Name: Wahl und No-Wahl Bioassays zur Untersuchung der Verpuppung Präferenz und Entstehung Erfolg der Ectropis grisescens (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 19 s
Description: Erfahren Sie Wahl- und No-Wahl-Bioassays zur Untersuchung der Verpuppungspräferenz von Ectropis grisescens. Diese Methode ermöglicht die Analyse von Puppenüberlebensraten unter verschiedenen Umweltbedingungen.

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Wir danken Yuzhen Wen, Shiping Liang und Shengzhe Jian Li Yanjun (College of Forestry und Landschaftsarchitektur, South China Agricultural University) für ihre Hilfe bei der Aufzucht Insekt und Versuchsaufbau. Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (Grant Nr. 31600516), Guangdong Natural Science Foundation (Grant No. 2016A030310445), und die Wissenschaft und Technik Planung Projekt der Provinz Guangdong (Grant No. 2015A020208010) finanziert. .

(1) Feuchtigkeit-Wahl Bioassays zu bestimmen Verpuppung Bevorzugung von E. grisescens
<ol><li>
Beschaffung von Reifen letzte Instar Larven von E. grisescens
	<ol>
<li>Schneiden Sie frische trieben (30-40 cm Länge) der Teepflanzen (Camellia Sinensis L.). Eine dreieckige Flasche 250 mL stecken Sie 25-30 Triebe. Füllen Sie die Flasche mit Wasser aus dem Wasserhahn. Setzen Sie 3-4 Flaschen (mit Tee Triebe) in einen Kunststoff Becken (Oberseite: 51 cm im Durchmesser; unten: 40 cm Durchmesser, Höhe: 16 cm).</li>
		<li>Lassen Sie 1.000-2.000 Larven (zweite bis fünfte instar) der Labor-Kolonie von E. Grisescens auf die Blätter der Tee Triebe in jedem Becken. Diese Larven bei kontrollierten Laborbedingungen zu erhalten [eine Photoperiode von 14 h Licht gefolgt von 10 h dunkel (14:10 L:D), 60-90 % Relative Luftfeuchtigkeit (RH) und 24-28 ° C]. Übertragen Sie den Larven auf frische Blätter sorgfältig von Hand alle 1-2-d. Jeden Tag entfernen Sie Kot und Schmutz am Boden der Becken.</li>
		<li>Wählen Sie Reife letzte Instar-Larven, die aus den Blättern der Tee Triebe und aktiv Wandern auf dem Boden des Beckens. Erhalten Sie mindestens 240 Reifen Larven um sicherzustellen, dass genug Larven für die Bioassays zur Verfügung stehen. Hinweis: Wählen Sie nur aktiv wandernde Larven für die Experimente. Wählen Sie Larven, die auf den Blättern bleiben nicht aus, da diese nicht zum verpuppen bereit sind. Wählen Sie Prepupae mit eingeschränkten mobilen Aktivitäten auch nicht, weil sie nicht aktiv für die richtigen Bedingungen zu suchen werden nach seiner Freilassung in die Bioassay-Arenen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Substrataufbereitung
	<ol>
<li>Sammeln und 4 Arten von Substrat zu identifizieren (z.B.Sand, sandiger Lehm 1, sandigen Lehm 2 und Schlick Lehm) mit dem Hydrometer Methode20. Sterilisieren Sie die Erde und Sand bei 80 ° C Backofen Trockner für &gt; 3-d, und dann trocknen Sie vollständig des Bodens und der Sand bei 50 ° C für mehrere Wochen, bis das Trockengewicht der Substrat-Proben nicht mehr im Laufe der Zeit ändert.</li>
		<li>Boden der trockenen Boden mit hölzernen Stößel und Mörser. Der Sand und der geerdeten Boden durch ein 3 mm Sieb sichten und in verschließbaren Plastikbeutel aufbewahren.</li>
		<li>Berechnen Sie die unterschiedliche Feuchtigkeitsgehalte von jedem Substrat (Sand, sandiger Lehm 1, sandigen Lehm 2 oder Schluff, Lehm) wie folgt2: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/58126/58126eq1.jpg">
</li>
		<li>Fügen Sie die erforderliche Menge an destilliertem Wasser in den verschließbaren Plastikbeutel mit dem trockenen Boden oder Sand, 5 vorzubereiten %-20 %-35 %, 50 % - 65 % und 80 % feuchte Substrat. Mischen Sie das destillierte Wasser und die Erde oder Sand.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bioassay Arena Vorbereitung
	<ol>
<li>Ebenso teilen die Polypropylen Behälter (Oberseite: 20,0 cm lang x 13,5 cm breit, Unterseite: 17,0 cm lang x 10,0 cm in der Breite, Höhe: 6,5 cm) in 6 Kammern mit wasserdichten Polyvinylchlorid (PVC) Blätter (Höhe: 3,5 cm). Fixieren Sie die PVC-Platten und versiegeln Sie die Risse mit Heißkleber. Hinweis: Vollständig zu verschließen irgendein Sprung um Wassereintrag zu verhindern.</li>
		<li>Füllen Sie für jeden Test, 6 Kammern, die mit der gleichen Art des Substrates mit verschiedenen Feuchtigkeitsgehalt (5 %-20 %-35 %-50 % - 65 % und 80 % Feuchtigkeit) (Abbildung 1a). Hinweis: Verwenden Sie nur 1 Art von Substrat aus verschiedenen Feuchtigkeitsgehalt in jedem Test. Nach dem Zufallsprinzip ordnen Sie die Reihenfolge der Kammern, die das Substrat mit dem 6-Feuchtigkeit-Inhalt enthalten.</li>
		<li>Fügen Sie 4-6 Stücke frischen Teeblätter mit kleine Stücke der Band um die Innenfläche der Lider der Polypropylen-Container (Abbildung 1 b) zu decken.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58126/58126fig1.jpg"> Abbildung 1: Beispiele für Bioassay Arenen für die Choice-Tests. (ein) wasserdicht Polyvinylchlorid (PVC) Pläne dienen, ebenso die Polypropylen Behälter in 6 Kammern zu unterteilen. PVC-Platten sind mit Heißkleber fixiert, und Risse sorgfältig abgedichtet. In diesem Beispiel sandiger Lehm 2 mit verschiedenen Feuchtigkeitsgehalt (5 %, 20 %, 35 %, 50 %, 65 % und 80 % Feuchtigkeit) werden verwendet, um die Kammern in die nach dem Zufallsprinzip zugeordneten Aufträge zu füllen. (b) frischen Tee Blätter aufgeklebt auf der Innenseite der Deckel wo die ausgereifte Ectropis Grisescens Larven erscheinen wird. (c) PVC-Blätter werden verwendet, um gleichermaßen die Polypropylen Behälter in 4 Kammern, unterteilen, die gefüllt sind mit 4 Typen von Substraten (Sand, sandiger Lehm 1, sandigen Lehm 2 und Schlick Lehm) bei 50 % Feuchtigkeit. Diese Zahl wurde von Wang Et Al. modifiziert 11. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58126/58126fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier für eine größere Version dieser Figur.</a>
<ol start="4"><li>
Bioassay Einstellung und Datenaufzeichnung
	<ol>
<li>Lassen Sie 30 Reifen letzte Instar Larven (erhältlich im Schritt 1.1.3) auf die frischen Teeblätter auf dem Deckel des Behälters Polypropylen eingefügt. Stürzen Sie den Deckel vorsichtig und bedecken Sie dicht die Polypropylen Behälter.</li>
		<li>Wiederholen Sie jeden test 8 X. Pflegen Sie die Bioassay-Arenen in einer Klimakammer bei einer Photoperiode 14:10 (L:D) und 26 ° C.</li>
		<li>Am 5. Tag die Anzahl der Puppen auf der Oberfläche des Bodens in jeder Kammer. Auch die Bioassays demontieren und die Anzahl der Puppen in das Substrat. Hinweis: Nur zählen Sie die live Puppen auf oder in das Substrat. Überprüfen Sie die Puppen Lebensfähigkeit durch Beobachtung Abdominal-Bewegungen nach dem Berühren der Puppen mit Pinzette.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Datenanalysen
	<ol>
<li>Berechnen Sie für jeden Test den Prozentsatz der Puppen gefunden in jeder Kammer jedes replizieren. Datenübertragung der Prozentsatz der Log-Verhältnis mit der Methode von Kucera und Malmgren21zur Verfügung gestellt.</li>
		<li>Vergleichen Sie den Prozentsatz der Puppen (transformierten Daten) in jeder Kammer mit einem One-Way Varianzanalyse (ANOVA). Stellen Sie die Bedeutung Pegel bei α = 0,05 für jeden Test.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(2) Substrat-Wahl Bioassays bestimmen die Verpuppung Bevorzugung von E. grisescens
<ol><li>Wiederholen Sie Schritt 1.1 Reifen letzte Instar Larven zu erhalten, und Schritt 1.2 um das Substrat mit verschiedenen Feuchtigkeitsgehalt vorzubereiten. Diesmal, nur 20 %, 50 % und 80 % feuchte Substrat sind erforderlich.</li>
	<li>
Vorbereitung der Bioassay Arenen
	<ol>
<li>Ähnlich wie bei Schritt 1.3.1, ebenso die Polypropylen Behälter in 4 Kammern mit PVC-Folien aufteilen. Fixieren Sie die PVC-Platten und versiegeln Sie die Risse mit Heißkleber.</li>
		<li>Für jeden Test, füllen die Kammern mit 4 Typen von Substraten (Sand, sandiger Lehm 1, sandigen Lehm 2 und Schluff, Lehm), die den gleichen Feuchtigkeitsgehalt (20 %, 50 % oder 80 % Feuchtigkeit) mit zufällig zugewiesenen Aufträge (Abbildung 1 c). Wiederholen Sie Schritt 1.3.3 die Deckel vorbereiten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Wiederholen Sie Schritt 1.4 die Bioassays und notieren Sie die Daten und Schritt 1.5 um die Daten zu analysieren.</li>
</ol>3. No-Wahl Bioassays Boden wühlen Verhalten und Entstehung Erfolg von E. Grisescens bestimmen
<ol><li>Wiederholen Sie Schritt 1.1, die Reife letzte Instar Larven zu erhalten, und Schritt 1.2 zur Vorbereitung der 4 Substrate (Sand, sandiger Lehm 1, sandigen Lehm 2 und Schlick Lehm) bei 3 Feuchtigkeitsgehalt (20 %, 50 % und 80 % Feuchtigkeit).</li>
	<li>
Bioassay Einstellung
	<ol>
<li>Fügen Sie das Substrat in einem Plastikbehälter (Oberseite: 11,5 cm im Durchmesser; unten: 8,5 cm im Durchmesser, Höhe: 6,5 cm) bis zu einer Tiefe von 3 cm. Insgesamt sicherzustellen Sie, dass es 12 Behandlungen (die Kombinationen von 4 Arten von Substrat und 3 Feuchtigkeitsgehalt). Wiederholen Sie jede Behandlung 7 X.</li>
		<li>Lassen Sie 15 Reifen letzte Instar Larven auf das Substrat von jeder Bioassay-Arena. Versiegeln Sie die Behälter durch die Deckel dicht abdecken. Pflegen Sie die Bioassays in einer Klimakammer bei einer Photoperiode 14:10 (L:D) und 26 ° C. Hinweis: Es werden keine Notwendigkeit, frischen Teeblätter auf den Deckeln, wie bereits in der Wahl Bioassays einfügen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Datenaufzeichnung und Analysen
	<ol>
<li>Am 3. Tag die Anzahl der Puppen und Toten Larven an der Oberfläche des Substrates von jedem replizieren. Den Prozentsatz der E. Grisescens Einzelpersonen, die in das Substrat wie folgt eingegraben zu berechnen: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/58126/58126eq2.jpg">
</li>
		<li>Notieren Sie die Anzahl der aufstrebenden Erwachsene pro Tag, bis keine weiteren Erwachsenen für 15 entstanden d. Entstehung Erfolg wie folgt berechnen: <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/58126/58126eq3v2.jpg">
</li>
		<li>Vergleichen Sie den Prozentsatz der eingegrabene Einzelpersonen und der Entstehung Erfolg unter den Behandlungen mit One-Way ANOVA. Stellen Sie die Bedeutung Pegel bei α = 0,05.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol><li>Dimou, I., Koutsikopoulos, C., Economopoulos, A. P., Lykakis, J. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1046/j.1439-0418.2003.00686.x">Depth of pupation of the wild olive fruit fly, Bactrocera (Dacus) oleae (Gmel.) (Dipt., Tephritidae), as affected by soil abiotic factors.</a> Journal of Applied Entomology. 127 (1), 12-17 (2003).</li>
<li>Chen, M., Shelton, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+soil+type%2C+moisture%2C+and+depth+on+swede+midge+%28Diptera%3A+Cecidomyiidae%29+pupation+and+emergence%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Impact of soil type, moisture, and depth on swede midge (Diptera: Cecidomyiidae) pupation and emergence.</a> Environmental Entomology. 36 (6), 1349-1355 (2007).</li>
<li>Holmes, L. A., Vanlaerhoven, S. L., Tomberlin, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Substrate+effects+on+pupation+and+adult+emergence+of+Hermetia+illucens+%28Diptera%3A+Stratiomyidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Substrate effects on pupation and adult emergence of Hermetia illucens (Diptera: Stratiomyidae).</a> Environmental Entomology. 42 (2), 370-374 (2013).</li>
<li>Renkema, J. M., Cutler, G. C., Lynch, D. H., MacKenzie, K., Walde, S. J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10340-011-0365-2">Mulch type and moisture level affect pupation depth of Rhagoletis mendax Curran (Diptera: Tephritidae) in the laboratory.</a> Journal of Pest Science. 84 (3), 281(2011).</li>
<li>Ellis, J. D. Jr, Hepburn, R., Luckman, B., Elzen, P. J. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/0046-225X-33.4.794">Effects of soil type, moisture, and density on pupation success of Aethina tumida (Coleoptera: Nitidulidae).</a> Environmental Entomology. 33 (4), 794-798 (2004).</li>
<li>Pietrantuono, A. L., Enriquez, A. S., Fernández-Arhex, V., Bruzzone, O. A. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10905-015-9499-z">Substrates preference for pupation on sawfly Notofenusa surosa (Hymenoptera: Tenthredinidae).</a> Journal of Insect Behavior. 28 (3), 257-267 (2015).</li>
<li>Buitenhuis, R., Shipp, J. L. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/j.1439-0418.2007.01250.x">Influence of plant species and plant growth stage on Frankliniella occidentalis pupation behaviour in greenhouse ornamentals.</a> Journal of Applied Entomology. 132 (1), 86-88 (2008).</li>
<li>Zheng, X. L., Cong, X. P., Wang, X. P., Lei, C. L. <a target="_blank" href="http://www.bulletinofinsectology.org/pdfarticles/vol64-2011-209-214zheng.pdf">Pupation behaviour, depth, and site of Spodoptera exigua.</a> Bulletin of Insectology. 64 (2), 209-214 (2011).</li>
<li>Wen, Y., et al. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10905-016-9572-2">Effect of substrate type and moisture on pupation and emergence of Heortia vitessoides (Lepidoptera: Crambidae): choice and no-choice studies.</a> Journal of Insect Behavior. 29 (4), 473-489 (2016).</li>
<li>Wen, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.18474/JES16-12PT.1">Soil moisture effects on pupation behavior, physiology, and morphology of Heortia vitessoides (Lepidoptera: Crambidae).</a> Journal of Entomological Science. 52 (3), 229-238 (2017).</li>
<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pupation+behaviors+and+emergence+successes+of+Ectropis+grisescens+%28Lepidoptera%3A+Geometridae%29+in+response+to+different+substrate+types+and+moisture+contents%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Entomology%22%5BJournal%5D)">Pupation behaviors and emergence successes of Ectropis grisescens (Lepidoptera: Geometridae) in response to different substrate types and moisture contents.</a> Environmental Entomology. 46 (6), 1365-1373 (2017).</li>
<li>Wang, H., et al. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1226861518300797">No-substrate and low-moisture conditions during pupating adversely affect Ectropis grisescens (Lepidoptera: Geometridae) adults.</a> Journal of Asia-Pacific Entomology. 21 (2), 657-662 (2018).</li>
<li>Ge, C. M., Yin, K. S., Tang, M. J., Xiao, Q. Biological characteristics of Ectropis grisescens Warren. Acta Agriculturae Zhejiangensis. 28 (3), 464-468 (2016).</li>
<li>Xi, Y., Yin, K. S., Tang, M. J., Xiao, Q. <a target="_blank" href="http://www.insect.org.cn/EN/abstract/abstract13974.shtml">Geographic populations of the tea geometrid, Ectropis obliqua (Lepidoptera: Geometridae) in Zhejiang, eastern China have differentiated into different species.</a> Acta Entomologica Sinica. 57, 1117-1122 (2014).</li>
<li>Zhang, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detecting+deep+divergence+in+seventeen+populations+of+tea+geometrid+%28Ectropis+obliqua+Prout%29+in+China+by+COI+mtDNA+and+cross-breeding%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Detecting deep divergence in seventeen populations of tea geometrid (Ectropis obliqua Prout) in China by COI mtDNA and cross-breeding.</a> PloS One. 9 (6), e99373(2014).</li>
<li>Ma, T., et al. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/acs.jafc.6b00339">Analysis of tea geometrid (Ectropis grisescens) pheromone gland extracts using GC-EAD and GC× GC/TOFMS.</a> Journal of Agricultural and Food Chemistry. 64 (16), 3161-3166 (2016).</li>
<li>Zhang, G. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Asymmetrical+reproductive+interference+between+two+sibling+species+of+tea+looper%3A+Ectropis+grisescens+and+Ectropis+obliqua%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+Entomological+Research%22%5BJournal%5D)">Asymmetrical reproductive interference between two sibling species of tea looper: Ectropis grisescens and Ectropis obliqua.</a> Bulletin of Entomological Research. , (2016).</li>
<li>Luo, Z. X., Li, Z. Q., Cai, X. M., Bian, L., Chen, Z. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+premating+isolation+between+two+sibling+moths%3A+Ectropis+grisescens+and+Ectropis+obliqua+%28Lepidoptera%3A+Geometridae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Economic+Entomology%22%5BJournal%5D)">Evidence of premating isolation between two sibling moths: Ectropis grisescens and Ectropis obliqua (Lepidoptera: Geometridae).</a> Journal of Economic Entomology. 110 (6), 2364-2370 (2017).</li>
<li>Li, Z. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemosensory+gene+families+in+Ectropis+grisescens+and+candidates+for+detection+of+Type-II+sex+pheromones%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Chemosensory gene families in Ectropis grisescens and candidates for detection of Type-II sex pheromones.</a> Frontiers in Physiology. 8, article no: 953 (2017).</li>
<li>Chen, L. Q. Research on structure of soil particle by hydrometer method. Environmental Science Survey. 29 (4), 97-99 (2010).</li>
<li>Kucera, M., Malmgren, B. A. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/228645955_Logratio_transformation_of_compositional_data-a_resolution_of_the_constant_sum_constraint">Logratio transformation of compositional data: a resolution of the constant sum constraint.</a> Marine Micropaleontology. 34 (1-2), 117-120 (1998).</li>
<li>Hulthen, A. D., Clarke, A. R. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/pdf/10.1111/j.1440-6055.2006.00518.x">The influence of soil type and moisture on pupal survival of Bactrocera tryoni (Froggatt) (Diptera: Tephritidae).</a> Australian Journal of Entomology. 45 (1), 16-19 (2006).</li>
<li>Alyokhin, A. V., Mille, C., Messing, R. H., Duan, J. J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/A:1007849629409">Selection of pupation habitats by oriental fruit fly larvae in the laboratory.</a> Journal of Insect Behavior. 14 (1), 57-67 (2001).</li>
<li>Torres-Muros, L., Hódar, J. A., Zamora, R. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/afe.12188">Effect of habitat type and soil moisture on pupal stage of a Mediterranean forest pest (Thaumetopoea pityocampa).</a> Agricultural and Forest Entomology. 19 (2), 130-138 (2017).</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Verpuppung Vorlieben reagieren auf verschiedene Böden Variablen sind in ein paar Schädlinge6,9,22,23untersucht worden. Um beispielsweise die Präferenz der Reife Larven Bactrocera Tryoni (Froggatt) studieren (Diptera: Morgan) unter verschiedenen Bodenbedingungen Feuchtigkeit Hulthen und Clarke22 Bühnenbild ein 3 x 3 Latein-Platz mit 9 Behälter gefüllt mit Boden a...

Im Vergleich zu den Larven und adulten Stadien von Insekten, ist das Puppenstadium sehr anfällig, aufgrund der begrenzten mobilen Fähigkeit von Puppen, die aus gefährlichen Situationen schnell entweichen kann. Verpuppung im Boden ist eine gemeinsame Strategie, die von verschiedenen Gruppen von Insekten verwendet (z. B.in den Aufträgen Diptera1,2,3,4, Coleoptera5, Hymenoptera6, Thysanoptera7und Lepidoptera8,9,10,11,12) vor oberirdischen Raubtiere und Gefahren für die Umwelt zu schützen. Viele davon sind schwere Land- und forstwirtschaftliche Schädlinge1,2,3,4,5,6,7,8 ,9,10,11,12. Die Reifen Larven dieser Erde Orchideenfarmen Insekten in der Regel verlassen ihre Wirte, auf den Boden fallen, um eine richtige Website finden, in den Boden graben und bauen eine pupal Kammer zur Verpuppung8,10wandern.
Die Tee-Looper, Ectropis Grisescens Warren (Lepidoptera: Geometridae), ist eines der bedeutendsten Defoliator Schädlinge von den Tee Pflanze Camellia Sinensis L.13. Obwohl dieser Art erstmals im Jahr 1894 beschrieben wurde, es wurde fälschlicherweise als identifiziert Ectropis Obliqua Prout (Lepidoptera: Geometridae) in der Vergangenheit Jahrzehnte14,15. Die Unterschiede in der Morphologie, Biologie und geografische Verteilung zwischen den beiden Geschwister-Arten wurden in einigen jüngsten Studien14,15,16beschrieben. Zum Beispiel, Zhang Et al. 15 berichtet, dass E. schräg vor allem an den Grenzen der drei Provinzen (Anhui, Jiangsu und Zhejiang) aufgetreten, während E. Grisescens eine viel breitere Streuung im Vergleich hat zu E. schräg. Daher die wirtschaftlichen Verluste durch E. Grisescens sind weitgehend übersehen, und das Wissen von diesem Schädling muss umfassend überarbeitet und erneuert16,17,18,19 . Unsere früheren Studien zeigten, dass E. Grisescens im Boden zu verpuppen gern aber könnte auch verpuppen, wenn Boden nicht verfügbar (keine-Verpuppung-Substrat Bedingungen)11,12.
Dieses Dokument enthält eine schrittweise Anleitung (1) bestimmen die Verpuppung Bevorzugung von E. Grisescens als Reaktion auf Faktoren wie Substrattyp und Feuchtigkeit Inhalt mithilfe von Multiple-Choice-Bioassays und (2) bestimmen Sie die Auswirkungen von abiotischen Faktoren auf die Verpuppung Verhaltensweisen und Entstehung Erfolg von E. Grisescens mithilfe von Bioassays keine Wahl. Alle diese Bioassays sind unter kontrollierten Laborbedingungen durchgeführt. Auch sind diese Bioassays angepasst, um den Einfluss anderer Faktoren auf die Verpuppung Verhaltensweisen und Hinterbliebene von unterschiedlichen Böden Orchideenfarmen Insekten zu bewerten.

<table><tbody><tr><td>Dreieckskolben</td><td>Bomex Chemical (Shanghai) Co., LTD</td><td>99</td><td>250 mL</td></tr><tr><td>Kunststoffbecken</td><td>Chahua, Fuzhou, China</td><td>100</td><td>Oberseite: 51 cm Durchmesser; Unterseite: 40 cm Durchmesser; Höhe: 16 cm</td></tr><tr><td>Druckverschlussbeutel</td><td>Glad, Guangzhou, China</td><td>126/133</td><td></td></tr><tr><td>Polypropylen-Behälter</td><td>Youyou Plastic Factory, Taian, China</td><td>139/155/160/161/190</td><td>Oberseite: 20,0 cm [L] & mal; 13,5 cm [B], Unterseite: 17,0 cm [L] & mal; 10,0 cm [B], Höhe: 6,5 cm</td></tr><tr><td>Wasserdichte Polyvinylchloridplatte</td><td>Yidimei, Shanghai, China</td><td>141</td><td></td></tr><tr><td>Tape</td><td>V-tech, Guangzhou, China</td><td>VT-710</td><td></td></tr><tr><td>Ofentrockner</td><td>Kexi, Shanghai, China</td><td>KXH-202-3A</td><td></td></tr><tr><td>Klimakammer</td><td>Life Apparatus, Ningbo, China</td><td>PSX-280H</td><td></td></tr></tbody></table>

wahl und no-wahl bioassays zur untersuchung der verpuppung präferenz und entstehung erfolg der ectropis grisescens

Choice and No-Choice Bioassays to Study the Pupation Preference and Emergence Success of Ectropis grisescens

Viele Insekten Leben als Larven und Erwachsene über dem Boden und verpuppen sich als unter der Erde. Im Vergleich zu den oberirdischen Stadien ihres Lebenszyklus, hat weniger Aufmerksamkeit wie ökologische Faktoren beeinflussen diese Insekten ausgezahlt wenn sie im Boden zu verpuppen. Die Tee-Looper, Ectropis Grisescens Warren (Lepidoptera: Geometridae), ist eine schwere Pest von Teepflanzen und führte zu große wirtschaftlichen Verlusten in Süd-China. Die Protokolle beschrieben hier zu untersuchen, durch Multiple-Choice-Bioassays zielen darauf ab, ob ältere letzte Instar E. Grisescens Larven können Boden Variablen wie das Substrat Art und Feuchtigkeit-Inhalt zu unterscheiden und zu bestimmen, durch nicht-Wahl Biotests, die Auswirkungen Substrat Art und Feuchtigkeit Inhalt Verpuppung Verhaltensweisen und der Entstehung Erfolg E. Grisescens. Die Ergebnisse würde fördern das Verständnis für die Verpuppung Ökologie E. Grisescens und Einblicke in Bodenmanagement Taktik für die Unterdrückung von E. Grisescens Bevölkerungen bringen können. Darüber hinaus können diese Bioassays geändert werden, um die Einflüsse verschiedener Faktoren auf die Verpuppung Verhaltensweisen und Survivorship Boden Orchideenfarmen Schädlinge zu studieren.

Die Feuchtigkeit-Wahl Bioassays zeigten, dass deutlich mehr E. Grisescens Individuen pupated auf oder innerhalb von 5 % und 35 % Feuchtigkeit Sand im Vergleich zu den 80 %-Feuchtigkeit-Sand (Abbildung 2a). Jedoch deutlich lieber mehr Menschen verpuppen sich auf oder im Boden (1 und 2 sandiger Lehm und Schlamm Lehm), der einen mittleren Feuchtigkeitsgehalt (Abbildungen 2 b - 2d) hatte.
<p class="jove_content" fo:k...

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Untersuchung der Verpuppung Präferenz der Reife Larven von Ectropis Grisescens in Reaktion auf Boden Faktoren (z.B. Substrat Art und Feuchtigkeit-Inhalt) mit Wahl Bioassays. Wir präsentieren auch ein Protokoll der keine-Wahl Bioassays, die Faktoren zu bestimmen, die die Verpuppung Verhalten beeinflussen und Hinterbliebene von E. Grisescens.

Wahl und No-Wahl Bioassays zur Untersuchung der Verpuppung Präferenz und Entstehung Erfolg der Ectropis grisescens

Many insects live above the ground as larvae and adults and as pupate below the ground. Compared to the above-ground stages of their life cycles, less ...

Diese Methode kann wichtige Informationen im Zusammenhang mit der Verpupationsökologie von Teeblattraupen, Ectropis grisescens, wie ihre Welpen verhalten und die Pupae Überleben als Reaktion auf verschiedene Umweltfaktoren. Der Hauptvorteil dieser Technik, ermöglicht es Ihnen, eine einfache Methode wie die Messung der Pupationspräferenz und Entstehungserfolg von Ectropis grisescens zu verwenden. Zu Beginn frische Triebe aus Teepflanzen schneiden.Dann füllen Sie einen 250 Milliliter dreieckigen Kolben mit Leitungswasser und legen Sie die Triebe in den Kolben. Drei bis vier Kolben in ein Kunststoffbecken geben. Als nächstes lassen Sie 1 000 bis 2 000 Larven aus einer Laborkolonie von E.grisescens auf die Blätter der Teetriebe ab.Pflegen Sie die Larven unter kontrollierten Laborbedingungen. Erhalten Sie die reifen, letzten Instar Larven, die von den Blättern der Triebe fallen und aktiv entlang des Bodens des Beckens wandern. Boden und Sand in einem 80 Grad Celsius Ofentrockner für drei Tage sterilisieren.Dann trocknen Sie den Boden und Sand bei 50 Grad Celsius für mehrere Wochen. Die Substratproben sind ausreichend getrocknet, wenn sich das Gewicht im Laufe der Zeit nicht ändert. Verw

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Research

Forschung

JoVE Journal

Environment

Umwelt

Pflanzenstärkungsmittel zu kauen pflanzenfressenden Insekten kann auf verschiedene Weise getestet werden. Hier zeigen wir, wie Set-up eine Wahl und ein no-Wahl Experiment mit der Modellpflanze Arabidopsis thaliana, um Widerstand gegen die Schädlinge Pieris rapae identifizieren.

Auswahl und No-Choice Tests zur Prüfung der Beständigkeit von A. thaliana zu Fraßinsekten

Dieser Artikel beschreibt eine Technik, um die Puppe eines Insekts zu entfernen, während die innere Puppe intakt bleibt und daher für weitere Untersuchungen geeignet bleibt. Das Beispielprotokoll zeigt die Vorgehensweise mit Drosophila guttifera; Diese Technik ist jedoch auch auf andere Drosophila-Arten anwendbar.

Entfernung von Insektenpuppen: Eine Methode zur Untersuchung von Puppen

Drosophila-Weibchen wählen zwischen Substraten und wählen Standorte, die für die Eiablage attraktiv sind. Dieses Video beschreibt einen Verhaltensassay, der ihre Entscheidungsfindung testet, den sogenannten Eiablage-Präferenz-Assay. Der vorgestellte Clip demonstriert das Verfahren mit einem speziell angefertigten Setup, das es den Forschern nicht nur ermöglicht, das Verhalten vieler Weibchen gleichzeitig zu testen, sondern auch mit Videoaufzeichnungen und optogenetischen Setups kompatibel ist.

Drosophila Egg Lege-Preference Assay: Eine Methode zur Überprüfung der Entscheidungsfindung bei Fliegen

C. elegans Eiablageverhalten kann wichtige Informationen in Entwicklungs-, Reproduktions- und anatomischen Studien liefern. Dieses Video stellt die wichtigen Schritte eines Eiablageassays vor und zeigt ein Beispielexperiment, in dem ein Medikament auf Reproduktionstoxizität getestet wird.

Egg Laying Assay: Eine Methode zur Quantifizierung des Eiablageverhaltens von C. elegans

Eine vertikale, T-Labyrinth Olfaktometer wird zur Bestimmung des Verhaltens Reaktion der Arthropoden beschrieben. Das Olfaktometer ermöglicht der Experimentator, Entscheidungen von Versuchspersonen durchgeführt messen, wenn zwei potenzielle Geruch Feldern ausgesetzt. Beide Attraktion und Abstoßung von Geruchsstoffen kann mit diesem Gerät gemessen werden.

Vertical T-Labyrinth Wahl Assay für Gliederfüßer Response to Geruchsstoffe

Dieses Protokoll beschreibt einen Hochdurchsatz-Assay zum Testen der Eiablagepräferenzen von Drosophila melanogaster bei Einzeltierauflösung.  Dieser Assay bietet eine einfache, effiziente und skalierbare Plattform zur Identifizierung von Genen und Schaltkreiskomponenten, die einen einfachen Entscheidungsprozess steuern.

Assay mit hohem Durchsatz Eiablage Präferenzen der einzelnen zu untersuchen<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Effektive fallen zu gewinnen und erfassen die Smaragd Asche Borer (EAB) sind ein Schlüsselelement zu erkennen und verwalten diese invasive Pest. Doppeldecker fallen, platziert in der vollen Sonne in der Nähe von Eschen, visuelle und olfaktorische Hinweise zu integrieren und waren wahrscheinlicher, EAB als andere Falle Designs im Freiland zu erfassen.

Aufbau Doppeldecker fallen zur frühzeitigen Erkennung von Emerald Ash Borer

Hier stellen wir Protokolle für 1) die Laborvermehrung des bundesweit gefährdeten Miami-Blaufalters (Cyclargus thomasi bethunebakeri) und 2) zur Bewertung grundlegender lebensgeschichtliche Informationen wie unreife Entwicklungszeit und Anzahl der Larvenstadien vor. Beide Methoden können für den Einsatz mit anderen Ex-situ-Konservierungsprogrammen angepasst werden.

Risikogefährdete Programme zur Vermehrung von Schmetterlingen, um das Wissen um die Lebensgeschichte und effektive Ex-Situ-Konservierungstechniken zu verbessern

Hier wird ein Protokoll der Helicoverpa armigera (Hübner) Embryo-Mikroinjektion und Knockout-Mutantenidentifizierung vorgestellt, das durch CRISPR/Cas9-Genom-Editing erstellt wurde. Mutierte Insekten ermöglichen die weitere Erforschung der Genfunktion und Interaktion zwischen verschiedenen Genen in vivo.

Embryo-Mikroinjektion und Knockout-Mutanten-Identifizierung von CRISPR/Cas9 Genome-Edited Helicoverpa Armigera (Hübner)

In diesem Artikel werden zwei Protokolle zur Beurteilung der Nahrungsquelle und der Eiablagepräferenzen bei Larven und Weibchen von Schmeißfliegen beschrieben. Diese umfassen vier Auswahlmöglichkeiten mit zwei interagierenden Faktoren: Substrattyp und Temperatur. Die Assays ermöglichen die Bestimmung der Nahrungsquellenpräferenz der Larven und der Eiablagepräferenz für die Weibchen.

Erforschung der Lebensgeschichte: Verwendung von Temperatur und Substrattyp als interagierende Faktoren für Schmeißfliegenlarven und weibliche Präferenzen

Es werden Verfahren zur Untersuchung des Sondierungs- und Verschluckungsverhaltens von Culex tarsalis-Mücken an menschlichen Händen mittels AC-DC-Elektropenetrographie beschrieben.

AC-DC Elektropenetrographie zur Untersuchung des Sondierungs- und Verschluckungsverhaltens von Culex tarsalis Mücken an menschlichen Händen

Erfahren Sie Wahl- und No-Wahl-Bioassays zur Untersuchung der Verpuppungspräferenz von Ectropis grisescens. Diese Methode ermöglicht die Analyse von Puppenüberlebensraten unter verschiedenen Umweltbedingungen.

Wahl und No-Wahl Bioassays zur Untersuchung der Verpuppung Präferenz und Entstehung Erfolg der Ectropis grisescens

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