Name: Ein kleines Tier Modell der Ex Vivo Normothermic Leber Perfusion (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 32 s
Description: Erfahren Sie die normotherme ex-vivo-Leberperfusion an einem Rattenmodell zur Bewertung von Organfunktion und Präventionsstrategien. Diese kostengünstige Methode ermöglicht die Testung neuer Perfusate und die Reparatur von Lebern vor der Transplantation.

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Diese Arbeit wurde von NIH T32AI 106704-01A1 und T. Flesch Fonds für Organtransplantation, Perfusion, Engineering und Regeneration an der Ohio State University unterstützt.

Alle Verfahren wurden nach den Richtlinien des institutionellen Animal Care durchgeführt und National Research Council's Guide für die Humane Pflege und Verwendung von Labor Tiere (IACUC) und Zustimmung der Ohio State University IACUC durchgemacht hat.
1. Ersteinrichtung
<ol><li>
Bereiten Sie die Perfusion-Lösung durch die folgende Kombination: 86 mL 25 % Albumin, 184 mL Williams Medien, 30 mL Penicillin/Streptomycin (10 U/mL Penicillin und 0,01 mg/mL Streptomycin), Insulin (50 U/L), Heparin (0,01 U/mL), L-Glutamin (0,292 g/L), und Hydrocortison (0,010 g/L) auf ein Gesamtvolumen von 300 mL. Fügen Sie für die Basis Perfusat und PEG-CAT Group 625 U/mL PEG-Katze.
	<ol>
<li>Puffer mit Tris (Hydroxymethyl) Aminomethane (THAM) auf pH 7.4 Perfusat-Lösung. Verwenden Sie eine arterielle Blut-Gas-Maschine den Perfusat pH-Wert zu bestätigen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Richten Sie die Schaltung (Abbildung 1).
	<ol>
<li>Schalten Sie das Wasserbad wärmer und setzen Sie ihn auf 37 ° C. Die Orgel-Kammer zum Aufwärmen zu ermöglichen.</li>
		<li>Das Reservoir der gemischten und gepufferten Perfusat Gießen und Umlauf starten. Hinweis: Die Perfusat erwähnt in diesem Schritt wurde im Schritt 1.1.1 vorbereitet.</li>
		<li>Schalten Sie den Sauerstoff Gas (95 % Sauerstoff und 5 % Kohlendioxid) auf den Fluss Zähler durch die Inline-Oxygenator.</li>
		<li>Schalten Sie die Datenerfassungs-Software und klicken Sie auf "start", um für die Dauer des Experiments zu erfassen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Richten Sie das Operationsmikroskop und den OP-Saal (Abbildung 2).
	<ol>
<li>Schalten Sie alle Geräte inklusive der Erwärmung, elektrokauter, und der Anästhesie und Vitalfunktionen (Herz Rate und Sauerstoffsättigung) Überwachungseinrichtungen. Hinweis: Die Mikroskop-Einstellungen variieren basierend auf dem Mikroskop verwendet und Komfort des Benutzers angepasst werden können.</li>
		<li>Füllen der 10 mL-Anästhesie-Spritze mit 10 mL liquid Isofluran Inhalation (Molekulargewicht 184,5 g/Mol) und in der Anästhesie-Einheit.</li>
		<li>Positionieren Sie eine 0,5 mL Spritze mit Heparin (50 U), chirurgische Instrumente, 4: 0 und 7: 0 Seide Naht, sterilen Wattestäbchen und 4 x 4 cm Vlies Gaze Schwämme angemessen (Abbildung 2).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Bereiten Sie die Isofluran-Kammer.</li>
</ol>(2) Induktion der Anästhesie
<ol><li>Tragen Sie die folgenden persönlichen Schutzausrüstung (PSA): Mundschutz, OP-Handschuhe, Einweg-Kleid.</li>
	<li>Wiegen Sie die Ratte. Hinweis: Wir verwenden Sprague-Dawley Ratten zwischen 250-350 g.</li>
	<li>Schalten Sie den Kompressor Sauerstoff und Isofluran. Die Ratte nach wird gewogen, in die Kammer Isoflurane und sichern Sie den Deckel. Anästhesie mit 6 % Isofluran geliefert mit 2 L/min Sauerstoff zu induzieren. Hinweis: Die genaue Isofluran verwendete Dosis hängt von der spezifischen Anästhesiesystem verwendet wird.</li>
	<li>Verwendung elektronischer Clippers Clip des Tieres Abdominal-Haar.
</li>
	<li>Ersetzen Sie das Tier in der Isofluran-Kammer.</li>
	<li>Schalten Sie den Anästhesie-Einheit befindet sich im OP-Saal.</li>
	<li>Entfernen Sie die Ratte aus der Isofluran Kammer, wenn Anästhesie vollständig induziert wird. Bestätigen Sie die Tiefe der Narkose mit einer Zehe-Klemme.</li>
</ol>(3) die Vergabeverfahren
<ol><li>
Bereiten Sie die 16 G-Portal-Manschette (Abbildung 3).
	<ol>
<li>Beginnen Sie mit einer 16 G-Angiocatheter. Schneiden Sie einen 7 mm Abschnitt von Schläuchen. Bestimmen Sie den Mittelpunkt des Abschnitts 7 mm durch Messung 3,5 mm. Incise am Mittelpunkt und entfernen Sie die vordere Hälfte der Schläuche zu.</li>
		<li>Nutzen Sie eine Gefäßklemme um diese jetzt flachen Teil zu vernichten. Verwenden Sie ein Feuerzeug, um das andere Ende des Angiocatheter eine Lippe erstellen zu schmelzen. Setzen Sie die Spitze nicht direkt in die Flamme, oder es wird sich entzünden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bereiten Sie die Gallengang-Kanüle.
	<ol>
<li>Nehmen Sie ein 27 G Angiocath und die Injektion Hafen verlassen nur die Katheter abgeschnitten. Schließen Sie diesen an einen 10 cm Abschnitt der 27 G Rohrdraht Schläuche.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Positionieren Sie die Ratte mit der Nase in die bugnase Anästhesie und seiner vier Extremitäten immobilisiert. Überwachen Sie die Vitalfunktionen durch Anfügen des Monitors an der hinteren Extremität. Führen Sie eine Zehe Prise um angemessene Tiefe der Narkose zu bestätigen. Anästhesie bei 4 % Isofluran weiter (für Tiere, die wiegen > 250 g).</li>
	<li>Sprühen Sie das Tier Bauch mit 70 % Isopropylalkohol. Trocknen lassen. Legen Sie ein steriles Tuch über das Tier.</li>
	<li>Machen Sie einen Mittellinie Schnitt aus dem Xiphoid auf dem Schambein mit scharfe Schere und erstreckt sich durch die Haut (Abbildung 4). Vorsichtig betreten Sie das Peritoneum und Einschneiden Sie des Muskels. Achten Sie darauf, um eine Beschädigung der Blase in den minderwertigen Aspekt dieser Einschnitt und die Leber in der überlegene Aspekt dieser Einschnitt.</li>
	<li>Erweitern Sie den Schnitt seitlich nach links und rechts ein Kreuz auf der Ebene der unteren Grenze der Leber zu bilden.</li>
	<li>Drehen Sie die Narkose bis zu 2 % (für Tiere mit einem Gewicht von > 250 g).</li>
	<li>Ziehen Sie den Xiphoid Prozeß mit einer gebogenen Moskito-Klemme und die Rippen mit Rippe Retraktoren (Abbildung 5).</li>
	<li>Schneiden Sie die sitzt, phrenicus, und Gastrohepatic Bänder mit einer scharfen Schere.</li>
	<li>Suchen Sie und vernähen der phrenicus Ader mit einer 7-0-Naht als nah an seinen Ursprung wie möglich, um auslaufen zu verhindern.</li>
	<li>Ausweiden Sie die Ratte mit einem sterilen feuchten Baumwolle Spitze Applikator und wickeln Sie den Darm in Gaze mit 0,9 % normale Kochsalzlösung befeuchtet. Achten Sie darauf, nicht um das Gefäßsystem des Dünndarms zu dehnen.</li>
	<li>Sezieren Sie über der unteren Hohlvene (IVC), überschüssiges Gewebe zu entfernen. Hinter der IVC nur überlegen die Bifurkation sezieren Sie und übergeben Sie eine Schleife von einer 4-0 Seide Naht zur späteren Verwendung (Abbildung 6).</li>
	<li>Zurückziehen der rechten Niere um Exposition gegenüber der rechten Nebenniere Ader zu bieten. Ziehen Sie den rechten leberlappen souverän mit Gaze. Binden Sie die rechts Nebennieren Vene mit einer 7-0 Seide Naht so nah wie möglich die IVC und kauterisieren über sie distal die Krawatte (Abbildung 7).</li>
	<li>Sorgfältig zu sezieren Sie, die Milz Vene, binden Sie es mit zwei 7-0 Seide Nähte und es zwischen die beiden Fäden durchziehen.</li>
	<li>Binden Sie und verbinden Sie zusätzliche Adern mit 7: 0 Seide Naht für zusätzliche Länge auf die Pfortader zu, wenn nötig. Hinweis: Manchmal gibt es kleine Äste von Infrahepatic IVC zwischen der rechten Nebenniere Ader und die minderwertigen Leber.</li>
	<li>Um der Gastroduodenal Arterie zu sezieren, binden Sie die Gastroduodenal Arterie mit einer 7-0 Seide Naht und Verbinden der Gastroduodenal Arterie.</li>
	<li>Rund um die leberarterie sezieren Sie und legen Sie dann eine 7-0 Seide Naht Krawatte herum (Abbildung 8).</li>
	<li>
Der Gallengang zu sezieren.
	<ol>
<li>Überprüfen Sie die Länge des gallenganges. Binden Sie den Gallengang am distalen Ende mit einem 7: 0 Seide Naht. Legen Sie eine Schleife von 7-0 Seide Naht um den Gallengang proximal möglich.</li>
		<li>Schneiden Sie ein Loch, das ist der halbe Durchmesser des Kanals mit einer kleinen Schere und 27 G Katheter in den Gallengang proximal. Binden Sie den Katheter mit einer römischen Sandale Tie Naht (Abbildung 9).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Injizieren Sie 0,5 mL Heparin (50 U) in den Penis Vene oder IVC des Tieres mit einer 27 G Nadel. Hinweis: Eine 27 G Insulin Spritze kann auch stattdessen verwendet werden.</li>
	<li>Klemmen Sie und binden Sie die IVC unter Verwendung der zuvor platzierte 4-0 Seide Naht.</li>
	<li>Binden Sie die leberarterie mit dem zuvor platzierten 7-0 Seide Naht.</li>
	<li>Klemmen Sie aus der Pfortader mittels eines mikrochirurgischen Clips. Cannulate die Pfortader mit einem 22 G Angiocatheter. Die Pfortader mit 60 mL kalte 0,9 % normale Kochsalzlösung mit 1 mL Heparin (100 U) bis die Leber blanches bündig (Abbildung 10). Hinweis: Wenn die Leber nicht sofort Blanchieren kann es mit sterilen watteträger Tipp massiert werden.</li>
	<li>Setzen Sie der Suprahepatic IVC aus und über ihn so hoch in der Brust wie möglich schneiden.</li>
	<li>Führen Sie eine Hepatektomie wie folgt. Schnitt um das Zwerchfell, schneiden die leberarterie, schneiden die IVC, schneiden die Pfortader, zusätzliche Bänder geschnitten und die Leber herausnehmen. Legen Sie die Leber in Eis kalt 0,9 % normale Kochsalzlösung (Abbildung 11).</li>
	<li>Legen Sie eine 16 G vaskuläre Manschette in die Pfortader (Abbildung 12). Legen Sie die Leber auf die ex Vivo normothermic Leber Perfusion Schaltung.</li>
</ol>4. Normothermic Leber Perfusion Ex Vivo
Hinweis: Die hier verwendete Perfusat wurde im Protokoll Schritt 1.1.1 vorbereitet.
<ol><li>Legen Sie die Pfortader-Kanüle in die Handschellen Pfortader (Abbildung 13).</li>
	<li>Während die Pfortader Kanüle Platzierung behalten Sie Informationsfluss Perfusat durch die Schaltung mit 2 mL/min zu starten bei. Sehen Sie den Monitor für alle Spitzen in der Pfortader Druck; Dies kann darauf hindeuten das Gefäß verschlossen werden und Neupositionierung der Kanüle ist notwendig.</li>
	<li>Naht in der IVC Kanüle für den Rückfluss der Perfusat mit einem 7: 0 Seide Naht.</li>
	<li>Sobald beide Kanülen vorhanden sind, beginnen Sie, bis die Strömung bei 1 mL/min drehen, bis Sie ein physiologische Druck im Bereich von 10 – 16 CmH2O erreicht.</li>
	<li>
Nehmen Sie eine 1 mL Probe von Pre- und Post-Anschlüsse auf 0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 und 240 min. der Perfusion. Teilen Sie 1 mL Probe in zwei 0,5 mL Proben. Hinweis: 0,5 mL davon wird im Protokoll Schritt 4.5.1 verwendet, und 0,5 mL wird im Protokoll Schritt 4.5.2 verwendet werden.<ol>
<li>Snap Einfrieren in flüssigem Stickstoff 0,5 mL dieses Beispiels in kryogenen Röhren.</li>
		<li>Führen Sie eine arterielle Blut Gasanalyse die restliche 0,5 mL Perfusat Verwendung.</li>
		<li>Nach dem Ausführen der Blut-Gas-Analyse zu jedem Zeitpunkt (0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 und 240 min) untersuchen die pH-Werte und Puffern die Perfusat Bedarf pH 7.4 zurückzukehren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zum Ende des 4 h der Perfusion trennen Sie die Leber die Perfusion-Schaltung. Unterteilen Sie die Leber in 0,5 g Segmente. Snap Einfrieren in flüssigem Stickstoff das Lebergewebe in kryogenen Röhren.</li>
</ol>5. nach dem Experiment Analyse
<ol><li>
Bestimmen Sie Alanin Aminotransferase (ALT) im Perfusat bei 0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 und 240 min mit einem kommerziellen farbmetrischen Assay-Kit.
	<ol>
<li>In Kürze inkubieren Perfusat mit der Reaktion Mischung Reagenzien bei 37 ° C für 60 min. Maß die optische Dichte bei 570 Werte nm mit einer Mikrotestplatte Reader.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Homogenisieren Sie 0,5 g des Lebergewebes mit 100 µL der Lyse Puffer zu und analysieren Sie das Gewebe lysate für Adenosintriphosphat (ATP), Glutathion (GSH) und malondialdehyd (MDA).
	<ol>
<li>Kurz gesagt, Messen Sie die ATP-Werte der Lebergewebe Proben mit einem kommerziellen Assay-Kit. Mischen Sie die Probe mit der Reaktion-Puffer und Inkubation bei Raumtemperatur für 30 min. Maß der optischen Dichte bei 570 nm mit einer Mikrotestplatte Reader.</li>
		<li>Die GSH-Ebenen der Lebergewebe Proben mit einem kommerziellen Assay-Kit zu messen. Mischen Sie die Gewebeproben mit der Assay-Cocktail. Die optische Dichte-Werte bei 405-414 nm zu messen.</li>
		<li>Messen Sie die MDA-Ebenen der Lebergewebe Proben mit einem kommerziellen Assay-Kit. Mischen der Proben mit TBA und Wärme bis 95 ° C für 60 min. Zentrifuge der Reaktionspartner und den überstand auf eine 96-Well-Platte übertragen. Messung die optische Dichte bei 532 nm.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Homogenisieren Sie 0,5 g des Lebergewebes mit 100 µL der Lyse Puffer zu und analysieren Sie das Gewebe lysate für relative Caspase-3/7-Aktivität mit einem kommerziellen Assay-Kit.
	<ol>
<li>Lysate Gewebe mit der Caspase-3-7 Reagenz testpuffer vermischen und bei Raumtemperatur für 30 min inkubieren.</li>
		<li>Messung der Fluoreszenz-Ebene in jede gut mit Hilfe eines Mikrotestplatte Lesers.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bestimmen Sie den Grad der Apoptotic Zellen in der Leber Gewebeproben mit einem kommerziellen in Situ Tod Detection Kit.
	<ol>
<li>Vorbehandlung der 0,5 g Gewebe Abschnitte mit 10 U/mL Proteinase K für 10 min und dann mit der Reaktionsmischung bei 37 ° C für 60 min. durchführen der Analyse mit einem fluoreszierenden Mikroskop inkubieren.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

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</ol>

Alle Autoren Berichten, dass sie keine relevanten Angaben.

Es gibt ein erheblicher Mangel an Leber Allografts zur Transplantation und Reaktion Spender Kriterien wurden erweiterte1,2,3,4,5. Als Folge der Spender-Knappheit wurde NEVLP eingeführt, als eine Methode zum bewerten und Ändern von Organ-Funktion6,7. Wir haben einem Rattenmodell der NEVLP entwickelt. Da...

Es gibt 14.578 Patienten auf der Warteliste für eine Lebertransplantation und ca. 7.000 Transplantationen pro Jahr1,2durchgeführt werden. Als Reaktion auf diesen Mangel wichtiger Geber haben die Kriterien für die Leber Geber ausgebaut; Diese werden häufig als marginale Organe oder erweiterte Kriterien Geber und werden voraussichtlich weniger gut nach der Transplantation als Standardkriterien Allografts, mit höheren Raten von primären Graft Dysfunktion und verzögerte Transplantat Funktion3durchführen, 4,5,6. Infolgedessen wurde NEVLP eingeführt, als eine Methode zum bewerten und Ändern von Organ-Funktion6,7. Wir haben einem Rattenmodell der NEVLP entworfen und verwendet dieses Modell eines seine wichtigeren Anwendungsmöglichkeiten – die Prüfung von neuartigen Moleküls Additive zur Leber Perfusat nachweisen.
NEVLP wurde in Murine (Ratte) und Schweinen Modelle sowie in ausrangierten menschlichen Organen6,8,9bewertet. Die Ergebnisse der ersten menschlichen Studien des NEVLP wurden auch kürzlich veröffentlichten10. Obwohl hypothermen Maschine Perfusion der Standard für die Erhaltung der Niere deutlich geworden ist, ist die Temperatur in die Leber, die Maschine Perfusion erfolgen darf nach wie vor umstritten. NEVLP hat viele vorgeschlagene Vorteile im Vergleich zu unterkühlt und Subnormothermic Perfusion. Dazu gehören Verletzungen reduzierte Erhaltung, Wiederherstellung der normalen Organfunktion unter physiologischen Bedingungen, die Fähigkeit, Orgelspiel, zu beurteilen und als Plattform für Orgel Reparatur, Umbau und Änderung7,11 12,13,14,15,16,17.
Eine beträchtliche Anzahl von Studien wurden abgeschlossen mit Schweinen NEVLP Modelle. Obwohl diese Modelle vergleichsweise günstig sind, wenn in Anbetracht Modelle mit menschlichen Organen oder klinischen Studien am Menschen verworfen, sind sie sehr teuer im Vergleich zu unserer kleinen NEVLP Tiermodell. Ein wesentlicher Bestandteil der pro Experiment kostet die Perfusat. Wir sind ein 4 h Perfusion mit 300 mL von Perfusat auf einem relativ niedrigen Kosten abschließen. Darüber hinaus sind die Kosten von kleinen Tieren einschließlich Ratten sehr gering im Vergleich zu den Kosten von Schweinen.
Im Vergleich zu anderen Modellen der NEVLP bei der Ratte das hier vorgestellte Modell ist relativ einfach zu implementieren und hat eine breite Palette von Anwendungen. Die Perfusion Verschaltung ist in Abbildung 1ersichtlich. Die Perfusat beginnt im Perfusat Behälter (1), die eine doppelwandige Wasserbehälter ist. Perfusat gezogen aus dem Reservoir mittels einer Walze Pumpe (2) und in einem Windkessel (3) und dann die Oxygenator (4) geschoben. Der Oxygenator soll für Gegenstrom Gas und Perfusat Flow maximale Gasaustausch zur Verfügung zu stellen. Die Perfusat dann Erlöse zu einer Erwärmung Spule (5) innerhalb die Perfusion Kammer um sicherzustellen, dass bei physiologischen Temperatur und eine Blase-Falle (6), Perfusion von Luftblasen dort zu verhindern sind Pre-Orgel (7) und Post-Orgel (8) Probe Häfen, die dem Perfusat zu ermöglichen abgetastet. Die Perfusat tritt dann die Leber durch die Pfortader-Kanüle. Die Pfortader Kanüle ist ein Druckwächter beigefügt, die die Werte auf der Datenerfassungs-Software-charts. Die Perfusat dann verlässt die Leber durch die IVC-Kanüle und mündet in den Druck-Equalizer-Block (9). Schließlich ist die Perfusat aus dem Druck Block zurück durch die Walze Pumpe gezogen und in den Behälter zu entleeren. Dieses Modell beinhaltet kontinuierliche Perfusion, die Pfortader und überlässt den pulsierender Fluss der leberarterie und Dialyse in einigen anderen Modellen verwendet, von denen jede eine gesonderte und zusätzliche Schaltung erfordert, aber wurden bisher nicht nachgewiesen erforderliche9,13.
Zur Erkundung den Zusatz eines neuartigen therapeutischen Moleküls zu dem Perfusat, wählten wir das Enzym Katalase. Katalase ist eine endogene ROS-Fänger, der die Zellen interne Abwehrmechanismus zur Minderung der Auswirkungen von ROS18gehört. Katalase-Ausdruck wird in hepatischen Ischämie Reperfusion Verletzungen19erhöht. Experimentelle Zugabe von Katalase nachgewiesen, um Ischämie-Reperfusion im Auge, Gehirn und Lunge20,21,22,23,24zu verringern. PEGylierung nachweislich Katalase das Endothel und Hilfe Katalase Aufnahme in Endothelzellen25ausrichten. PEG-CAT hat mit begrenzten Wirksamkeit bei der Verringerung der hepatischen Ischämie-Reperfusion Verletzungen systemisch verabreicht wurde; jedoch vermutet wir, dass26,27,28ergibt sich hinzufügen, dass PEG-CAT, ein isoliertes Organ Perfusion Schaltung zu einer verbesserten führen würde. Hier, wir unsere Basis Perfusat PEG-CAT hinzufügen und seine Fähigkeit unter Beweis stellen Leber Erhaltung Schädigung zu mildern.

<table><tbody><tr><td><stark>Perfusat</stark></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>8% Albumin</td><td>CLS Behring, König von Preußen, PA</td><td>0053-7680-32</td><td></td></tr><tr><td>Williams Media</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>W1878</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>P4333</td><td></td></tr><tr><td>Insulin</td><td>Eli Lilly, Indianapolis, IL</td><td>0002-8215-91</td><td></td></tr><tr><td>Heparin</td><td>Fresnius Lab, Zürichsee, IL</td><td>C504701</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamin</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>G3126</td><td></td></tr><tr><td>Hydrocortison</td><td>Sigma Aldrich, St. Louis, MO</td><td>H0888</td><td></td></tr><tr><td>THAM</td><td>Hospira,</td> Inc,0409-1593-04 <td></td><td></td></tr><tr><td>Polyethylenglykol - Katalase</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9549 SIGMA</td><td></td></tr><tr><td>Persönliche Schutzausrüstung </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chirurgische Maske</td><td>Generika</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Schutzkittel</td><td>Generika N</td><td>/A</td><td></td></tr><tr><td>OP-Handschuhe</td><td>Generika N</td><td>/A</td><td></td></tr><tr><td>Liver Procurement</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sprague-Dawley Rat</td><td>Harlan Sprague Dawley Inc.</td><td>250 -350 Gramm</td><td></td></tr><tr><td>Operationsmikroskop</td><td>Leica</td><td>M500-N mit OHS-Aktivkohlekanistern</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kent Scientific</td><td>SOMNO-2001-8</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>Piramal Gesundheitswesen</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pressure-Lok Präzisions-Analysespritze&nbsp;</td><td>Valco Instruments Co, Inc.</td><td>SOMNO-10ML</td><td></td></tr><tr><td>Elektrochirurgiegerät</td><td>Macan</td><td>MV-7A</td><td></td></tr><tr><td>Warmhaltekissen</td><td>Braintree Scientific</td><td>HHP2</td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite Anästhesiesystem für Kleintiere</td><td>Kent Scientific</td><td>SS-MVG-Modul</td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite</td><td>Kent Scientific</td><td>PS-MSTAT-RT</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurankammer</td><td>Kent Scientific</td><td>SOMNO-0530LG</td><td></td></tr><tr><td>SurgiVet</td><td>Isotec</td><td>CDS 9000 Tischgerät</td><td></td></tr><tr><td>Sauerstoff</td><td>Praxair</td><td>98015</td><td></td></tr><tr><td>Rippen-Retraktoren</td><td>Kent Scientific</td><td>INS600240</td><td></td></tr><tr><td>GenieTouch</td><td>Kent Scientific</td><td>GenieTouch</td><td></td></tr><tr><td>Normal Saline</td><td>Baxter</td><td>NDC 0338-0048-04</td><td></td></tr><tr><td>4x4 Vliesschwämme</td><td>Kriterium</td><td>104-2411</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Wattestäbchen</td><td>Henry Schein Animal Health</td><td>1009175</td><td></td></tr><tr><td>U-100 27 Gauge Insulinspritze</td><td>Terumo</td><td>22-272328</td><td></td></tr><tr><td>5 ml Spritze</td><td>BD</td><td>REF 309603</td><td></td></tr><tr><td>4-0 geflochtenes Seidennaht</td><td>Deknatel, Inc.</td><td>198737LP</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Geflochtenes Seidennaht</td><td>Teleflex Medical</td><td>REF 103-S</td><td></td></tr><tr><td>16 Gauge Katheter</td><td>BBraun Introcan Safety</td><td>4252586-02</td><td></td></tr><tr><td>14 Gauge Katheter</td><td>BBraun Introcan Safety</td><td>4251717-02</td><td></td></tr><tr><td>Gallengang Kanülenschlauch</td><td>Altec</td><td>01-96-1727&nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Leberperfusionskreislauf Komponenten </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wasserbadwärmer</td><td>Lauda Ecoline Staredition</td><td>E103</td><td></td></tr><tr><td>Datenerfassungssoftware</td><td>ADInstruments&nbsp;</td><td>Labchart 7</td><td></td></tr><tr><td>Leberperfusionskreislauf</td><td>Harvard-Gerät</td><td>73-2901</td><td></td></tr><tr><td>Membranoxygenator</td><td>Mediac SPA</td><td>M03069</td><td></td></tr><tr><td>Rollenpumpe</td><td>Ismatec</td><td>ISM827B</td><td></td></tr><tr><td>Gas (95% Sauerstoff und 5% Kohlendioxid)</td><td>Praxair</td><td>98015</td><td></td></tr><tr><td>Organkammer</td><td>Harvard-Gerät</td><td>ILP-2</td><td></td></tr><tr><td>1,8 mL Arcticle Kryorohr</td><td>USA Scientific</td><td>1418-7410</td><td></td></tr><tr><td>Mucasol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>Z637181</td><td></td></tr><tr><td><stark>Mikrochirurgische Instrumente</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleine Schere</td><td>Roboz</td><td>RS-5610</td><td></td></tr><tr><td>Große Schere</td><td>S& T</td><td>SAA-15</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette - Groß abgewinkelt</td><td>S & T</td><td>JFCL-7</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette - Klein abgewinkelt</td><td>S & T</td><td>FRAS-15 RM-8</td><td></td></tr><tr><td>Clip Applier</td><td>ROBOZ</td><td>RS-5440</td><td></td></tr><tr><td>Schere - non micro</td><td>FST 14958-11</td><td>14958-11</td><td></td></tr><tr><td>Pinzette - gerade Spitze</td><td>S& T</td><td>FRS-15 RM8TC</td><td></td></tr><tr><td>Großer mikrochirurgischer Clip</td><td>für feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>18055-01</td><td></td></tr><tr><td>Kleiner mikrochirurgischer Clip</td><td>für feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>18055-01</td><td></td></tr><tr><td>Kleiner mikrochirurgischer Clip</td><td>für feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>18055-02</td><td></td></tr><tr><td>Kleiner mikrochirurgischer Clip</td><td>für feine wissenschaftliche Werkzeuge</td><td>18055-03</td><td></td></tr><tr><td>Kleine Moskitoklemmen</td><td>Generisches</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Post-Experiment Analysis </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alanin Aminotransferase (ALT) Aktivität Kolorimetrisches/fluorometrisches Assay-Kit</td><td>BioVision</td><td>K752</td><td></td></tr><tr><td>Adenosintriphosphat (ATP) kolorimetrisches/fluorometrisches Assay-Kit</td><td>BioVision</td><td>K354</td><td></td></tr><tr><td>Glutathion Assay-Kit</td><td>Cayman Chemical</td><td>703002</td><td></td></tr><tr><td>Lipidperoxidation (MDA) Assay Kit</td><td>Abcam</td><td>ab118970</td><td></td></tr><tr><td>Caspase-Glo 3/7 Assay Systems</td><td>Promega</td><td>G8090</td><td></td></tr><tr><td>POLARstar OMEGA Mikroplatten-Reader</td><td>BMG LABTECH</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

ein kleines tier modell der ex vivo normothermic leber perfusion

A Small Animal Model of Ex Vivo Normothermic Liver Perfusion

Gibt es ein erheblicher Mangel an Leber Allografts für Transplantation zur Verfügung, und als Reaktion der Spender-Kriterien wurden erweitert. Infolgedessen ist normothermic ex Vivo Leber Perfusion (NEVLP) eingeführt worden, als eine Methode zum bewerten und Ändern von Organfunktionen. NEVLP hat viele Vorteile im Vergleich zu unterkühlt und Subnormothermic einschließlich der Perfusion reduziert Verletzungen Erhaltung, Wiederherstellung der normalen Organfunktion unter physiologischen Bedingungen, Bewertung von Orgelspiel und als Plattform für Orgel Reparatur , Umbau und Modifikation. Murinen und Schweinen NEVLP Modelle sind beschrieben worden. Wir zeigen einem Rattenmodell der NEVLP und verwenden Sie dieses Modell, um eines ihrer wichtigsten Anwendungen zeigen – die Verwendung eines therapeutischen Moleküls Leber Perfusat hinzugefügt. Katalase ist eine endogene reaktiven Sauerstoff-Spezies (ROS)-Schnitzeljagd und Ischämie-Reperfusion im Auge, Gehirn und Lunge zu verringern nachgewiesen. PEGylierung nachweislich Katalase des Endothels ausrichten. Hier wir die Basis Perfusat pegylierten-Katalase (PEG-CAT) hinzugefügt und demonstriert seine Fähigkeit, Leber Erhaltung Verletzungen zu mindern. Ein Vorteil unserer Nager NEVLP Modells ist, dass es preiswert im Vergleich zu größeren Tiermodelle. Eine Einschränkung dieser Studie ist, dass es derzeit keine Post-Perfusion Lebertransplantation beinhaltet. Vorhersage der Funktion nach Organtransplantation kann daher mit Sicherheit gemacht werden. Jedoch die Lebertransplantation Rattenmodell ist gut etabliert und könnte sicherlich in Verbindung mit diesem Modell verwendet werden. Zusammenfassend haben wir eine preiswerte, einfache, leicht replizierbar NEVLP Modell mit Ratten nachgewiesen. Anwendungen dieses Modells zählen testen neuartige Perfusates und Perfusat Zusatzstoffe, Test-Software für Orgel Bewertung und Experimente entwickelt, um Organe zu reparieren.

Eine Stichprobengröße von drei Ratten pro Gruppe diente. ALT war bei 0, 30, 60, 90, 120, 150, 180, 210 und 240 min. der Perfusion gemessen. Wir nutzten die Student- t-Tests zum Vergleichen von Ergebnissen zwischen der Basis Perfusat und base Perfusat plus PEG-CAT-Gruppen zu jedem Zeitpunkt. Bei einem Vergleich der Basis Perfusat und base Perfusat plus PEG-CAT Gruppen, gibt es deutlich weniger (p &lt; 0,05) ALT in der Basis Perfusat plus PEG-CAT Group bei 150, 180, 210 un...

Fehlt ein wichtiger Leber Geber, und Kriterien für die Leber Spender wurden erweitert. Normothermic ex Vivo Leber Perfusion (NEVLP) wurde entwickelt, um zu bewerten und Organfunktion zu ändern. Diese Studie zeigt einem Rattenmodell der NEVLP und testet, ob der pegylierten-Katalase, um Verletzungen der Leber Erhaltung zu mildern.

Ein kleines Tier Modell der Ex Vivo Normothermic Leber Perfusion

There is a significant shortage of liver allografts available for transplantation, and in response the donor criteria have been expanded. As a result, ...

Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen im Bereich der Transplantation und Organkonservierung zu beantworten. Zu den Anwendungen dieser Methode gehören das Testen neuartiger Perfusate und Perfusatadditive, das Testen von Software für die Organbewertung und das Durchführen von Experimenten zur Reparatur von Organen. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass das hier vorgestellte normotherme ex vivo Leberperfusionsmodell einfach, leicht replizierbar, kostengünstig und vielseitig einsetzbar ist.Beginnen Sie mit der Vorbereitung der 16-Gauge-Portalmanschette. Schneiden Sie einen fünf Millimeter dicken Schlauchabschnitt ab und bestimmen Sie den Mittelpunkt des Abschnitts, indem Sie 2,5 Millimeter messen. In der Mitte einschneiden und die vordere Hälfte des Schlauchs entfernen.Verwenden Sie ein Blutstillungsmittel, um diesen jetzt flachen Teil zu zerdrücken. Verwende ein Feuerzeug, um das andere Ende des Angiokatheters zu schmelzen, um eine Lippe zu erzeugen. Bereiten Sie als Nächstes die Gallengangskanüle vor, indem Sie die Injektionsöffnung von einem 27-Gauge-Angiokatheter abschneiden, so dass nur der Katheter übrig bleibt.Verbinden Sie dies mit einem 10 Zentimeter langen

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Forschung

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Medizin

Dieses Video beschreibt ein Verfahren zur Leberperfusion von Mäusen durch die Pfortader unter Verwendung von Kollagenaselösung vor der Isolierung von Leberzellen.

In vivo murine Leberperfusion: Eine Methode zur Infusion der Nagetierleber mit Lösung über die Pfortader

Dieses Video beschreibt eine antegrade Perfusionstechnik eines isolierten Mausherzens, bei der ein Perfusat durch den linken Ventrikel injiziert wird und schließlich das gesamte Myokard perfundiert. Diese Methode kann verwendet werden, um Kardiomyozyten aus Mausmodellen zu isolieren und dezellularisierte Herzen für weitere nachgelagerte Anwendungen zu erzeugen.

Antegrade Perfusionsmodell: Eine ex vivo Technik zur Perfusion isolierter Mausherzen

Die Untersuchung der Physiologie der tierischen Organe kann durch die Durchführung eines experimentellen ex vivo Perfusionssystems erreicht werden. Die Hinzufügung einer Schweineniere als homöostatisches Organ zu unserem zuvor entwickelten ex vivo Leberperfusionsmodell kann ein wichtiger Schritt sein, um ein besseres physiologisches Milieu zu erreichen.

Schritte für das autologe ex vivo perfundierte Leber-Nieren-Experiment an Schweinen

Rand Transplantate, wie Fettleber, Transplantate von älteren Spendern oder Lebern nach Herztod (DCD) abgerufen tolerieren herkömmlichen, Kälte statische Speicher nur schlecht. Wir entwickelten ein neuartiges Modell der subnormothermic ex vivo Perfusion der Leber für die Erhaltung, Bewertung und Instandsetzung von Randlebertransplantationen vor der Transplantation.

Technik der Subnormothermic<em&gt; Ex-vivo-</em&gt; Leberperfusion für die Lagerung, Bewertung, Reparatur von Marginal Lebertransplantate

Normothermic Ex Situ Herz Perfusion (ESHP), bewahrt das Herz in einem schlagen, semi-physiologischen Zustand. Wenn in einem Arbeitsmodus durchgeführt, bietet ESHP die Möglichkeit, anspruchsvolle Assessments des Spenders durchzuführen Herz Funktion und Orgel Lebensfähigkeit. Hier beschreiben wir unsere Methode zur myokardialen Leistungsbewertung während ESHP.

Normothermic Ex-Situ Herz Perfusion im Arbeitsmodus: Beurteilung der Herzfunktion und Stoffwechsel

Das Protokoll beschreibt eine einfache Methode zur Resektion einer intakten Mausleber für Stoffwechselstudien durch Pfortaderperfusion.

Ex vivo Leberperfusion durch die Portalader in der Maus

In dieser Arbeit stellen wir ein Bewertungsprotokoll eines heterotopisch implantierten Herzens nach normothermer ex situ Konservierung im Rattenmodell vor.

Rattenmodell der normothermischen Ex-situ-perfundierten heterotopen Herztransplantation

Das hier beschriebene Schweinemodell der normothermen maschinellen Perfusion (NMP) der Leber kann erfolgreich zur Untersuchung von NMP als Konservierungsstrategie, als Instrument zur Bewertung der Lebensfähigkeit und als Plattform für die Organreparatur eingesetzt werden. Es hat einen hohen translationalen Wert, ist jedoch technisch anspruchsvoll und arbeitsintensiv.

Normothermische isolierte Leberperfusion bei Schweinen

Für die Leber von Mäusen wurde ein normothermisches ex vivo Leberperfusionssystem (NEVLP) entwickelt. Dieses System erfordert Erfahrung in der Mikrochirurgie, ermöglicht aber reproduzierbare Perfusionsergebnisse. Die Möglichkeit, Mäuselebern zu verwenden, erleichtert die Untersuchung molekularer Signalwege zur Identifizierung neuartiger Perfusat-Additive und ermöglicht die Durchführung von Experimenten, die sich auf die Reparatur von Organen konzentrieren.

Normotherme ex vivo Lebermaschinenperfusion bei Mäusen

Das Ziel ist es, ein neues ex vivo Lungenperfusionsmodell (EVLP) an Ratten zu entwickeln, das eine konsistente Lungenfunktion für 4 Stunden während der gesamten EVLP aufrechterhalten kann und der Industrie Implementierungsspezifikationen liefert, die eine robuste Methode zur Anwendung von EVLP auf Nagetiermodelle bieten.

Etablierung eines neuartigen ex vivo Lungenperfusionssystems für Rattenlungen nach Kreislauftod

Hier stellen wir ein Protokoll für ein quelloffenes, modifizierbares normothermisches ex vivo-Perfusionssystem vor, das entwickelt wurde, um die hohen Kosten und die begrenzte Flexibilität bestehender Plattformen zu überwinden und einen zugänglicheren, kosteneffizienteren und iterativen Einsatz in der präklinischen biomedizinischen Forschung zu ermöglichen.

Ein Open-Source-Normotherm-Perfusionssystem, das für Forschungswissenschaftler entwickelt wurde

Erfahren Sie die normotherme ex-vivo-Leberperfusion an einem Rattenmodell zur Bewertung von Organfunktion und Präventionsstrategien. Diese kostengünstige Methode ermöglicht die Testung neuer Perfusate und die Reparatur von Lebern vor der Transplantation.

Ein kleines Tier Modell der Ex Vivo Normothermic Leber Perfusion

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