApoE-/-Mäuse mit einer westlichen Diät gefüttert, genau die klinische Einstellung der Angioplastie in atherosklerotischen Schiffe12imitieren. Frühere Modelle induziert Gefäßverletzung per Draht Verletzungen13, Fluid Austrocknung14, Frühjahr15oder Manschette Verletzungen16. Da die Art der Verletzung erheblich die Entwicklung und die Verfassung der MH auswirken wird, ist mit einem Ballonkatheter induzieren Schiff Verletzungen der beste Weg, um der klinischen Einstellung zu imitieren.
In diesem Artikel beschreiben wir eine neuartige Methode zur MH mit einem Ballonkatheter bei Mäusen zu induzieren. Die Verwendung eines Ballon-Katheters (1,2 x 6 mm) mit einem RX-Anschluss (Abbildung 1A) ermöglicht das Kratzen der Intima Schicht und gleichzeitig die Induktion von einem Overdistension des Schiffes. Beide Faktoren sind wichtige Auslöser für die Entwicklung von MH. Die Beobachtungszeit für dieses Modell beträgt 28 Tage17.

<table><tbody><tr><td>10-0 Ethilon Nahtmaterial</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>3 mL Spritze</td><td>BD Medical</td><td>309658</td><td></td></tr><tr><td>37% HCl</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>5-0 Prolen</td><td>Naht Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Prolen Naht</td><td>Ethicon</td><td>8706H</td><td></td></tr><tr><td>Acid Fuchsin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F8129-25G</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Antigen-Rückhollösung</td><td>Dako</td><td>S1699</td><td></td></tr><tr><td>Azophloxin</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Bepanthen Augen- und Nasensalbe</td><td>Bayer</td><td>1578675</td><td>Augensalbe</td></tr><tr><td>Betadine Lösung</td><td>Betadine Purdue Pharma</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J</td><td>Charles River</td><td>Best.-Nr.: 000664</td><td></td></tr><tr><td>Klemmapplikator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td>BACKENABMESSUNGEN: 4 x 0,75 mm
LÄNGE: 13 mm</td></tr><tr><td>Kollagen 3</td><td>abcam</td><td>ab7778</td><td>Antikörper</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Thermo Fischer</td><td>D1306</td><td></td></tr><tr><td>Esel Anti-Ziege IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A21432</td><td>Sekundärer Antikörper</td></tr><tr><td>Esel Anti-Kaninchen IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A21206</td><td>Sekundärer Antikörper</td></tr><tr><td>Esel Anti-Kaninchen IgG AF488</td><td>Invitrogen</td><td>A11055</td><td>Sekundär Antikörper</td></tr><tr><td>Esel Anti-Kaninchen IgG AF555</td><td>Invitrogen</td><td>A31572</td><td>Sekundärantikörper</td></tr><tr><td>Ethanol 70%</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol 96%</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol absolut</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>FAP</td><td>abcam</td><td>ab28246</td><td>Antikörper</td></tr><tr><td>Pinzette fein</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette Standard</td><td>Fine Science Tools</td><td>11023-10</td><td></td></tr><tr><td>Eisessig</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>Haarschneider</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN 3862340</td><td>25.000 I.E./mL</td></tr><tr><td>Hochtemperatur-Kauterset</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Image-iT FX Signal Enhancer</td><td>Invitrogen</td><td>I36933</td><td>Blockierungslösung</td></tr><tr><td>Hellgrün SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Mikrochirurgische Klemme</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4mm</td></tr><tr><td>MINI TREK Koronardilatationskatheter 1,20 mm x 6 mm / Schnellaustauscher</td><td>Abbott</td><td>1012268-06U</td><td></td></tr><tr><td>Molybdatophosphorsäurehydrat</td><td>Merck</td><td>1.00532.0100</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>NaCl 0,9%</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 Art. Nr.: 3570160</td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>Fine Science Tools</td><td>12075-14</td><td></td></tr><tr><td>Novaminsulfon</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>Metamizol</td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Paraffin</td><td>Leica Biosysteme</td><td>REF 39602004</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7,4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>PFA 4%</td><td>Elektronenmikroskopie Sciences</td><td>#157135S</td><td></td></tr><tr><td>Ponceau S Lösung</td><td>Serva Electrophorese</td><td>33427</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Primärantikörper-Verdünnungsmittel</td><td>Dako</td><td>S3022</td><td></td></tr><tr><td>Prolong Gold Einbettlösung</td><td>Thermo Fischer</td><td>P36930</td><td>Eindecklösung für Immunfluoreszenz-gefärbte Objektträger</td></tr><tr><td>Austauschbare feine Spitze</td><td>Bovie</td><td>H101</td><td></td></tr><tr><td>Resorcin-Fuchsin Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2E-30</td><td>Trichrom-Färbung</td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>Pfizer</td><td>400684.00.00</td><td>Carprofen</td></tr><tr><td>Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>14028-10</td><td></td></tr><tr><td>Schere Vannas-style</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-03</td><td></td></tr><tr><td>Sekundärantikörper-Verdünnungsmittel</td><td>Dako</td><td>S0809</td><td></td></tr><tr><td>Schnell wirkender Klebstoff MINIS 3x1g</td><td>UHU</td><td>45370</td><td>Cyanacrylat-Objektträgergestell</td></tr><tr><td></td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>SM22</td><td>abcam</td><td>ab10135</td><td>Antikörper</td></tr><tr><td>SMA</td><td>abcam</td><td>ab21027</td><td></td>Antikörper-Färbeschale</tr><tr><td></td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td>Leica</td><td>M651</td><td></td></tr><tr><td>Tabotamp fibrilläres</td><td>Ethicon</td><td>431962</td><td>Resorbierbares Hämostat</td></tr><tr><td>Transpore Chirurgisches Klebeband</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>U-100 Insulinspritze</td><td>BD Medical</td><td>324825</td><td></td></tr><tr><td>Gefäßdilatator</td><td>Fine Science Tools</td><td>18603-14</td><td></td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>Weigerts Eisen Hämatoxylin Kit</td><td>Merck</td><td>1.15973.0002</td><td>Trichrom Färbemittel</td></tr><tr><td></td><td>Xylol Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr></tbody></table>

ballon-basierte verletzungen induzieren myointimal hyperplasie in der bauchschlagader maus

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

Die Verwendung von Tiermodellen ist unerlässlich für ein besseres Verständnis der MH, eine der Hauptursachen für arterielle Stenose. In diesem Artikel zeigen wir ein murinen Ballon Denudation Modell, welches mit etablierten Schiff Verletzungen Modelle in großen Tiere vergleichbar ist. Die Aorta Denudation Modell mit Ballonkathetern imitiert die klinischen Einstellung und führt zu vergleichbaren pathobiological und physiologischen Veränderungen. Kurz, nachdem Sie haben einen horizontalen Schnitt in die Aorta Abdominalis, ein Ballonkatheter wird eingefügt in das Gefäß, aufgeblasen, und Doppelthebel eingeführt. Inflation des Ballons führt zur Schädigung der Intima und Overdistension des Schiffes. Nach dem Entfernen des Katheters, wird die Aorta Inzision mit einzelnen Stiches geschlossen. In diesem Artikel gezeigte Modell ist reproduzierbar, einfach durchzuführen, und schnell und zuverlässig festgestellt werden können. Es eignet sich besonders für die Bewertung der teure experimentelle Therapeutika, die auf wirtschaftliche Weise angewendet werden können. Durch die Verwendung verschiedener Knockout-Maus-Stämmen, kann die Auswirkungen verschiedener Gene auf MH Entwicklung bewertet werden.

Ballon Denudation ist ein geeignetes Modell für die Entwicklung von MH bei Mäusen zu studieren. Tiere gut von der Operation erholen und zeigen eine ausgezeichnete Kondition nach der Operation. Wir haben dieses Modell im 50 Mäuse mit weniger als 3 % Todesrate durch den chirurgischen Eingriff. Zahlen 1 b -C zeigen die wichtigsten chirurgischen Schritte. Nach einem Hautschnitt entlang der Linea Alba, Aorta Abdominaliszu identif...

Dieser Artikel beschreibt ein Mausmodell zur Untersuchung der Entwicklung der Myointimal Hyperplasie (MH) nach Verletzung der Aorta Ballon.

Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

Das übergeordnete Ziel dieses mausbasierten Modellsystems ist es, die Entwicklung der myointimalen Hyperplasie nach einer Aortenballonverletzung zu untersuchen. Dieses Modellsystem kann helfen, wichtige Fragen zur myointimalen Hyperplasie zu beantworten, z. B. welche Faktoren zu ihrer Entwicklung beitragen. Durch die Untersuchung der Entwicklung der myointimalen Hyperplasie bei transgenen Mäusen erhoffen wir uns ein besseres Verständnis des Pathomechanismus der Erkrankung.Ein weiterer Vorteil dieses Tiermodells ist, dass die Krankheit schnell fortschreitet. In nur wenigen Wochen werden wir an Mäusen untersucht. Bereiten Sie zunächst den erforderlichen Katheter vor.Nehmen Sie es aus der Halterung und ziehen Sie den Führungsdraht durch das Lumen durch den distalen Anschluss heraus. Geben Sie dann einen Tropfen Cyanacrylat auf das distale Ende des Katheters und führen Sie den Führungsdraht durch den RX-Port, dann durch das Lumen und aus dem distalen Port. Ziehen Sie dann den Führungsdraht leicht zurück, sodass etwa fünf Millimieter herausragen und lassen Sie den Kleber trocknen.Füllen Sie später eine Drei-Milliliter-Spritze mit 1,5 Millilitern 0,9%iger Kochsalzlösung und verbinden Sie sie mit der Ballon-Aufblasöffnung des Katheters. Drücken Sie dann den Kolben, um das Aufblasen des Ballons zu testen. Lassen Sie etwa 0,6 Milliliter Kochsalzlösung in der Spritze.Bereiten Sie als Nächstes die Maus für die Operation vor. Betäuben Sie es in einer Isoflurankammer und geben Sie es später, während der Operation, Isofluran über einen Nasenkonus ab. Bevor Sie fortfahren, bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe, indem Sie die Hinterfüße und den Schwanz einklemmen, um sicherzustellen, dass keine Reflexe vorhanden sind.Entfernen Sie dann die Bauchhaare mit einem Haarschneider und fixieren Sie die Position der Hinterbeine mit Klebeband. Zum Schluss desinfizieren Sie den Bauchbereich mit drei abwechselnden Peelings mit Povidon-Jod, gefolgt von 80 % Ethanol. Beginnen Sie mit dem Präparieren der Haut- und Muskelschichten entlang der Linea alba, um die Bauchorgane freizulegen.Schieben Sie dann die Eingeweide beiseite und wickeln Sie sie in eine mit Kochsalzlösung getränkte Gaze, um sie feucht zu halten. Nun mit zwei feinen Pinzetten das Fettgewebe oberhalb der Bauchschlagader entfernen. Injizieren Sie dann aus einer Insulinspritze etwa 12 Einheiten Heparinsulfat in die IVC und warten Sie drei Minuten auf die systemische Verteilung.Verwenden Sie anschließend eine Pinzette, um die infrarenale Aorta bis zur Bifurkation zu präparieren und die abgehenden Äste freizulegen. Ligatisieren Sie dann mit Hilfe der Kauterisation die Seitengefäße entlang der infrarenalen Aorta innerhalb des Bereichs, der geklemmt werden soll. Stoppen Sie dann den Blutfluss, indem Sie das Gefäß direkt unter den Nierenarterien einklemmen und in distaler Position direkt über der Aortengabelung einklemmen.Führen Sie nun einen kleinen horizontalen Schnitt entlang des Gefäßes in der Mitte zwischen den Klemmen durch. Der Schnitt sollte etwa 1/3 des Umfangs des Gefäßes betragen. Spülen Sie dann die Aorta mit einer Insulinspritze wie zuvor mit Heparinlösung.Platzieren Sie als nächstes 10-0 Nähte mit einzelnen Knoten auf jeder Seite des Schnitts. Um fortzufahren, erweitern Sie die Aorta. Setzen Sie einen Gefäßdilatator in den Schnitt ein und spreizen Sie das Gefäß leicht.Tun Sie dies zwei- oder dreimal. Bereiten Sie dann den Ballonkatheter vor, indem Sie ihn mit Kochsalzlösung benetzen. Führen Sie dann den Ballonkatheter entleert in die Aorta ein und schieben Sie ihn in Richtung der proximalen Klemme.Öffnen Sie vorsichtig die proximale Klemme und blasen Sie den Ballon auf, um ein Austreten von Blut zu verhindern, indem Sie etwa 0,6 Milliliter Kochsalzlösung injizieren. Als nächstes schieben Sie den Katheter retrograd um etwa zwei Zentimeter vor. Ziehen Sie den Katheter zurück, während Sie den Ballon leicht entleeren.Wenn der Katheter den Schnitt der Aorta erreicht, bringen Sie die proximale Klemme wieder an. Lassen Sie dann die Luft aus dem Ballon vollständig ab und entfernen Sie ihn. Spülen Sie nun die Aorta mit Heparinlösung aus.Fahren Sie dann fort, indem Sie den Aortenschnitt mit unterbrochenen 10-0-Nähten auf jeder lateralen Seite schließen. Gefolgt von ein oder zwei Stichen auf der Bauchseite. Öffnen Sie anschließend die distale Klemme, prüfen Sie, ob es blutet, und legen Sie bei Bedarf zusätzliche Nähte.Sobald keine Blutung mehr vorhanden ist, öffnen Sie vorsichtig die proximale Klemme. Verwenden Sie Tupfer auf den Nähten, um die Blutung zu stützen und zu verlangsamen. Legen Sie dann resorbierbare Hämostatika auf die Nähte, um sie zu halten.Wenn beide Klemmen geöffnet sind, sollte ein Aortenpuls distal von der Inzision aus sichtbar sein. Legen Sie nun den Darm wieder in den Bauch und spülen Sie die Bauchhöhle mit auf 37 Grad Celsius erwärmter Kochsalzlösung aus. Als nächstes verschließen Sie die Bauchmuskelschicht mit 6-0 Laufnähten.Und dann verschließen Sie die Haut mit 5-0 Laufnähten. Injizieren Sie anschließend sofort ein Analgetikum subkutan, bevor das Tier aufwacht. Überwachen Sie nun die Maus, bis sie das Bewusstsein erlangt hat und die Brustbeinlage halten kann.Sobald Sie bei Bewusstsein sind, halten Sie das Tier alleine, bis es sich vollständig erholt hat. Geben Sie Metamizol drei Tage lang an das Trinkwasser. Achten Sie darauf, die Maus jeden Tag zu überprüfen, um eine gute Erholung zu gewährleisten.Die Ballon-Denudation ist eine geeignete Methode, um die Entwicklung der myointimalen Hyperplasie bei Mäusen zu untersuchen. Die Tiere erholten sich gut von der Operation und waren in ausgezeichneter körperlicher Verfassung. Weniger als 3 % starben bei über 50 Operationen.Die myointimale Hyperplasie entwickelte sich progressiv im Transplantat. Histologische Färbungen mit Masson-Trichrom zeigten die Myointima-Bildung innerhalb der inneren elastischen Lamina. Die myointimalen Läsionen bestanden hauptsächlich aus zellulären Komponenten, die positiv für SM22 waren, was auf glatte Muskelzellen und EZM-Zellen wie Myofibroblasten hinweist, die ebenfalls rot dargestellt sind.Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie man die Ballonverletzungen bei Mäusen durchführt. Einmal gemeistert, kann diese Technik in 20 Minuten durchgeführt werden, wenn sie richtig ausgeführt wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Dieses Video zeigt zwei Modelle der Intima Plaqueentwicklung in murinen Arterien und betont die Unterschiede in myointimale Hyperplasie und Atherosklerose.

Induktion Myointimale Hyperplasie Versus Atherosklerose in Mäuse: Eine Einführung von zwei gültigen Modelle

Dieses Protokoll verwendet einen Ballon-Katheter, eine intraluminale Verletzungen auf der Rattenhalsschlagader verursachen und künftig zu entlocken neointimalen Hyperplasie. Dies ist ein gut etabliertes Modell zur Untersuchung der Mechanismen des vaskulären Remodelling in Reaktion auf eine Verletzung. Es wird auch häufig verwendet, um die Gültigkeit der potenzielle therapeutische Ansätze zu bestimmen.

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

Wir beschreiben eine chirurgische Technik, die eine Drahtverletzung in der Oberschenkelarterie von Mäusen hervorruft, um eine neointimale Hyperplasie zu induzieren, die als Modelltestsystem für die perivaskuläre Verabreichung von therapeutischen Wirkstoffen zur Hemmung der Restenose dient.

Mausmodell der Femoralarterie Draht Verletzung mit Implantation einer Perivaskuläre Drug Delivery-Patch

Restenose nach Herz-Kreislauf-Verfahren (Bypass-Chirurgie, Angioplastie oder Stenting) ist ein wichtiges Problem der Verringerung der Haltbarkeit dieser Verfahren. Eine ideale Therapie würde die Proliferation der glatten Muskelzelle (VSMC) hemmen und gleichzeitig die Regeneration des Endothels fördern. Wir beschreiben ein Modell zur gleichzeitigen Beurteilung der VSMC-Proliferation und Endothelfunktion in vivo.

Murine Aortic Crush Injury: Eine effiziente<em&gt; In vivo</em&gt; Modell der glatten Muskelzellproliferation und Endothelfunktion

Tiermodelle der Atherosklerose sind notwendig, um den Mechanismus zu verstehen und zu untersuchen, neuere Ansätze zur Vermeidung Plaque Entwicklung oder Bruch, eine führende Ursache des Todes in der industrialisierten Welt. Dieses Protokoll verwendet eine Kombination von Ballon Verletzungen und Cholesterin-reiche Diät, um arteriosklerotische Plaques in Kaninchen Beckenkamm Arterie zu induzieren.

Das Kaninchen-Modell der beschleunigten Atherosklerose: methodischer Sicht der Beckenkamm Arterie Ballon Verletzung

Hier stellen wir ein Protokoll der heterotopischen Aortentransplantation bei Mäusen mit der Nicht-Naht-Manschettentechnik in einem zervikalen Murin-Modell vor. Dieses Modell kann verwendet werden, um die zugrunde liegende Pathologie der chronischen Allograft-Vaskulopathie (CAV) zu untersuchen und kann helfen, neue therapeutische Wirkstoffe zu bewerten, um ihre Bildung zu verhindern.

Murine Cervical Aortic Transplantation Modell mit einer modifizierten Non-Suture Manschettentechnik

Die Ratten-Carotis-Arterie Ballon-Verletzung imitiert das klinische Angioplastie-Verfahren zur Wiederherstellung des Blutflusses in atherosklerotischen Gefäßen. Dieses Modell induziert die arterielle Verletzungsreaktion, indem es die arterielle Wand distend und die Intimschicht von Endothelzellen denudiert, was letztlich zu einer Umgestaltung und einer intimalen hyperplastischen Reaktion führt.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Das vorliegende Protokoll beschreibt eine standardisierte chirurgische Methode für das Elastase-induzierte AAA-Modell durch die direkte Anwendung von Elastase auf die Adventitia der infrarenalen abdominalen Aorta bei Mäusen.

Mausmodell für das abdominale Aortenaneurysma, das durch die perivaskuläre Anwendung der Elastase induziert wird

Dieses Protokoll beschreibt ein Calciumphosphat-induziertes Bauchaortenaneurysma (AAA) Mausmodell, um die pathologischen Merkmale und molekularen Mechanismen von AAAs zu untersuchen.

Ein Calciumphosphat-induziertes Maus-Bauchaortenaneurysma-Modell

Dieses Manuskript stellt ein Protokoll zur Etablierung eines Modells für ein abdominales Aortenaneurysma der Maus unter Verwendung von Calciumchlorid und Elastase vor, das die Vorteile früherer Modellierungsmethoden kombiniert. Dieses Modell kann verwendet werden, um die pathophysiologischen Mechanismen zu untersuchen, die abdominalen Aortenaneurysmen zugrunde liegen.

Ein Modell eines abdominalen Aortenaneurysmas der Maus durch periadventielle Calciumchlorid- und Elastase-Infiltration

Dieses Protokoll bietet eine wiederholbare und zuverlässige Methode zur Induzierung von abdominalen Aortenaneurysmen (AAAs) bei C57BL/6-Mäusen mittels Elastinsensibilisierung und perivaskulärer Elastase-Anwendung als AAA-Modell, das eine Immunsensibilisierungskomponente integriert.

Zuverlässige Erstellung eines murinalen abdominalen Aortenaneurysma-Modells unter Verwendung von Elastinsensibilisierung und perivaskulärer Elastase

Erfahren Sie, wie Sie Myointimalhyperplasie nach aortaler Ballonverletzung in Mäusen induzieren. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung der Pathomechanismen und schnellen Krankheitsprogression für kardiovaskuläre Forschung.

Ballon-basierte Verletzungen induzieren Myointimal Hyperplasie in der Bauchschlagader Maus

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