Name: Mit Terminal-Transferase-vermittelten dUTP Assays Nick Ende-Kennzeichnung (TUNEL) und Caspase 3/7 Maßnahme epidermalen Zelltod in Frösche mit Chytridiomykose (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-16T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 37 s
Description: Erfahren Sie, wie Sie mit TUNEL und Caspase-3/7-Assays epidermalen Zelltod bei Fröschen mit Chytridiomykose quantifizieren. Diese Methode ermöglicht wiederholte Analysen kleiner Gewebeproben während der Infektion.

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Wir bedanken uns bei die folgenden Personen, die mit Tierhaltung und Datenerfassung unterstützt: D. Tegtmeier, C. De Jong, J. Hawkes, K. Fossen, S. Percival, M. McWilliams, L. Bertola, M. Stewart, N. Harney und T. Knavel; und M. Merces Unterstützung bei Dissektionen. Wir möchten auch danke M. McFadden, P. Harlow und Taronga Zoo für die Anhebung der L. v. Alpinaund G. Marantelli für die Anhebung der p. Corroboree. Wir danken F. Pasmans, A. Martel für Ratschläge, Apoptose-Assays, C. Constantine, A. Kladnik und R. Webb für Hilfe mit TUNEL-Test, und T. Emeto und W. Weßels für Hilfe mit Protokoll und Kit für Caspase 3/7-Assay. Dieses Manuskript und Protokoll ist adaptiert von Brannelly Et Al 2017 Peer J22.

James Cook University genehmigt Tierethik in A1875 Anwendungen für p. Corroboree und A1897 und A2171 für L. v. Alpina.
1. Tierhaltung und Überwachung
<ol><li>Haus Tiere einzeln, in einer Umgebung, die für die Art, mit einem entsprechenden Wasser, Fütterung und Reinigungsplan. Kontrollieren Sie Tiere täglich.<ol>
<li>Erwachsene Individuen von den vom Aussterben bedrohten Pseudophryne Corroboree (zum TUNEL Test, Abschnitt 4) zu verwenden und die bedrohten Litoria Verreauxii Alpina (für die Caspase 3/7 Test, Abschnitt 5), gespendet von Gefangenen Zucht Einrichtungen. Erhalten die Tiere bei 15-18 ° C, auf Moos und Kies Substrat, besprühen sie täglich mit Umkehr-Osmose-Wasser und füttern 3 mal wöchentlich mit Darm geladen Grillen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sammeln Sie Daten über jeden einzelnen einmal wöchentlich. Wischen Sie die Individuen für Bd wie in Schritt 2.1 beschrieben. Wiegen Sie jedes Tier beinahe mit Hilfe einer Skala 0,1 g und Messen Sie ihre Schnauze zur Länge (KRL) zum nächsten 0,01 mm mit Zifferblatt Bremssättel entlüften.</li>
	<li>Überprüfen Sie nach der Inokulation (wie in Abschnitt 3 beschrieben) Tiere täglich auf klinische Anzeichen einer Infektion (unregelmäßige Haut Slough, Appetitlosigkeit, Bein Rötung, Lethargie oder verzögerte aufrichtenden Reflex) in Übereinstimmung mit den Richtlinien der Tierethik. Einschläfern Sie Tiere, wenn klinische Anzeichen und Morbidität vorhanden sind.<ol>
<li>Mit einer Überdosis von Tricaine Methanesulfonate (MS222) einschläfern (0,1 % w/V MS222 pH 6-7 mit Natriumbicarbonat in Alter Leitungswasser). Halten Sie Tiere in MS222 für 10 min Bewegung schließlich aufhört und sie keine Reaktion auf Reize zeigen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) Tests für Bd -Infektion
<ol><li>Für Bd schrubben
	<ol>
<li>Wischen Sie jedes Tier mit einem neuen sterilen Rayon Tupfer (ein Tupfer pro Tier). Verwenden Sie die folgende abtupfen Methode: fünfmal auf die Venter, fünf Mal auf jeder Seite, Leib und der Oberschenkel. Dies sind insgesamt 45 Schläge.</li>
		<li>Drehen Sie den Tupfer sanft, während und zwischen den Strichen um effektive Erfassung von DNA zu gewährleisten. Brechen Sie den Tupfer Tipp in 1,5 mL Mikrozentrifugenröhrchen und bei-20 ° C bis zur Extraktion lagern.</li>
	</ol>
</li>
	<li>DNA-Extraktion und qPCR-assay<ol>
<li>Die Tupfer entziehen Sie genomischen DNA durch Zugabe von 50 µL eines im Handel erhältlichen DNA Extraktion Reagenzes mit 30-40 mg 0,5 mm Kieselsäure Perlen. Wulst schlagen die Proben in einem Wulst Schläger Zelle Disruptor mit maximaler Geschwindigkeit für 2 min. Zentrifugieren Sie nach dem Wulst Schläger Schritt die Proben bei 2.000 x g für 1 min.</li>
		<li>Inkubieren Sie die Proben bei 100 ° C für 10 min, und abkühlen lassen. Zentrifugieren Sie die Proben bei 5.000 x g für 3 min und dann überstand auf einzelne 1,5 mL Mikro-Zentrifuge Röhren übertragen und speichern bei-20 ° C bis qPCR.</li>
		<li>Verwenden Sie quantitative PCR (qPCR) nach Boyle Et al. Laden Sie 200418 , die Infektion zu analysieren. Verwenden Sie die folgenden Änderungen:<ol>
<li>Verdünnen Sie DNA-Extraktion Proben 6: 100 mit doppelten deionisiertes Wasser. Fügen Sie 0,7 µL Rinderserumalbumin (BSA) in jede Vertiefung zur Vermeidung von PCR-Hemmung. Führen Sie jede Probe in Singlicate. Verwenden Sie auf jeder Platte ein negativ (keine Vorlage)-Steuerelement und eine Positivkontrolle mit einer Reihe von Verdünnung Normen, um Zoospore (Infektion) Last zu schätzen.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Impfung
<ol><li>Kultur- Bd
	<ol>
<li>Bereiten Sie Kultur Brühe 1 L entionisiertem Wasser 16 g Tryptone, 2 g Gelatine Hydrolysat und 4 g Laktose (TGHL) hinzufügen. Autoklaven (121 ° C für 40 min.) und Brühe abkühlen lassen.</li>
		<li>Impfen Bd Isolat (in diesem Fall, isoliert von New-South.Wales isolieren, AbercrombieR-L.booroologensis-2009-LB1, durchgangsnummer 11) in einer TGHL Brühe und wachsen für die 7D bei 23 ° C, dann die Brühe Kultur zu TGHL Agarplatten übertragen.</li>
		<li>Um Platten zu machen, fügen Sie 16 g Tryptone, 2 g Gelatine Hydrolysat, 4 g Laktose (TGHL) und 10 g des bakteriologischen Agar 1 L deionisiertes Wasser und Autoklaven (121 ° C für 40 min. hinzu). Sobald die Mischung kühl genug zum Anfassen ist, aber bevor es erstarrt, TGHL Agar in Gießen 92 mm Durchmesser-Kultur-Platten sind 1/4 bis 1/3 voll, in einer biologischen Sicherheitswerkbank Klasse II.</li>
		<li>Wenn Agar hat verfestigt und vollständig abgekühlt, jede Platte mit 0,5 mL Bd aus der flüssige Brühe zu impfen, und gleichmäßig verteilt. Bd -Brühe-Gemisch auf Platte für ca. 1 h Trocknen und dann versiegeln Platten mit Kunststoff Paraffin-Film zu ermöglichen. Inkubieren Sie Platten Agar Seite nach unten bei 23 ° C für 5-7 d.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Flut-Platten für Zoospore Inokulation Lösung<ol>
<li>Überprüfen Sie die Zoospore Motilität unter einem invertierten Lichtmikroskop Lebensfähigkeit täglich vor Impfung gewährleistet. Wenn Zoospore Version mit vielen Zoosporen Schwimmen außerhalb der Sporangien hoch ist, kann die Kultur zum animpfen.</li>
		<li>Überfluten Sie jede Platte mit 3 mL Alter Leitungswasser oder künstlichen Teichwasser, gießt das Wasser in die Platte und Inkubation bei Raumtemperatur für 10 min um die Zoosporen freizugebende ins Wasser zu ermöglichen. Dekantieren Sie nach der Inkubationszeit die Zoospore Suspension in einen neuen sterilen Behälter.</li>
		<li>Zoospore Konzentration nach Angaben des Herstellers mit einem Zählkammern zu schätzen. Sobald die Konzentration der Zoospore Suspension bekannt ist, verdünnen Sie die Aussetzung zu einer Konzentration von 1 x 106 Zoosporen pro 3 mL mit Alter Leitungswasser.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tiere zu impfen<ol>
<li>Impfen Sie jedes Tier durch Gießen 3 mL Inokulum Mischung über die Venter19 in individuelle 50 mL Behälter. Lassen Sie überschüssige Inokulum, in den Boden des Behälters Impfung zu sammeln. Lassen Sie jedes Tier in einzelnen Impfung Behälter für 24 h um Infektion zu gewährleisten, und nach der Inokulation 24 h wieder jeder einzelne desinfizierten Terrarium.<ol>
<li>Terrarien mit 13 % Volumen/Volumen (V/V) kommerzielle Bleichmittel-Lösung20zu desinfizieren, mindestens zweimal mit Wasser abspülen, dann nicht weniger als 24 h trocknen lassen.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Für Bd-negative Kontrollen, mock impfen der Tiere mit den gleichen Methoden wie in 3.2-3.3, aber Flut Bd-kostenlose Agarplatten mit 5 mL Alter Leitungswasser statt BD geimpft Agarplatten.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. TUNEL-Test
<ol><li>Tiere, die klinischen einer Chytridiomykose Anzeichen, einschläfern, wie unter Schritt 1.3.1 und eine gleiche Anzahl von Bd-negative Kontrolltieren.</li>
	<li>Sezieren Haut (dorsal, Ventral und Oberschenkel) Proben von jedem Tier. Die Hautproben für 2 h in 4 % V/V Phosphat gepufferte Formaldehyd zu beheben. Die kurze und einheitliche Festsetzung Zeit ermöglicht das Gewebe vollständig repariert werden, sondern ermöglicht auch für effektive und genaue immunhistochemische Färbung. Anschliessend transfer zum 80 % Ethanol bis zum Einbetten für schneiden.</li>
	<li>Betten Sie Haut in Paraffinwachs für histologische Vorbereitung nach Standardmethoden21 ein. Kurz gesagt, ist das Protokoll wie folgt:<ol>
<li>Entwässern Sie Gewebe in einer abgestuften Reihe von Ethanol zu, und deaktivieren Sie das Ethanol mit Xylol. Betten Sie des Gewebes in Paraffin Wachs ein, und legen Sie alle drei Hautproben für jeden einzelnen in einem paraffinblock.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Abschnitt Haut mit einem Mikrotom nach standard histologischen Vorbereitung21. Abschnitt des Gewebes seriell auf 5 µm und dann befestigen an hydrophilen Objektträger. Legen Sie vier serielle Histosections pro Hauttyp pro Folie. Drei Folien pro Person mit seriellen Hautpartien zu machen, denken Sie daran, dass jede Folie hat vier Sektionen der einzelnen Gewebe angebracht.</li>
	<li>Färben Sie die Folien in der folgenden Reihenfolge:<ol>
<li>Färben Sie die erste Folie mit Hämatoxylin-Eosin (H & E) gegenfärbung gefolgt. Diese Folie ist die Lage des Bd Sporangien innerhalb der Haut zu visualisieren.</li>
		<li>Flecken auf der zweiten Folie, die nach einem handelsüblichen TUNEL Assay für histologische Vorbereitung und befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers, die nachfolgend beschrieben werden.<ol>
<li>Zuerst deparaffinize die Gewebeschnitte in einem Coplin Glas durch die Folien mit drei Änderungen von Xylol für 5 min pro Waschgang waschen, und folgen Sie mit zwei Änderungen von 100 % Ethanol für 5 min jedem Waschgang. Folgen Sie mit einem Waschen von 95 % Ethanol für 3 min und dann 70 % Ethanol für 3 min. Finish mit einem Waschen der PBS für 5 min.</li>
			<li>Vorbehandeln Sie des Gewebes mit frisch verdünnten Protein verdauen Enzym (Proteinase K in einer Konzentration von 20 μg/mL verdünnt mit PBS-Puffer), und direkt zur Folie hinzufügen. Lassen Sie für 15 min. Waschen mit zwei Änderungen des PBS in einem Coplin Glas für 2 min inkubieren.</li>
			<li>Tippen Sie die überschüssige Flüssigkeit und stillen in 3,0 % Wasserstoffperoxid mit PBS-Puffer in einem Coplin Glas für 2 min bei Raumtemperatur. Zweimal mit PBS, fünf Minuten spülen Sie jedem Waschgang.</li>
			<li>Tippen Sie die überschüssige Flüssigkeit, dann 75 µL/5 cm2 des Puffers Gleichgewicht direkt auf das Gewebe auf der Folie. 10 S. Hahn die überschüssige Flüssigkeit um den Abschnitt inkubieren Sie und gelten Sie 55 µL/5 cm2 terminal Deoxynucleotidyl Tranferase (TdT) Enzym zu arbeiten. In eine Feuchte Kammer für 1 h bei 37 ° c inkubieren</li>
			<li>Nach der Inkubation TdT, setzen Sie die Folie in einem Marmeladenglas Coplin Arbeit Kraft Stop/Waschpuffer, agitieren für 15 s und 10 min bei Raumtemperatur inkubieren. Waschen Sie die Folie mit drei Änderungen der PBS für 1 min pro Waschgang. Tippen Sie die überschüssige Flüssigkeit.</li>
			<li>Gelten Sie Anti-Digoxigenin-Konjugat (Rhodamin), die Raumtemperatur des Gewebes, 65 µL/5 cm2erwärmt wurde. In eine Feuchte Kammer für 30 min bei Raumtemperatur inkubieren und Lichteinwirkung zu vermeiden. Mit vier Änderungen der PBS für 2 min pro Waschgang waschen. Tippen Sie die überschüssige Flüssigkeit.</li>
			<li>Abgang durch Hinzufügen von 15 µL 0,5 - 1 µg/mL DAPI (4', 6-Diamidino-2-Phenylindole) in Folie Eindeckmittel zur Folie, fungiert als ein Zähler Fleck. Dann mit einem Deckglas abdecken und seal mit Nagellack oder Gummilösung. Lassen Sie Dias im Dunkeln zu trocknen, da die Assay lichtempfindlich ist.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Fleck der dritten Folie ist mit dem TUNEL-Assay und DAPI gegenfärbung gefärbt, aber als eine positive und eine negative Kontrolle für jede Probe verwenden. Hinweis: Von den 4 Histosections auf den Steuerelement-Folien, die ersten 2 sind Positivkontrolle repliziert und die letzten 2 sind Negativkontrolle repliziert.<ol>
<li>Für die Positivkontrollen statt Schritt 4.5.2.2 behandeln Sie des Gewebes mit DN Puffer (30mM Trizma Basis, pH 7,2, 4mM MgCl2, 0, 1 mM DDT vor) und lassen Sie für 5 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren. Dann auflösen Dnase I in DN-für eine Endkonzentration von 0.1ug Puffer / mL, und wenden Sie es direkt auf der Folie. 15 Minuten bei Raumtemperatur inkubieren.  Dann waschen der Folie mit 5 Waschen von dH2O 3 Minuten jedem Waschgang. Tupfen Sie die überschüssige Flüssigkeit. Fortsetzen Sie TUNEL-Test wie in Abschnitt 4.5.2.3 gerichtet.</li>
			<li>Fügen Sie für den Negativkontrollen das terminal Deoxynucleotidyl Tranferase (TdT) Enzym zu den Proben (wie im Abschnitt 4.5.2.4 beschrieben).</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>TUNEL Folien sofort nach Abschluss des Tests zu beobachten.<ol>
<li>Nehmen Sie Fotos nach dem Zufallsprinzip Intervallen entlang jeder Abschnitt "Haut" am 200 X mit einem fluoreszierenden Mikroskop, mit Filter für beide den Rhodamin Fleck, die zeigt der Apoptotic Zellen und erscheint rot und DAPI die zeigt alle Kerne und erscheint blau, so dass eine Überlagerung der Zellen können generiert werden. Stellen Sie sicher, dass mindestens 100 Zellen pro hüllenquerschnitt pro Probe fotografiert werden. Speichern Sie die Folien in einer dunklen Mikroskop-Box bei-20 ° C.</li>
		<li>Zählen von Zellen (blaue DAPI gefärbt) pro Bild. Sicherstellen Sie, dass mindestens 100 Zellen pro hüllenquerschnitt gezählt werden. Um 100 Zellen zu erreichen, zählen Sie alle Zellen innerhalb des Bildes. Wenn weniger als 100 Zellen in einem Bild vorhanden sind, zählen Sie ein anderes Bild, bis mindestens 100 Zellen pro hüllenquerschnitt pro Tier erreicht werden.</li>
		<li>Als nächstes die Anzahl der TUNEL positive Zellen in der gleichen Bilder (roter Rhodamin gebeizt). TUNEL positive Zellen, die Apoptose und Nekrose weder Hintergrund angeben, sind einzelne Zellen mit klaren Zellränder (Membranen sind intakt mit keine Lyse). Manchmal schrumpfen die Zellen zu apoptotischen Formkörper.</li>
		<li>Suchen Sie die Bereiche in der TUNEL-Test gezählt und analysieren Sie die entsprechenden Regionen auf der H & E gefärbt Histosections. Bestätigen, dass die H & E gefärbt Abschnitte entsprechen Sites der Bd Infektion sorgt für Bd-infizierten Websites werden verwendet, wenn apoptotische Zellen in den TUNEL-Assay zählen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. Caspase 3/7 Test
<ol><li>Sammle Zehenspitzen von jedem Tier ( Bd- ausgesetzt und Bd- negative) einmal wöchentlich durch 3. Woche Post Inokulation, und alle zwei Wochen bis zum Ende des Experiments, bis zu 8 Zehen pro Person.<ol>
<li>Schneiden Sie die Fußspitze an der zweiten Phalanx mit Flamme sterilisiert Schere, und legen Sie in einem 1,5 mL reaktionscup und frieren Sie sofort bei-80 ° C.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Proteine aus gefrorenen Zeh Probe zu extrahieren.<ol>
<li>Legen Sie Proben in 100 µL Probenpuffer (25 mM HEPES pH 7, 5 mM MgCl2) mit zwei Edelstahl-Perlen (3,2 mm) in einer 1,5 mL Schraubverschluss reaktionscup. Lösen Sie Proben von 4 Zyklen 1 min Raupe mit maximaler Geschwindigkeit (in der gleichen Wulst Schläger für Schritt 1.2.1) gefolgt von 3 min auf Eis zu schlagen. Zentrifugieren Sie nach der Lyse Proben bei 12.000 x g und 4 ° C für 5 min. sammeln überstand im Test verwenden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Proteinkonzentration pro Probe unter Verwendung des Bradford-Tests zu quantifizieren.<ol>
<li>In 384 well-Platte 10 µL Protein Extrakt mit 10 µL des Bradford-Reagenz vermischen und 2 min bei Raumtemperatur inkubieren. Führen Sie jede Probe in zweifacher Ausfertigung, zusammen mit einer Reihe von 5 Falten Sie BSA Verdünnung Normen. Lesen Sie die Extinktion bei 595 nm auf eine Extinktion Platte Leser.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Alternativ, wenn die Zehe Spitze Proben sind zu klein (die Proteinkonzentration ist in der Nähe von der niedrigsten Standard, wie aus der Bradford-Test in Schritt 4.3.1 ermittelt, ob die Frösche, die abgetastet werden unter 3 g Gesamtgewicht sind), standardisieren Sie Proben durch Schätzung der Hautoberfläche Bereich mit Fotos, anstelle des Bradford-Tests.<ol>
<li>Vor dem Extrahieren fotografieren die Proteine aus der Probe für die Caspase-Assay jeden Zeh bei 40 X Vergrößerung mit einer invertierten Lichtmikroskop.</li>
		<li>Analysieren Sie die Zehe-Probe mit einem Computer imaging-Software, durch Schätzung Bereich der Zehe. Zu diesem Zweck eine Linie um den Rand des Toe Clips, und imaging Software-Schätzung-Bereich innerhalb der Form haben. Multiplizieren Sie diesen Bereich mit Pi (3,14), die die Fläche von der 3-dimensionalen Hautprobe ungefähre wird (als Länge x Querschnittsfläche (Pi x Durchmesser) gibt die äußere Fläche einer Röhre).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Führen Sie die Caspase 3/7-Assay.<ol>
<li>Fügen Sie in einem 384 auch Lumineszenz-Teller 10 µL Reagenz im Handel erhältlichen Caspase 3/7 und 10 µL Proteinextrakt hinzu. Führen Sie jede Probe in dreifacher Ausfertigung.</li>
		<li>Mischen der Reagenzien durch schütteln die Platte langsam für 15 S. Inkubation die Platte vom Licht für 30 min bei Raumtemperatur. Lumineszenz mit einem leuchtenden Platte Reader zu messen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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<li>Webb, R., Mendez, D., Berger, L., Speare, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Additional+disinfectants+effective+against+the+amphibian+chytrid+fungus+Batrachochytrium+dendrobatidis%5BTitle%5D)+AND+%22Diseases+of+Aquatic+Organisms%22%5BJournal%5D)">Additional disinfectants effective against the amphibian chytrid fungus Batrachochytrium dendrobatidis.</a> Diseases of Aquatic Organisms. 74 (1), 13-16 (2007).</li>
<li>Woods, A., Ellis, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWoods%2C+A+%22Laboratory+Histopathology%3A+A+Complete+Reference%22">Laboratory Histopathology: A Complete Reference</a>. , Churchill Livingstone: Edinburgh. (1994).</li>
<li>Brannelly, L. A., Roberts, A. A., Skerratt, L. F., Berger, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epidermal+cell+death+in+frogs+with+chytridiomycosis%5BTitle%5D)+AND+%22PeerJ%22%5BJournal%5D)">Epidermal cell death in frogs with chytridiomycosis.</a> PeerJ. 5, e2925(2017).</li>
</ol>

Die Autoren erklären keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Wir untersuchten epidermalen Apoptosis und Zelle Tod als ein möglicher Mechanismus der Pathologie der tödlichen Krankheit Chytridiomycosis oder einen Mechanismus der Resistenz gegen Krankheiten in Bd empfänglicher Arten. Wir haben zwei Methoden der Bewertung Absterben von Zellen in der Epidermis, TUNEL-Test zur in Situ epidermalen Zelle Tod Analyse und Caspase 3/7-Assay für die Überwachung der epidermalen Zelle Tod in den Fortschritt der Infektion. Wir fanden, dass Zelltod und Apoptose mit Infektion Las...

Amphibien erleben derzeit eine der größten Verluste der globalen Biodiversität irgendein Wirbeltier Taxa1. Eine wesentliche Ursache für diesen Rückgang ist die tödliche Haut Krankheit Chytridiomycosis, verursacht durch den Pilz-Erreger Batrachochytrium Dendrobatidis, Bd2. Der Erreger infiziert oberflächlich die Epidermis, die zu einer Störung der Funktion der Haut, was zu schweren Elektrolytverlust, Herzstillstand und Tod3führen kann. Verschiedenen potentiellen Wirt Abwehrmechanismen gegen Bd werden derzeit geprüft, wie antimikrobielle Peptide4,5, kutane Bakterienflora6, Immunzelle Rezeptoren7,8, und Lymphozyten Aktivität9,10. Jedoch untersuchen nur wenige Studien, ob epidermalen Apoptosis und Zelle Tod einen Immunmechanismus gegen diese tödliche Erreger ist.
Zelltod durch Apoptose (programmierter Zelltod) oder Nekrose (unprogrammed Tod), in der Epidermis kann eine Pathologie des Bd -Infektion sein. Bisherige Untersuchungen zeigen, dass Bd -Infektion Apoptose induzieren kann, weil Störungen der intrazellulären Kreuzungen beobachtet wird als Haut Explantaten Zoospore Überstände in-vitro-11. ausgesetzt sind Darüber hinaus degenerative epidermalen Veränderungen im Bd-infizierten Frösche sind mit Elektronenmikroskopie12,13beobachtet. Transkriptomischen Analysen deuten darauf hin, dass Apoptose Wege hochreguliert in infizierten Haut14 sindund Amphibien splenocyten Apoptose Wenn sie Bd Überstände in-vitro-15ausgesetzt sind. Trotz des wachsenden Geschäftsvolumens Anhaltspunkte dafür, dass Bd induzieren können Zelle Apoptosis und Host Tod in Vitro, in Vivo -Studien, die zu erkunden oder Apoptose, die Mechanismen durch das Fortschreiten der Infektion fehlen zu quantifizieren. Darüber hinaus ist unbekannt, wenn der Host Apoptose als defensive immun Strategie verwendet, um Bd Infektion zu bekämpfen oder Apoptose eine Pathologie der Krankheit ist.
In dieser Studie sollen wir epidermalen Zelltod und Apoptose in infizierten Tieren in Vivo mit zwei Methoden zu erkennen: Caspase 3/7 Protein Assay und terminal Transferase-vermittelten dUTP nick Ende-Kennzeichnung (TUNEL) in Situ Assay. Wie jedes Assay unterschiedliche Aspekte der Zelle Tod16erkennt, gemeinsam diese Methoden bieten ein umfassendes Verständnis der Mechanismen Zelltod beteiligt und gewährleisten ein exaktes Maß für die Wirkung. Die Caspase 3/7-Assay quantifiziert die Aktivität der Effektor Caspasen 3 und 7, die Quantifizierung der intrinsische und extrinsische Apoptosis Bahnen ermöglicht. Im Gegensatz dazu erkennt der TUNEL-Test DNA-Fragmentierung, hervorgerufen durch Tod Zellmechanismen einschließlich Pyroptosis, Apoptose und Nekrose17. Wir verwenden den TUNEL-Test, um die Lage des Zelltods innerhalb der Epidermis von klinisch infizierten und nicht infizierten Tieren mit drei verschiedenen Hautpartien zu untersuchen: der Rücken, die Venter und den Oberschenkel des Pseudophryne Corroboree. Diese Methode gibt die Lokalisation der Zelltod, sowie seiner Lage innerhalb bestimmten epidermalen Schichten zu unterscheiden. Dann benutzen wir die Caspase 3/7-Assay, eine Zeit-Serie Quantifizierung der Apoptose in eine 8-Wochen-Infektion im Litoria Verreauxii Alpinadurchzuführen. Wir nehmen Zehe Spitze Proben vierzehntägig von den gleichen Tieren und sind in der Lage, Krankheitserreger Infektion Last mit Caspase 3/7 Aktivität korrelieren.

<table><tbody><tr><td>POLARstar Omega</td><td>BMG Labtech</td><td></td><td>Lumineszierender Plattenleser</td></tr><tr><td>384 Well flache klare Bodenplatte</td><td>Corning</td><td>3707</td><td></td></tr><tr><td>384 Well niedriger Flansch weiße flache Bodenplatte</td><td>Corning</td><td>3570</td><td></td></tr><tr><td>Agar Bakteriologisch (oxoid)</td><td>Fisher</td><td>OXLP0011B</td><td></td></tr><tr><td>Formal-Fixx 10% neutral gepuffertes Formalin</td><td>Fisher 6764254</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Laktosebrühe (Oxoid)</td><td>Fisher</td><td>OXCM0137B</td><td></td></tr><tr><td>Natriumbicarbonat</td><td>Fisher</td><td>BP328-500</td><td></td></tr><tr><td>Tricane-S (MS-222)</td><td>Fisher</td><td>NC0872873</td><td></td></tr><tr><td>Trypton</td><td>Fisher</td><td>BP1421-500</td><td></td></tr><tr><td>Rinderserumalbumin</td><td>Invitrogen</td><td>15561020</td><td></td></tr><tr><td>Steriler Rayontupfer</td><td>Medizinischer Draht & Ausrüstung</td><td>MW-113</td><td></td></tr><tr><td>ApopTag Rot In Situ Apoptose Detection Kit</td><td>Merck Millipore</td><td>S7165</td><td></td></tr><tr><td>Coomassie Bradford Reagenz</td><td>Pierce</td><td>23200</td><td></td></tr><tr><td>Caspase Glo&nbsp; 3/7</td><td>Promega</td><td>G8090</td><td></td></tr><tr><td>HEPES Puffer</td><td>Sigma Aldrich</td><td>H0887-20ML</td><td></td></tr><tr><td>Magnesiumchlorid</td><td>Sigma Aldrich</td><td>1374248-1G</td><td></td></tr><tr><td>Gelatinehydrolysat Enzymatisch</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G0262</td><td></td></tr><tr><td>PBS (phosphatgepufferte Kochsalzlösung), pH 7,2 (1X)</td><td>Thermo/Life</td><td>20-012-043</td><td></td></tr><tr><td>Prepman</td><td>Thermo/Life</td><td>4318930</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Fast Advanced Master</td><td>Mix ThermoFisher</td><td>4444556</td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td>Bemis</td><td>PM996</td><td></td></tr><tr><td>Clorox Bleiche</td><td>Clorox</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol, 200 Proof, Molecular Grade</td><td>Fisher</td><td>BP2818500</td><td></td></tr><tr><td>ZEISS Axio Scan fluoreszierendes Mikroskop</td><td>Carl Zeiss</td><td></td><td>fluoreszierendes Mikroskop</td></tr><tr><td>3,2 mm Edelstahlperlen</td><td>BioSpec</td><td>11079132SS</td><td></td></tr><tr><td>Primer ITSI-3 Chytr (5&prime;-CCTTGAT ATAATACAGTGTGCCATATGTC-3&prime;)</td><td>Taqman</td><td></td><td>Individuelles Design für Primer und Sonde</td></tr><tr><td>Primer 5.8S Chytr (5&prime;-TCGGTT CTCTAGGCAACAGTTT-3&prime;)</td><td>Taqman</td><td></td><td>Individuelles Design für Primer und Sonde</td></tr><tr><td>Bindemittelsonde für kleinere Rillen Chytr MGB2(5&prime;-CGAGTCGAAC-3&prime;)</td><td>Taqman</td><td></td><td>Individuelles Design für Primer und Sonde</td></tr><tr><td>Rotor-Gene qPCR Instrumente</td><td>Qiagen</td><td></td><td>qPCR Maschine</td></tr><tr><td>Mikrozentrifugenröhrchen 1,5 ml</td><td>Fisher</td><td>02-681-372</td><td></td></tr><tr><td>Zellkultur-Petriplatten</td><td>Nunc</td><td>263991</td><td></td></tr><tr><td>Mini-beadBeater Zircornia-Silikat-Perlen, 0,5 mm</td><td>BioSpec</td><td>11079105Z</td><td></td></tr></tbody></table>

mit terminal-transferase-vermittelten dutp assays nick ende-kennzeichnung (tunel) und caspase 3/7 maßnahme epidermalen zelltod in frösche mit chytridiomykose

Using Terminal Transferase-mediated dUTP Nick End-labelling (TUNEL) and Caspase 3/7 Assays to Measure Epidermal Cell Death in Frogs with Chytridiomycosis

Amphibien sind weltweit einen großen Verlust an biologischer Vielfalt erleben und eine der Hauptursachen ist der ansteckenden Krankheit Chytridiomycosis. Diese Krankheit wird verursacht durch pilzliche Erreger Batrachochytrium Dendrobatidis (Bd), infiziert und stört die Frosch Epidermis; krankhafte Veränderungen waren jedoch nicht explizit gekennzeichnet. Apoptose (programmierter Zelltod) kann kann durch Krankheitserreger verwendet werden, um Schäden Wirtsgewebe, jedoch auch eine Host-Mechanismus der Resistenz gegen Krankheiten Erreger entfernen. In dieser Studie quantifizieren wir epidermalen Zelltod von infizierten und nicht infizierten Tieren mit zwei verschiedenen Assays: terminal Transferase-vermittelten dUTP nick Ende-Kennzeichnung (TUNEL) und Caspase 3/7. Mit Ventral, dorsal, und Oberschenkel Hautgewebe in der TUNEL-Test, wir beobachten Zelltod in der Epidermiszellen in Situ klinisch infizierter Tiere und Zelltod mit nicht infizierten Tieren mit Fluoreszenz-Mikroskopie zu vergleichen. Um festzustellen, wie Apoptose Ebenen in der Epidermis verändern im Laufe der Infektion wir Fußspitze Proben vierzehntägig über einen Zeitraum von 8 Wochen zu entfernen, und mit einem Caspase 3/7-Assay mit extrahierten Proteine um Aktivität innerhalb der Proben zu quantifizieren. Mit Infektion Last korrelieren wir dann Caspase 3/7-Aktivität. Der TUNEL-Test eignet sich für die Lokalisierung der Zelle Tod in Situ, aber ist teuer und zeitintensiv pro Probe. Die Caspase 3/7-Assay ist effizient für große Stichproben und Zeit natürlich Experimente. Allerdings da Frosch Zehe Tipp Biopsien klein sind gibt es begrenzte Extrakt für Probe Standardisierung über Protein Quantifizierungsmethoden, wie der Bradford-Test zur Verfügung. Wir empfehlen daher, Schätzung Hautfläche durch fotografische Analyse der Zehe Biopsien zu vermeiden die Einnahme von Extrakten während der Probe Standardisierung.

TUNEL-Test
Bei den infizierten Tieren als gab es mehr TUNEL positive Zellen in der nicht infizierten Tiere. Die in Situ -Lage der TUNEL positive Zellen unterschieden sich in infiziert und Tiere zu kontrollieren. In Kontrolltieren gab es eine gleichmäßige Verteilung der TUNEL positive Zellen in die dermalen und epidermalen Hautschichten auf einem niedrigen Niveau (siehe Abbildung 1A...

Wir quantifizieren epidermalen Zelltod in Frösche mit Chytridiomykose mit zwei Methoden. Erstens verwenden wir terminal Transferase-vermittelten dUTP Nick Ende-Kennzeichnung (TUNEL) in Situ Histologie Unterschiede zwischen klinisch infizierten und nicht infizierten Tieren feststellen. Zweitens führen wir eine Zeitreihenanalyse der Apoptose über Infektion mit einem Caspase 3/7-Protein-Analyse.

Mit Terminal-Transferase-vermittelten dUTP Assays Nick Ende-Kennzeichnung (TUNEL) und Caspase 3/7 Maßnahme epidermalen Zelltod in Frösche mit Chytridiomykose

Amphibians are experiencing a great loss in biodiversity globally and one of the major causes is the infectious disease chytridiomycosis. This disease is ...

Das übergeordnete Ziel dieses Experiments ist es, den Einfluss des Amphibienpilzerregers Batrachochytrium dendrobatidis auf die Apoptose und den Zelltod im epidermalen Gewebe von Fröschen zu beobachten. Diese Methode kann uns helfen, Wildtierkrankheiten zu verstehen, z. B. ob eine Infektion zum Zelltod führt oder ob es umgekehrt Immunmechanismen gegen Infektionen gibt. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass sie an kleinen Gewebebiopsieproben durchgeführt werden kann, so dass kleine Individuen im Verlauf der Infektion wiederholt beprobt werden können.Um mit diesem Verfahren zu beginnen, bereiten Sie hydrophile Glasobjektträger mit Probengewebe vor, wie im Textprotokoll beschrieben. Um die Gewebeschnitte zu entparaffinisieren, waschen Sie die Objektträger dreimal mit Xylol für jeweils fünf Minuten in einem Coplin-Glas. Waschen Sie anschließend die Objektträger zweimal für jeweils fünf Minuten mit 100 % Ethanol.Waschen Sie danach die Objektträger jeweils drei Minuten lang mit 95 % Ethanol und 70 % Ethanol. Waschen Sie die Objektträger dann einmal fünf Minuten lang mit PBS. Zur Herstellung von experimentellen und negativen Kontrollobjektträgern wird das Gewebe vorbehandelt, indem Sie frisch verdünnte Proteinase K direkt zu den Objektträgern hinzufügen.Inkubieren Sie die Objektträger 10 Minuten lang bei Raumtemperatur. Waschen Sie dann die Objektträger zweimal für jeweils zwei Minuten in PBS. Um Positivkontrollobjektträger herzustellen, behandeln Sie das Gewebe mit DN-Puffer vor und inkubieren Sie die Objektträger dann fünf Minuten lang bei Raumtemperatur.Danach lösen Sie DNase eins in DN-Puffer auf eine Endkonzentration von 0,1 Mikrogramm pro Milliliter. Geben Sie die vorbereitete DNase-Lösung zu den Objektträgern. Inkubieren Sie die Objektträger 15 Minuten lang bei Raumtemperatur.Waschen Sie dann die Objektträger fünfmal für jeweils drei Minuten mit destilliertem Wasser in einem Coplin-Glas. Die Reaktion in 3%Wasserstoffperoxid in PBS fünf Minuten lang bei Raumtemperatur abschrecken. Waschen Sie anschließend die Objektträger zweimal für jeweils zwei Minuten in PBS.Fügen Sie dann dem Gewebe auf den Objektträgern Gleichgewichtspuffer hinzu. 10 Sekunden bei Raumtemperatur inkubieren. Klopfen Sie dann die überschüssige Flüssigkeit um den Gewebeabschnitt herum ab.Verdünnen Sie das terminale Desoxynukleotidyltransferase-Enzym in Reaktionspuffer. Geben Sie es dann zum Gewebe auf den Versuchs- und Positivkontrollobjektträgern. In einer befeuchteten Kammer eine Stunde lang bei 37 Grad Celsius inkubieren.Legen Sie danach die Objektträger in ein Coplin-Gefäß, in dem sich die Arbeitskonzentration des Stopppuffers befindet. 15 Sekunden lang umrühren und dann die Objektträger 10 Minuten lang bei Raumtemperatur inkubieren. Waschen Sie dann die Objektträger dreimal jeweils eine Minute lang mit PBS und klopfen Sie die überschüssige Flüssigkeit ab.Geben Sie anschließend das auf Raumtemperatur vorgewärmte Anti-Digoxigenin-Konjugat direkt auf das Gewebe. Inkubieren Sie die Objektträger 30 Minuten lang bei Raumtemperatur in einer befeuchteten dunklen Kammer. Waschen Sie die Objektträger nach Abschluss der Inkubation viermal jeweils zwei Minuten lang mit PBS.Klopfen Sie überschüssige Flüssigkeit ab. Fügen Sie dann den Folien ein Montagemedium hinzu. Geben Sie 15 Mikroliter DAPI-Lösung in das Eindeckmedium auf den Objektträgern.Decken Sie jede Folie mit einem Deckglas ab und versiegeln Sie sie mit Nagellack. Lassen Sie die Dias im Dunkeln trocknen. Beobachten Sie die Objektträger unmittelbar nach Beendigung des Standvorgangs mit einem Fluoreszenzmikroskop.Nehmen Sie 400 Mal in zufälligen Abständen Fotos entlang jedes Hautabschnitts auf. Zählen Sie DAPI-gefärbte blaue Blutkörperchen, um sicherzustellen, dass mindestens 100 Zellen pro Hautabschnitt und Tier sichtbar sind. Zählen Sie als nächstes die Anzahl der TUNEL-positiven Zellen, die als rote Einzelzellen mit klaren Zellrändern erscheinen.Verwenden Sie zunächst ein inverses Lichtmikroskop in 40-facher Entfernung, um ein Foto von jedem der Zehen des Frosches zu machen. Zeichnen Sie Linien um die Kante des Zehenclips und verwenden Sie eine Imaging-Software, um den Bereich innerhalb der Form zu schätzen. Um die Oberfläche der dreidimensionalen Hautprobe zu bewerten, multiplizieren Sie die geschätzte Fläche mit Pi.Um Proteine aus einer gefrorenen Froschzehenprobe zu extrahieren, geben Sie die Probe in ein 1,5-Milliliter-Mikrozentrifugenröhrchen mit Schraubverschluss, das 100 Mikroliter Probenpuffer und zwei Edelstahlkügelchen enthält. Verwenden Sie einen Rührer mit maximaler Geschwindigkeit, um die Zellen zu lysieren. Legen Sie danach das Rohr drei Minuten lang auf Eis.Zentrifugieren Sie dann das Röhrchen, um den Überstand aufzufangen. Um den Caspase 3/7-Assay in einer 384-Well-Platte durchzuführen, fügen Sie 10 Mikroliter Probenpuffer als Blindprobe und 10 Mikroliter Proteinextrakt in dreifacher Ausfertigung hinzu. Pipettieren Sie dann 10 Mikroliter des im Handel erhältlichen Caspase 3/7-Reagenzes in den Proteinextrakt und öffnen Sie die leeren Vertiefungen.Schütteln Sie dann die Platte 15 Sekunden lang vorsichtig, um die beiden Reagenzien zu mischen. Bei Raumtemperatur im Dunkeln 30 Minuten inkubieren. Verwenden Sie abschließend ein Lumineszenzplatten-Lesegerät, um die Lumineszenz der Probe zu messen.In dieser Studie zeigten die infizierten Tiere im Vergleich zu Kontrolltieren signifikant mehr TUNEL-positive Zellen, was durch rot oder rosa gefärbte Zellen dargestellt wird. Bei Kontrolltieren gibt es nur wenige TUNEL-positive Zellen, die nicht in der Epidermis konzentriert sind. Bei infizierten Tieren sind die TUNEL-positiven Zellen häufiger in der Epidermis zu finden.TUNEL-positive Zellen sind stärker an und direkt neben den Sichtweiten infizierter Zellen konzentriert. Außerdem gibt es weiter verbreitete TUNEL-positive Zellen über der Epidermis und in Epidermisschichten, die tiefer sind als dort, wo sich der Pilzerreger befand. Bei infizierten Tieren gibt es in allen drei Hauttypen mehr TUNEL-positive Zellen, mit einem besonders hohen Gehalt in der Oberschenkel- und Bauchhaut.Im Caspase-Assay ist die Infektionsintensität positiv mit der Caspase-3/7-Aktivität korreliert. Darüber hinaus unterschied sich die Caspase-3/7-Aktivität bei infizierten und nicht infizierten Tieren im Laufe der Zeit. Die Caspase-3/7-Aktivität nahm innerhalb der ersten Wochen nach der Inokulation ab und stieg dann gegen Ende der siebten Woche bei infizierten Tieren an.Die Caspase-3/7-Aktivität blieb bei nicht infizierten Personen konstant. Beim Versuch des Verfahrens für den TUNEL-Assay ist es wichtig, die Objektträger am selben Tag wie der Assay zu lesen, um einen Verlust der Empfindlichkeit zu vermeiden und die Objektträger an einem kühlen, dunklen Ort aufzubewahren, um die Farbstoffe zu schützen. Nachdem Sie sich dieses Video angesehen haben, sollten Sie ein gutes Verständnis dafür haben, wie Apoptose und Zelltod mit zwei verschiedenen Nachweismethoden in kleinen Gewebeproben wie Amphibienhaut nachgewiesen werden können.

using-terminal-transferase-mediated-dutp-nick-end-labelling-tunel

Research

Forschung

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologie und Infektion

Live-Cell-Imaging von Caspase-3-vermittelte Apoptose in verewigt N19-Oligodendrozyten-Zellkulturen unter Verwendung...

Überwachung Cleaved Caspase-3 Aktivität und Apoptose von Immortalized Oligodendrozyten mit Live-cell Imaging und Cleaveable Fluorogenic-Farbstoff-Substrate Nach Kalium-induzierten Membrandepolarisation

Wir stellen eine einfache Protokoll zu Bereichen programmierten Zelltod (PCD) in Mausembryonen und Differenzieren embryonalen Stamm (ES)-Zellkulturen unter Verwendung eines gut löslichen Farbstoff genannt LysoTracker visualisieren.

Verwendung LysoTracker zum programmierten Zelltod in Embryonen Erkennen und Differenzieren embryonalen Stammzellen

In diesem Video wird der TUNEL-Assay durchgeführt, um das Vorhandensein von apoptotischen Zellen in einer Probe nachzuweisen. In der Studie wird eine spezielle DNA-Polymerase - terminale Desoxynukleotidyltransferase - verwendet, die die Hinzufügung von markierten dUTPs an den 3'-Terminus der fragmentierten DNA katalysiert, was unter einem Fluoreszenzmikroskop beobachtet und identifiziert werden kann.

Endtransferase-vermittelte dUTP-Nick-Endmarkierung – TUNEL-Assay: Eine In-situ-Methode zum Nachweis der DNA-Fragmentierung in apoptotischen Zellen

Dieses Video beschreibt einen in vitro Caspase-3/7 Lumineszenz-Assay zur Quantifizierung von Zelltod oder Apoptose. Der Assay misst die Lumineszenz, die nach der Caspase-3/7-Spaltung eines prolumineszierenden DEVID-Substrats erzeugt wird. Die erzeugte Lumineszenz ist proportional zur Caspase-3/7-Aktivität.

Caspase-3/7-Assay: Ein lumineszenzbasierter Assay zur Quantifizierung der Apoptose durch Messung der Caspase-3/7-Aktivitäten in Froschhaut-Explantaten

Bestimmte genetische Störungen oder die Exposition gegenüber Toxinen können normale Entwicklungsprozesse stören, die zum Tod bestimmter Zelltypen führen. Die Analyse von aktivierter Caspase 3 durch Whole-Mount-Immunfluoreszenz in Zebrafischembryonen zeigt eine stadien- und gewebespezifische Lokalisation von Zellen, die spezifisch Apoptose durchlaufen.

Die Analyse der Apoptose in Zebrafischembryonen von Whole-mount Immunfluoreszenz an aktivierte Caspase 3 Detect

Batrachochytrium dendrobatidis Infektion bei Amphibien können mit einer reduzierten Konzentration (0,0025%) und kürzere Laufzeit (5 Minuten Bäder für sechs Tage) von Itraconazol als allgemein verwendet, beseitigt werden. Weniger Sterblichkeit und weniger negative Nebenwirkungen wurden unter Verwendung dieser modifizierten Behandlungsprotokoll beobachtet.

Reduzierte Itraconazol Konzentration und Dauer sind erfolgreich in der Behandlung von<em&gt; Batrachochytrium dendrobatidis</em&gt; Infektion in Amphibien

Multiplex-Assays können nützliche Informationen für grundlegende zelluläre Mechanismen und beseitigen Abfälle von Reagenzien und unnötig wiederholende Experimenten. Wir beschreiben hier ein Multiplex-Caspase-3/7 Aktivitätstest unter Verwendung von fluoreszierenden und lumineszier-basierte Verfahren, um die Lebensfähigkeit der Zellen in einem in vitro Modell Hypothalamus folgenden oxidativen Herausforderung mit Palmitinsäure bestimmen.

Verwendung eines Caspase Multiplexing-Test zur Apoptose in einer Zelle Hypothalamus Modell ermitteln

Dieses Video beschreibt das Sezieren, die Gewebeverarbeitung, das Schneiden und die fluoreszenzbasierte TUNEL-Markierung von Maus-Skelettmuskeln. Es wird auch ein Verfahren zur halbautomatischen Analyse der TUNEL-Markierung beschrieben.

Erkennung und Analyse von DNA-Schädigungen in Maus-Skelettmuskel In-situ- Verwenden der TUNEL-Methode

Anastasis ist technisch anspruchsvoll, um in Vivo zu erkennen, da die Zellen, die der Zelle Todesprozess umgekehrt haben morphologisch nicht zu unterscheiden von normalen gesunden Zellen sein können. Hier beschreiben wir Protokolle für die Erkennung und Verfolgung von Zellen, die Anastasis mit lebenden Tieren zu unterziehen, durch den Einsatz unserer neu entwickelten in Vivo -CaspaseTracker-Biosensor-System.

Erkennung von Anastasis In Vivo durch CaspaseTracker Biosensor

Wir beschreiben einen kolorimetrischen Hochdurchsatz-Assay zur Messung der β-Galactosidase-Aktivität in drei Lebenszyklusstadien von Trypanosoma cruzi, dem Erreger der Chagas-Krankheit. Dieser Assay kann verwendet werden, um trypanozide Verbindungen auf einfache, schnelle und reproduzierbare Weise zu identifizieren.

In vitro Arzneimittelscreening gegen alle Lebenszyklusstadien von Trypanosoma cruzi unter Verwendung von Parasiten, die β-Galactosidase exprimieren

Erfahren Sie, wie Sie mit TUNEL und Caspase-3/7-Assays epidermalen Zelltod bei Fröschen mit Chytridiomykose quantifizieren. Diese Methode ermöglicht wiederholte Analysen kleiner Gewebeproben während der Infektion.

Mit Terminal-Transferase-vermittelten dUTP Assays Nick Ende-Kennzeichnung (TUNEL) und Caspase 3/7 Maßnahme epidermalen Zelltod in Frösche mit Chytridiomykose (Video) | JoVE Journal

Mit Terminal-Transferase-vermittelten dUTP Assays Nick Ende-Kennzeichnung (TUNEL) und Caspase 3/7 Maßnahme epidermalen Zelltod in Frösche mit Chytridiomykose

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