Name: Eine neuartige Operationstechnik als Grundlage für In Vivo teilweise Leber Engineering in der Ratte (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 27 s
Description: Lernen Sie eine neuartige chirurgische Technik zur in vivo Perfusion einzelner Leberlappen bei Ratten. Diese Methode ermöglicht Langzeitüberleben und bildet die Grundlage für zukünftige Forschungen zur partiellen Leberregeneration.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Die Autoren möchten danken Jens Geiling aus dem Institut für Anatomie I, Universitätsklinikum Jena, für die Herstellung der schematischen Zeichnungen der Ratte Leber Anatomie.

Das Gehäuse und alle durchgeführten Verfahren wurden im Einklang mit deutschen Tierschutzvorschriften. Alle Gaze, Verkleidung Kleidung und chirurgische Instrumente sind autoklaviert und vor der Operation vorbereitet. Alle Verfahren werden unter sterilen Bedingungen durchgeführt.
1. Vorbereitung der Ratte für den chirurgischen Eingriff
<ol><li>Die Ratte in eine Induktion-Kammer und Betäuben Sie die Ratte mit 4 % verdampft Isoflurane und 100 % Sauerstoff bei 0,5 L/min für ca. 3 min zu, bis die Ratte vollständig betäubt ist.</li>
	<li>Nehmen Sie die Ratte aus der Induktion Kammer und Messen Sie seines Körpergewichts.</li>
	<li>Das Fell der chirurgischen Region auf dem Bauch zu rasieren.</li>
	<li>Legen Sie das Tier zurück in Isofluran Kammer für eine zusätzliche 2 min, Anästhesie zu vertiefen.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte auf dem OP-Tisch in Rückenlage.</li>
	<li>Beheben Sie Anästhesie-Maske in die Mund-Region der Ratte zu und halten Sie das Tier mit einem kontinuierlichen Gasstrom von 2 % verdampft Isoflurane und 100 % Sauerstoff mit einer Durchflussrate von 0,5 L/min betäubt.</li>
	<li>Befestigen Sie die Gliedmaßen mit Klebestreifen.</li>
	<li>Tragen Sie Tierarzt Salbe auf beide Augen, Trockenheit zu verhindern.</li>
	<li>Verwalten von Buprenorphin 0,05 mg/kg subkutan, zur Schmerzlinderung während der Betriebsdauer.</li>
	<li>Das OP-Feld des Bauches mit 3 Runden der Jod-Tinktur, gefolgt von 2 Runden von 70 % Alkohol zu desinfizieren.</li>
	<li>Ort sterilisiert Gaze in der Gegend, wo der Schnitt gemacht werden, um nur das Operationsfeld des Bauches ausgesetzt zu verlassen.</li>
	<li>Gehen Sie zum Ausführen des Vorgangs, wenn der Zeh-Prise Rückzug Reflex der Ratte nicht vorhanden ist.</li>
</ol>2. Laparotomie der Ratte
<ol><li>Machen Sie eine transversale Haut und Muskel Bauchschnitt mit Schere und eine elektrische Coagulator.</li>
	<li>Beheben Sie und ziehen Sie den Xiphoid Prozeß in Richtung zum Kopf mit einer 4: 0-Polypropylen-Naht. Hinweis: Achten Sie auf heben Sie die Xiphoid Prozeß senkrecht zur besseren Expose der Leberzellkrebs, aber gehen mit Vorsicht zu schweren respiratorischen Einschränkung und Erstickungsgefahr zu vermeiden.</li>
	<li>Öffnen Sie die Bauchhöhle durch ziehen beide Seiten der Bauch-Wände in Richtung des Kopfes mit zwei subcostal Haken um die Leber freizulegen.</li>
	<li>Decken Sie den Zwölffingerdarm und Dünndarm in die Bauchhöhle mit einem angefeuchteten Gaze um Austrocknen zu vermeiden.</li>
	<li>Heben Sie Links und rechts mittlere Lappen mit einem angefeuchteten Gaze an und halten Sie sie gegen den Brustkorb zu besseren setzen das Hilum der Leber.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte unter einem Stereomikroskop (8 X Vergrößerung).</li>
	<li>Fallen Sie einige warme Kochsalzlösung in den Bauch und auf die Oberfläche der Leber und der Darm alle mehrere Minuten, um zu verhindern, während des gesamten Verfahrens trocknen.</li>
</ol>3. Einrichtung einer Bypass-Passage innerhalb der linken seitlichen Lappen
<ol><li>Zerlegen Sie der linken portalader und verbinden Sie es mit einer 6-0 Seide Naht an der Basis (Abbildung 2A).</li>
	<li>Blockieren der linken leberarterie, der linken Gallengang sowie die linke mittlere Pfortader, die linke mittlere leberarterie und die linke mittlere Gallengang mit Mikro Klemmen um einen Fluss von der Perfusat die linke mittlere Lappen (Abb. 2 b) zu verhindern.</li>
	<li>Trennen des linken seitlichen Lappens durch das Abschneiden der umgebenden Bänder des Lappens durch Mikro-Schere.</li>
	<li>Blockieren der linken seitlichen Lebervene klemmend an der Unterseite der linken seitlichen Lappen mit Mikro Klemmen (Abbildung 2). Hinweis: Stellen Sie sicher nicht zu der linken portalader auch versehentlich Klemmen.</li>
	<li>Verwendung Mücke, die Ligatur der linken portalader und halten die Vene mit richtige Spannung für spätere Kanülierung Klemmen.</li>
	<li>Machen Sie einen Einschnitt sorgfältig in der vorderen Wand des linken portalader durch Punktion es mit einem 24-G-Nadel-Wohnung-Katheter ( Abb. 3A). Hinweis: Um einen Bypass zu erstellen, sind Gefäßzugang Punkte auf der linken portalader und der linken Lebervene erforderlich. Für diesen Schritt ist es bevorzugt, die vaskulären Zugang erstellen, indem Sie die Gefäße mit einer Nadel durchstechen, anstatt einen größeren Schnitt mit einer Schere. Dies reduziert das Risiko von Blutungen und späteren Stenose.</li>
	<li>Zurückziehen Sie des Katheters und nehmen Sie die Nadel aus der Katheter Katheter nadelfreien 24-G zu erhalten.</li>
	<li>Verbinden Sie den Katheter mit einer Perfusion Röhre, die verbindet der anderen Endpunkt zu einer 20-mL-Spritze mit 15 mL 40 U/mL heparinisierten Kochsalzlösung auf einer Perfusion Pumpe.</li>
	<li>Schalten Sie die Pumpe für die Vorrichtung des Rohres um Luft heraus aus der Tube und nadelfreie Katheter zu vertreiben.</li>
	<li>Schalten Sie die Pumpe Perfusion.</li>
	<li>In der linken portalader über die punktierte Schnittführung auf die Vene (Abb. 3 b) die nadelfreien Katheter wieder einsetzen. Hinweis: Aufgrund der Tatsache gibt es sehr wenig Platz für die Befestigung des Katheters, es ist an dieser Stelle nicht festgelegt. Daher sollte der Chirurg Sorgfalt verwenden, die Vertreibung des kanülierte Katheters zu vermeiden.</li>
	<li>Machen Sie sorgfältig ein weiterer Einschnitt am Rand der sichtbaren Region des linken seitlichen Lebervene durch Punktion es mit einem 22 - 24 G-Nadel-Wohnung-Katheter (Abbildung 3). Hinweis: Es wird empfohlen, dass der Katheter etwas kleiner als das Schiff sein.</li>
	<li>Zurückziehen Sie des Katheters und nehmen Sie die Nadel aus der Katheter, einen nadelfreien 22-G-Katheter zu erhalten.</li>
	<li>Schalten Sie die Pumpe Perfusion in der linken seitlichen Lappen über heparinisierten Kochsalzlösung durchspülen 24-G kanülierte nadelfreien Katheter von der linken portalader bei einer Durchflussrate von 0,5 mL/min.</li>
	<li>Verwenden Sie trockene Gaze, um Out-fließenden Abfall Flüssigkeit rund um den Einschnitt der linken seitlichen Lebervene zu absorbieren.</li>
	<li>Cannulate der linken seitlichen Lebervene über die punktierte Inzision der Vene mit dem 22-G nadelfreien Katheter, um einen fluidauslaß zur Minimierung von intra-abdominalen Kontamination (Abbildung 3D) zu generieren. Hinweis: Es ist technisch schwierig, den kanülierte Katheter zu der Leber Lappen zu beheben. Daher sollte der Chirurg auf Verschiebung des Katheters zu vermeiden achten. Ohne Kanülierung der linken seitlichen Lebervene mit einem Katheter, kann alternativ auch am Schnitt und Umgebung die Vene nur mit einem trockenen Gaze Abfall Flüssigkeit aufgenommen werden.</li>
	<li>Halten Sie die Vorrichtung des linken seitlichen Lappens mit heparinisierten Kochsalzlösung für etwa 20 min (Gruppe 1) und dann nur mit Kochsalzlösung für 2 h, 3 h oder 4 h (Gruppe 2, Gruppe 3 und Gruppe 4, beziehungsweise).</li>
	<li>Schalten Sie die Pumpe stoppt die Perfusion.</li>
</ol>4. physiologische Reperfusion des linken seitlichen Lappen
<ol><li>Nehmen Sie beide Katheter aus der linken portalader und der linken seitlichen Lebervene.</li>
	<li>Schließen Sie den Schnitt von der linken portalader mit einem 11: 0 Polyamid Naht.</li>
	<li>Den Schnitt des linken seitlichen Lebervene mit einer 11-0-Polyamid-Naht sowie in der Nähe.</li>
	<li>Zykluszeit der linken seitlichen Lebervene.</li>
	<li>Die linke mittlere Pfortader, linken Gallengang und linken leberarterie Zykluszeit.</li>
	<li>Schneiden Sie die Ligatur auf der linken portalader, die Vene wieder zu öffnen.</li>
</ol>(5) Verschluss der Bauchwand
<ol><li>Schließen Sie die Muskelschicht der Bauchwand durch unterbrochene vernähen mit einem 4: 0 resorbierbaren Polyglactin 910 Naht.</li>
	<li>Schließen Sie die Hautschicht der Bauchwand durch unterbrochene vernähen mit einem 4: 0 resorbierbaren Polydioxanon Naht.</li>
	<li>Schließen Sie den Bauch und Desinfizieren Sie den Hautschnitt mit 70 % Alkohol.</li>
</ol>6. postoperative Behandlung der Ratte
<ol><li>Legen Sie das Tier auf eine wärmende Unterlage zur Reanimation für ca. 10 min und dann legen Sie sie in einen neuen Käfig.</li>
	<li>Verwalten von Buprenorphin 0,05 mg/kg subkutan 2 x pro Tag für ein in Folge 3-d postoperativ, Schmerzen zu veröffentlichen.</li>
</ol>

<ol><li>Kim, W. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OPTN+%2F+SRTR+2016+Annula+Data+Report%3A+Liver%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation.+Suppl%22%5BJournal%5D)">OPTN / SRTR 2016 Annula Data Report: Liver.</a> American Journal of Transplantation. Suppl. 1, 172-253 (2018).</li>
<li>Palakkan, A. A., Hay, D. C., Anil Kumar, P. R., Kumary, T. V., Ross, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+tissue+engineering+and+cell+sources%3A+issues+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+International%22%5BJournal%5D)">Liver tissue engineering and cell sources: issues and challenges.</a> Liver International. 33, 666-676 (2013).</li>
<li>Hynes, R. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+extracellular+matrix%3A+not+just+pretty+fibrils%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">The extracellular matrix: not just pretty fibrils.</a> Science. 326, 1216-1219 (2009).</li>
<li>Flaim, C. J., Chien, S., Bhatia, S. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+extracellular+matrix+microarray+for+probing+cellular+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">An extracellular matrix microarray for probing cellular differentiation.</a> Nature Methods. 2, 119-125 (2005).</li>
<li>Wells, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+matrix+stiffness+in+regulating+cell+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">The role of matrix stiffness in regulating cell behavior.</a> Hepatology. 47, 1394-1400 (2008).</li>
<li>Ren, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+two+decellularization+methods+in+the+development+of+a+whole-organ+decellularized+rat+liver+scaffold%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+International%22%5BJournal%5D)">Evaluation of two decellularization methods in the development of a whole-organ decellularized rat liver scaffold.</a> Liver International. 33, 448-458 (2013).</li>
<li>Yagi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human-scale+whole-organ+bioengineering+for+liver+transplantation%3A+a+regenerative+medicine+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Human-scale whole-organ bioengineering for liver transplantation: a regenerative medicine approach.</a> Cell Transplantation. 22, 231-242 (2013).</li>
<li>Jiang, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo-chemical+decellularization+of+the+whole+liver+for+mesenchymal+stem+cells-based+functional+hepatic+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Cryo-chemical decellularization of the whole liver for mesenchymal stem cells-based functional hepatic tissue engineering.</a> Biomaterials. 35, 3607-3617 (2014).</li>
<li>Uygun, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organ+reengineering+through+development+of+a+transplantable+recellularized+liver+graft+using+decellularized+liver+matrix%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Medicine%22%5BJournal%5D)">Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix.</a> Nature Medicine. 16, 814-820 (2010).</li>
<li>Baptista, P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+whole+organ+decellularization+for+the+generation+of+a+vascularized+liver+organoid%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">The use of whole organ decellularization for the generation of a vascularized liver organoid.</a> Hepatology. 53, 604-617 (2011).</li>
<li>Bruinsma, B. G., Kim, Y., Berendsen, T. A., Yarmush, M. L., Uygun, B. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Layer-by-layer+heparinization+of+decellularized+liver+matrices+to+reduce+thrombogenicity+of+tissue+engineered+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+and+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Layer-by-layer heparinization of decellularized liver matrices to reduce thrombogenicity of tissue engineered grafts.</a> Journal of Clinical and Translational Research. 1 (1), (2015).</li>
<li>Park, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+Liver+Extracellular+Matrix+as+Promising+Tools+for+Transplantable+Bioengineered+Liver+Promotes+Hepatic+Lineage+Commitments+of+Induced+Pluripotent+Stem+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Decellularized Liver Extracellular Matrix as Promising Tools for Transplantable Bioengineered Liver Promotes Hepatic Lineage Commitments of Induced Pluripotent Stem Cells.</a> Tissue Engineering Part A. 22, 449-460 (2014).</li>
<li>Ko, I. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioengineered+transplantable+porcine+livers+with+re-endothelialized+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Bioengineered transplantable porcine livers with re-endothelialized vasculature.</a> Biomaterials. 40, 72-79 (2015).</li>
<li>Bao, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Construction+of+a+portal+implantable+functional+tissue-engineered+liver+using+perfusion-decellularized+matrix+and+hepatocytes+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Construction of a portal implantable functional tissue-engineered liver using perfusion-decellularized matrix and hepatocytes in rats.</a> Cell Transplantation. 20, 753-766 (2011).</li>
<li>Pan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In-vivo+organ+engineering%3A+Perfusion+of+hepatocytes+in+a+single+liver+lobe+scaffold+of+living+rats%5BTitle%5D)+AND+%22The+International+Journal+of+Biochemistry+%26+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">In-vivo organ engineering: Perfusion of hepatocytes in a single liver lobe scaffold of living rats.</a> The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 80, 124-131 (2016).</li>
<li>Madrahimov, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Marginal+hepatectomy+in+the+rat%3A+from+anatomy+to+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Marginal hepatectomy in the rat: from anatomy to surgery.</a> Annals of Surgery. 244, 89-98 (2006).</li>
<li>Mussbach, F., Settmacher, U., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioengineered+Livers%3A+A+New+Tool+for+Drug+Testing+and+a+Promising+Solution+to+Meet+the+Growing+Demand+for+Donor+Organs%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Bioengineered Livers: A New Tool for Drug Testing and a Promising Solution to Meet the Growing Demand for Donor Organs.</a> European Surgical Research. 57, 224-239 (2016).</li>
<li>Mussbach, F., Settmacher, U., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+engineering+as+a+new+source+of+donor+organs%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Der+Chirurg%22%5BJournal%5D)">Liver engineering as a new source of donor organs: A systematic review.</a> Der Chirurg. 87, 504-513 (2016).</li>
<li>Xie, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+of+systemic+and+hepatic+hemodynamic+parameters+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Monitoring of systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e51955(2014).</li>
<li>Zhou, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularization+and+Recellularization+of+Rat+Livers+With+Hepatocytes+and+Endothelial+Progenitor+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Artificial+Organs%22%5BJournal%5D)">Decellularization and Recellularization of Rat Livers With Hepatocytes and Endothelial Progenitor Cells.</a> Artificial Organs. 40, E25-E38 (2016).</li>
<li>Yagi, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human-scale+whole-organ+bioengineering+for+liver+transplantation%3A+a+regenerative+medicine+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Human-scale whole-organ bioengineering for liver transplantation: a regenerative medicine approach.</a> Cell Transplantation. 22, 231-242 (2013).</li>
<li>Otsuka, H., Sasaki, K., Okimura, S., Nagamura, M., Nakasone, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micropatterned+co-culture+of+hepatocyte+spheroids+layered+on+non-parenchymal+cells+to+understand+heterotypic+cellular+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Science+and+Technology+of+Advanced+Materials%22%5BJournal%5D)">Micropatterned co-culture of hepatocyte spheroids layered on non-parenchymal cells to understand heterotypic cellular interactions.</a> Science and Technology of Advanced Materials. 14, 065003(2013).</li>
<li>Bale, S. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+coculture+strategies+for+primary+hepatocytes+and+liver+sinusoidal+endothelial+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+C%3A+Methods%22%5BJournal%5D)">Long-term coculture strategies for primary hepatocytes and liver sinusoidal endothelial cells.</a> Tissue Engineering Part C: Methods. 21, 413-422 (2015).</li>
<li>Wu, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimizing+perfusion-decellularization+methods+of+porcine+livers+for+clinical-scale+whole-organ+bioengineering%5BTitle%5D)+AND+%22BioMed+Research+International%22%5BJournal%5D)">Optimizing perfusion-decellularization methods of porcine livers for clinical-scale whole-organ bioengineering.</a> BioMed Research International. , 785474(2015).</li>
<li>Barakat, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+decellularized+porcine+liver+for+engineering+humanized+liver+organ%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Use of decellularized porcine liver for engineering humanized liver organ.</a> Journal of Surgical Research. 173 (1), e11-e25 (2012).</li>
<li>Navarro-Tableros, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recellularization+of+rat+liver+scaffolds+by+human+liver+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Recellularization of rat liver scaffolds by human liver stem cells.</a> Tissue Engineering Part A. 21 (11-12), 1929-1939 (2015).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Durch blockieren und Metallspirale der linken portalader mit einem Katheter als eine Flüssigkeit Bucht und der linken seitlichen Lebervene mit einem anderen Katheter als eine Flüssigkeit austritt, erzielten wir erfolgreich eine in Vivo Fluid Bypass innerhalb der linken seitlichen Lappen darauf hinweist, dass Obwohl die Technik höchst anspruchsvollen aufgrund der geringen Größe der Schiffe für Kanülierung und ein hohes Risiko für Blutungen verursacht, ist es machbar. Sogar die Ratten in einer langen Perfusion 4 S...

Die Indikationen für eine Organtransplantation werden ständig erweitert. Im Gegensatz dazu sind Organspenderaten und die allgemeine Qualität der Organe rückläufig führt zu einer steigenden Nachfrage nach Transplantationen. Die Zahl der Kandidaten zur Lebertransplantation Warteliste hinzugefügt weiter zu erhöhen (z. B.in den Vereinigten Staaten 11.340 Patienten wurden im Jahr 2016, gegenüber 10.636 im Jahr 2015)1. Trotz erheblicher Anstrengungen entspricht die Anzahl der verfügbaren Organe nicht klinischen Anforderungen. Aufgrund der erhöhten Inzidenz von Lebererkrankungen viele Patienten mit terminaler Erkrankungen der Leber sterben auf der Warteliste Transplantation vor ein Spenderorgan verfügbar. Um die riesige Nachfrage nach Spender Leber Transplantationen verfolgt alternative Ansätzen Lebergewebe Konstruktionsprinzipien aktiv werden2. Heute konnte eine neu entwickelte biologische Technik der Leber Technik potenziell diesen Mangel überwinden.
Leber-Technik besteht aus zwei Schritten: die Generation der eine azelluläre Gerüst, gefolgt von einer Wiederbesiedlung des Gerüstes. Um eine biologische azellulärer Leber Gerüst zu erhalten, ist die explantierten Leber PERFUNDIERTEN über das Gefäßsystem mit ionische oder nichtionische Detergentien, die das Zellmaterial aus der Leber entfernen können. In den meisten bisherigen Studien erzielte biologische azellulärer Leber leski Perfusion der Leber mit einer Kombination von Sodium Dodecyl Sulfat und TritonX100. Infolgedessen wurden alle Zellen entfernt, während die Struktur der extrazellulären Matrix beibehalten wurde. Die Orgel-Gerüste wurden mit Reifen Zellen, hepatozellulären, sowie endothelialen Zell-Linien und primäre Hepatozyten mit oder ohne die gleichzeitige Anwendung von Endothelzellen oder mesenchymalen Stammzellen (MSC) nachgesät. Die meisten Forscher konzentrieren sich auf ex-Vivo Leber engineering3,4,5,6,7,8,9,10, 11,12,13,14. In den meisten bisherigen Studien wurden jedoch nur kleine Stücke von Waldlandschaften Gerüst Würfel in verschiedenen heterotopisch Implantation Sites transplantiert. In einigen Studien wurden teilweise Waldlandschaften Gerüste als eine zusätzliche Transplantat transplantiert. Allerdings war die maximale berichtete Überlebenszeit nur 72 h8,14. Soweit wir wissen, wurde über orthotopen Transplantation eine Waldlandschaften volle Leber Transplantation noch nicht aufgeführt oder veröffentlicht. Die langfristige Funktion und veränderter Organtransplantation sind noch in den Kinderschuhen. Daher ist ein alternativer Ansatz zur ex Vivo Leber Technik erforderlich.
In Vivo Leber Technik kann eine Alternative zum hepatischen Wiederbesiedlung unter physiologischen Bedingungen studieren darstellen. Die Vorteile von in Vivo Leber Technik im Vergleich zu ex Vivo Leber Technik sind vielfältig. Die in Vivo aufgefüllt teilweise Leber Gerüst unterliegt physiologischen Durchblutung mit der richtigen Temperatur, genügend Sauerstoff, Nährstoffen und Wachstumsfaktoren im Gegensatz zu ex-Vivo Perfusion mit künstlichen Kulturmedium. Darüber hinaus hält die restlichen teilweise normale Leber die Leberfunktion, so dass vor allem langfristiges Überleben. Da eine implantierte ex Vivo entwickelt Leber Transplantat noch nicht in der Lage, unterstützen das langfristige Überleben der Versuchstiere durch ihre Leberfunktion8ist, wir uns vorstellen, dass in Vivo teilweise Leber Engineeringwould letztlich eine zukunftsträchtiges Modell um die Entwicklung von veränderter Lebern mit länger überleben Beobachtungen als ex-Vivoweiter zu studieren.
Vor kurzem präsentierte eine Forschungsgruppe (Pan und Kollegen) zum ersten Mal eine Technik der in Vivo Leber engineering-15. Sie erreicht die isolierte Perfusion des Rechts minderwertig Leber Lappens in lebenden Ratten trotz anatomischen und technische Herausforderungen. Sie meldeten die ersten intraoperative Ergebnisse in Vivo Wiederbesiedlung mit einer Ratte primäre Hepatozyten-Zelllinie. Jedoch in Vivo chirurgische Perfusion Modell von Pan Et Al. hat Nachteile. Sie erreichten einzelne Leber Lappen Perfusion bei Ratten auf Kosten vollständig blockieren die Pfortader und minderwertige Hohlvene, die das Tier schwere Schäden zufügen kann. Die experimentellen Ratten wurden nach nur 6 Stunden intraoperative Beobachtungszeit geopfert. Daher, die in Vivo Leber Lappen Perfusion Technik bedarf weiterer Verbesserungen, postoperative Überleben zu erreichen.
Wir entwickelten ein Roman überleben Modell für in Vivo Leber Lappen Perfusion, basierend auf früheren Studien der hepatischen Anatomie der Ratte16, die Pfortader Kanülierung Technik für die hämodynamische Überwachung in den Mäusen17und Leber bioengineering 18 , 19. die wichtigsten Schritte des Verfahrens sind in Figur 1A – 1Edargestellt.
Diese Technik eignet sich für diejenigen, die dieses experimentelle in-Vivo Perfusion Modell für Grundlagenforschung auf teilweise Orgel Behandlung durch Infusion mit Drogen, in Vivo Decellularization als eine chemische Resektion für organerkrankungen verwenden möchten (z.B. , Leberkrebs), in Vivo Zellkultur in einer decellularized Matrix vergleichen ex Vivo zwei- und dreidimensionale Zell-Kultur Systeme20,21,22,23 , 24 , 25 , 26und in Vivo Leber engineering durch Decellularization und Wiederbesiedlung.

<table><tbody><tr><td>Perfusionspumpe</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Perfusor VI</td><td>B. Braun, Melsungen</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Katheter</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Versatus-W&nbsp; Katheter</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2419PX</td><td>24G, 0,74 x 19mm</td></tr><tr><td>Versatus-W&nbsp; Katheter</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2225PX</td><td>22G, 0,9-fach; 25mm</td></tr><tr><td>Mikrochirurgie Instrument</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroschere</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>micro serrefine</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Mikroklemmen Applikator</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Gerade Mikrozange</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Mikropinzette</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>Mikro-Nadelhalter</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td>Nr. 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>allgemeinchirurgische Instrumente</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard-Schere</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Moskito-Klemme</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td></td><td></td></tr><tr><td>gezackte Pinzette</td><td>F & Middot; S&middot; L</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zahnzange</td><td>F & Middot; S&middot; L</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nadelhalter</td><td>F&middot; S&middot; L</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Naht</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 prolene</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4-0 ETHICON*II</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 silk</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>11-0 Polyamid</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

eine neuartige operationstechnik als grundlage für in vivo teilweise leber engineering in der ratte

A Novel Surgical Technique As a Foundation for In Vivo Partial Liver Engineering in Rat

Orgel-Engineering ist eine neuartige Strategie zur Leber Orgel ersetzt, die potenziell verwendet werden können in der Transplantationsmedizin zu generieren. Vor kurzem hat in Vivo Leber engineering, einschließlich in Vivo Orgel Decellularization gefolgt von Wiederbesiedlung, ein vielversprechender Ansatz über ex Vivo Leber Engineering entwickelt. Postoperative überleben wurde jedoch nicht erreicht. Das Ziel dieser Studie ist es, eine neuartige Operationstechnik der in Vivo selektive Leber Lappen Perfusion bei Ratten als Voraussetzung für in Vivo Leber Technik zu entwickeln. Wir generieren einen Bypass Schaltung nur durch den linken seitlichen Lappen. Dann ist der linke seitliche Lappen mit heparinisierten Kochsalzlösung durchblutet. Das Experiment wird durchgeführt mit 4 Gruppen (n = 3 Ratten pro Gruppe) basierend auf verschiedenen Perfusion Zeiten von 20 min, 2 h, 3 h und 4 Std. Überleben sowie die makroskopisch sichtbare Veränderung der Farbe und histologisch entschlossen fehlender Blutzellen in den Portal-Dreiklang und der Sinusoide wird als Indikator für ein erfolgreiches Modell Einrichtung übernommen. Nach selektiver Perfusion der linken seitlichen Lappen beobachten wir, dass der linke seitliche Lappen in der Tat, von rot bis schwach gelb aktiviert. In einer histologischen Beurteilung sind keine Blutzellen sichtbar im Bereich der Pfortader, die zentrale Vene und der Sinusoide. Der linke seitliche Lappen wird nach der Wiedereröffnung der blockierten Schiffe rot. 12/12 Ratten überlebt die Prozedur für mehr als eine Woche. Wir sind die ersten, die eine chirurgische Modell für in Vivo einzelne Leber Lappen Perfusion mit einer langen Überlebenszeit von mehr als einer Woche zu melden. Im Gegensatz zu den zuvor veröffentlichten Bericht der wichtigste Vorteil der hier vorgestellten Technik ist, die Durchblutung von 70 % der Leber bleibt während des gesamten Verfahrens. Die Einrichtung dieser Technik bietet eine Grundlage für in Vivo teilweise Leber Engineering bei Ratten, einschließlich Decellularization und Recellularization.

Zwölf Männer (im Alter von 12 - 13 Wochen) Lewis-Ratten wurden verwendet, um die Auswirkungen der selektiven Leber Lappen Perfusion zu bewerten. Der Versuch wurde durchgeführt in vier Gruppen (n = 3 Ratten pro Gruppe). Mit verschiedenen Perfusion Perioden von 20 Minuten, erreicht 2 Stunden, 3 Stunden und 4 Stunden, nach den oben beschriebenen Schritten wir erfolgreich in Vivo einzelne Lappen Perfusion.
<str...

Wir etablieren eine neuartige Operationstechnik für ein Modell in Vivo einzelne Leber Lappen Perfusion in der Ratte als Voraussetzung für das weitere Studium in Vivo teilweise Leber engineering in der Zukunft.

Eine neuartige Operationstechnik als Grundlage für In Vivo teilweise Leber Engineering in der Ratte

Organ engineering is a novel strategy to generate liver organ substitutes that can potentially be used in transplantation. Recently, in vivo liver ...

In den letzten Jahren ist die Lebertechnik weltweit zu einem heißen Thema geworden, da sie das Potenzial hat, transplantierbare Lebertransplantate zu erzeugen. Doch die lebensfähige Langzeitfunktion und die Transplantation von technischen Organen sind immer noch eine Zukunftsvision. Kürzlich in-vivo LeberlappenFülle hat sich zu einer vielversprechenden Strategie, um Leber-Engineering zu starten.Ein großer Vorteil dieser Technik ist, dass das in-vivo wiederbevölkerte Teil-Lebergerüst skatologischen Blutüberfluss ausgesetzt. Dies versorgt das Gerüst mit der richtigen Temperatur, ausreichend Sauerstoff, Nährstoffen und Wachstumsfaktoren im Gegensatz zu Ex-vivo-Profusion mit künstlichem Kulturmedium. Ein weiterer Vorteil ist, dass die verbleibende Leber die Leberfunktion aufrechterhält und damit grundsätzlich ein langfristiges Überleben ermöglicht.Das In-vivo-Einzellappen-Profusionsmodell ist jedoch technisch anspruchsvoll und das postoperative Überleben muss noch erreicht werden. Hier werden wir ein weiteres chirurgisches Modell mit langfristigem Überleben als Grundlage für weitere In-vivo Single-Leberlappen-Engineering präsentieren. Bevor wir das chirurgische Modell demonstrieren, möchten wir eine kurze Einführung in die Anatomie der Rattenleber geben.Um unser einziges Leberlappen-Profusionsmodell zu etablieren, wählten wir den linken Seitenlappen aus. Dies ist der einzige Leberlappen mit einer ausgeprägten Gefäßversorgung und Drainage, die es ermöglicht, einen Bypass zu erstellen. Dies ist eine 3D-Rekonstruktion des Portalvenensystems in Ratten.Unser Fokus liegt hier auf der linken Portalvene, die später als Flüssigkeitseinlass dienen wird. Dies ist eine 3D-Rekonstruktion des Lebervenensystems bei Ratten. Hier liegt unser Fokus auf der linken seitlichen Lebervene, die später als Flüssigkeitsaustritt dienen wird.Diese Abbildung der Lebergefäßanatomie zeigt die vaskulären Zugangspunkte, die für das partielle Perfusionsmodell verwendet werden. Diese Animation veranschaulicht das Schema der Erzeugung des in-vivo linken lateralen Leberlappenperfusionsmodells. Um das operationschirurgische Modell zu etablieren, werden wir einen Schaltungsbypass innerhalb des linken Seitenlappens erzeugen.Zu diesem Zweck müssen wir die folgenden Gefäße blockieren, die linke Portalvene, die linke Hepatische Arterie, den linken Gallengang, die linke mediane Protalvene, die Leberarterie und den Gallengang und die linke seitliche Lebervene. Dann müssen wir die linke Portalvene mit einem 24-gage Katheter zu nulate. Anschließend wird die linke seitliche Lebervene mit einem 22-gage-Katheter konlatiert.Dann wird der Katheter in der linken Portalvene mit einer Perfusionspumpe verbunden. Trockene Gaze wird am Auslass des Katheters in der linken seitlichen Lebervene platziert, um Abfallflüssigkeit zu absorbieren. Auf diese Weise wird eine Umgehungsstraße erstellt.Dann durchlässig der linke Seitenlappen mit heparinisierter Saline bei einer Durchflussrate von 0,5 Milliliterpro Minute. Physiologische Perfusion auf den linken Seitenlappen wird nach wiederöffnen der blockierten Gefäße wiederhergestellt. Jetzt ist das chirurgische Perfusionsmodell etabliert.Alle in diesem Video gezeigten Verfahren wurden von den lokalen Behörden bewertet und genehmigt. Das Operationsfeld des Bauches wird mit drei Runden Jodtinktur, gefolgt von zwei Runden mit 70% Alkohol, desinfiziert. Sterile Gaze wird auf den Bauch gelegt, so dass nur das Operationsfeld ausgesetzt wird.An der Bauchwand der Ratte wird ein Querschnitt gemacht. Eine 4-0 Prolen-Nähte wird verwendet, um den xiphoiden Prozess zu fixieren und ziehen Sie es in Richtung des Kopfes. Beide Seiten der oberen Bauchwände werden mit zwei Subcoastal-Haken eingezogen, um die volle Exposition des Organs zu erreichen.Dann können wir die Leberlappen sehen. Hier ist der linke Seitenlappen, der für die selektive Perfusion verwendet wird. Wir bedecken das Zwölffingerdarm und den Dünndarm in der Bauchhöhle mit befeuchteter Gaze bis zur eiförmigen Trockenheit.Wir entlarven das Hilum der Leber, indem wir die medianen Lappen mit befeuchteter Gaze hochheben. Die Ratte wird unter ein steriles Mikroskop gestellt. Wir sezieren die linke Portalader.Wir ligaten dann die linke Protalvene mit einer 6-0 Seidennaht. Die linke Hederarterie, der linke Gallengang sowie die linke Medianportalvene, die linke Medianarterie und der linke Mediangallengang sind mit Mikroklemmen blockiert. Wir blockieren die linke seitliche Lebervene mit Mikroklemmen an der Basis des linken Seitenlappens.Um den Flüssigkeitseinlass zu erzeugen, wird der Stamm der Portalvene mit einem 24-gage-Nadel-Wohnkatheter durchbohrt. Aber der Katheter wird nicht eingesetzt. Wir entfernen dann die Nadel aus dem Katheter und schließen den Katheter an eine Perfusionspumpe an.Um Luft aus dem Rohr und dem Katheter zu vertreiben, durchdringen wir eine Minute lang mit heparinisierter Saline. Wir schalten dann die Pumpe aus. Als nächstes wird der nadelfreie Katheter, der nun mit der Perfusionspumpe verbunden ist, in die linke Portalvene eingeführt.Auf diese Weise minimieren wir Manipulationen des kanülierten Gefäßes. Hier ist eine exponierte Region der linken seitlichen Lebervene, die wir in ähnlicher Weise kanülieren werden. Zuerst schaffen wir ein Drainageloch in der linken seitlichen Lebervene, indem wir es mit einem 22 gage oder 24 gage nadel wohnkatheter punktieren.Wir empfehlen, dass Katheter etwas kleiner als das Gefäß ist. Wir beginnen dann, den linken Seitenlappen mit heparinisierter Saline mit einer Durchflussrate von 0,5 Millilitern pro Minute zu durchdringen. Die ausfließende Abfallflüssigkeit wird mit Gaze absorbiert.Um die intraabdominale Kontamination mit Abfallflüssigkeit zu minimieren, setzen wir den nadelfreien Katheter wieder in die linke seitliche Lebervene ein. So dient die kanülierte linke seitliche Lebervene als Flüssigkeitsauslass. Wir durchdringen weiterhin den linken Seitenlappen mit heparinisierter Saline.Blutige Flüssigkeit kann aus dem Auslass tropft gesehen werden. Der Pfeil zeigt an, dass der linke Seitenlappen während der Perfusion mit heparinisierter Saline gelb wurde. Am Ende der Perfusion werden die Katheter aus den Gefäßen entnommen.Die Drainageöffnung an der linken seitlichen Lebervene wird mit einer einzigen 11-0 Pollumit-Naht geschlossen. Die Einlassöffnung auf der linken Portalader wird ebenfalls mit einer 11-0 Pollumit-Nähte geschlossen. Die Rückfusion beginnt mit dem Rückfluss aus der suprahepatischen Venenhöhle nach dem Entfernen der Klemme an der linken seitlichen Lebervene.Die physiologische Perfusion wird nach dem Entfernen der Klemme aus der linken Leberarterie und dem Gallengang sowie den linken medianen Gefäßstrukturen weiter hergestellt. Die vollständige Reperfusion wird nach dem erneuten Öffnen der linken Portalvene erreicht, wie durch eine Farbänderung in Dunkelrot angezeigt. Perfusion des linken späteren Lappens.Der weiße Pfeil in diesem Bild zeigt an, dass der Zielleberlappen tatsächlich selektiv durchdrung war. Hier zeigen die weißen Pfeile, dass die verbleibenden Lappen, die etwa 70% der Leber ausmachen, während des gesamten Verfahrens physiologische Perfusion beibehalten haben. Durchblutung des linken Seitenlappens.Hier zeigt der rote Pfeil an, dass der linke Seitenlappen nach dem Wiederöffnen der blockierten Gefäße physiologisch wieder durchlässig ist. Der blaue Pfeil zeigt, dass der linke Medianlappen Ischämie erlitten hat. Der selektiv durchfundierte linke Seitenlappen wurde histologisch mit H E-Färbung untersucht.Abbildung A zeigt, dass im durchfundierten linken Seitenlappen keine Blutkörperchen im Zweig der Portalvene und den Sinusoiden nachweisbar sind. Wie erwartet sind rote Zellen im Zweig der Leberarterie sichtbar. In Abbildung B dient der minderwertige Caudatelappen als Kontrolle.Blutzellen sind deutlich sichtbar und die Zweige der Protalvene und der Leberarterie sowie die Sinusoiden. Abbildung C zeigt, dass im durchgelüften linken Seitenlappen keine Blutkörperchen in der zentralen Vene sichtbar sind. Im Gegensatz dazu zeigt Abbildung D, dass in der Kontrolle minderwertige Caudate-Lappen-Blutzellen in der zentralen Vene sichtbar sind.Wir erreichten eine 100%ige Überlebensrate von einer Woche in 12 aufeinanderfolgenden Eingriffen. Wir verglichen unser In-vivo-Leberlappen-Perfusionsmodell mit dem Modell von Pan und Kollegen. Die Hauptunterschiede in der Methodik und den Ergebnissen zwischen Pan und unserer Gruppe sind: Sie wählten den rechten unterlegenen Lappen, während wir den linken Seitenlappen als Zielleberlappen wählten; sie blockierten Vena cava und Hauptportalvene, die zu Portal-Hypertonie führte.Im Gegensatz dazu hielten wir Portal-Perfusion von 70% der Leber;sie opferten die Ratten interoperativ, während unsere einwöchige Überlebensrate 100% ist Die Vorteile unseres neuartigen chirurgischen Modells sind: dass es technisch anspruchsvoll, aber machbar ist; und dass es gut vertragen wird, wie die 100%-Überlebensrate zeigt. Eine Einschränkung ist jedoch, dass der linke Medianlappen aufgrund der Blockade der Portalvene an Ischämie leidet. Mögliche Anwendungen unserer Technik sind:das kann für die In-vivo-Teilorganbehandlung durch Perfusion mit Medikamenten, in-vivo partielle Organdezellularisierung als chemische Resektion, in-vivo Zellkultursystem im Vergleich zu ex-vivo und In-vivo-Lebertechnik verwendet werden.

a-novel-surgical-technique-as-foundation-for-vivo-partial-liver

Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Wir präsentieren einen einfach zu etablieren Revision der klassischen Zwei-Manschette Technik zur orthotopen Lebertransplantation in der Ratte.

Lebertransplantation bei der Ratte

Lebertransplantation bei Ratten ist ein unverzichtbares experimentelles Modell für die biomedizinische Forschung. Hier präsentieren wir unsere chirurgischen Verfahren zur orthotopen Ratten Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion mit 50% partielle Transplantat.

Chirurgische Verfahren für eine Ratte Modell Teilweise Lebertransplantation mit arteriellen Rekonstruktion

Wir beschreiben das Design des "Quick-Linker" Gerät zur leichteren orthotopen Lebertransplantation Ratte.

Fertigung von Geräten und Instrumenten für eine einfachere Rat Liver Transplantation

Ein einzigartige Rattenleber hilar Clamp-Modell wurde für die Untersuchung der Auswirkungen von pharmakologischen Molekülen in Lindern Ischämie-Reperfusionsschaden entwickelt. Dieses Modell beinhaltet direkte Kanülierung der Portal Versorgung des ischämischen Lebersegment über einen Zweig des Pfortader, was eine direkte hepatische Lieferung.

Methode der direkten segmentale Intra-Leber-Lieferung Mit einer Rattenleber Hilar Clamp Modell

Wir haben ein Protokoll für die Durchführung von teilweise Hepatektomie (PHx) und Zelltransplantation über Milz in NOD beschrieben. SCID (NICKEN. CB17-Prkdcscidj) Mäuse. In diesem Protokoll wird ein Einschnitt gemacht, zu entlarven und den linken Leberlappen folgte ein weiterer Einschnitt für die intrasplenic Transplantation von Zellen zu resezieren.

Intrasplenic Transplantation von Leberzellen nach teilweiser Hepatektomie in NOD. SCID-Mäuse

Hier ist ein Protokoll mit neu arterialized Ratte teilweise Lebertransplantation vorgestellt. Insbesondere war 70 % Leber resezierten in Vivo durch eine aktualisierte Technik des Schiffes-orientierte Hepatektomie. Die leberarterie wurde in einer End-to-Side Weise rekonstruiert. Die Manschette Technik wurde modifiziert, um die Anastomose Infrahepatic Vena Cava verkürzen.

Re Arterialized Ratte teilweise Leber Transplantation mit einem in Vivo Schiff-orientierte 70 % Hepatektomie

Die Rekonstruktion der Suprahepatic Vena Cava (SHVC) bleibt ein schwieriger Schritt in der Ratte orthotopen Leber Transplantation. In diesem Artikel zeigen wir Schritt für Schritt-Protokoll für den Wiederaufbau der SHVC bei Ratten mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik.

Einem Rattenmodell der orthotopen Lebertransplantation mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik für Suprahepatic Vena Cava Wiederaufbau

Hier präsentieren wir eine neue Methode zur teilweisen Resektion des linken hepatischen Lappens bei Neugeborenen (Tag 0) Mäusen. Dieses neue Protokoll eignet sich für akute Leberschädigung und Verletzungen Reaktion in der neonatalen Einstellung zu studieren.

Partielle Lobuläres Hepatektomie: Chirurgische Modell für morphologische Leberregeneration

Hier beschreiben wir eine Plattform, die die nicht-invasive In-vivo-Bildgebung von Lebersphäroiden ermöglicht, die in die vordere Kammer des Mausauges transplantiert wurden. Der Arbeitsablauf reicht von der Erzeugung von Sphäroiden aus primären Leberzellen über die Transplantation in das Mausauge bis hin zur In-vivo-Bildgebung mit zellulärer Auflösung durch konfokale Mikroskopie.

In-vivo-Bildgebung von Lebersphäroiden, die in die vordere Kammer des Mausauges transplantiert wurden

Das hier beschriebene heterotope Hilfslebertransplantationsprotokoll der Ratte bietet ein praktisches Untersuchungswerkzeug zur Erforschung der Mechanismen der Abstoßung von Lebertransplantaten. Dieses Modell trägt dazu bei, die chirurgischen Hürden und den Stress der orthotopen Lebertransplantation bei Ratten zu verringern.

Heterotopes Hilfstransplantationsmodell für die ganze Leber von Ratten unter Verwendung einer Hepaticoureterostomie für Studien zur Abstoßung von Allotransplantaten

Lernen Sie eine neuartige chirurgische Technik zur in vivo Perfusion einzelner Leberlappen bei Ratten. Diese Methode ermöglicht Langzeitüberleben und bildet die Grundlage für zukünftige Forschungen zur partiellen Leberregeneration.

Eine neuartige Operationstechnik als Grundlage für In Vivo teilweise Leber Engineering in der Ratte

Weitere Videos entdecken