Name: Spritze-injizierbaren Mesh Elektronik für stabile chronische Nagetier Elektrophysiologie (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-21T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 58 s
Description: Erfahren Sie die Herstellung und Injektion von Mesh-Elektronik für stabile Langzeit-Elektrophysiologie im Mäusegehirn. Diese Methode ermöglicht nahtlose neuronale Integration ohne chronische Immunantwort.

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C.M.L. räumt Unterstützung dieser Arbeit durch die Air Force Office of Scientific Research (FA9550-14-1-0136), Harvard University Physik und Engineering Accelerator Award und eine nationale Institute der Gesundheit Direktor Pioneer Award ( 1DP1EB025835-01). T.G.S räumt Unterstützung durch das Department of Defense (DoD) durch das National Defense Science & Engineering Graduate Fellowship (NDSEG) Programm. G.h. entnimmt Gemeinschaft Unterstützung aus der American Heart Association (16POST27250219) und der Weg zur Unabhängigkeit Award (übergeordnete K99/R00) das National Institute on Aging von den National Institutes of Health. Diese Arbeit wurde teilweise an der Harvard University Center für Nanoscale Systems (ZNS), ein Mitglied von der nationalen Nanotechnologie abgestimmte Infrastruktur Netzwerk (NNCI), durchgeführt, der von der National Science Foundation unter NSF ECCS Award Nr. unterstützt wird 1541959.

<ol><li>Lopes da Silva, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((EEG+and+MEG%3A+relevance+to+neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">EEG and MEG: relevance to neuroscience.</a> Neuron. 80 (5), 1112-1128 (2013).</li>
<li>Logothetis, N. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+we+can+do+and+what+we+cannot+do+with+fMRI%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">What we can do and what we cannot do with fMRI.</a> Nature. 453 (7197), 869-878 (2008).</li>
<li>Seymour, J. P., Wu, F., Wise, K. D., Yoon, E. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/articles/micronano201666">State-of-the-art MEMS and microsystem tools for brain research.</a> Microsystems & Nanoengineering. 3, 16066(2017).</li>
<li>Buzsaki, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBuzsaki%2C+G+%22Rhythms+of+the+Brain%22">Rhythms of the Brain</a>. , Oxford University Press. (2006).</li>
<li>Khodagholy, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NeuroGrid%3A+recording+action+potentials+from+the+surface+of+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">NeuroGrid: recording action potentials from the surface of the brain.</a> Nature Neuroscience. , (2014).</li>
<li>Hamel, E. J., Grewe, B. F., Parker, J. G., Schnitzer, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+level+brain+imaging+in+behaving+mammals%3A+an+engineering+approach%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Cellular level brain imaging in behaving mammals: an engineering approach.</a> Neuron. 86 (1), 140-159 (2015).</li>
<li>Jun, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fully+integrated+silicon+probes+for+high-density+recording+of+neural+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Fully integrated silicon probes for high-density recording of neural activity.</a> Nature. 551 (7679), 232-236 (2017).</li>
<li>Berenyi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale%2C+high-density+%28up+to+512+channels%29+recording+of+local+circuits+in+behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Large-scale, high-density (up to 512 channels) recording of local circuits in behaving animals.</a> Journal of Neurophysiology. 111 (5), 1132-1149 (2014).</li>
<li>Scholvin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Close-Packed+Silicon+Microelectrodes+for+Scalable+Spatially+Oversampled+Neural+Recording%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Close-Packed Silicon Microelectrodes for Scalable Spatially Oversampled Neural Recording.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 63 (1), 120-130 (2016).</li>
<li>Schiller, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Central+Visual+System%5BTitle%5D)+AND+%22Vision+Research%22%5BJournal%5D)">The Central Visual System.</a> Vision Research. 26 (9), 1351-1386 (1986).</li>
<li>Benabid, A. L., Chabardes, S., Mitrofanis, J., Pollak, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep+brain+stimulation+of+the+subthalamic+nucleus+for+the+treatment+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22The+Lancet+Neurology%22%5BJournal%5D)">Deep brain stimulation of the subthalamic nucleus for the treatment of Parkinson's disease.</a> The Lancet Neurology. 8 (1), 67-81 (2009).</li>
<li>Hochberg, L. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reach+and+grasp+by+people+with+tetraplegia+using+a+neurally+controlled+robotic+arm%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Reach and grasp by people with tetraplegia using a neurally controlled robotic arm.</a> Nature. 485 (7398), 372-375 (2012).</li>
<li>Lebedev, M. A., Nicolelis, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain-Machine+Interfaces%3A+From+Basic+Science+to+Neuroprostheses+and+Neurorehabilitation%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Brain-Machine Interfaces: From Basic Science to Neuroprostheses and Neurorehabilitation.</a> Physiological Reviews. 97 (2), 767-837 (2017).</li>
<li>Polikov, V. S., Tresco, P. A., Reichert, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+brain+tissue+to+chronically+implanted+neural+electrodes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Response of brain tissue to chronically implanted neural electrodes.</a> Journal of Neuroscience Methods. 148 (1), 1-18 (2005).</li>
<li>Perge, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-day+signal+instabilities+affect+decoding+performance+in+an+intracortical+neural+interface+system%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">Intra-day signal instabilities affect decoding performance in an intracortical neural interface system.</a> Journal of Neural Engineering. 10 (3), 036004(2013).</li>
<li>Hong, G., Yang, X., Zhou, T., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesh+electronics%3A+a+new+paradigm+for+tissue-like+brain+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Mesh electronics: a new paradigm for tissue-like brain probes.</a> Current Opinion in Neurobiology. 50, 33-41 (2017).</li>
<li>Dai, X., Hong, G., Gao, T., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesh+Nanoelectronics%3A+Seamless+Integration+of+Electronics+with+Tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Accounts+of+Chemical+Research%22%5BJournal%5D)">Mesh Nanoelectronics: Seamless Integration of Electronics with Tissues.</a> Accounts of Chemical Research. 51 (2), 309-318 (2018).</li>
<li>Feiner, R., Dvir, T. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/articles/natrevmats201776">Tissue-electronics interfaces: from implantable devices to engineered tissues.</a> Nature Reviews Materials. 3 (1), 17076(2017).</li>
<li>Kandel, E. R., Schwartz, J. H., Jessell, T. M., Siegelbaum, S. A., Hudspeth, A. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKandel%2C+ER+%22Principles+of+Neural+Science%22">Principles of Neural Science</a>. , McFraw-Hill. (2013).</li>
<li>Rousche, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flexible+polyimide-based+intracortical+electrode+arrays+with+bioactive+capability%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Flexible polyimide-based intracortical electrode arrays with bioactive capability.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 48 (3), 361-371 (2001).</li>
<li>Liu, J., et al. <a target="_blank" href="https://www.nature.com/articles/nnano.2015.115">Syringe-injectable electronics.</a> Nature Nanotechnology. 10 (7), 629-636 (2015).</li>
<li>Kasthuri, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Saturated+Reconstruction+of+a+Volume+of+Neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Saturated Reconstruction of a Volume of Neocortex.</a> Cell. 162 (3), 648-661 (2015).</li>
<li>Saxena, T., Bellamkonda, R. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sensor+web+for+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Materials%22%5BJournal%5D)">A sensor web for neurons.</a> Nature Materials. 14, 1190-1191 (2015).</li>
<li>Xie, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+macroporous+nanoelectronic+networks+as+minimally+invasive+brain+probes%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Materials%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional macroporous nanoelectronic networks as minimally invasive brain probes.</a> Nature Materials. 14 (12), 1286-1292 (2015).</li>
<li>Hong, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Syringe+Injectable+Electronics%3A+Precise+Targeted+Delivery+with+Quantitative+Input%2FOutput+Connectivity%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Syringe Injectable Electronics: Precise Targeted Delivery with Quantitative Input/Output Connectivity.</a> Nano Letters. 15 (10), 6979-6984 (2015).</li>
<li>Zhou, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Syringe-injectable+mesh+electronics+integrate+seamlessly+with+minimal+chronic+immune+response+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Syringe-injectable mesh electronics integrate seamlessly with minimal chronic immune response in the brain.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (23), 5894-5899 (2017).</li>
<li>Fu, T. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stable+long-term+chronic+brain+mapping+at+the+single-neuron+level%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Stable long-term chronic brain mapping at the single-neuron level.</a> Nature Methods. 13 (10), 875-882 (2016).</li>
<li>Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+scalable+multichannel+mesh+electronics+for+stable+chronic+brain+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), E10046-E10055 (2017).</li>
<li>Schuhmann, T. G. Jr, Yao, J., Hong, G., Fu, T. M., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Syringe-Injectable+Electronics+with+a+Plug-and-Play+Input%2FOutput+Interface%5BTitle%5D)+AND+%22Nano+Letters%22%5BJournal%5D)">Syringe-Injectable Electronics with a Plug-and-Play Input/Output Interface.</a> Nano Letters. 17 (9), 5836-5842 (2017).</li>
<li>Geiger, B. M., Frank, L. E., Caldera-Siu, A. D., Pothos, E. N. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3233859/">Survivable stereotaxic surgery in rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (20), (2008).</li>
<li>Kirby, E. D., Jensen, K., Goosens, K. A., Kaufer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stereotaxic+surgery+for+excitotoxic+lesion+of+specific+brain+areas+in+the+adult+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Stereotaxic surgery for excitotoxic lesion of specific brain areas in the adult rat.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e4079(2012).</li>
<li>Gage, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+implantation+of+chronic+neural+electrodes+for+recording+single+unit+activity+and+electrocorticographic+signals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Surgical implantation of chronic neural electrodes for recording single unit activity and electrocorticographic signals.</a> Journal of Visualized Experiments. (60), (2012).</li>
<li>JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Rodent Handling and Restraint Techniques. , Journal of Visualized Experiments. Cambridge, MA. Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.jove.com/science-education/10221/rodent-handling-and-restraint-techniques">https://www.jove.com/science-education/10221/rodent-handling-and-restraint-techniques</a> (2018).</li>
<li>Evilsizor, M. N., Ray-Jones, H. F., Lifshitz, J., Ziebell, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primer+for+immunohistochemistry+on+cryosectioned+rat+brain+tissue%3A+example+staining+for+microglia+and+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Primer for immunohistochemistry on cryosectioned rat brain tissue: example staining for microglia and neurons.</a> Journal of Visualized Experiments. 10 (99), e52293(2015).</li>
<li>Sodagar, A. M., Perlin, G. E., Yao, Y., Najafi, K., Wise, K. D. <a target="_blank" href="https://ieeexplore.ieee.org/document/5226763/">An Implantable 64-Channel Wireless Microsystem for Single-Unit Neural Recording.</a> IEEE Journal of Solid-State Circuits. 44 (9), 2591-2604 (2009).</li>
<li>Wentz, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+wirelessly+powered+and+controlled+device+for+optical+neural+control+of+freely-behaving+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">A wirelessly powered and controlled device for optical neural control of freely-behaving animals.</a> Journal of Neural Engineering. 8 (4), 046021(2011).</li>
<li>Harrison, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+neural+recording+with+single+low-power+integrated+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Neural+Systems+and+Rehabilitation+Engineering%22%5BJournal%5D)">Wireless neural recording with single low-power integrated circuit.</a> IEEE Transactions on Neural Systems and Rehabilitation Engineering. 17 (4), 322-329 (2009).</li>
<li>Landa, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+injectable+alginate+implant+on+cardiac+remodeling+and+function+after+recent+and+old+infarcts+in+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Effect of injectable alginate implant on cardiac remodeling and function after recent and old infarcts in rat.</a> Circulation. 117 (11), 1388-1396 (2008).</li>
<li>Griffin, D. R., Weaver, W. M., Scumpia, P. O., Di Carlo, D., Segura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accelerated+wound+healing+by+injectable+microporous+gel+scaffolds+assembled+from+annealed+building+blocks%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Materials%22%5BJournal%5D)">Accelerated wound healing by injectable microporous gel scaffolds assembled from annealed building blocks.</a> Nature Materials. 14 (7), 737-744 (2015).</li>
<li>Zhang, A., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nano-Bioelectronics%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+Reviews%22%5BJournal%5D)">Nano-Bioelectronics.</a> Chemical Reviews. 116 (1), 215-257 (2016).</li>
<li>Zhou, W., Dai, X., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advances+in+nanowire+bioelectronics%5BTitle%5D)+AND+%22Reports+on+Progress+in+Physics%22%5BJournal%5D)">Advances in nanowire bioelectronics.</a> Reports on Progress in Physics. 80 (1), 016701(2017).</li>
<li>Dai, X., Zhou, W., Gao, T., Liu, J., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+mapping+and+regulation+of+action+potential+propagation+in+nanoelectronics-innervated+tissues%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional mapping and regulation of action potential propagation in nanoelectronics-innervated tissues.</a> Nature Nanotechnology. 11 (9), 776-782 (2016).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Alle Schritte in der Herstellung und der Einsatz von Mesh-Elektronik sind wichtig, aber ein paar sind besonders kritisch. Vor der Freigabe der Netz-Elektronik aus ihren Wafer, unbedingt oxidieren die Oberfläche um die Gitter leicht ausgesetzt in wässriger Lösung (Schritt 1.6.1) zu machen. Wenn dieser Schritt übersprungen, die Netze in der Regel auf der Oberfläche des Wassers Schwimmen, so dass sie schwer in die Nadeln zu laden, wenn sie geladen werden können, sie oft an den Seiten des Glas-Nadeln bleiben erfordern große Mengen (> 100 µL) für die Injektion. Nichtbeachtung die Oberfläche oxidieren vor Release, daher in der Regel bedeutet, dass die Maschen nicht verwendet werden können und die Herstellung muss von Anfang an erneut durchgeführt. Ein weiterer wichtiger Schritt ist die Netz-Elektronik biegen "Stamm", ~ 90° während das i/o Schnittstellen (Schritt 4.3). Wenn der Winkel kleiner als 90° ist, dann passt alle 32 I/O Pads in den ZIF-Anschluss nicht; Einige haben Ende erlauben das Einfügen, Verringerung der Zahl der angeschlossenen Elektroden abgeschnitten werden. Der Prozess muss auch sanft erfolgen, um die Stängel brechen zu verhindern.
Das Design des Netzes Elektronik kann für verschiedene Anwendungen angepasst werden, durch Ändern der Fotomasken und der gleichen Fertigung Verfahren in Abbildung 2dargestellt. Z. B. während die Netz-Elektronik-Sonden verwendet, um den Datensatz in Abbildung 9 32 Aufnahme Elektroden die Maus Hippocampus und primären somatosensorischen Cortex span haben sollen, kann die Platzierung der Elektrode innerhalb der ultraflexible Netz sein zu nahezu jedem Gehirn Region(en) gezielt ausgewählt können, oder größere Elektroden zur Stimulation eingebaute27. Das gleiche grundlegende Netz-Struktur und Herstellung-Verfahren werden beibehalten, aber die Platzierung der Elektrode und das Design werden angepasst, um den Bedürfnissen der Studie. Ermittler sollten vorsichtig, aber, und immer testen, ob die geänderte Designs leicht durch die beabsichtigte Nadeln injiziert werden können. Kleine Veränderungen an der Biegung Mechanik der Netz-Elektronik können erhebliche Auswirkungen auf die Injectability haben. Ein Beispiel dafür ist, dass ein Winkel von 45° zwischen Quer- und längs-SU-8-Bänder ergibt eine Netz-Elektronik-Sonde, die facilely eingespritzt werden kann aber ein 90° Winkel ergibt sich eine, zerknüllt und clogs Nadeln21.
Messung der Impedanz der Aufnahme Elektroden ist hilfreich für die Problembehandlung. Eine 20 µm Durchmesser kreisförmige Pt-Elektrode sollte eine Impedanz-Helligkeit in der Nähe von 1 MΩ, wenn bei einer Frequenz von 1 kHz in Vivo oder in 1 x PBS29gemessen haben. Eine Impedanz deutlich größer als das impliziert, dass die Elektrode nicht ausgesetzt, wie geschehen kann, wenn es mit Fotolack Rückständen kontaminiert ist, oder nicht elektrisch verbunden. Letzteres kann auftreten, zum Beispiel gibt es Staub auf der Foto-Maske während PL, die Ergebnisse in eine Trennung in der Au verbindet, ob eines der Gitter I/O Pads nicht durch das ZIF-Anschluss-Pins während I/O Schnittstellen kontaktiert wird. Eine Impedanz Helligkeit etwa die Hälfte der erwartete Wert legt nahe, dass der Kanal auf die angrenzenden, erstellen eine Schaltung von zwei Elektroden Impedanzen parallel zueinander kurzgeschlossen werden kann. Die gemessenen Impedanzwerte handeln als Leitfaden bei der Fehlersuche; in Kombination mit optischen Mikroskopie der Netz-Elektronik-Sonden, die Ursache des Problems kann in der Regel identifiziert und korrigiert werden entsprechend in der nächsten Fertigung laufen oder I/O Schnittstellen Versuch.
Der Einsatz von Spritze injizierbaren Netz Elektronik für akute Studien beschränkt sich insofern Monoblock-spiking Aktivität in der Regel nicht bis 1 Woche Post Injektion27 beobachtet ist, obwohl neuere Arbeiten (unveröffentlicht) zeigt, dass dieses Problem leicht überwinden ist. Wichtige Determinanten der Zeitaufwand zu sehen, Spick Aktivität sind die Maschen zu entwerfen, das Volumen der Flüssigkeit im Gehirn sowie Netz-Elektronik und der Durchmesser des verwendeten zur Injektion Nadel injiziert, wie diese der Gewebeschädigung während beeinflussen die Injektion und die Rate der Heilung. Große Einspritzmengen sein erforderlich, wenn die Netz-Elektronik nicht mit Sauerstoffplasma vor der Veröffentlichung in Ni Ätzmittel behandelt werden; Das heißt, wenn das Netz nicht hydrophil ist, kann es die glasnadel einhalten. Gelegentlich müssen die Maschen Mängel, die auf Biegung Mechanik die sie injizieren erschweren führen. Während des Ladens der Netz-Elektronik ist es wichtig zu überprüfen, dass Netze einfach und reibungslos in die Nadel bewegen (siehe ergänzende Video 1). Wenn dies nicht der Fall ist, sollte eine anderes Netz elektronische Sonde verwendet werden. Beste Ergebnisse für nahtlose neuronale Schnittstellen werden mit der ideale Einspritzmengen von 10 – 50 µL pro 4 mm der injizierten Maschenlänge erreicht werden. Neuere Ergebnisse mit feineren Netz Elektronik Sonden injiziert und/oder kleinere Durchmesser Kapillare Nadeln (so klein wie 150 µm Innendurchmesser, Außendurchmesser der 250 µm) zeigen, dass diese Einheit Spick von kurz nach der Injektion (akute Messungen) beobachtet werden können durch längere Zeiten. Maske-Design-Dateien für diese feineren Netz-Strukturen stehen auf Wunsch oder aus der Ressource-Website meshelectronics.org. Wir schätzen die Gesamtausbeute von unserer in-Vivo Netz Injektionsverfahren mit 400 µm Innendurchmesser (Außendurchmesser 650 µm) Nadeln bei etwa 70 %, obwohl die Ausbeute näher an 80-90 % für unsere neueren Arbeiten mit 150 µm Innendurchmesser (250 µm Außendurchmesser ) Nadeln. Die häufigsten Gründe für das Scheitern sind (1), dass das Netz injizieren nicht reibungslos, wodurch Hirnödem von unerwartet große Einspritzmengen in das Gehirn, (2) Netz Bruch während der manuellen Bearbeitung benötigt die i/o-Anbindung Verfahren und (3) Blutungen aus Beschädigung ein Blutgefäß während der Injektion. Ein Blutgefäß zu beschädigen, während der Einspritzung ist selten (die Ursache von weniger als 10 % der Ausfälle) und konnte reduziert werden weitere mithilfe von Image-guided-Surgery. Wir stellen auch fest, dass Schäden der Blutgefäße eine gemeinsame Einschränkung für alle Verfahren, die Durchdringung des Hirngewebes, einschließlich Injektion von viralen Partikel zur Transfektion, Implantation von starren Gehirn Sonden und Injektion von der Netz-Elektronik ist.
Mesh Elektronik Sonden sind stabil aus erfassen und verfolgen die gleichen einzelnen Neuronen auf mindestens Monate, Jahr Fristen und fast keine chronischen Immunantwort hervorrufen, wie in Abbildung 9 und Abbildung 10, bzw. demonstriert. Dies bietet erhebliche Vorteile im Vergleich zur Konvention Tiefe Elektroden, die häufig Leiden verringern Spike Amplituden, instabilen Signale und chronischen Entzündungen im Laufe des langfristigen Aufnahme Experimente14, 15. Darüber hinaus die Netz-Elektronik haben den Vorteil, dass sie in das Gewebe Links können während der histologischen Schnitt, Färbung, und bildgebende Verfahren, im Gegensatz zu herkömmlichen Sonden, die sind zu starr und müssen daher vor der Histologie entfernt werden Analysen. Daher erlauben Netz Elektronik für die einzigartige Fähigkeit, immunhistochemische Analyse verwenden, um die zelluläre Umgebung jeder Aufnahme Standort genau zu studieren.
Das Protokoll präsentiert hier öffnet-Up aufregende neue Möglichkeiten in den Neurowissenschaften. Die minimal-invasive Methode und nahtlose Integration von Netz-Elektronik mit Hirngewebe minimiert Unterbrechungen für neuronale Schaltkreise und vermeidet chronische Immunantwort, die meisten Arten von chronischen neuronalen Aufnahme Experimente profitieren könnten. Die Fähigkeit des Netzes Elektronik zu erfassen und verfolgen die gleichen einzelnen Neuronen für längere Zeit besonders von Interesse für die Ermittler wollen Millisekunde-Skala spiking Aktivität korrelieren mit Monat-Jahr-langen Prozessen wie Alterung, werden die Pathogenese der Erkrankung des Gehirns oder Gehirn Entwicklung16,18. Darüber hinaus gibt es erhebliche Möglichkeiten zu erweitern und passen Sie dieses Protokoll, z. B. die PCB Kopf-Bühne zu implementieren Funktionen wie digitale Multiplexen8,35, aktive Elektronik hinzugefügt wireless Kommunikation35,36,37und Signalverarbeitung35, Co Injektion von Stammzellen oder Polymere mit der Netz-Elektronik in Tissue Regeneration18,38Hilfe, 39und Einbeziehung Nanodraht – Feldeffekt-Transistoren (NW-FETs) in mesh Elektronik für stark lokalisiert und multifunktionale Gehirn Sonden24,29,40,41 ,42.

Die Entwicklung von Werkzeugen in der Lage, die Kartierung des Gehirns mit Single-Neuron Auflösung ist von zentraler Bedeutung für Neurowissenschaft und Neurologie. Nicht-invasive Technologien für neuronale Studien z. B. Elektroenzephalographie (EEG) Magnetoenzephalographie (MEG) und funktionelle Kernspintomographie (fMRI) haben für die Korrelation der Hirnaktivität mit Verhalten im Menschen1bewährt, 2, aber sie ermangeln die räumlich-zeitliche Auflösung erforderlich für die Untersuchung der Struktur und Dynamik von neuronalen Netzen in ihren grundlegenden Mikrometer und Millisekunde skaliert bzw.3,4. Bestimmte Electrocorticography (ECoG) Sonden und optische bildgebende Verfahren, die Spannung-empfindlichen Farbstoffen gelungen Aufnahme Monoblock-spiking Aktivität in Vivo5,6, doch sie gelten in der Regel nur in der Nähe der Gehirn-Oberfläche, Begrenzung der Anwendbarkeit auf Studien von flachen Hirnregionen. Im Gegensatz dazu können implantierbare elektrische Sonden Messen Single Neuron Elektrophysiologie im frei beweglichen Tieren aus nahezu jeder Region des Gehirns ohne die Notwendigkeit einer fluoreszierenden Etikettieren, macht sie unverzichtbar auf Systemebene Neurowissenschaften, vor allem als Microfabrication Techniken aus der Halbleiterindustrie geschoben haben zählt Kanal in die Hunderte und Tausende3,7,8,9. Aufgrund dieser Funktionen haben implantierbare elektrische Sonden viele wichtige Beiträge geleistet, Neurowissenschaften und Neurologie, einschließlich grundlegende Untersuchungen der Informationsverarbeitung in das visuelle System10, die Behandlung von neurologischen Erkrankungen wie der Parkinson-Krankheit11und die Demonstration von Gehirn-Maschine-Schnittstellen (BMIs) für fortgeschrittene Prothetik12,13.
Jedoch hat langfristige Instabilität manifestiert sich vermindernden Spike Amplituden und instabilen Signale auf Zeitskalen von Wochen bis Monaten14,15 die Anwendbarkeit der implantierbaren Sonden zur Erforschung der relativ kurzfristigen begrenzt. Phänomene, Fragen zu verlassen, wie z. B. Hirnalterung und Entwicklung weitgehend unbeantwortet. Die Einschränkungen in langfristige Instabilität resultieren aus einem Missverhältnis zwischen herkömmlichen Sonden und Hirngewebe in Größe, Mechanik und Topologie14,15,16,17,18. In Bezug auf Größe, während neuronalen Synapsen und Somata etwa zehn Nanometern bis zu zehn Mikrometer im Durchmesser19, bzw. traditionellen Sonden sind oft deutlich größer, bei Silizium Mikroelektrode Arrays > 4 mal die Größe eines einzelnen Neurons Zellkörper7,8. Die relativ große Größe der diese Sonden zur Beeinträchtigung der natürlichen Struktur und Vernetzung von dichten Nervengewebe, damit einen Beitrag zur chronischen Immunreaktion und stören die neuralen Schaltkreis untersucht. In Bezug auf die mechanischen Eigenschaften sind traditionelle Sonden erheblich stabiler als die extrem weiche Nervengewebe, in denen sie eingepflanzt werden; auch "flexible" Sonden aus 10 – 20 µm dicken Platten aus Polyimid hergestellt sind mindestens 100.000 Mal stabiler als Gehirn Gewebe20,21. Diese Diskrepanz in der Biegesteifigkeit bewirkt, dass relative scher Bewegung zwischen der Sonde und Gehirn Gewebe führt zu unzuverlässigen Monoblock-tracking bei längeren Aufnahmen und chronische Gliosis bei den Implantationsort induzieren. Schließlich schließt die topologische Struktur des konventionellen Gehirn Sonden unbedingt ein solides Volumen des Gewebes. Diese Diskrepanz in Topologie stört die Konnektivität des neuronalen Schaltkreise, schließt die natürliche dreidimensionale (3D) interpenetrated Verteilung von Neuronen, Gliazellen und Blutgefäßen im Gehirn Gewebe22und behindert 3D Transport von Signalisierung Moleküle23. Gemeinsam haben diese Unzulänglichkeiten der konventionellen Sonden sie unterschreiten die langfristige Kompatibilität für klinische Anwendungen und längs neurowissenschaftlichen Studien auf der Ebene der einzelnen Neuron gesucht gemacht.
Um diese Mängel zu überwinden, haben wir versucht, die Grenze zwischen den neuronalen und elektronischen Systemen durch die Entwicklung eines neuen Paradigmas der "Gewebe-Like" neuronale Sonden bezeichnet Netz Elektronik16,21,24zu verwischen. Netz-Elektronik befasst sich oben passende Größe, Mechanik und Topologie durch den Einbau von (1) strukturelle Merkmale der gleichen Nanometer Größe maßstabsgetreu Mikrometer von neuronalem Gewebe (2) mechanische Eigenschaften ähnlich denen von Hirngewebe und (3) ein 3D makroporöse-Topologie ist > 90 % offener Raum und beherbergt somit Durchdringung von Neuronen und Diffusion von Molekülen durch die extrazelluläre Umgebung. Netz-Elektronik-Sonden können gerade in bestimmten Gehirnregionen durch eine Spritze und Nadel, minimale akute Schäden während der Implantation auch in tiefen Regionen21,25geliefert werden. Neuronale Soma und Axone haben gezeigt, dass die offene 3D Mesh Sonde elektronikstruktur innerhalb von Wochen nach der Injektion, wodurch eine nahtlose, Gliosis-freie Schnittstelle zwischen Aufnahme Elektronik und den umliegenden Gehirn Gewebe21 durchdringen , 26 , 27. diese einzigartigen Eigenschaften ermöglichten Netz Elektronik Sonden stabil spiking Aktivität von der gleichen einzelnen Neuronen über mindestens ein Jahr Zeitskala27verfolgen. Darüber hinaus bietet die Herstellung von der Netz-Elektronik basierend auf Photolithographie (PL) hohen Skalierbarkeit der Anzahl von Elektroden, die eingebaut werden können, mit nachgewiesenen Kanal zählt bis zu 128 Elektroden pro Sonde mit einfachen Kontakt Maske Lithographie 28 und ein Plug-and-Play-Eingabe/Ausgabe (e/a) Design, die ermöglicht eine schnelle elektrische Verbindung zum peripheren Elektronik ohne Spezialausrüstung29.
Ein breites Spektrum an Studiengängen kann profitieren von Mesh-Elektronik in Messprotokolle zu integrieren. Die meisten intracortical Aufnahme Experimente könnten davon profitieren Mesh Elektronik minimalinvasive Implantationsverfahren mittels Spritze Injektion, die drastisch reduzierten Immunantwort nach der Implantation, und die Fähigkeit zu verlassen mesh-Elektronik in der Gewebe während nachfolgende Histologie und Immunostaining für die präzise Analyse der biologischen Umgebung jeder Aufnahme-Standort. Chronische Aufnahme Experimente werden vor allem die einzigartige Fähigkeit der Netz-Elektronik, große Anzahl von einzelnen Neuronen für Monate bis Jahre verfolgen Wert abgeleitet. Diese Möglichkeit schafft Chancen für Studien mit Single-Neuron-Auflösung, die zuvor nicht praktikabel, wie z. B. longitudinal Aging Studien der neuronalen Schaltkreise, Untersuchungen der entwickelnden Gehirn und Untersuchungen über die Pathogenese der waren Enzephalopathien16.
In diesem Protokoll beschreiben wir alles, was die wichtige in einem typischen Maus neuronalen Aufnahme Experiment mit Spritze-injizierbaren Netz Elektronik Schritte (siehe Abbildung 1). Beschriebenen Schritte umfassen die Herstellung von Mesh-Elektronik in eine standard-PL-basierten Prozess möglich an vielen Universitäten, laden Netz Elektronik in Kapillare Standardnadeln stereotaktischen Injektion von Mesh Elektronik in Vivo, Verbindung von der Mesh-I/O standard-Instrumentierung Schnittstellen, zurückhaltend oder frei beweglichen Aufnahmesessions und histologischen Schnitt des Gehirngewebes mit Mesh-Elektronik. Einige Forscher mit Netz Elektronik nur für Histologie Studien erfordern nicht unbedingt Elektrische Anbindung und Aufzeichnung, in welchem Fall sie diese Schritte überspringen können. Nachdem sich vertraut zu machen mit diesem Protokoll, müssen Ermittler alle notwendigen Kenntnisse zur Netz-Elektronik in ihre eigenen Experimente verwenden.

<table><tbody><tr><td>Motorisierter stereotaktischer Rahmen</td><td>World Precision Instruments</td><td>MTM-3</td><td>Für die stereotaktische Chirurgie von Mäusen</td></tr><tr><td>512-Kanal-Aufzeichnungscontroller</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td>Eine Komponente des neuronalen Aufzeichnungssystems</td></tr><tr><td>RHD2132 Verstärkerplatine</td><td>Intan Technologies</td><td>C3314</td><td>Eine Komponente des neuronalen Aufzeichnungssystems</td></tr><tr><td>RHD2000 3 Fuß ultradünnes SPI-Schnittstellenkabel</td><td>Intan Technologies</td><td>C3213</td><td>Eine Komponente des neuronalen Aufzeichnungssystems</td></tr><tr><td>Maus-Zurückhaltung</td><td>Braintree Scientific</td><td>TV-150&nbsp; STD</td><td>Standard 1,25 Zoll Innendurchmesser; wird verwendet, um die Maus bei zurückhaltenden Aufnahmesessions zu fixieren.</td></tr><tr><td>Si-Wafer</td><td>Nova Electronic Materials</td><td></td><td>3" P < 100> .001-.005 Ohm-cm 356-406 &mu; m Dicke erstklassige SSP Si-Wafer mit 2 Semi-Std. Wohnungen & 6.000 A&deg; &plusmn; 5% nasses thermisches Oxid auf beiden Seiten.</td></tr><tr><td>Fotomasken (Chrom auf Kalknatronglas)</td><td>Advance Reproductions</td><td></td><td>Advance Reproductions und andere Anbieter stellen Fotomasken aus bereitgestellten Designdateien her. Unsere Fotomasken-Designdateien sind auf Anfrage oder auf der Ressourcen-Website meshelectronics.org erhältlich. Alternativ gibt es in einigen Reinräumen der Uni Maskenschreiber für die Erstellung von Fotomasken vor Ort.</td></tr><tr><td>AutoCAD-Software</td><td>Autodesk Inc.</td><td></td><td>Design-Software zum Zeichnen von Fotomasken. Eine kostenlose Alternative ist der LayoutEditor. Unsere Fotomasken-Designdateien sind auf Anfrage oder auf der Ressourcen-Website meshelectronics.org erhältlich.</td></tr><tr><td>Thermischer Verdampfer</td><td>Sharon Vacuum</td><td></td><td>Wird verwendet, um Ni, Cr und Au während der Herstellung auf Mesh-Elektronik zu verdampfen. Viele Reinräume der Universität verfügen über dieses oder ein ähnliches Tool.</td></tr><tr><td>SU-8 2000.5 negativer Fotolack</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>Negativer Fotolack, der zur Definition der unteren und oberen Passivierungsschichten der Mesh-Elektronik verwendet wird.</td></tr><tr><td>MA6 Mask Aligner</td><td>Karl Süss Microtec AG</td><td></td><td>Wird verwendet, um jede Photomaske auf das Muster auf dem Wafer auszurichten und den Wafer UV-Licht auszusetzen. Die meisten Reinräume der Universität verfügen über dieses oder ein ähnliches Tool.</td></tr><tr><td>SU-8-Entwickler</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>Wird verwendet, um SU-8-Negativ-Fotolack nach Einwirkung von UV-Licht zu entwickeln.</td></tr><tr><td>LOR3A Lift-off-Widerstand MicroChem</td><td>Corp.</td><td></td><td>Wird mit dem Shipley 1805 Fotolack verwendet, um die Hinterschneidung während des Metallabhebungsprozesses zu fördern</td></tr><tr><td>Shipley 1805 positiver Fotolack</td><td>Microposit, The Dow Chemical Company</td><td></td><td>Positiver Fotolack zur Definition von Metallverbindungen und Pt-Elektroden in der Mesh-Elektronik</td></tr><tr><td>MF-CD-26 positiver Fotolackentwickler</td><td>Microposit, The Dow Chemical Company</td><td></td><td>Zur Entwicklung von S1805-positivem Fotolack nach der Belichtung in einem Masken-Aligner. Viele Reinräume von Universitäten haben diese Chemikalie auf Lager.</td></tr><tr><td>Spin Coater</td><td>Reynolds Tech</td><td></td><td>Für die Beschichtung von Wafern mit Positiv- und Negativlacken. Die meisten Reinräume der Universität verfügen über Schleuderbeschichtungsanlagen.</td></tr><tr><td>PJ Plasma-Oberflächenbehandlungssystem</td><td>AST Products, Inc.</td><td></td><td>Wird verwendet, um die Oberfläche von Mesh-Elektronik vor der Abgabe in wässrige Lösung zu oxidieren. Die meisten Reinräume der Universität verfügen über dieses oder ein ähnliches Tool.</td></tr><tr><td>Elektronenstrahlverdampfer</td><td>Denton Vacuum</td><td></td><td>Zum Verdampfen von Cr und Pt bei der Herstellung von Mesh-Elektronik. Viele Reinräume der Universität verfügen über dieses oder ein ähnliches Tool.</td></tr><tr><td>Entferner PG</td><td>MicroChem Corp.</td><td></td><td>Wird zum Auflösen von LOR3A und Shipley S1805 verwendet und ist beständig beim Metallabheben</td></tr><tr><td>Eisenchloridlösung</td><td>MG Chemicals</td><td>415-1L</td><td>Ein Bestandteil der Ni-Ätzlösung</td></tr>, <tr><td>36%ige Salzsäurelösung</td><td>, Kanto Corp.</td><td></td><td>Ein Bestandteil der Ni-Ätzlösung</td></tr><tr><td>Glaskapillarnadeln</td><td>Drummond Scientific Co.</td><td></td><td>Innendurchmesser 0,40 mm, Außendurchmesser 0,65 mm. Andere Durchmesser sind erhältlich.</td></tr><tr><td>Mikropipettenhalter U-type</td><td>Molecular Devices, LLC</td><td>1-HL-U</td><td>Wird verwendet, um die Glaskapillarnadeln während der stereotaktischen Injektion zu halten</td></tr><tr><td>1 mL Spritze</td><td>NORM-JECT&reg;, Henke Sass Wolf</td><td></td><td>Wird zum manuellen Laden von Netzelektronik in Kapillarnadeln verwendet</td></tr> Polyethylen <tr><td>Intrademic Katheterschlauch</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td></td><td>Innendurchmesser 1,19 mm, Außendurchmesser 1,70 mm</td></tr><tr><td>5 mL Spritze</td><td>Becton Dickinson and Company</td><td></td><td>Wird in der Spritzenpumpe zur Injektion von Netzelektronik in vivo</td></tr><tr><td>Okularkamera</td><td>Thorlabs Inc. verwendet.</td><td>DCC1240C</td><td>Wird verwendet, um die Netzelektronik in Kapillarnadeln während der Injektion</td></tr><tr><td>zu betrachten ThorCam uc480 Bilderfassungssoftware für USB-Kameras</td><td>, Thorlabs Inc.</td><td></td><td>Wird verwendet, um die Netzelektronik in den Kapillarnadeln während der Injektion zu betrachten</td></tr><tr><td>Spritzenpumpe</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PHD 2000</td><td>Wird verwendet, um präzise Lösungsmengen durch die Kapillarnadeln während der Injektion der Netzelektronik</td></tr><tr><td>zu fließen EXL-M40 Dentalbohrer Osada</td><td></td><td>3144-830</td><td>Zum Bohren des Kraniotomiebohrers</td></tr><tr><td>0,9 mm Bohrgrat</td><td>Fine Science Tools</td><td>19007-09</td> Zum <td>Bohren der Kraniotomie</td></tr><tr><td>Heißperlensterilisator 14 cm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-50</td><td>Zum Sterilisieren von chirurgischen Instrumenten</td></tr><tr><td>CM1950 Kryosektionsinstrument</td><td>Leica Microsystems</td><td></td><td>Zum Schneiden von gefrorenem Gewebe in Schnitte. Viele Universitäten haben dieses oder ein ähnliches Tool in einer gemeinsamen Einrichtung zur Verfügung.</td></tr><tr><td>0,3 % Triton x-100</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>Für die Histologie</td></tr><tr><td>5 % Ziegenserum</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>Für die Histologie</td></tr><tr><td>3 % Ziegenserum</td><td>Life Technologies</td><td></td><td>Für die Histologie</td></tr><tr><td>Kaninchen-Anti-NeuN</td><td>Abcam</td><td>ab177487</td><td>Für die Histologie</td></tr><tr><td>Maus Anti-Neurofilament</td><td>Abcam</td><td>ab8135</td><td>Für die Histologie</td></tr><tr><td>Ratten-Anti-GFAP</td><td>Thermo Fisher Scientific Inc.</td><td>PA516291</td><td>Wird für die Histologie verwendet</td></tr>: <tr><td>ProLong Gold Antifade Eindeckmittel</td><td>Thermo Fisher Scientific Inc.</td><td>P36930</td><td>Wird für die Histologie</td></tr><tr><td>verwendet Poly-D-Lysin</td><td>Sigma-Aldrich Corp.</td><td>P6407-5MG</td><td>Molekulargewicht = 70-150 kDA</td></tr><tr><td>Rechtwinklige Endklemme</td><td>Thorlabs Inc.</td><td>RA180/M</td><td>Wird verwendet, um den Pipettenhalter am stereotaktischen Rahmen zu befestigen</td></tr><tr><td>Leiterplatte (PCB)</td><td>Erweiterte Schaltungen</td> Wird als Schnittstelle zwischen Mesh-Elektronik und peripherer Messelektronik wie dem Intan-Aufzeichnungssystem <td></td><td>verwendet. Advanced Circuits und andere Anbieter fertigen und bestücken Leiterplatten auf der Grundlage der bereitgestellten Designdateien. Unsere PCB-Designdateien sind auf Anfrage oder auf der Ressourcenseite meshelectronics.org</td></tr><tr><td>32-Kanal-Standardverstärkersteckverbinder</td><td>Omnetics Connector Corp. erhältlich.</td><td>A79024-001</td><td>Komponente, die auf der Leiterplatte montiert</td></tr><tr><td>ist 32-Kanal-Flachkabel (FFC)</td><td>Molex, LLC</td><td>152660339</td><td>Wird als Klemmsubstrat verwendet, wenn die Schnittstelle zu Mesh-Elektronik-E/A-Pads mit dem auf der Leiterplatte montierten ZIF-Steckverbinder</td></tr><tr><td>verwendet wird 32-Kanal-ZIF-Steckverbinder (Zero Insertion Force)</td><td>Hirose Electric Co., LTD</td><td>FH12A-32S-0.5SH(55)</td><td>Auf der Leiterplatte montiert</td></tr></tbody></table>

spritze-injizierbaren mesh elektronik für stabile chronische nagetier elektrophysiologie

Syringe-injectable Mesh Electronics for Stable Chronic Rodent Electrophysiology

Implantierbaren Gehirn Elektrophysiologie Sonden sind wertvolle Werkzeuge in den Neurowissenschaften aufgrund ihrer Fähigkeit zu Rekord neuronale Aktivität mit hoher räumlich-zeitliche Auflösung von flachen und tiefen Hirnregionen. Ihr Einsatz behindert worden, jedoch durch mechanische und strukturelle Diskrepanzen zwischen den Sonden und das Gehirn Gewebe führen, häufig zum Integrationsprozess und Gliosis mit daraus resultierenden signal Instabilität in chronische Aufnahme Experimente. Im Gegensatz dazu nach der Implantation der ultraflexible Netz Elektronik mittels Spritze Injektion Sonden das Netz bilden eine nahtlose, Gliosis-freie Schnittstelle mit dem umliegenden Hirngewebe, das es stabile Tracking einzelner Neuronen auf mindestens ein Jahr ermöglicht Zeitskala. Dieses Protokolldetails die wichtigsten Schritte in einem typischen Maus neuronalen Aufnahme Experiment mit Spritze-injizierbaren mesh-Elektronik, einschließlich der Herstellung von Mesh-Elektronik in einem standard Photolithographie-basierten Prozess möglich an vielen Universitäten, be- Mesh-Elektronik in Kapillare Standardnadeln, stereotaktischen Injektion in Vivo, Verbindung des Netzes ein-/Ausgabe auf standard-Instrumentierung Schnittstellen, zurückhaltend oder frei beweglichen Aufnahme-Sessions und histologischen Schnitt des Gehirns mesh-Gewebe mit Elektronik. Repräsentative neuronale Aufnahmen und Histologie Daten werden vorgestellt. Ermittler vertraut mit diesem Protokoll werden die notwendigen Kenntnisse zur Netz-Elektronik in eigenen Experimenten integrieren und nutzen Sie die einzigartigen Möglichkeiten langfristig stabile neuronale Schnittstellen, wie Studien des Alterns haben Prozesse, die Entwicklung des Gehirns und der Pathogenese der Erkrankung des Gehirns.

Ergebnisse variieren je nach Tierart in der Studie, die gezielte Hirnregion, die verstrichene Zeit seit Injektion, die Menge des akuten Schadens während der Injektion und der Erfolg der i/o-Anbindung Verfahren, unter anderem. Monoblock-spiking Tätigkeit möglicherweise nicht angezeigt, bis 1 Tag (bei 150 µm Innendurchmesser Nadeln) bis 1 Woche nach der Injektion und Spike Amplituden für bis zu 4 – 6 Wochen variieren können. Abbildung 9 zeigt repräsentative elektrophysiologische Daten aus einer 32-Kanal-Netz Elektronik-Sonde in den Hippocampus und primären somatosensorischen Cortex eines erwachsenen männlichen C57BL/6J Maus injiziert. Ca. 300 µV Amplitude lokales Feld Potentiale (drängendere) wurden auf allen 32 Kanälen und Monoblock-spiking Aktivität wurde auf 26 Sender aufgenommen. Die drängendere und isolierten Spitzen zwischen 2 und 4 Monaten, eine hochstabile Schnittstelle zwischen Aufnahme Elektronik und Neuronen über diesen längeren Zeitraum vorschlagen ähnlich geblieben. Abbildung 10 zeigt repräsentative Ergebnisse der histologischen Schnitt und Immunostaining des Gehirngewebes mit Netz Elektronik 1 Jahr nach der Injektion. Für NeuN, ein Marker für die neuronalen Somata und Neurofilament, ein Marker für die neuronalen Axone Färbung zeigt wenig bis gar kein Verlust der Dichte Gewebe an der Injektionsstelle, was bedeutet nahtlose Anbindung zwischen dem Netz Elektronik und Gehirn Gewebe. Färbung für GFAP (ein Marker für Astrozyten) weiter offenbart in der Nähe von Hintergrundkonzentrationen von Astrozyten rund um die Netz-Elektronik, darauf hinweist, dass seine Anwesenheit wenig chronischen Immunreaktion hervorruft.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig1.jpg"> Abbildung 1: Schritte in eine Spritze-injizierbaren mesh Elektronik Experiment. Dieses Protokoll beschreibt alle wichtigen Schritte in einem typischen Nagetier neuronalen Aufnahme-Experiment mit Mesh-Elektronik. Experimente in der Regel mit sich bringen, in der Reihenfolge ihrer Durchführung, (1) Herstellung von Mesh-Elektronik, (2) Laden der Netz-Elektronik in Kapillare Nadeln (3) stereotaktischen Injektion von Mesh-Elektronik in das Gehirn, (4) Elektrische I/O Netz Anbindung Elektronik, (5) zurückhaltend oder frei beweglichen Aufnahmen und (6) Netz/Gewebe-Schnitt und Färbung für Histologie. In einigen Studien können nur die histologischen Daten erwünscht sein, in diesem Fall die Schritte (4) und (5) übersprungen werden. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig2.jpg"> Abbildung 2: Schematische Darstellung der Herstellung Verfahren für Plug &amp; Play Netz Elektronik im Großraum ultraflexible Gerät (obere Reihe), Stiel verbindet, Region (mittlere Reihe) und I/O Region (untere Reihe). (A) SU-8 negativer Photoresist (rot) ist gemustert mit PL-Maske-1 unten Passivierung Schicht jedes Plug &amp; Play Netz-Elektronik-Sonde zu definieren. (B) Musterung mit PL-Maske-2, thermische Verdampfung und Metalldeckel definieren Au verbindet und I/O Pads (Gold). (C) Musterung mit PL-Maske-3, Electron Beam Verdunstung und Metalldeckel definieren Pt-Elektroden (blau). (D) SU-8 negativer Photoresist (rot) ist gemustert mit PL-Maske-4, die oberste passivierende Schicht zu definieren. Öffnungen in der SU-8 sind an jeder Pt-Elektrode und I/O Pad Links. (E) A abgeschlossen mesh Elektronik Sonde mit gestrichelten Boxen unter Angabe der Standorte in der oberen, mittleren und unteren Zeilen vergrößert. Fotomaske Design-Dateien sind auf Anfrage von den Autoren oder von der Ressource-Website meshelectronics.org. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig2large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig3.jpg"> Abbildung 3: Fotos und optischen Mikroskopbilder von Plug-and-Play-mesh Elektronik. (A) gefliest Lichtmikroskop Bilder einer Spritze-injizierbaren Netz Elektronik Sonde mit Plug-and-Play-i/o. Die Sonde wurde nach der Fertigstellung der Fabrikation in Abbildung 2 aber vor der Veröffentlichung von Ni-beschichteten Substrats Schritte abgebildet. Gestrichelte Kästchen entsprechen von links nach rechts, um die Abschnitte der ultraflexible Gerät Region, Stamm und I/O Region in C, D und E, bzw. vergrößert. Maßstabsleiste = 1 mm. (B) Foto von einem 3-Zoll-Si-Wafer mit 20 abgeschlossen mesh Elektronik Sonden. Maßstabsleiste = 20 mm. (C) optische Mikroskopbild von 20 µm Durchmesser Pt Aufnahme Elektroden im Großraum ultraflexible Gerät. Maßstabsleiste = 100 µm. (D) optische Mikroskopbild von High-Density-Au in der Stamm-Region verbindet. Jede Au Interconnect ist galvanisch getrennt und eine einzige Pt-Elektrode zu einem einzigen I/O Pad verbindet. Maßstabsleiste = 100 µm. (E) optische Mikroskopbild der I/O-Pads. Jedes Pad besteht aus einer zusammenklappbaren Mesh-Region und eine kontinuierliche Dünnschicht-Region auf dem Stamm. Non-Durchführung von SU-8 Bänder verbinden die Netz-Portionen der Pads zusammen zur Aufrechterhaltung des Ausrichtung. Maßstabsleiste = 200 µm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig3large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig4.jpg"> Abbildung 4: Montage der Apparate für die Abhaltung der kapillarer Nadeln beim Einspritzen. (A) Foto der Komponenten des Geräts. Die Komponenten umfassen (1) eine Kapillare glasnadel, (2) eine Pipette Halter, (3) einer kreisförmigen Schraube Schraube für Inhaber der Pipette und (4) ein Kegel-Waschmaschine für die Pipette-Halter. Artikel (2) bis (4) sind mit Kauf von einer Pipette Halterung enthalten. Der Pfeil markiert das Outlet von der Pipette-Inhaber muss geschlossen mit Epoxy geklebt werden. (B) Lichtbild des Inhabers Pipette nach Montage und Einfügung einer Glas-Kapillare-Nadel. Die zusätzliche Epoxy ist sichtbar am oberen Ausgang des Pipette Halter (durch Pfeil markiert) und Kapillare Schläuche verbindet die Pipette-Halter mit einer Spritze (nicht dargestellt). (C) Foto von der Pipette-Inhaber und die Kapillare Nadel nach dem Anbau der stereotaktischen Rahmen mit einer rechtwinkligen Ende Klammer. Maßstabsleisten sind 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig4large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig5.jpg"> Abbildung 5: der Netz-Elektronik in Glas Nadeln laden. (A) schematische Darstellung der Ladevorgang für Plug &amp; Play Netz Elektronik. Eine glasnadel ist nahe dem I/O Ende einer Netz-Elektronik-Sonde positioniert, während es in Lösung ausgesetzt ist. Der Spritzenkolben ist dann manuell zurückgezogen, um in der Netz-Elektronik-Sonde zu zeichnen. Ideale Positionierung ist mit der ultraflexible Gerät Region gleich hinter dem Ende der Nadel. (B) Fotos (A) entspricht einer Netz-Elektronik-Sonde in einer glasnadel geladen werden. Skalieren von Balken = 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig5large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig6.jpg"> Abbildung 6: Schematische der stereotaktischen Chirurgie Station. Ein motorisierte stereotaktischen Rahmen (A) mit beiliegenden Pipette Halter wird verwendet, um die Nadel in die gewünschte Hirnregion zu positionieren. Die Position der Nadel und geladene Gitter Elektronik überwacht mit einem Objektiv und Kamera (B) angeschlossen und am Computer (C) angezeigt. Eine Spritzenpumpe (D) durchfließt genaue Mengen Kochsalzlösung die Nadel ermöglicht präzise, kontrollierte Einspritzung von Mesh-Elektronik in der gewünschten Hirnregion. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig6large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig7.jpg"> Abbildung 7: Plug &amp; Play I/O Anbindung Verfahren. (A) eine FFC spannen Substrat mit dental Zement angrenzend an die Kraniotomie gesichert wird. (B) Plug &amp; Play Netz Elektronik in der gewünschten Hirnregion, die mit der FoV-Methode stereotaxically eingespritzt werden. (C) die Nadel, mit der I/O-Pads des Netzes Elektronik Sonde noch drinnen, wird über den FFC spannen Substrat verschoben. (D) Strömung wird durch die Nadel, die I/O-Pads auf der FFC spannen Substrat auszuwerfen fortgesetzt. (E) sind die I/O-Pads gebogen 90 ° bezogen auf Stamm, entfaltet mit der Durchführung von Seite nach oben, und im Ort getrocknet. (F) die FFC-Substrat wird mit einer Schere auf eine geradlinige ca. 0,5 mm von der Kante der I/O Pads getrimmt. Überschüssige Substrat schneiden entfernt, um das Einfügen in eine 32-Kanal-ZIF-Anschluss ermöglichen. (G) die i/o-Pads werden in eine 32-Kanal ZIF Steckverbinder montiert auf einer benutzerdefinierten Leiterplatte eingefügt. ZIF Connector ist verriegelt zu geschlossenen Kontakt mit den I/O-Pads. (H) die Verriegelung wird zementiert geschlossen, ist die Platine umgedreht auf den Schädel, und die Platine ist mit dental Zement fixiert. (ich) die Leiterplatte bildet eine kompakte Headstage mit einem standard Verstärker-Anschluss für die einfache Anbindung während der Aufnahme-Sessions. Skalieren von Balken = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig7large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 8" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig8.jpg"> Abbildung 8: zurückhaltend und frei beweglichen Aufnahmen. (A) Foto von einem männlichen C57BL/6J Maus in eine einschränkende während einer Aufnahme-Session. Eine 32-Kanal Vorverstärker-Platine wurde in den standard Verstärker Anschluss eingefügt. (B) Foto von der gleichen Maus mit 32-Kanal Vorverstärker PCB während eines frei beweglichen Aufnahme-Experimentes. Skalieren von Balken = 1 cm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig8large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 9" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig9.jpg"> Abbildung 9: Repräsentative neuronalen Aufnahme Ergebnisse. (A) Vertreter LFP Heatmaps von 32-Kanal Elektronik-Sonden in der Maus Hippocampus und somatosensorischen Cortex injiziert Mesh. Daten wurden aufgenommen, während die Maus frei seinen Käfig auf 2 Monate (oben) und 4 Monate (unten) nach der Injektion untersucht. LFP-Amplitude ist farbkodiert entsprechend der farbigen Leiste auf der rechten Seite. Hochpass-gefilterte Spuren (schwarz) zeigt einen Aktivität sind für jede der 32 Kanäle das Spektrogramm überlagert. (B) Spikes isoliert nach Sortierung der Daten in (A) aufgetragen. Monoblock-spiking Aktivität wurde auf 26 der beiden 32 Kanäle 2 Monate nach der Injektion (oben) und 4 Monate nach der Injektion (unten) entdeckt. Die Zahlen über jedem Cluster Spitzen entsprechen die Kanalnummern in (A). Diese Zahl wurde von Fu, Et Al. modifiziert 28. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig9large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<img alt="Figure 10" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58003/58003fig10.jpg"> Abbildung 10: Repräsentative Histologie Ergebnisse. (A) Schema veranschaulicht die Ausrichtung des Mesh-Elektronik im Horizontal (mittlere Panel) und sagittale Gehirnscheiben (Bodenplatte). (B) Fluoreszenz Mikroskopbild eines 10 µm dicken kortikalen Gehirn Slice ein Jahr nach der Injektion ein 16-Kanal-Netz-Elektronik-Sonde. Die Scheibe wurde Immunostained für NeuN (grün). (C) die gleichen Gehirn-Scheibe Immunostained für Neurofilamente (rot). (D) das gleiche Gehirn Scheibe Immunostained für GFAP (Cyan). (E) ein zusammengesetztes Bild (b) bis (D) zeigt das Netz Elektronik/Gewebe mit beschrifteten NeuN (grün), Neurofilament (rot), GFAP (Cyan), Schnittstelle und mesh-Elektronik (blau). Skalieren von Balken = 100 µm. Diese Zahl wurde von Fu Et Al. modifiziert 27. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/58003fig10large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
Ergänzende Video 1: wiederholt be- und Injektion von Mesh-Elektronik in Lösung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58003/video1.mp4">Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterladen.</a>

Netz-Elektronik-Sonden nahtlos integrieren und sorgen für stabile, langfristige, Single Neuron Aufnahmen innerhalb des Gehirns. Dieses Protokoll verwendet Netz Elektronik für in Vivo Experimente, an denen die Herstellung von Mesh-Elektronik, laden in Nadeln, stereotaktischen Injektion ein-/Ausgabe-Schnittstellen, Aufnahme Experimente und Histologie des Gewebes mit Netz Sonden.

Spritze-injizierbaren Mesh Elektronik für stabile chronische Nagetier Elektrophysiologie

Implantable brain electrophysiology probes are valuable tools in neuroscience due to their ability to record neural activity with high spatiotemporal ...

Diese Methode kann helfen, zentrale Fragen der Neurowissenschaften zu beantworten, z. B. wie sich Alterungsprozesse im Gehirn manifestieren, wie sich das Gehirn entwickelt und wie Hirnerkrankungen entstehen und fortschreiten. Der Hauptvorteil dieser Technik besteht darin, dass die Netzelektronik nach der Implantation in das Gehirn keine chronische Immunantwort bei Gliose auslöst und eine nahtlose Integration mit dem umgebenden Nervengewebe ermöglicht. Tao Zhou, Doktorand in der Lieber-Gruppe, und Jung Min Lee, Postdoktorand in der Lieber-Gruppe, werden das Verfahren vorführen.Um den Vorgang zu starten, laden Sie einen sauberen Siliziumwafer in einen thermischen Verdampfer und verdampfen Sie 100 Nanometer Nickel. Als nächstes wird SU-8 2000.5 Negativ-Fotolack mit 400 Umdrehungen pro Minute auf den Wafer geschleudert, um eine ungefähre SU-8-Dicke von 400 bis 500 Nanometern zu erreichen. Laden Sie den Wafer in einen Masken-Aligner, um den SU-8 mit einer Fotolithographie-Maske zu belichten, die der unteren Mesh-SU-8-Schicht entspricht.Bei einer I-Line-Dosis von 100 Millijoule pro Quadratzentimeter exponieren. Tauchen Sie den Wafer in ein Tray des SU-8-Entwicklers. Rühren Sie die Lösung zwei Minuten lang vorsichtig um, bis sich das Maschenmuster in der SU-8 vollständig entwickelt hat.Spülen Sie dann die Waffel eine Minute lang in einer Schale mit Isopropylalkohol ab und föhnen Sie sie trocken. Den Wafer auf einer heißen Platte bei 180 Grad Celsius eine Stunde lang hart backen. Anschließend wird LOR 3A mit 4.000 Umdrehungen pro Minute auf den Wafer geschleudert, um eine Dicke von etwa 300 Nanometern zu erreichen.Spin Coat S1805 positiver Fotolack bei 4.000 Umdrehungen pro Minute für eine ungefähre Dicke von 500 Nanometern. Laden Sie anschließend den Wafer in einen Masken-Aligner, um den S1805 mit der Fotolithographie-Maske zwei zu belichten, die den Metallverbindungen und den Ein- und Ausgangspads entspricht. Belichten Sie den Wafer mit einer H-Linien-Dosis von 40 Millijoule pro Quadratzentimeter und tauchen Sie ihn dann in ein Tablett mit CD-26-Fotolackentwickler.Rühren Sie die Lösung eine Minute lang vorsichtig um, bis sich das Metallverbindungsmuster vollständig entwickelt hat. Spülen Sie den Wafer eine Minute lang in einer Schale mit entionisiertem Wasser ab und föhnen Sie ihn trocken. Als nächstes verdampfen Sie drei Nanometer Chrom thermisch, gefolgt von 80 Nanometern Gold.Tauchen Sie den Wafer etwa drei Stunden lang in ein flaches Becherglas mit Remover PG, bis das Metall vollständig unterschnitten ist, so dass das Metall nur noch in den gewünschten Verbindungs- und Eingangs- und Ausgangspadbereichen der Mesh-Elektronik verbleibt. Wiederholen Sie die Spin-Beschichtung, die Lithographie, das Verdampfen und heben Sie ab, um drei Nanometer Chrom und 50 Nanometer Platin in den Elektrodenbereichen zu verbleiben. Wiederholen Sie anschließend die Spin-Beschichtung und die Fotolithographie von SU-8, um die oberste SU-8-Netzschicht zu definieren.Behandeln Sie den Wafer eine Minute lang mit Sauerstoffplasma bei 50 Watt. Tauchen Sie den Wafer anschließend etwa drei Stunden lang in Nickelätzlösung ein, bis sich die Mesh-Elektronik vollständig vom Siliziumwafer gelöst hat. Verwenden Sie eine Pasteurpipette, um die freigesetzten Netzelektroniksonden aus dem Nickelätzen in ein 100-Milliliter-Becherglas mit deionisiertem Wasser zu übertragen.Übertragen Sie dann die Netzelektronik mindestens dreimal in ein frisches Becherglas mit entionisiertem Wasser, um eine Spülung zu gewährleisten. Um die Netzelektronik in eine Nadel zu laden, führen Sie eine Glaskapillarnadel in das 100-Milliliter-Becherglas von PBS ein, in dem sich die Netzelektronik befindet. Positionieren Sie das Ende der Nadel in der Nähe der Eingangs- und Ausgangspads einer Netzelektroniksonde und ziehen Sie die Spritze manuell zurück, um eine Netzelektroniksonde in die Nadel zu ziehen.Drücken und ziehen Sie den Spritzenkolben, während er noch in Kochsalzlösung eingetaucht ist, um die Position der Netzelektronik in der Nadel einzustellen. Um Mesh-Elektronik in ein Mäusegehirn zu injizieren, verwenden Sie einen Zahnbohrer und einen stereotaktischen Rahmen, um eine Kraniotomie an den gewünschten Koordinaten am Schädel zu eröffnen. Öffnen Sie eine zweite Kraniotomie außerhalb der Injektionsstelle, um eine Graphikschraube oder einen Draht aus Edelstahl einzuführen.Befestigen Sie dann einen Klemmuntergrund mit Zahnzement am Schädel. Ein etwa einen Millimeter breiter Schnitt im Substrat verbessert die Zuverlässigkeit des Falzschritts im weiteren Verlauf des Verfahrens. Montieren Sie anschließend den Pipettenhalter mit der Nadel mit der Mesh-Elektronik mit einer rechtwinkligen Endklemme in den stereotaktischen Rahmen.Befestigen Sie den seitlichen Auslass des Pipettenhalters an einer Fünf-Milliliter-Spritze, die in einer Spritzenpumpe mit einem 0,5 bis einen Meter langen Kapillarschlauch befestigt ist. Verwenden Sie dann den stereotaktischen Rahmen, um die Nadelspitze an der gewünschten Startposition im Gehirn zu positionieren. Positionieren Sie die Kamera so, dass die Oberseite der Netzelektroniksonde in der Glasnadel angezeigt wird.Initiieren Sie den Durchfluss, indem Sie die Spritzenpumpe auf eine niedrige Drehzahl einstellen und auf Start drücken. Erhöhen Sie langsam die Durchflussrate, wenn sich die Maschenelektroniksonde nicht in der Nadel bewegt. Wenn sich die Netzelektroniksonde innerhalb der Nadel zu bewegen beginnt, verwenden Sie den stereotaktischen Rahmen, um die Nadel mit der gleichen Geschwindigkeit zurückzuziehen, mit der die Netzelektroniksonde injiziert wird, wobei die markierte ursprüngliche Position der Netzelektronik als Führung verwendet wird.Lassen Sie die Kochsalzlösung weiter fließen und ziehen Sie die Nadel zurück, bis die Nadel aus dem Schädel ausgetreten ist. Stoppen Sie dann den Durchfluss aus der Spritzenpumpe. Verwenden Sie bei diesem Verfahren den stereotaktischen Rahmen, um die Nadel vorsichtig über den Spalt zum flachen, flexiblen Kabelklemmsubstrat zu führen, wobei die Lösung mit der Spritzenpumpe fließt, um einen Durchhang in den Netz-Elektronikverbindungen zu erzeugen.Sobald sich die Nadel über dem Klemmsubstrat und über dem Spalt befindet, setzen Sie den Fluss mit einer schnellen Geschwindigkeit fort, um die Netzelektronik-Eingangs- und Ausgabepads auf das Klemmsubstrat zu injizieren. Biegen Sie mit einer Pinzette und einer Pipette mit entionisiertem Wasser die Eingangs- und Ausgangspads in einem 90-Grad-Winkel so nah wie möglich an der ersten Eingabe. Sobald die Eingangs- und Ausgangspads ausgerichtet und gefaltet und im 90-Grad-Winkel zum Mesh-Schaft gefaltet sind, trocknen Sie sie an Ort und Stelle mit sanft strömender Druckluft.Schneiden Sie das Klemmsubstrat an einer geraden Kante ab, die etwa 0,5 bis einen Millimeter von der Kante der Ein- und Ausgabepads entfernt ist. Schneiden Sie außerdem überflüssige Teile des Klemmsubstrats ab, die das Einsetzen in den auf der Leiterplatte montierten 32-Kanal-zif-Steckverbinder behindern. Stecken Sie dann die Eingangs- und Ausgangspads in den zif-Anschluss auf der Leiterplatte und schließen Sie die Verriegelung.Verwenden Sie die Messelektronik, um die Impedanz zwischen den Kanälen und der Schraube zu messen, um eine erfolgreiche Schnittstelle zu bestätigen. Wenn die Impedanzwerte zu hoch sind, lösen Sie den zif-Stecker, passen Sie die Einsteckung an und testen Sie erneut, bis die erfolgreiche Verbindung bestätigt wurde. Decken Sie anschließend den zif-Stecker und die freiliegenden Mesh-Elektronikverbindungen zum Schutz mit Zahnzement ab.Drehen Sie die Leiterplatte an der Lücke im Substrat um und befestigen Sie die Leiterplatte mit Zement auf dem Mäuseschädel. Für frei bewegliche Aufnahmen lösen Sie die Maus aus dem Halterung, nachdem Sie die Vorverstärkerplatine eingesetzt und die Referenzschraube geerdet haben. Nehmen Sie mit dem Datenerfassungssystem für die gewünschte Zeit auf, während sich die Maus frei verhält.Hier sehen Sie die repräsentativen lokalen Feld-Heatmaps von den elektronischen Sonden mit 32-Kanal-Netzen, die in den Hippocampus und den somatosensorischen Kortex der Maus injiziert wurden. Die Daten wurden aufgezeichnet, während die Maus zwei Monate und vier Monate nach der Injektion ihren Käfig frei erkundete. Die Amplitude des lokalen Feldpotentials wird entsprechend dem Farbbalken auf der rechten Seite farbcodiert.Hochpassfilterspuren, schwarz, die eine Spike-Aktivität zeigen, sind auf dem Spektrogramm für jeden der 32 Kanäle überlagert. Hier sind die Spitze, die nach dem Sortieren der gezeichneten Daten isoliert wurde. An 26 der 32 Kanäle wurde sowohl zwei Monate nach der Injektion als auch vier Monate nach der Injektion eine Single-Unit-Spike-Aktivität festgestellt.Beim Versuch dieses Verfahrens ist es wichtig, daran zu denken, die E/A-Schnittstelle zu testen, um die erfolgreiche elektrische Verbindung mit der Mesh-Elektroniksonde zu bestätigen. Die Messimpedanz hilft bei der Fehlerbehebung bei der Fehlerursache und ist entscheidend, um Probleme mit der Schnittstelle oder Herstellung zu identifizieren. Nach diesem Verfahren kann eine Histologie durchgeführt werden, um die zelluläre Umgebung um jede aufgezeichnete Elektrode herum zu untersuchen.Im Gegensatz zu herkömmlichen, starren Hirnsonden kann die Netzelektronik während der Histologie im Gewebe belassen werden, so dass elektrophysiologische Daten genau mit immunhistochemischen Analysen korreliert werden können.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Bioengineering

Biotechnik

Dieses Protokoll beschreibt den Zusammenbau und die Verwendung einer Injektionsrode für die präzise Verabreichung von Medikamenten in gezielte Gehirnregionen einer anästhesierten Ratte, gefolgt von der Überwachung der neuronalen Aktivität durch aufgezeichnete elektrische Signale.

Wirkstoff-Mikroinjektion mit elektrophysiologischer Aufzeichnung in einem Rattengehirn

Das Video zeigt die Injektion von Mesh-Elektroniksonden in ein Mausgehirn für stabile Langzeitaufzeichnungen auf Einzelneuronenebene. Eine anästhesierte Maus mit freiliegendem Schädel wird auf einem stereotaktischen Rahmen befestigt, und die Netzregion der Sonde wird durch gebohrte Löcher in das Gehirn injiziert. Die Ein- und Ausgangspads der Sonde sind mit einer Schaltung verbunden, und die Aufzeichnungen werden mit Hilfe eines Datenerfassungssystems erstellt.

Injizierbare Netzelektronik für stabile Einzelneuronen-Aufzeichnungen in einem Mäusegehirn

Hemmung der neuronalen Aktivität und deren elektrophysiologischer Nachweis bei einer Ratte

Hier stellen wir eine Glaspipette mit doppelter Funktion her: Hemmung tiefer Hirnstrukturen durch Mikroinjektionen von Medikamenten und Echtzeitüberwachung ihrer Wirkung durch gleichzeitige elektrophysiologische Aufzeichnungen.

Gleichzeitige Elektrophysiologische Aufzeichnung und Micro-Injektionen von Hemmstoffe im Gehirn von Nagetieren

Hier demonstrieren wir die Verwendung einer drahtlosen Basistechnologie für das Elektroenzephalogramm (EEG) in neonatalen Nagetiermodellen menschlicher Krankheiten. Bei der Telemetrie gibt es keine belastenden Verbindungen, was natürliche Verhaltensweisen ermöglicht.

Langfristige kontinuierliche EEG-Monitoring in Kleintier Models of Human Disease Mit dem Epoch Wireless Transmitter-System

Wir stellen Methoden zur Konstruktion von Elektroden vor, um gleichzeitig extrazelluläre neuronale Aktivität aufzuzeichnen und mehrere neuroaktive Substanzen in der Nähe der Aufzeichnungsstellen bei wachen Mäusen freizusetzen. Diese Technik ermöglicht die detaillierte Analyse mutmaßlicher lokaler synaptischer Eingaben an das interessierende Neuron.

Die extrazelluläre Aufnahme neuronaler Aktivität in Kombination mit Microiontophoretic Anwendung von neuroaktiven Substanzen in Awake Mäuse

Narkotisierten Mäuse zeigen unphysiologischen systemischen Blutdruck, die aussagekräftige Beurteilung der autonomen Ton gegeben die intime Beziehung zwischen Blutdruck und das vegetative Nervensystem ausschließt. Somit ist eine neuartige Methode zur gleichzeitig aufzeichnen renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in bewusste Mäuse skizziert.

Neuer Ansatz zur gleichzeitigen Erfassung von renalen sympathischen Nerven-Aktivität und Blutdruck mit intravenösen Infusion in dem Bewusstsein, hemmungslose Mäuse.

Unten beschrieben ist ein Verfahren zur Implantation mehrerer Polymerelektrodenarrays über anatomisch entfernte Hirnregionen zur chronischen elektrophysiologischen Aufzeichnung bei frei beweglichen Ratten. Vorbereitung und chirurgische Implantation werden ausführlich beschrieben, wobei der Schwerpunkt auf Designprinzipien liegt, die die Anpassung dieser Methoden für den Einsatz bei anderen Arten leiten.

Chronische Implantation mehrerer flexibler Polymerelektroden-Arrays

Wir präsentieren ein Mikroinjektionssystem für die Elektrophysiologie und die unterstützte Lieferung von experimentellen Sonden (d. h. Nanosensoren, Mikroelektroden) mit optionaler Medikamenteninfusion. Weit verbreitete mikrofluidische Komponenten sind mit einer Kanüle gekoppelt, die die Sonde enthält. Ein Schritt-für-Schritt-Protokoll für die Mikroinjektionskonstruktion ist enthalten, mit Ergebnissen während der Muscimol-Infusion in Makaken-Kortex.

Microinjectrode System für kombinierte Arzneimittelinfusion und Elektrophysiologie

Hier stellen wir ein leichtes, kostengünstiges Sondenimplantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei Nagetieren vor, das für Benutzerfreundlichkeit, Sondenwiederherstellung, experimentelle Vielseitigkeit und Kompatibilität mit dem Verhalten optimiert ist.

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen

Dieses Protokoll wurde entwickelt, um ein zuverlässiges und leicht zugängliches System zur Aufzeichnung von frei beweglichen Nagetier-EEGs zu schaffen.

Ein kostengünstiges und minimal-invasives Protokoll für die chronische Multi-Site-Elektroenzephalographie-Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen

Erfahren Sie die Herstellung und Injektion von Mesh-Elektronik für stabile Langzeit-Elektrophysiologie im Mäusegehirn. Diese Methode ermöglicht nahtlose neuronale Integration ohne chronische Immunantwort.

Spritze-injizierbaren Mesh Elektronik für stabile chronische Nagetier Elektrophysiologie

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