Name: Perfusable vaskuläre Netzwerk mit einem Gewebe-Modell in einem mikrofluidischen Gerät (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 5 s
Description: Erfahren Sie die Konstruktion perfusibler Gefäßnetzwerke in Sphäroiden mit einer mikrofluidischen Plattform. Diese Methode ermöglicht die Simulation von Arzneimittelverabreichung in vitro und verbessert Gewebemodelle für die regenerative Medizin.

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Diese Arbeit wurde von CREST JST (Grant-Nummer JPMJCR14W4), Gesellschaft für die Förderung von Science (JSPS) KAKENHI (Grant-Nummer 25600060, 16 K 16386), Center Innovation Program von MEXT und JST, Projekt konzentrierte sich auf Entwicklung Bewertung Schlüsseltechnologie aus unterstützt. Japan Agentur für medizinische Forschung und Entwicklung, AMED, Mizuho-Stiftung zur Förderung der Wissenschaften. Microfabrication wurde von Kyoto Universität Nano Technologiezentrum unterstützt.

1. Herstellung von mikrofluidischen Gerät Schimmel
<ol><li>Das Muster des mikrofluidischen Gerätes mit im Handel erhältlichen Software-Design (Clewin5 oder AutoCAD 2016, etc..). Finden Sie für die die Clewin5-Funktion im Benutzerhandbuch (http://manualzz.com/doc/7159150/clewin-user-s-manual). Hinweis: Die Design-Datei steht in ergänzende Datei 1.</li>
	<li>Übertragen Sie die Design-Datei auf einem micro Pattern-Generator und laden Sie das Tool mit einer Chrom-Maske mit der positiven Fotolack beschichtet.</li>
	<li>Setzen Sie die positiven Photoresist im Bereich Muster mit einem Mikro-Muster-Generator.</li>
	<li>Entwickeln Sie der positiven Photoresist, mit dem Entwickler (Table of Materials) und spülen Sie die Maske mit entionisiertem Wasser (DI).</li>
	<li>Mit Chrom-Ätzmittel (Table of Materials), etch das Chrom in der exponierten Bereich, wo die positiven Photoresist entfernt wurde. Spülen Sie die Maske mit VE-Wasser.</li>
	<li>Entferne die übrigen Photolack auf die Maske mit Aceton. Bemerkung: Transparenzmaske kann eine Alternative für die Cr-Maske.</li>
	<li>Bereiten Sie einen sauberen Silizium-Wafer (4 Inch, P(100)) und Spin Mantel Hexamethyldisilazane (HMDS) bei 3.000 u/min für 30 s.</li>
	<li>Softbake HMDS für 5 min bei 120 ° C und kühlen der Wafer für 5 min bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Spincoat die negativen Fotolack (Tabelle der Materialien) bei 500 u/min für 10 s und 1.200 u/min für 30 s. Hinweis: Spin Coating Zustand sollte Ausbeute der Fotolack Schichten mit einer Dicke von ca. 100 µm auf den Wafern nach Photolithographie.</li>
	<li>Prebake negativer Photoresist für 45 min bei 95 ° C und den Wafer für 60 min bei Raumtemperatur abkühlen lassen.</li>
	<li>Überprüfen Sie die Intensität des UV Lichtes in jedem Experiment und berechnen Sie die Belichtungszeit für eine Gesamtbelastung Energie-Dosis auf 250 mW/cm2. Legen Sie die Fotomaske (Schritt 1.1-1.6) auf dem Wafer und setzen sie das UV-Licht aus.</li>
	<li>Postbake negativer Photoresist für 1 min bei 65 ° C und 5 min bei 95 ° C. Lassen Sie den Wafer für 1 min bei Raumtemperatur abkühlen.</li>
	<li>Entwickeln Sie die negative Photoresist Schicht für 15 min in das erste Entwickler (Table of Materials) Bad und 2 min in das zweite Bad. Spülen Sie die Wafer in das erste Isopropanol (IPA) Bad für 10 s und in der zweiten IPA-Badewanne für 10 s.</li>
	<li>Hardbake die negativen Photoresist für 30 min bei 200 ° C und kühlen der Wafer für 5 min bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Messen Sie die Dicke der negativen Photoresist Schicht mit einer Oberfläche Profiler.</li>
	<li>Den Wafer in einem Exsikkator mit einer Vakuumpumpe verbunden und 200 µL Silan (trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooctyl)silane). Schalten Sie die Pumpe für 10 min, dann schalten Sie ihn aus und halten Sie die Wafer in den Exsikkator für 4 h.</li>
</ol>(2) Fertigungsschritte sowie die Montage von PDMS-Schichten
<ol><li>Das Polydimethylsiloxan (PDMS) Pre-Polymer gegossen (PDMS Basis: Härtemittel = 10:1 (w/w)) und degas in einer Vakuumkammer für 2 h.</li>
	<li>PDMS Heilung bei 80° C im Ofen Luft entlüftet über Nacht.</li>
	<li>Ziehen Sie die PDMS aus dem Siliziumwafer.</li>
	<li>Stanzen der Löcher 1A - 3 b (Abbildung 1) und der Sphäroid Kultur gut. Verwenden Sie einen Durchschlag 2 mm Durchmesser für Bohrungen 1A - 3 b und einem Durchmesser von 1 mm Stanzen für den Sphäroid gut.</li>
	<li>Reinigen Sie die PDMS-Platte und einem Glas Deckglas (24 mm × 24 mm) mit Klebeband, durch wiederholtes kleben und das Klebeband abziehen. Dann behandeln die PDMS-Platte mit Luft-Plasma für 40 s (40 mW, 50 Sccm).</li>
	<li>Bindung der PDMS-Platte auf das Glas-Deckglas, eventuell vorhandene Luftbläschen von der Oberfläche zwischen der PDMS-Platte und dem Deckglas Heilung bei 80 ° C für mindestens 12 Stunden zu vertreiben.</li>
</ol>(3) Sphäroid Vorbereitung
Hinweis: In der Studie, rot fluoreszierenden Proteins mit dem Ausdruck menschlichen Nabelschnur Vene Endothelzellen (RFP-Mediumwechsel) und grün fluoreszierendes Protein zum Ausdruck zu bringen, die Mediumwechsel (GFP-Mediumwechsel) in den Sphäroid und Mikrokanäle, bzw. verwendet werden, um die Herkunft zu unterscheiden Mediumwechsel nach dem Bau eines perfusable vaskuläre Netzwerks. Wenn der Ursprung des Mediumwechsel nicht benötigt wird, sind unbeschriftete Mediumwechsel genug für das Experiment.
<ol><li>Auftauen der RFP-Mediumwechsel (3,0 × 105 Zellen/Vial) und der menschlichen Lunge Fibroblasten (hLF) (1,0 × 106 Zellen/Vial) und fügen Sie sie in 10 mL Medium für Endothelzellen und Fibroblastenzellen bzw. (Table of Materials). Kultur sie in einer 100-mm-Schale bei 37 ° C und 5 % CO2 für 2-3 Tage für Sub konfluierende RFP-Mediumwechsel und hLFs. Dieses Präparat wird ~ 200 Sphäroide Ausbeute.</li>
	<li>Trennen Sie die RFP-Mediumwechsel und hLFs von den Gerichten mit 2 mL 0,05 % Trypsin-EDTA und stoppen Sie die Trypsin-Reaktion mit 4 mL DMEM mit 10 % (V/V) fetalen bovine Serum (FBS) und 1 % (V/V) Penicillin/Streptomycin.</li>
	<li>Nach Zentrifugation bei 220 X g 3 min entfernen des Überstands und Aufschwemmen RFP-Mediumwechsel und hLFs Endothelzellen Mittel-und letzte Zelle Konzentrationen bei 2,5 × 104 und 1,0 × 105 Zellen/mL, beziehungsweise.</li>
	<li>Fügen Sie sanft 200 µL Zellsuspension (5.000 für RFP-Mediumwechsel) und 20.000 Zellen für hLFs pro Bohrloch in einer 96-Well-Platte mit ultraniedriger Bindung Oberfläche.</li>
	<li>Inkubieren Sie die 96-Well-Platte bei 37 ° C und 5 % CO2 für einen Zeitraum von 2-4 Tagen. Hinweis: Da die Kulturdauer und anfänglichen Zellzahl in 96-Well-Platte der Sphäroid Durchmesser abhängt, kann es durch diese beiden Parameter gesteuert werden.</li>
</ol>(4) Zelle Aussaat in mikrofluidischen Gerät
Hinweis: Die Namenskonvention für die Löcher, Kanäle und das Sphäroid gut sind gezeigt in Abbildung 1. Tag 0 definieren wir als den Tag, wenn Zelle Ernte in mikrofluidischen Gerät fertig ist. Schematische Darstellung der experimentellen Fristen ist in Abbildung 2dargestellt.
<ol><li>Tag −1) Sphäroid be- Hinweis: Der folgende Schritt sollte auf Eis, Gelbildung von Kollagen und Fibrin zu verhindern durchgeführt werden.<ol>
<li>Fibrinogen in Phosphat gepufferte Kochsalzlösung (PBS) für eine Endkonzentration von 2,80 mg/mL auflösen.</li>
		<li>Bereiten Sie neutralisiert Kollagen (3,0 mg/mL in PBS) laut Protokoll des Herstellers.</li>
		<li>Kombinieren Sie 107,2 µL Fibrinogen-Lösung (2,80 mg/mL), 8.0 µL neutralisierte Kollagen (3,0 mg/mL) und 3,6 µL Aprotinin (5 U/mL) pro Reaktion in einer Röhre. Diese Lösung ist "master-Mix-Lösung" gekennzeichnet (MS). Hinweis: Die Lautstärke reicht für das Laden von einem Sphäroid. Ist mehr als ein Sphäroid, multiplizieren Sie jeder Band mit der Anzahl der Sphäroide.</li>
		<li>Auflösen von Thrombin mit PBS-Puffer für eine Endkonzentration von 50 U/mL. Hinweis: Aliquote von 50 U/mL Thrombin (20 µL/Rohr) bei-30 ° C gelagert werden und vor jedem Experiment aufgetaut sind.</li>
		<li>Platzieren Sie die 96-Well-Platte mit der Sphäroide innerhalb der Biosicherheit Schrank.</li>
		<li>Bereiten Sie zwei 35-mm-Petrischalen innerhalb der Biosicherheit Schrank, mit einer Schale auf Eis (Schale 1) und das andere Gericht auf der Tischplatte (Schale 2). Pipettieren 99 µL von MS in der Mitte der Schüssel 1 (Abbildung 3a) um ein Tröpfchen zu bilden.</li>
		<li>Schneiden Sie die Spitzen der 2 gelb (10-100 µL) und 3 klare Pipettenspitzen (1-100 µL) für die Erhebung der Sphäroide aus der 96-Well-Platte, mischen Thrombin mit MS, präzise Erfassung der Sphäroide Einspritzen der Sphäroide in das Gerät, und Einspritzen von Medien in das Gerät , beziehungsweise. Die Porengröße der Spitze sollte etwas größer als der Durchmesser der Löcher 1A - 3 b der Kanäle 1 und 3 oder Sphäroid in Kanal 2 für einen gemütlichen gut passen. Hinweis: Im folgenden, sofern nicht anders angegeben, verwenden Sie die Pipettenspitzen schneiden in diesem Schritt. Das Foto des geschnittenen Tipps gibt es in Abbildung 4.</li>
		<li>Sammle ein Sphäroid mit 100 µL Medium von 96-Well-Platte und Teller 2 (Abbildung 3a) hinzufügen.</li>
		<li>Das Sphäroid mit Mindestvolumen von Medien von Dish 2 abholen. Halten Sie die Pipette aufrecht, sollte das Sphäroid in Richtung zur Unterseite der Spitze Pipettieren durch die Schwerkraft bewegen. Werfen Sie das Sphäroid durch Berührung der Pipettieren Spitze auf den Meniskus des MS Tropfenabscheiders in Schale 1 (Abb. 3a). Hinweis: Die folgenden Schritte 4.1.10 & 4.1.11 sollte schnell durchgeführt werden.</li>
		<li>Fügen Sie 1 µL von Thrombin (50 U/mL) und mischen Sie mit den gelben Pipettieren Tipp.</li>
		<li>Mit der Pipette auf 7 µL gesetzt Abholung der Sphäroid und legen Sie sie langsam in den Sphäroid Brunnen (Abb. 3 b).</li>
		<li>15 min bei 37 ° C für die Gelierung von Fibrin inkubieren.</li>
		<li>Die endotheliale Medium von Bohrungen 1A und 3A und füllen Sie die Kanäle 1 und 3 mit Medien langsam injizieren (20 ~ 30 µL/Kanal).</li>
		<li>Stellen Sie das Gerät in einer 100-mm-Schale mit einer nassen Windex, Verdampfung von Medien aus dem Gerät (Abb. 3 c) zu verhindern.</li>
		<li>Stellen Sie das Gerät bei 37 ° C und 5 % CO2 für 24 h die Blasen an der Schnittstelle zwischen Medien und Fibrin entfernen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tag 0) Mediumwechsel be-<ol>
<li>Tauen Sie GFP-Mediumwechsel (3,0 x 105 Zellen/Vial auf) und fügen sie Sie 10 mL des Mediums Endothelzellen. Kultur, sie in ein 100-Millimeter-Teller bei 37 ° C und 5 % CO2 für 2-3 Tage, Sub-Konfluenz zu erreichen. Ein Gericht der Sub konfluierende GFP-Mediumwechsel reicht für die Zubereitung von 8-10-Geräte.</li>
		<li>Lösen Sie GFP-Mediumwechsel vom Geschirr mit 2 mL 0,05 % Trypsin-EDTA zu und stoppen Sie die Trypsin-Reaktion mit 4 mL DMEM mit 10 % (V/V) fetalen bovine Serum (FBS) und 1 % (V/V) Penicillin/Streptomycin.</li>
		<li>Nach Zentrifugation bei 220 X g 3 min Aufschwemmen der GFP-Mediumwechsel endotheliale mittelfristig auf 5.0 x 106 Zellen/mL.</li>
		<li>Injizieren Mediumwechsel Zellsuspension in Kanal 1 durch Loch 1 b (20 µL/Kanal).</li>
		<li>Kippen Sie das Gerät von mikrofluidischen 90°, legen Sie sie auf der Seite und Inkubation bei 37 ° C für 30 min, um sicherzustellen, dass die Mediumwechsel das Fibrin in Kanal 2 einhalten.<ol>
<li>Bestätigen Sie die Befestigung der Mediumwechsel auf das Fibrin. Wenn die Anzahl der Mediumwechsel befestigt an der Schnittstelle zwischen dem Gel und Medium nicht ausreicht, kann das Gefäßsystem die vaskuläre Ursache nach ein paar Tagen Gerät Kultur (Abbildung 5) getrennt werden. Im Protokoll, die Erfolgsquote der Durchblutung ist > 50 %.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Wiederholen Sie die Schritte 4.2.4 und 4.2.5 für Kanal 3.</li>
		<li>Zellkulturen in einem 100-mm-Teller mit einem feuchten Wischtuch bei 37 ° C und 5 % CO2 für 7-14 Tage.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tag1 ~) Datenträgeraustausch<ol>
<li>Tauschen Sie die Hälfte der Medien in die Kanäle 1 und 3 jeden Tag.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(5) Kerne Färbung
<ol><li>Bereiten Sie 4 % Paraformaldehyd (PFA) mit PBS-Puffer.</li>
	<li>Entfernen Sie das Medium aus Kanäle 1 und 3 und fügen Sie 20 µL 4 % PFA pro Kanal. Die Lösung bei 4 % ersetzen PFA, wiederholen die Lösung vom Gerät zu entfernen und Hinzufügen von 4 % PFA drei Mal.</li>
	<li>Inkubieren Sie das Gerät bei 4 ° C über Nacht.</li>
	<li>Entfernen Sie die 4 % PFA vom Gerät und waschen die Kanäle drei Mal mit PBS.</li>
	<li>Fügen Sie 20 µL 10 µg/mL Fluoreszenzfarbstoff (Table of Materials) pro Kanal, zelluläre Kerne zu beflecken. Um die Lösung in das Gerät auszutauschen, wiederholen Sie die Lösung aus dem Gerät entfernen und Hinzufügen von 10 µg/mL die Fluoreszenzfarbstoff dreimal.</li>
	<li>Lagern Sie das Gerät bei 4 ° C für 24 h.</li>
</ol>(6) Flüssigkeit Perfusion der ein Sphäroid
<ol><li>Bereiten Sie das Sphäroid nach Kultivierung für mehr als 7 Tage im Gerät bei 37 ° C und 5 % CO2 für den Abschluss eines kontinuierlichen Kreislauf Pfades.</li>
	<li>Entfernen Sie das Medium aus Bohrungen 1A, 1 b, 3A und 3 b.</li>
	<li>10 µL 10 µM-Lösung von Fluorescein erfolgt (FITC) einführen-Dextran in PBS in Löcher 1A und 1 b.</li>
	<li>Überwachen Sie den Fluss der Microbeads oder FITC Farbstoff unter einem inversen Mikroskop.</li>
</ol>(7) Quantifizierung der Sprout Länge
Hinweis: ImageJ ver. 1,49 Software ist für alle Analyse des Bildes in dieser Studie verwendet.
<ol><li>Überschneiden sich die Bilder der GLP-Mediumwechsel Tage 0, 1, 3, 5 und 7.</li>
	<li>Subtrahieren Sie die Position der Spitze Gefäßsystem der Tag 0 von der gleichen Position bei Aufnahmen an Tagen 1, 3, 5 und 7.</li>
	<li>Bestimmen Sie das Wachstum der vaskulären Spitze von der Wurzel-Position (Abbildung 6). Der Abstand zwischen den vaskulären Spitze und Wurzel wurde als Spross Länge in dieser Studie (Abb. 7 b) definiert.</li>
</ol>(8) Quantifizierung der vaskulären Winkel
Hinweis: Vaskuläre Winkel wurde definiert als der Winkel von vaskulären Winkel, Wurzel und das Zentrum der Sphäroid (Abb. 7 c) bestand.
<ol><li>Die fluoreszierende Bilder von der Coculture-Sphäroid, RFP-Mediumwechsel enthält vollständig und Analysefunktion in ImageJ "Schwerpunkt" Position messen. In dieser Studie wird die gemessene "Schwerpunkt" Position als Zentrum der Sphäroid (Abbildung 6) definiert.</li>
	<li>Bestimmen Sie die Position der vaskulären Spitzen und Wurzeln in Schritt 7 auf gleiche Weise.</li>
	<li>Messen der vaskulären Winkeln mit Analysefunktion in ImageJ-Software.</li>
</ol>

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</ol>

Der Autor erklärt, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Frühere Berichten zufolge hLFs einen Cocktail aus mehreren angiogenen Faktoren wie Angiopoietin-1, Angiogenin, Hepatozyten-Wachstumsfaktor, Umwandlung von Wachstumsfaktor-α, Tumor-Nekrose-Faktor und einige extrazelluläre Matrix Proteine29absondern, 30. Dieser Assay stützt sich auf die Angiogenese-Sekretion von hLFs in ein Coculture-Sphäroid, die die Einschränkung der Technik ist. Daher ist es wichtig für eine stabile vaskulären Bildung ein Sphäroid Coculture an ...

Verlagerung von einer monomolekularen Film (zweidimensional) Kultur zu einer dreidimensionalen Kultur ist motiviert durch die Notwendigkeit, mit Kultur-Modellen arbeiten, die die Zellfunktionen des Lebens imitieren Gewebe1,2,3. Die meisten der extrazellulären Umgebungen im menschlichen Körper ähneln flach und harte Kunststoffsubstraten häufig benutzt in der Zellkultur nicht. In der Tat, belegen viele Studien, dass dreidimensionale Kultur neu gewebespezifischen Architektur, mechanischen und biochemischen Signale und Zell-Zell-Kommunikation, die nicht in herkömmlichen zweidimensionalen Kultur4beobachtet wurden, 5,6,7,8.
Eine mehrzelligen Aggregat oder Sphäroid, ist eine der vielversprechendsten Techniken, um diese dreidimensionale Kultur9,10zu realisieren. Zellen sezernieren die extrazelluläre Matrix (ECM) und können mit anderen in der Sphäroid interagieren. Obwohl einige andere Bioengineering nähert sich11,12,13,14, wie Zelle stapeln, erfolgreich replizieren räumliche Komplexität des menschlichen Körpers, diese Ansätze haben nur zwei oder drei Arten von Zellen für die einfache Analyse und konzentrierte sich auf nur eine Funktion der Zielorgane. Im Gegensatz dazu sind andere Kultur Umgebungen je nach ihrer Position in der Sphäroid aufgrund der heterogenen Zufuhr von Nährstoffen, Sauerstoff, und parakrine und autokrine Signalmoleküle in den Sphäroid Zellen in Sphäroide ausgesetzt. Diese Funktion der Sphäroide imitiert teilweise in Vivo Kultur Zustand und aktivieren die Zellen in Sphäroide erstelle ich sehr viel komplexer, organisierte Gewebe in Vitro als kultiviert in Stapeln Gewebe9, Struktur 15 , 16. beachten Sie, dass wenn ein Sphäroid aus einer einzigen Art von Zellen besteht, die Funktion der Zellen in den Sphäroid nicht aufgrund der heterogenen Umgebung in den Sphäroid einheitlich ist. In den letzten Jahren erlaubt Sphäroid Kulturen embryonale Stammzellen (WSR), induzierte pluripotente Stammzellen (iPSCs) oder Gewebe-Resident Stammzellen in Vivo Entwicklungsstörungen Sequenzen zu imitieren und neu erstellen Mini-Organe wie das Gehirn17, Leber18und Niere19,20.
Trotz der erheblichen Fortschritte in Sphäroid Kulturtechniken ist die Kultivierung großer Sphäroide schon seit längerem nach wie vor problematisch. Zellen müssen in einem dreidimensionalen Gewebe innerhalb 150-200 µm eines Blutgefäßes aufgrund der begrenzten Verfügbarkeit von Sauerstoff und Nährstoffen21befinden. Vaskulärer Netzwerke innerhalb der Sphäroid sind notwendig, um den Austausch von Stoffen zwischen Blut und Gewebe in Vivozu rekapitulieren. Um dies zu erreichen, haben andere Gruppen Co kultivierten Endothelzellen mit Ziel Zellen22,23,24 oder induziert die Differenzierung von pluripotenten Zellen in CD31-positiven Zellen20. Die gemeldeten Schiff-ähnliche Strukturen haben jedoch nicht die offenen Enden der Lumina, Sauerstoff und Nährstoffe in die Mitte des Sphäroids zu liefern. Um die vaskuläre Rolle um Zellen in der dreidimensionalen Kultur nähren zu imitieren, muss ergebnisoffen und perfusable vaskuläre Netzwerk der Sphäroid entwickelt werden.
In den vergangenen Jahren berichteten einige Forschungsgruppen im Feld Microengineering Methoden, um ein perfusable Kreislauf Netzwerk, spontan gebildet in einem mikrofluidischen Gerät durch die Verwendung von angiogenen Faktoren von cocultured Fibroblastenzellen25 zu bauen ,26. Dieser Kreislauf Netzwerke haben eine ähnliche Morphologie Pendants in Vivo und können durch Umweltfaktoren, eignen sich für die Nachahmung vaskulärer Funktionen in ein Sphäroid Kultur umgebaut werden. Dieses Protokoll soll ein perfusable Kreislauf Netzwerk in ein Sphäroid mit einem mikrofluidischen Plattform27zu bauen. Mikrofluidische Gerät ist von den zuvor gemeldeten Gerät25 geändert, so dass ein Sphäroid integriert werden kann. Durch die Leitung der angiogenen Sekret Fibroblastenzellen in ein Sphäroid an Endothelzellen in Mikrokanälen, angiogenen Sprossen aus der Mikrokanäle anastomosieren mit den Sphäroid und bildeten ein perfusable Kreislauf Netzwerk. Diese Methode ermöglicht eine direkte Lieferung einer breiten Palette von Substanzen, wie fluoreszierende Moleküle und Mikrometer-Skala Perlen ins Innere des ein Sphäroid, die den Rahmen für eine langfristige Gewebekultur mit vaskulären Netzwerken bietet.

<table><tbody><tr><td>AutoCAD 2017</td><td>Autodesk</td><td>AutoCAD 2017</td><td></td></tr><tr><td>Eine Chrommaske, die mit AZP 1350 beschichtet ist.</td><td>CLEAN SURFACE TECHNOLOGY</td><td>CBL2506Bu-AZP</td><td></td></tr><tr><td>Mikromustergenerator</td><td>Heidelberg</td><td>uPG101</td><td></td></tr><tr><td>MF CD-26 Entwickler</td><td>Rohm & Haas electronic</td><td></td> <td>materials-Entwickler im Protokoll 1.4</td></tr><tr><td>S-Clean</td><td>Sasaki Chemical</td><td>S-24</td><td>Chrom Etchant im Protokoll 1.5</td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Wako</td><td>012-00343</td><td></td></tr><tr><td>Silizium Wafer</td><td>Canosis</td><td>SiJ-4</td><td></td></tr><tr><td>Spin Coater</td><td>MIKASA</td><td>1H-D7</td><td></td></tr><tr><td>Hexamethyldisilazan (HMDS)</td><td>Tokyo Ohka Kogyo</td><td>H0089</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 3050</td> <td>MicroChem-Negativer</td> <td>Fotolack im Protokoll 1,9</td><td></td></tr> <tr><td>UV-Belichtung</td><td>Nanometric Technology Inc</td><td>LA310s</td><td></td></tr><tr><td>SU-8 Entwickler</td><td>MicroChem</td><td>Y020100</td><td>Entwickler für den negativen Fotolack im Protokoll 1.13</td></tr><tr><td>2-Propanol</td><td>Wako</td><td>163-04841</td><td></td></tr><tr><td>Oberflächenprofiler</td><td></td><td>Veeco Veeco Dektak XT-S</td><td></td></tr><tr><td>(Trichlor (1H, 1H, 2H, 2H-Perfluoroctyl) Silan</td><td>Sigma</td><td>448931</td><td></td></tr><tr><td>Polydimethylsiloxan (PDMS)</td><td>Dow Corning Toray</td><td>184W/C</td><td></td></tr><tr><td>Biopsy Punch (1.0mm)&nbsp;</td><td>Kai Industries</td><td>BP-10F</td><td></td></tr><tr><td>Biopsie-Stanze (2,0 mm)</td><td>Kai Industries</td><td>BP-20F</td><td></td></tr><tr><td>Plasmasystem</td><td>Femtowissenschaft</td><td>COVANCE</td><td></td></tr><tr><td>Deckglas</td><td>MATSUNAMI GLAS</td><td>C024241</td><td></td></tr><tr><td>Kulturschalen</td><td>Iwaki</td><td>1000-035</td><td></td></tr><tr><td>RFP Exprimieren der menschlichen Nabelvene Endothelzelle</td><td>Angioproteomie</td><td>cAP-0001RFP</td><td></td></tr><tr><td>Normale menschliche Lungenfibroblasten</td><td>Lonza</td><td>CC-2512</td><td></td></tr><tr><td>Wachstumsmedium für Endothelzellen</td><td>Lonza</td><td>CC-3162</td><td></td></tr><tr><td>Fibroblasten-Wachstumsmedien-Kits</td><td>Lonza</td><td>CC-3132</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>fötales Rinderserum</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>26140079</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-Streptomycin-Lösung</td><td>Wako</td><td>168-23191</td><td></td></tr><tr><td>0,05 W/v% Trypsin-0,53 mmol/l EDTA & Bull 4Na Lösung mit Phenolrot</td><td>Wako</td><td>204-16935</td><td></td></tr><tr><td>PBS (Phosphatgepufferte Salze)</td><td>Takara bio</td><td>T900</td><td></td></tr><tr><td>96-Well-Platte</td><td>Sumitomo Bakelit</td><td>631-21031</td><td></td></tr><tr><td>1000ul Chip</td><td>NIPPON Genetics</td><td>FG-402</td><td></td></tr><tr><td>200ul&nbsp; Chip</td><td>NIPPON Genetics</td><td>FG-301</td><td></td></tr><tr><td>10ul Chip</td><td>NIPPON Genetics</td><td>37650</td><td></td></tr><tr><td>CO2 Inkubator</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Model 370</td><td></td></tr><tr><td>GFP Exprimierende menschliche Nabelvene Endothelzelle</td><td>Angioproteom</td><td>cAP-0001GFP</td><td></td></tr><tr><td>Fibrinogen aus Rinderplasma</td><td>Sigma</td><td>F8630</td><td></td></tr><tr><td>Aprotinin aus der Rinderlunge</td><td>Sigma</td><td>A6279</td><td></td></tr><tr><td>Kollagen I</td><td>Corning</td><td>354236</td><td></td></tr><tr><td>Thrombin aus Rinderplasma</td><td>Sigma</td><td>T4648</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Invitrogen</td><td>H21492</td><td>Fluoreszenzfarbstoff zur Färbung von Zellkernen im Protokoll 5.5</td></tr><tr><td>Paraformaldehydlösung</td><td>Wako</td><td>163-25983</td><td></td></tr><tr><td>Inverses Fluoreszenzmikroskop</td><td>OLYMPUS</td><td>IX71</td><td></td></tr><tr><td>Degitale CCD-Kamera</td><td>OLYMPUS</td><td>ORCA-R2</td><td></td></tr><tr><td>Konfokales biologisches Laser-Scanning-Mikroskop</td><td>OLYMPUS</td><td>FV1000</td><td></td></tr><tr><td>Inverses Fluoreszenzmikroskop</td><td>OLYMPUS</td><td>IX-83</td><td></td></tr><tr><td>Fluoreszein-Isothiocyanat-Dextran</td><td>Sigma</td><td>FD70S</td><td></td></tr></tbody></table>

perfusable vaskuläre netzwerk mit einem gewebe-modell in einem mikrofluidischen gerät

Perfusable Vascular Network with a Tissue Model in a Microfluidic Device

Ein Sphäroid (vielzelligen Aggregat) gilt als ein gutes Modell der lebende Gewebe im menschlichen Körper. Trotz der erheblichen Fortschritt in der Sphäroid Kulturen bleibt ein perfusable Kreislauf Netzwerk in die Sphäroide eine entscheidende Herausforderung für langfristige Kultur zu pflegen und entwickeln ihre Funktionen, wie z. B. Protein ausdrücken und Morphogenese erforderlich. Das Protokoll stellt eine neuartige Methode um ein perfusable Kreislauf Netzwerk innerhalb der Sphäroid in einem mikrofluidischen Gerät zu integrieren. Um ein perfusable Kreislauf Netzwerk in den Sphäroid induzieren, wurden angiogenen Sprossen mit Mikrokanälen verbunden zu den Sphäroid geführt, durch die Verwendung von angiogenen Faktoren von menschlichen Lunge Fibroblasten in der Sphäroid kultiviert. Die Angiogenese Sprossen erreicht das Sphäroid, fusionierte mit der Endothelzellen Co kultiviert in den Sphäroid und einem kontinuierlichen Kreislauf Netzwerk gebildet. Die vaskuläre Netzwerk könnte das Innere der Sphäroid ohne Undichtigkeiten durchspülen. Das konstruierte vaskuläre Netzwerk kann als Route für die Versorgung mit Nährstoffen und Ableitung von Abfallstoffen, imitiert Blutzirkulation in Vivoweiterverwendet werden. Die Methode bietet eine neue Plattform in der Sphäroid Kultur in Richtung bessere Reprise des lebenden Gewebes.

Abbildung 1 zeigt ein Design und Foto von mikrofluidischen Gerät. Es hat drei parallele Kanäle, in welchem, die Kanal 2 das Sphäroid gut enthält. Kanäle 1 und 3 dienen der HUVECS Kultur und Kanal 2 ist für den Sphäroid. Jeder Kanal ist durch trapezförmige Microposts entworfen, um Muster PDMS getrennt. Die Microposts verhindern, dass das Hydrogel in Kanal 2 Austritt von Flüssigkeit ins Kanäle 1 und 3 durch Oberflächenspannung und ermöglichen den Austausch von ...

Das Protokoll beschreibt, wie ein perfusable Kreislauf Netzwerk in ein Sphäroid zu konstruieren. Das Sphäroid umliegenden Mikroumgebung ist entworfen, um induzieren Angiogenese und der Sphäroid an die Mikrokanäle in einem mikrofluidischen Gerät anschließen. Die Methode erlaubt die Perfusion der Sphäroid, das eine lang ersehnte Technik in dreidimensionale Kulturen ist.

Perfusable vaskuläre Netzwerk mit einem Gewebe-Modell in einem mikrofluidischen Gerät

A spheroid (a multicellular aggregate) is regarded as a good model of living tissues in the human body. Despite the significant advancement in the ...

Das übergeordnete Ziel dieses Verfahrens ist es, mit Hilfe einer mikrofluidischen Plattform ein perfusionierbares Gefäßnetzwerk in einem mehrzelligen Aggregat oder Sphäroid zu konstruieren. Diese Methode kann dazu beitragen, Schlüsselfragen in der alternativen Form von Bereichen der regenerativen Medizin zu beantworten, z. B. wie wichtig ein vaskuläres Netzwerk in vivo- und in vitro-Gewebemodellen ist. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass der Weg der Verabreichung von Medikamenten und Nahrungsergänzungsmitteln in vitro simuliert werden kann, indem interessante Regionen direkt in die Sphäroide eingebracht werden.Im Allgemeinen werden Personen, die mit dieser Methode noch nicht vertraut sind, Schwierigkeiten haben, da es schwierig ist, die Zellen in den Zielbereich des mikrofluidischen Geräts einzuführen. Nach dem Gießen des PDMS-Prepolymers wird das Material zwei Stunden lang in einer Vakuumkammer entgast und anschließend über Nacht bei 80 Grad Celsius in einem belüfteten Ofen ausgehärtet. Am nächsten Morgen schälen Sie das PDMS vom Siliziumwafer und erzeugen mit einem Locher von zwei Millimetern Durchmesser an den angegebenen Stellen Löcher in das Material.Verwenden

perfusable-vascular-network-with-tissue-model-microfluidic

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Verfahren zur Kultur von Endothelzellen eine Monoschicht der gesamten inneren Oberfläche des 3D einer Mikrofluidikvorrichtung mit mikrovaskulären großen Kanälen (&lt;30 um) beschrieben.

Endothelialisierten Mikrofluidik für ein Studium Mikrovaskuläre Wechselwirkungen in Hämatologische Krankheiten

Primäre humane Nabelvenendothelzellen (HUVECs) wurden innerhalb eines mikrofluidischen Netzwerkgeräts zur Konfluenz gezüchtet. Die Endothelzellübergänge und F-Aktin-Verteilungen wurden dargestellt und die Veränderungen der intrazellulären Kalziumkonzentration und der Stickoxidproduktion als Reaktion auf Adenosintriphosphat (ATP) wurden in Echtzeit auf Einzelzellebene quantifiziert.

Entwicklung und Charakterisierung von<em&gt; In Vitro</em&gt; Mikrogefäßnetz und quantitative Messungen von Endothelial [Ca<sup&gt; 2+</sup&gt;]<sub&gt; i</sub&gt; Und die Produktion von Stickoxid

Dieses Manuskript stellt ein Spritzgussverfahren microvessels zu entwickeln, die physiologischen Eigenschaften des Endothels rekapitulieren. Die Mikrofluidik-basierten Prozess erstellt Patent 3D Gefäßnetze mit tailor Bedingungen, wie Durchfluss, zelluläre Zusammensetzung, Geometrie und biochemische Steigungen. Das Herstellungsverfahren und Beispiele für mögliche Anwendungen beschrieben.

Mikrostrukturierung und Montage von 3D-Micro-Ader

Dieses Protokoll beschreibt die Implementierung einer bildgeführten, laserbasierten Hydrogeldegradation zur Herstellung von vaskulär abgeleiteten, biomimetischen mikrofluidischen Netzwerken, die in Poly(ethylenglykol)-diacrylat (PEGDA) Hydrogele eingebettet sind. Diese biomimetischen mikrofluidischen Systeme können für Tissue-Engineering-Anwendungen, die Generierung von In-vitro-Krankheitsmodellen und die Herstellung fortschrittlicher "On-a-Chip"-Geräte nützlich sein.

Bildgestützte, laserbasierte Herstellung von Mikrofluidik-Networks-Vascular abgeleitet

Wir bieten ein generalisiertes Protokoll basiert auf einer mikrofluidische Bioprinting Strategie für engineering-ein Microfibrous Kreislauf Bett, wo eine sekundäre Zelle Art weiter in den interstitiellen Raum dieser Microfibrous Struktur, vaskularisierte Gewebe und Organellen zu generieren ausgesät werden konnte.

Mikrofluidische Bioprinting für Engineering durchblutet, Gewebe und Organellen

Hier bieten wir einen mikrofluidischen Chip und ein automatisch gesteuertes, hocheffizientes Kreislauf-Mikrofluidsystem, das die anfängliche Mikroumgebung der Neovaskularisation rekapituliert und es ermöglicht, Endothelzellen (ECs) durch hohe Luminalscherspannung, physiologischen Transendothelfluss und verschiedene vaskuläre endotheliale Wachstumsfaktor (VEGF) gleichzeitig zu stimulieren.

Mikrofluidisches Modell zur Nachahmung des ersten Ereignisses der Neovaskularisation

Das Ziel dieses Protokolls ist es, die Entwicklung eines dreidimensionalen (3D) mikrofluidischen Modells von hoch ausgerichtetem menschlichem Herzgewebe zu erklären und zu demonstrieren, das aus Stammzellen gewonnenen Kardiomyozyten besteht, die mit Herzfibroblasten (CFs) in einem biomimetischen, kollagenbasierten Hydrogel in Kokulturiert sind, für Anwendungen in der Kardgewebeentwicklung, im Arzneimittelscreening und in der Krankheitsmodellierung.

Entwicklung von 3D-organisiertem menschlichem Herzgewebe innerhalb einer mikrofluidischen Plattform

In diesem Protokoll wird ein biomimetischer Mikrofluid-Assay, der eine physiologisch relevante mikrovaskuläre Umgebung reproduzieren und die gesamte Leukozyten-Adhäsions-/Migrationskaskade reproduzieren kann, eingesetzt, um Leukozyten-Endothelzell-Interaktionen bei entzündlichen Erkrankungen zu untersuchen.

Ein mikrophysiologisches System zur Untersuchung der Leukozyten-Endothelzell-Interaktion während einer Entzündung

Dieses Protokoll stellt ein physiologisch relevantes Tumor-on-a-Chip-Modell vor, um Hochdurchsatz-Grundlagen- und translationale Krebsforschung am Menschen durchzuführen und das Arzneimittel-Screening, die Krankheitsmodellierung und Ansätze der personalisierten Medizin mit einer Beschreibung von Lade-, Wartungs- und Bewertungsverfahren voranzutreiben.

Etablierung eines physiologischen humanen vaskularisierten Mikrotumormodells für die Krebsforschung

Wir stellen ein Protokoll für die Hochdurchsatzproduktion von Gefäßkanälen mit flexiblen Größen und gewünschten Mustern auf einer Standard-Sechs-Well-Platte unter Verwendung der 3D-Bioprinting-Technologie vor, die als Gefäße auf einer Platte (VOP) bezeichnet wird. Diese Plattform hat das Potenzial, die Entwicklung von Therapeutika für die mit einem kompromittierten Endothel verbundenen Erkrankungen voranzutreiben.

Hochdurchsatz-Bioprinting-Verfahren zur Modellierung der Gefäßpermeabilität in Standard-Sechs-Well-Platten mit Größen- und Musterflexibilität

Hier stellen wir ein Protokoll für die Konstruktion eines Organ-on-Chip (OOC)-Systems vor, das die Pneumonektomie nachahmen soll. Dieses System untersucht den möglichen Zusammenhang zwischen einer Beeinträchtigung der Glykokalyx und Komplikationen nach Pneumonektomie.

Modellierung der endothelialen Glykokalyx nach der Pneumonektomie in einem 3D-Fluidik-Chip - Ein Ansatz zur Herstellung eines vaskulär basierten Organ-on-Chip-Systems

Erfahren Sie die Konstruktion perfusibler Gefäßnetzwerke in Sphäroiden mit einer mikrofluidischen Plattform. Diese Methode ermöglicht die Simulation von Arzneimittelverabreichung in vitro und verbessert Gewebemodelle für die regenerative Medizin.

Perfusable vaskuläre Netzwerk mit einem Gewebe-Modell in einem mikrofluidischen Gerät

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