Name: Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 52 s
Description: Erfahren Sie die simultane Aufnahme von ECoG und lokalen Feldpotenzialen bei frei beweglichen Ratten zur Untersuchung nozizeptiver Laser-Reize. Diese Methode ermöglicht die Analyse neuronaler Beiträge zu laser-evozierten Potentialen.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch CAS Key Laboratory of Mental Health, Institut für Psychologie, der National Natural Science Foundation von China (31671141 und 31822025), der 13th Fünfjahres-Informatisierung planen der chinesischen Akademie der Wissenschaften (XXH13506), und die wissenschaftliche Fundierung-Projekt des Instituts für Psychologie, Chinese Academy of Sciences (Y6CX021008).

Erwachsene männlichen Sprague-Dawley Ratten (mit einem Gewicht von 400-450 g) wurden in das Experiment verwendet. Alle chirurgischen und experimentelle Verfahren folgte dem Führer zur Pflege und Verwendung von Labortieren von den National Institutes of Health. Die Verfahren wurden von der Ethikkommission der Forschung am Institut für Psychologie, Chinese Academy of Sciences genehmigt.
1. Elektrode Implantation
<ol><li>Die Ratte in eine Kammer mit 5 % Isofluran und einen Luftdurchsatz von 1 L/min vor der Operation zu betäuben.</li>
	<li>Befestigen Sie mit einem stereotaktischen Apparat der Kopf der Ratte mit seiner Nase in die Narkose Maske gelegt. Verwalten Sie Isofluran über die Narkose Maske in einer Konzentration von 2 % mit einer Luftmenge von 0,5 L/min, die Narkose Tiefe während der Operation beizubehalten. Beachten Sie, dass die chirurgische Toleranz erreicht wird, wenn die Ratte reagiert nicht auf Zeh kneifen.</li>
	<li>Gelten Sie ophthalmologische Salbe für die Augen, Hornhaut trocknen zu vermeiden.</li>
	<li>Die Spitze der Ratte Kopfhaut mit einem standard Rasierer zu rasieren.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Kopfhaut mit der medizinischen Jodophor desinfizierende Lösung und 75 % Alkohol um das Jod zu entfernen.</li>
	<li>Injizieren Sie Lidocain (2 %) in der Kopfhaut für lokale Analgesie. Verwalten von Atropin (0,2 mL i.p) um Atemwege Hyperëkretion hemmen.</li>
	<li>Machen Sie einen Mittellinie Schnitt von ca. 2-3 cm auf der Kopfhaut mit einem Skalpell. Schneiden Sie und nehmen Sie Teil an der Kopfhaut entlang der Mittellinie und setzen Sie die Schädel. Verwenden Sie die Elektrokoagulator zu stoppen die Blutung, wenn nötig.</li>
	<li>Markieren Sie die Positionen der ECoG Elektroden basierend auf vordefinierten stereotaktischen Koordinaten (entsprechend der Position des Bregma platziert) und die Standorte der Referenz und Boden Elektroden auf der Mittellinie (2 und 4 mm kaudal an den Lambda-Ausdruck bzw. platziert).</li>
	<li>Bohren Sie Löcher (Durchmesser: 0,5 mm) für die ECoG-Schrauben verwenden eine kraniale Bohrmaschine auf den Schädel an den markierten Standorten ohne Zerstörung der Dura.</li>
	<li>Fahren Sie eine Edelstahl-Schraube (außen-ø: 0,6 mm), die verbindet sich mit der Isolierung beschichtet Kupferdraht in das Loch ca. 1 mm Tiefe ohne die zugrunde liegenden Dura einzudringen. Diese Schrauben dienen als ECoG, Referenz und Masseelektroden während des Experiments.</li>
	<li>Stellen Sie eine schützende Hülle auf den Schädel. Befestigen Sie den Sockel mit seinen angrenzenden Schrauben auf den Schädel mit dental Acryl. Verwenden Sie medizinische Baumwolle, die später entfernt werden könnte, um das Gebiet zu schützen, das für die Tiefe Draht Implantation verdeckt wird verwendet werden soll. Hinweis: Die schützende Hülle ist ein speziell angefertigte 3D-gedruckten Polymilchsäure-Produkt, das aus drei Teilen besteht: eine Basis, eine Wand und eine Mütze. Die Wand wird durch Kupfer verjüngt sich auf wie ein Faradayscher Käfig bauen abgedeckt.</li>
	<li>Markieren Sie die Positionen der Tiefe Draht Elektroden basierend auf vordefinierten stereotaktischen Koordinaten.</li>
	<li>Bohren Sie kleine Löcher (Durchmesser: 0,2 mm) auf den Schädel um die markierten Seiten für die Draht-Implantation, und entfernen Sie vorsichtig die Knochen Klappe um die Dura verfügbar zu machen. Waschen Sie die Kraniotomie häufig, mit normalen Kochsalzlösung. Abbildung 1 beschreibt den Aufbau vor der Implantation der Elektroden Tiefe Draht.</li>
	<li>Mit Hilfe einer Nadel, heben Sie und senken Sie die Dura ohne Beschädigung der Pia Mater, Schiffe und die Oberfläche des Neocortex.</li>
	<li>Senken Sie die Tiefe Draht Elektroden auf die Oberfläche des Neocortex und dann dringen Sie langsam das Gehirn die Solltiefe ein. Häufig nicht mehr bewegen sich die Elektroden für die kortikalen Ausfallsicherheit. In der vorliegenden Studie ist die Schärfentiefe die Drahtspitze 0,5 mm unter der kortikalen Oberfläche.</li>
	<li>Versiegeln Sie die Kraniotomie mit einer Mischung aus Wachs und Paraffin-Öl, um sicherzustellen, dass die Tiefe Draht Elektroden für nachfolgende experimentelle Manipulationen bewegt werden können.</li>
	<li>Befestigen Sie die Elektrode Apparat mit dental Acryl auf den Schädel.</li>
	<li>Schweißen Sie jeden Kupferdraht, der mit der ECoG-Schraube auf den entsprechenden Kanal auf dem Connector-Modul verbindet. Decken Sie die Schweißpunkte mit Lehm, um potentiellen Kontakt zwischen verschiedenen Kanälen zu vermeiden.</li>
	<li>Montieren Sie die schützende Hülle-Wand an der Basis und Schweißen Sie die Referenz und Boden Elektroden, um die entsprechenden Kanäle.</li>
	<li>Befestigen Sie die Kappe, um die schützende Hülle, die Verwendung von Bändern zur Vermeidung von Kontaminationen.</li>
	<li>Die Ratte mit Penicillin zu injizieren (60.000 U, i.p.) unmittelbar nach der Operation zur Vermeidung von postoperativen Infektionen.</li>
	<li>Single-Haus die Ratte in eine Temperatur und Luftfeuchtigkeit-gesteuerte Käfig und halten Sie es in einem 12-h-Tag/Nacht-Zyklus nach der Operation, mit Essen und Wasser Ad Libitum für mindestens eine Woche vor dem LEP-Experiment. Hinweis: Um gleichzeitig aufzuzeichnen, ECoG und kortikalen LFP-Aktivitäten, eine Vorrichtung wurde hier verwendet, die zusammengestellt wurde, mit zwei Arten von Elektroden verbunden mit einem Anschlussmodul, die mehrere Microdrives befestigt, die Wolfram-Draht-Arrays enthalten. Die gold Pins dienten die Elektrode Schnittstellenkarte (EIB) die Wolframdrähte herstellen des Moduls Stecker durch Drücken der Drähte in kleinen Metall-Löcher auf der EIB. Zwei Metall-Löcher auf der EIB mit beschichteten Kupferdrähten verlötet wurden, und das offene Ende des jede kupfernen Drahtes wurde mit den entsprechenden Kupferdraht an ECoG Schraube angeschlossen verlötet. Die Details der Herstellung wurden21an anderer Stelle beschrieben.</li>
</ol>2. Datenerhebung
<ol><li>Kitzeln Sie die Ratte mindestens 1 x pro Tag für mindestens drei aufeinander folgenden Tagen vor dem Test, um sicherzustellen, dass die Ratte mit dem Experimentator22vertraut wird.</li>
	<li>Legen Sie die Ratte in der Kammer Verhalten für mindestens 1 h vor dem Experiment um sicherzustellen, dass die Ratte, der Aufnahmeumgebung akklimatisiert. Hinweis: Die Kammer ist ein Kunststoff Würfel mit einer Seitenlänge von 30 cm. Der Boden der Kammer besteht aus einem Eisengitter mit ~ 8 mm Lücken.</li>
	<li>Verbinden Sie die Aufnahme Headstage mit das Elektrodenmodul sanft, um erschrecken die Ratte und das Elektrodenmodul zu beschädigen zu vermeiden.</li>
	<li>Richten Sie den Laser-Generator, verbinden Sie die Glasfaser und passen Sie die Punktgröße des Lasers je nach Ausrüstung der Bedienungsanleitung. Verbinden Sie den digitalen Ausgang aus dem Trigger-Generator an den digitalen Eingang Aufnahme Board. Hinweis: Achten Sie darauf nicht um der Glasfaser zu stark, um zu vermeiden, Abbruch der Faser zu locken. Achten Sie vor der Aufnahme die Triggersignale werden angezeigt und von der Aufnahmesoftware aufgenommen. In diesem Protokoll Radiant Hitzereize entstehen durch eine Infrarot-Neodym-Yttrium-Aluminium-Perowskit (Nd: YAP) Laser mit einer Wellenlänge von 1,34 μm. Der Durchmesser des Laser-spot-Größe liegt bei ca. 5 mm durch Fokussierung Linsen. Ein He-Ne Laser wies zum Bereich stimuliert, die je nach Zielsetzung des Experiments definiert ist. Auch wird der Reizenergie der Laserpulse nach das experimentelle Design bestimmt. Die Laser-Impulsdauer beträgt 4 ms.</li>
	<li>Legen Sie die Videokamera unter der Ecke der experimentellen Kammer kontinuierlich aufzeichnen nozizeptiven Verhalten der Ratte, wenn seine Pfote nozizeptiven Laser Impulse erhält. Passen Sie die Position und Richtung der Kamera, um sicherzustellen, dass die nozizeptiven Verhaltensweisen sind vollständig in das Experiment erfasst. Hinweis: Eine High-Speed – Coupled Ladegerät (CCD) Kamera wird dringend empfohlen, wie es auf der Hauptplatine des Systems der Aufnahme zu Beginn Zeit und Dauer der nozizeptiven Verhalten exakt zu erfassen die operative Signale liefern kann. Nozizeptiven Verhaltensweisen werden von der Experimentator nach jeder Laser-Impulse, nach zuvor definierten Kriterien anhand der Tierbewegung23,24, wie folgt bewertet: keine Bewegung (Score = 0), Kopf-drehen (einschließlich schütteln oder heben den Kopf; Partitur = 1), zucken (d. h., ein kleiner abrupte Körper Bewegung Rucken; Score = 2), Rückzug (d.h.Pfote Rückzug aus der Laser-Impulse; Score = 3), lecken und Ganzkörper-Bewegung (Partitur = 4).</li>
	<li>Liefern Sie laufende weißes Rauschen (50 dB SPL) über einen Lautsprecher an der Spitze der Kammer. Hinweis: Wie in früheren Studien10,25, Laseranregung geliefert auf der Haut erzeugt Ultraschall, die von der Ratte auditorischen System erkannt werden können. Aus diesem Grund spielt laufenden weißes Rauschen während der Versuch, die Aktivierung des auditorischen Systems als Reaktion auf Laser erzeugt Ultraschall zu vermeiden. Dieses Verfahren ermöglicht die selektive Aufnahme von Gehirn Antworten in Bezug auf die Aktivierung des nozizeptiven Systems.</li>
	<li>Sammeln Sie die elektrophysiologischen Daten aus der ECOG durchgeführt und die Tiefe Draht Elektroden, mit dem Aufnahmesystem entsprechend der Ausrüstung in der Bedienungsanleitung. Hinweis: Die operative Signale der Kamera und den Auslöser, die Signale der Laserpulse gleichzeitig mit den elektrophysiologischen Daten gleichzeitig abgetastet werden Abtastrate (alle Daten werden verstärkt und digitalisiert, mit einer Abtastrate von 20 000 Hz), die sicherstellt, dass alle Daten sind Mal synchronisiert.</li>
	<li>Liefern Sie die Laserpulse in der plantar die Ratte Vorderpfote durch die Lücken in der Unterseite der Kammer. Hinweis: Die Laser-Impulse wird nur geliefert, wenn die Ratte spontane Stille für mehr als 2 ist s auf der Grundlage der Experimentator Beobachtung, um die Signal-Kontamination der bewegungsbezogene Artefakte zu minimieren. Um Nociceptor Müdigkeit oder Sensibilisierung zu vermeiden, ist das Ziel des Laserstrahls manuell nach jedem Impuls verdrängt, und interstimulus Intervall ist nie kürzer als 40 s. ECoG und LFP Signale mehrmals aus jede Ratte aufgezeichnet werden können. Die Ratte muss in der experimentellen Kammer 1 h vor jeder Aufnahme-Session gesetzt werden. Nachdem alle Aufnahme-Sessions, die Ratte war tief betäubt und Transcardially mit eiskalten Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung gefolgt von 4 % Paraformaldehyd durchblutet. Das Gehirn wurde entfernt aus dem Schädel und Ermittlung der Elektrodenpositionen geschnitten.</li>
</ol>(3) Datenanalyse
<ol><li>Filtern Sie die kontinuierlichen Daten mit einem Bandpass-Filter zwischen 1 und 30 Hz.</li>
	<li>Epoche die Daten mit Hilfe einer Analyse-Fenster von 3 s, erstreckte sich von 1 s bis 2 s nach Beginn der Laser Reize. Basislinienkorrektur erfolgt durch Subtraktion die durchschnittliche Amplitude innerhalb des prestimulus Intervalls.</li>
	<li>Manuell ablehnen der Epochen, die durch grobe Artefakte kontaminiert sind.</li>
	<li>Berechnen Sie die gemittelten LEP-Wellenformen, die zum Ausbruch von Laser-Impulse für jede Versuchsbedingung mal gesperrt sind.</li>
	<li>Compute-die Wavelet-Transformation Kohärenz (WTC) der LEP Wellenformen von ECoGs und Tiefe Draht Elektroden aufgezeichnet. Hinweis: WTC ist eine Technik, um die Kohärenz zwischen Paaren von Elektroden als Funktion der Zeit und Frequenz durchführen. Das WTC zwischen zwei Signalen kann für jeden Zeit-Frequenz berechnet werden, die hat den Vorteil der Erzeugung von Kohärenz-Werte für die gesamte Zeit-Frequenz-Spektrum. Die Details der Methodik wurden26an anderer Stelle beschrieben.</li>
</ol>

<ol><li>Klimesch, W., Doppelmayr, M., Schwaiger, J., Winkler, T., Gruber, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Theta+oscillations+and+the+ERP+old%2Fnew+effect%3A+independent+phenomena%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Theta oscillations and the ERP old/new effect: independent phenomena?</a> Clinical Neurophysiology. 111 (5), 781-793 (2000).</li>
<li>Peng, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+oscillations+reflecting+pain-related+behavior+in+freely+moving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Brain oscillations reflecting pain-related behavior in freely moving rats.</a> Pain. 159 (1), 106-118 (2018).</li>
<li>Treede, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurophysiological+studies+of+pain+pathways+in+peripheral+and+central+nervous+system+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Neurophysiological studies of pain pathways in peripheral and central nervous system disorders.</a> Journal of Neurology. 250 (10), 1152-1161 (2003).</li>
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<li>Bromm, B., Treede, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+fibre+discharges%2C+cerebral+potentials+and+sensations+induced+by+CO2+laser+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Nerve fibre discharges, cerebral potentials and sensations induced by CO2 laser stimulation.</a> Human Neurobiology. 3 (1), 33-40 (1984).</li>
<li>Valentini, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+primary+somatosensory+cortex+largely+contributes+to+the+early+part+of+the+cortical+response+elicited+by+nociceptive+stimuli%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">The primary somatosensory cortex largely contributes to the early part of the cortical response elicited by nociceptive stimuli.</a> NeuroImage. 59 (2), 1571-1581 (2012).</li>
<li>Valeriani, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parallel+spinal+pathways+generate+the+middle-latency+N1+and+the+late+P2+components+of+the+laser+evoked+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Parallel spinal pathways generate the middle-latency N1 and the late P2 components of the laser evoked potentials.</a> Clinical Neurophysiology. 118 (5), 1097-1104 (2007).</li>
<li>Kuo, C. C., Yen, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+anterior+cingulate+and+primary+somatosensory+neuronal+responses+to+noxious+laser-heat+stimuli+in+conscious%2C+behaving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Comparison of anterior cingulate and primary somatosensory neuronal responses to noxious laser-heat stimuli in conscious, behaving rats.</a> Journal of Neurophysiology. 94 (3), 1825-1836 (2005).</li>
<li>Hu, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+primary+somatosensory+cortex+and+the+insula+contribute+differently+to+the+processing+of+transient+and+sustained+nociceptive+and+non-nociceptive+somatosensory+inputs%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Brain+Mapping%22%5BJournal%5D)">The primary somatosensory cortex and the insula contribute differently to the processing of transient and sustained nociceptive and non-nociceptive somatosensory inputs.</a> Human Brain Mapping. 36 (11), 4346-4360 (2015).</li>
<li>Xia, X. L., Peng, W. W., Iannetti, G. D., Hu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Laser-evoked+cortical+responses+in+freely-moving+rats+reflect+the+activation+of+C-fibre+afferent+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Laser-evoked cortical responses in freely-moving rats reflect the activation of C-fibre afferent pathways.</a> NeuroImage. 128, 209-217 (2016).</li>
<li>Jin, Q. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Somatotopic+Representation+of+Second+Pain+in+the+Primary+Somatosensory+Cortex+of+Humans+and+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Somatotopic Representation of Second Pain in the Primary Somatosensory Cortex of Humans and Rodents.</a> The Journal of Neuroscience. 38 (24), 5538-5550 (2018).</li>
<li>Lenkov, D. N., Volnova, A. B., Pope, A. R., Tsytsarev, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantages+and+limitations+of+brain+imaging+methods+in+the+research+of+absence+epilepsy+in+humans+and+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Advantages and limitations of brain imaging methods in the research of absence epilepsy in humans and animal models.</a> Journal of Neuroscience Methods. 212 (2), 195-202 (2013).</li>
<li>Mouraux, A., Iannetti, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Across-trial+averaging+of+event-related+EEG+responses+and+beyond%5BTitle%5D)+AND+%22Magnetic+Resonance+Imaging%22%5BJournal%5D)">Across-trial averaging of event-related EEG responses and beyond.</a> Magnetic Resonance Imaging. 26 (7), 1041-1054 (2008).</li>
<li>Li, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracting+Neural+Oscillation+Signatures+of+Laser-Induced+Nociception+in+Pain-Related+Regions+in+Rats%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Extracting Neural Oscillation Signatures of Laser-Induced Nociception in Pain-Related Regions in Rats.</a> Frontiers in Neural Circuits. 11, 71(2017).</li>
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<li>Bimbi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+scalp+recorded+EEG+and+local+field+potentials+from+monkey+ventral+premotor+cortex+during+action+observation+and+execution+reveals+the+contribution+of+mirror+and+motor+neurons+to+the+mu-rhythm%5BTitle%5D)+AND+%22NeuroImage%22%5BJournal%5D)">Simultaneous scalp recorded EEG and local field potentials from monkey ventral premotor cortex during action observation and execution reveals the contribution of mirror and motor neurons to the mu-rhythm.</a> NeuroImage. 175, 22-31 (2018).</li>
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</ol>

Die Autoren haben nichts zu verzollen.

In der vorliegenden Studie beschrieben, eine Technik, um ECoGs und kortikale LFP Reaktionen hervorgerufen durch nozizeptiven Laser Impulse aus frei beweglichen Ratten gleichzeitig aufzeichnen. Die Ergebnisse zeigten, dass LEP Antworten nach dem Einsetzen der Laser Reize in ECoG und LFP-Signale eindeutig nachgewiesen werden konnte. Die gleichzeitige Aufzeichnung von ECoG und kortikalen LFP-Signale ermöglichen Wissenschaftlern, ihre Beziehung für ein besseres Verständnis des Beitrags der neuronalen Aktivitäten auf die LEP-...

EEG ist eine Technik zum Aufzeichnen von elektrischen Potentiale und oszillierenden Hirnaktivitäten durch die synchronisierten Aktivitäten von Tausenden von Nervenzellen im Gehirn erzeugt. Hiermit wird im Volksmund in vielen grundlegenden Studien und klinischen Anwendungen1,2. Zum Beispiel Wärme EEG Antworten zu intensiven Laser Impulse (d.h.LEPs) werden weit angenommen, um die periphere und zentrale Verarbeitung von nozizeptiven sensorischen input3,4,5zu untersuchen. Beim Menschen, LEPs bestehen hauptsächlich aus drei unterschiedliche Durchbiegungen: die frühen Komponente (N1), somatotop organisiert und wahrscheinlich um die Aktivität der primären somatosensorischen Cortex (S1)6widerzuspiegeln und die späten Komponenten (N2 und P2), die zentral sind verteilt und eher um die Aktivität der sekundären somatosensorischen Cortex, Insula und anterioren cingulären Cortex7,8widerzuspiegeln. In früheren Studien9,10wir bewiesen, dass Ratte LEPs, abgetastet mit ECoG (eine Art von intrakraniellen EEG) von Elektroden direkt auf der sichtbaren Oberfläche des Gehirns, auch bestehen aus drei unterschiedlichen Verformungen ( d. h., somatotop organisierte N1 und die zentral verteilte N2 und P2). Die Polarität, die Ordnung und die Topographie der Ratte LEP Komponenten ähneln menschlichen LEPs11. Jedoch aufgrund der begrenzten räumlichen Auflösung des Scalp EEG und subdurale ECoG Aufnahmen12sowie die ungenaue Natur des EEG Quelle Analyse Techniken13, der ausführliche Beitrag der neuronalen Aktivitäten auf die LEP-Komponenten viel wird diskutiert. Es ist beispielsweise unklar, ob und inwieweit die S1 zu den frühen Teil der kortikalen Antwort (N1) hervorgerufen durch Laser Reize6beiträgt.
Anders als die Aufnahmetechnik auf der makroskopischen Ebenen, direkte intrakraniellen Aufnahmen mit Microwire Arrays unterstützt von einer stereotaktischen Apparat und Microdrives14,15 konnten neuronale Aktivitäten (z.B.drängendere messen ) der einzelnen Regionen. Drängendere spiegeln vor allem die Summierung der inhibitorischen und exzitatorischen postsynaptischen Potenziale der neuronalen Bevölkerungen16. Da LFP in die Stichprobe einbezogenen neuronale Aktivitäten neuronaler Prozesse, die in Hunderten von Mikrometern rund um die Aufnahme-Elektrode widerspiegeln, ist dieser Aufnahmetechnik verbreitet, die Informationsverarbeitung im Gehirn auf der mesoskopischen Ebene zu untersuchen. Allerdings nur konzentriert sich auf präzise lokale Veränderungen der Gehirnaktivität und nicht beantworten die Frage, wie Signale aus mehreren Regionen integriert sind (z. B., wie bei mehreren Hirnregionen LEP Komponenten integriert sind).
Es ist erwähnenswert, dass die gleichzeitige Aufnahme von einem ECoG und kortikalen drängendere von frei beweglichen Ratten die Untersuchung der kortikale Informationsverarbeitung sowohl makroskopischen erleichtern könnte und mesoskopischen Ebenen. Darüber hinaus bietet diese Methode eine ausgezeichnete Gelegenheit zu untersuchen, inwieweit die neuronalen Aktivitäten der vordefinierten Hirnregionen zur die LEPs beitragen. In der Tat mehrere frühere Studien beurteilten die Kohärenz zwischen Spikes, kortikale LFP und ECoG signalisiert17,18 und gezeigt, dass die LFP19,20 angrenzend an die EEG-Elektroden, trägt die Bildung von Stimulus-bezogene Gehirn Antworten. Jedoch wird die vorhandene Technik in der Regel verwendet, um Gehirn Antworten von narkotisierten Tieren durch das Fehlen von eine schützende Hülle zu verhindern, dass die Elektroden durch die Kollision beschädigt aufzeichnen. Das heißt, fehlt die Technik, die den Bau der Brücke von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen (kortikale LFP) und makroskopischen (EEG und ECoG) Ebene in konnte frei beweglichen Ratten noch.
Um dieses Problem zu beheben, entwickelten wir eine Technik, die eine ECoG und kortikalen drängendere in mehreren Gehirnregionen gleichzeitig von frei beweglichen Ratten aufnehmen konnte. Diese Technik hilft, die direkte Beziehung von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen und makroskopischen Ebene und erleichtert so die Untersuchung von nozizeptiven Informationsverarbeitung im Gehirn zu schaffen.

<table><tbody><tr><td>Männliche Sprague-Drawley-Ratten</td><td>Vital River</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>RWD Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleintier-Isofluran-Anästhesiesystem</td><td>RWD Life Science</td><td></td><td>Einschließlich der Anästhesiegasmaske für Ratten</td></tr><tr><td>Stereotaktisches Gerät</td><td>RWD Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Das Gerät mit kombinierten ECoG- und LFP-Elektroden</td><td></td><td></td><td>Die Apparatur ist hausgemacht, die die ECoG- und Tiefendrahtelektroden zu einem Verbindungsmodul zusammenfügt</td></tr><tr><td>3D-gedruckte Schutzhülle</td><td></td><td></td><td>Die Textur der Schale ist polymilchig, und die Schale ist hausgemacht und besteht aus drei Teilen: einem Sockel, einer Wand und einer Kappe. Die Wand ist mit Kupferkegeln bedeckt, um sie als Faradayschen Käfig zu konstruieren</td></tr><tr><td>Wolframdrähte (Durchmesser: 50 mm)</td><td>California Fine Wires Company</td><td></td><td>Die Elektroden für die kortikale LFP-Aufzeichnung</td></tr><tr><td>&nbsp; Schrauben aus rostfreiem Stahl (Durchmesser: 0,6 mm)</td><td></td><td></td><td>Die Elektroden für die ECoG-Aufzeichnung</td></tr><tr><td>Elektrischer Schädelbohrer</td><td>RWD Life Science</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Bohrer (Durchmesser: 0,5 mm)</td><td>RWD Life Science</td><td></td><td>Der Bohrer wird zum Bohren von Löchern für ECoG-Schrauben verwendet</td></tr><tr><td>&nbsp; Bohrer (Durchmesser: 0,2 mm)</td><td>RWD Life Science</td><td></td><td>Der Bohrer wird zum Bohren von Löchern in Tiefendrähten verwendet&nbsp;</td></tr><tr><td>Zahnarylpulver</td><td>SNC dental</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zahnaryllflüssigkeit</td><td>SNC Zahnärztin</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td>Die Mischung wird zur Versiegelung der Kraniotomie verwendet, um die folgende Bewegung von Mikrodraht-Arrays zu gewährleisten</td></tr><tr><td>Mineralöl</td><td>Fisher Scientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Elektrokoagulator&nbsp;</td><td>Bovie medical Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RHD2132 Verstärkerplatinen&nbsp;</td><td>Intan Technologies</td><td></td><td>Ein 32-Kanal-Kopftisch</td></tr><tr><td>RHD2000 systerm</td><td>Intan Technologies</td><td></td><td>Das Datenerfassungssystem</td></tr><tr><td>Infrarot-Neodym-Yttrium-Aluminium-Perowskit-Lasergenerator</td><td>Electronical Engineering</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Matlab R2016b</td><td>The MathWorks&nbsp;</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

gleichzeitige aufnahmen von kortikalen lokales feld potentialen und electrocorticograms in reaktion auf reize der nozizeptiven laser von frei beweglichen ratten

Simultaneous Recordings of Cortical Local Field Potentials and Electrocorticograms in Response to Nociceptive Laser Stimuli from Freely Moving Rats

Electrocortical Antworten, hervorgerufen durch Hitze Laserpulse, die selektiv nozizeptiven freie Nervenendigungen aktivieren, sind in vielen Tier- und Humanstudien verbreitet, um die kortikale Verarbeitung von nozizeptiven Informationen zu untersuchen. Diese Gehirn Laser-evozierten Potentiale (LEPs) bestehen mehrere vorübergehende Reaktionen, die zum Ausbruch von Laser Reize mal gesperrt sind. Die funktionellen Eigenschaften der LEP Antworten sind jedoch noch weitgehend unbekannt, aufgrund des Fehlens einer Sampling-Technik, die neuronalen Aktivitäten an der Oberfläche des Kortex (d.h., Electrocorticogram [ECoG] und Kopfhaut gleichzeitig aufnehmen kann Elektroenzephalogramm [Scalp EEG]) und im Inneren des Gehirns (d. h.lokale Feld möglicher [LFP]). Um dieses Problem zu beheben, stellen wir hier eine Tiere Protokoll mit frei beweglichen Ratten. Dieses Protokoll setzt sich aus drei wichtigsten Verfahren: (1) tierische Vorbereitung und chirurgische Eingriffe, (2) eine gleichzeitige Aufnahme von ECoG und LFP nozizeptiven Laser Reize und (3) Analyse und KE Datenextraktion. Insbesondere wurden mit Hilfe einer 3D-gedruckten schützende Schale, ECoG und LFP Elektroden implantiert auf die Ratte Schädel sicher zusammengehalten. Während der Datenerfassung wurden Laserpulse auf die Ratte in den Vorderpfoten durch Lücken in der Unterseite der Kammer geliefert, wenn das Tier in spontanen Stille war. Laufende weißes Rauschen wurde gespielt, um die Aktivierung des auditorischen Systems vermeiden durch Laser erzeugt Ultraschall. Infolgedessen wurden selektiv nur nozizeptiven Antworten aufgezeichnet. Verwenden die standard-analytische Verfahren (z.B., Bandpass-filtern, Epoche Extraktion und Basislinienkorrektur), Stimulus-bezogene Gehirn Antworten zu extrahieren, erhalten wir Ergebnisse zeigen, dass LEPs mit hohem Signal-Rausch-Verhältnis waren gleichzeitig von ECoG und LFP Elektroden aufgezeichnet. Diese Methodik ermöglicht die gleichzeitige Aufnahme von ECoG und LFP-Aktivitäten, die schlägt eine Brücke von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen und makroskopischen Ebene, wodurch die Untersuchung der nozizeptiven Informationsverarbeitung im Gehirn.

Im repräsentativen Experiment wurden die elektrophysiologischen Daten aus fünf Ratten aufgezeichnet. Laser-Impulse wurden geliefert an der rechten Vorderpfote jede Ratte für 20 Mal mit &gt; 40 s interstimulus Abstand. Das Laser-evozierten Gehirn, die Antworten aufgezeichnet wurden, mit sowohl ECoG Schrauben und Tiefe Drähte und die Tiefe Drähte wurden in bilateralen primären somatosensorischen Cortex (S1) und primäre Motor Cortex (M1) implantiert.
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Wir entwickelten eine Technik, die gleichzeitig Electrocorticography und lokales Feld Potentiale in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten aufzeichnet. Diese Technik hilft, eine direkte Verbindung von Electrocortical Signalen auf mesoskopischen und makroskopischen Ebene aufzubauen, die erleichtert die Untersuchung der nozizeptiven Informationsverarbeitung im Gehirn.

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

Electrocortical responses, elicited by laser heat pulses that selectively activate nociceptive free nerve endings, are widely used in many animal and ...

Diese Methode hilft, die direkte Beziehung von elektrokortikalen Signalen zu etablieren, die sowohl von ECoG als auch aus den Tiefen der Drähte aufgezeichnet wurden, um wichtige Fragen über die neuronalen Beiträge von Laserevokeuionen zu beantworten. Der Hauptvorteil dieser Technik ist, dass die Elektrodenimplantation durch polylactische Hülle geschützt werden kann, so dass die Aufzeichnung auf unsere frei bewegenden Ratten angewendet werden kann. Diese Methode kann bei der Aufzeichnung von Gehirnreaktionen angewendet werden, die durch einen Reiz verschiedener Empfindungen oder kurze Merkmale von psychiatrischen Erkrankungen hervorgerufen werden, die die Untersuchung ihrer jeweiligen Neuromagnetismen fördern.Beginnen Sie dieses Verfahren mit der Anästhesisierung der Ratte, wie im Textprotokoll beschrieben. Dann verwenden Sie ein stereotaxic Gerät, um den Kopf der Ratte mit seiner Nase in die Anästhesiemaske platziert zu fixieren. Chirurgische Toleranz wird erreicht, wenn die Ratte dann nicht auf zehendrückende Pinching reagiert.Tragen Sie die ophthalmologische Salbe auf die Augen auf, um eine Hornhauttrocknung zu vermeiden. Rasieren Sie die Oberseite der Kopfhaut der Ratte mit einem Standard-Rasierer. Dann sterilisieren Sie die Kopfhaut mit der medizinischen Iodophor Desinfektionsmittel-Lösung und 75%Alkohol, um das Jod zu entfernen.Injizieren Sie 2%Lidocain in die Kopfhaut für lokale Analgesie. Dann, Atropin verabreichen, um die Hypersekreation der Atemwege zu hemmen. Machen Sie einen Mittellinienschnitt von etwa zwei bis drei Zentimetern auf der Kopfhaut mit einem Skalpell.Schneiden und entfernen Sie einen Teil der Kopfhaut entlang der Mittellinie und setzen Sie den Schädel aus. Markieren Sie die Positionen der ECoG-Elektroden basierend auf den vordefinierten stereotaxic-Koordinaten. Markieren Sie auch die Positionen der Referenz- und Bodenelektroden auf der Mittellinie.Bohren Sie Löcher für die ECoG-Schrauben mit einem elektrischen Schädelbohrer auf dem Schädel an den markierten Sehenswürdigkeiten, ohne die Dura zu zerstören. Fahren Sie eine Rostschraube, die mit dem isolierten Kupferdraht verbunden ist, für eine Tiefe von etwa einem Millimeter in das Loch. Vermeiden Sie es, in die zugrunde liegende Dura einzudringen.Legen Sie eine Schutzhülle Basis auf den Schädel. Befestigen Sie die Basis mit den angrenzenden Schrauben am Schädel mit Zahnacryl. Markieren Sie die Positionen der Tiefendrahtelektroden basierend auf den vordefinierten stereotaxic-Koordinaten.Nun bohren Sie kleine Löcher auf den Schädel um die Markierung Sehenswürdigkeiten für Drahtimplantation und vorsichtig entfernen Sie die Knochenklappe, um die Dura auszusetzen. Waschen Sie die Kraniotomie häufig mit normaler Saline. Mit einer Nadel heben und schneiden Sie die Dura, ohne die Pia mater, Gefäße und die Oberfläche des Neocortex zu beschädigen.Senken Sie die Tiefendrahtelektroden auf die Oberfläche des Neocortex. Dann, langsam in das Gehirn in die Zieltiefe eindringen. Versiegeln Sie die Kraniotomie mit einer Mischung aus Wachs und Paraffinöl, um sicherzustellen, dass die Tiefendrahtelektroden für nachfolgende experimentelle Manipulationen bewegt werden können.Fixieren Sie das Elektrodengerät mit Zahnacryl auf dem Schädel. Schweißen Sie jeden Kupferdraht, der mit der ECoG-Schraube verbunden ist, mit dem entsprechenden Kanal am Steckermodul. Montieren Sie die Schutzhüllenwand an der Basis und schweißen Sie die Referenz- und Bodenelektroden an die entsprechenden Kanäle.Befestigen Sie die Kappe mit Bändern an der Schutzhülle, um eine Kontamination zu vermeiden. Nach der Injektion der Ratte mit Penicillin, Einhaus der Ratte in einem Temperatur und Feuchtigkeit kontrolliert Käfig nach der Operation, wie im Textprotokoll detailliert beschrieben. Legen Sie die Ratte mindestens eine Stunde vor dem Experiment in die Verhaltenskammer, um sicherzustellen, dass sich die Ratte an die Aufnahmeumgebung akklimatisiert.Schließen Sie die Aufnahmekopfstufe vorsichtig mit dem Elektrodenmodul an, um die Ratte nicht zu erschrecken und das Elektrodenmodul zu beschädigen. Richten Sie den Lasergenerator ein. Schließen Sie die Glasfaser an und passen Sie die Spotgröße des Lasers entsprechend dem Gerätebedienerhandbuch an.Schließen Sie nun den digitalen Ausgang des Triggergenerators an den digitalen Eingangsanschluss der Aufnahmeplatine an. Stellen Sie die Videokamera unter der Ecke der Versuchskammer ein, um kontinuierlich das nozizeptive Verhalten der Ratte aufzuzeichnen, wenn ihre Pfote eine nozizeptive Laserstimulation erhält. Liefern Sie laufende weiße Geräusche über einen lauten Lautsprecher an der Oberseite der Kammer.Sammeln Sie die elektrophysiologischen Daten sowohl vom ECoG als auch von den Tiefendrahtelektroden mit dem Aufzeichnungssystem gemäß dem Gerätebedienerhandbuch. Liefern Sie nun die Laserpulse an den Plantar des Vorderpfotens der Ratte durch die Lücken im Boden der Kammer, indem Sie zuerst den Lasergenerator positionieren. Drücken Sie dann den Schalter, um eine Laserstimulation zu ermöglichen.Hier sind die rohen elektrophysiologischen Daten aus bilateralen primären Motorkortika, bilateralen primären somatosensorischen Kortiken und ECoG zu sehen. Ein klares laserbeschworenes Potential oder LEP-Reaktion ist nach dem Beginn des Laserreizes nachweisbar. Hier ist die Gruppe Ebene gemittelte LEP-Wellenformen von sechs Elektroden von fünf Ratten gezeigt.Die LEP-Antworten bestehen aus einer dominanten negativen Ablenkung namens N1-Welle. Beachten Sie, dass die N1-Welle bilateraler primärer somatosensorischer Kortiken eine kürzere Latenz und eine höhere Amplitude als die bilateraler Primärmotorkortikweistz zeigt. Diese Abbildung zeigt die Wellengang-transformierte Kohärenz zwischen LEPs, die aus dem ECoG abgetastet wurden, und Tiefendrähten in bilateralen S1 und M1, wobei der Laser auf dem Plantar des rechten Vorderpfoes der Ratte geliefert wird.Beachten Sie, dass die linke S1 und M1 eine höhere Kohärenz als die rechten S1 und M1 am Gamma-Frequenzband aufwiesen. Nach ihrer Entwicklung wird diese Technik den Weg für Forscher ebnen, gleichzeitig sowohl ECoG als auch interkortikale lokale Füllpotentiale in frei beweglichen Ratten zu erinnern, um die neuronalen Beiträge von laserbeschworenen Potenzialen zu entlarven.

simultaneous-recordings-cortical-local-field-potentials

Research

Forschung

JoVE Journal

Behavior

Verhalten

Dieses Papier stellt einen Ansatz der Kombination von Laser-Scanning-Photostimulation mit Ganzkeim Aufnahmen in transgenen Mäusen, die GFP in begrenzten hemmende Neuronen Populationen. Die Technik ermöglicht die umfassende Abbildung und quantitative Analyse der lokalen synaptischen Schaltungen des spezifischen inhibitorischen kortikalen Neuronen.

Mapping hemmende neuronale Schaltungen durch Laser Scanning Photostimulation

Es wird ein Verfahren zur Manipulation der Aktivität der zerebralen kortikalen Pyramidenzellen optogenetically während das Elektroenzephalogramm, Elektromyogramm, und zerebrale Laktatkonzentration überwacht werden beschrieben. Experimentelle Aufnahmen werden auf Kabel-tethered Mäusen durchgeführt, während sie spontane Schlaf / Wach-Zyklen. Optogenetische Ausrüstung wird in unserem Labor zusammengebaut; Kontrollgerät ist kommerziell erhältlich.

Gleichzeitige Elektroenzephalographie, Real-time Messung der Laktat-Konzentration und optogenetische Manipulation der neuronalen Aktivität in der Nagetier Cerebral Cortex

Dieses Video zeigt das Verfahren zur gleichzeitigen Aufzeichnung von kolokalisierter Elektroenzephalographie (EEG) und lokalen Feldpotentialen (LFPs) bei einer anästhesierten Ratte. Bei diesem Prozess wird die Ratte vorbereitet und Stimulationselektroden an ihren Schnurrhaarpolstern befestigt. Eine EEG-Spinnenelektrode wird für Oberflächen-EEG-Messungen auf den Schädel der Ratte gelegt. Gleichzeitig wird eine Mehrkanal-Mikroelektrode durch ein Bohrloch im Schädel in eine bestimmte Hirnregion...

Gleichzeitige elektroenzephalographische und lokale Feldpotentialaufzeichnungen bei einer anästhesierten Ratte

Dieses Protokoll beschreibt die gleichzeitige Messung von Elektroretinogramm und visuell evozierten Potentialen bei anästhesierten Ratten.

Gleichzeitige Aufnahme von Elektroretinographie und visuell evozierten Potentialen in narkotisierten Ratten

In dieser Studie wird die Methodik vorgestellt, wie man mehrfache in vivo elektrophysiologische Aufnahmen aus dem hyperdirekten Weg unter Urethananästhesie durchführt.

Akut<em&gt; In vivo</em&gt; Elektrophysiologische Aufzeichnungen von lokalen Feldpotentialen und Multi-Unit-Aktivitäten von der Hyperdirect-Pathway in anästhesierten Ratten

Dieses Protokoll beschreibt eine einfache Methode zur gleichzeitigen Erfassung von Co lokalisierte Elektroenzephalographie (EEG) und Multi-laminar lokales Feld bei einem anästhesierten Ratte. Eine Grat-Bohrung im Schädel für das Einfügen von einer Mikroelektrode erweist sich vernachlässigbar Verzerrung des EEG Signals zu produzieren.

Gleichzeitige Aufnahme von Co lokalisierte Elektroenzephalographie und lokales Feld Potential in Nagetier

Diese Studie stellt eine Methode für die gleichzeitige Aufzeichnung von lokales Feld Potenziale im Gehirn, EKG, Elektromyogrammen und Signale einer frei beweglichen Ratte zu atmen. Diese Technik, die experimentelle Kosten reduziert und vereinfacht die Analyse der Daten, wird zum Verständnis der Wechselwirkungen zwischen Gehirn und periphere Organe beitragen.

Gleichzeitige Aufnahmen der kortikalen lokales Feld Potentiale, Elektrokardiogramm, Elektromyogramm und Atemrhythmus aus einem frei beweglichen Ratte

Hier stellen wir ein leichtes, kostengünstiges Sondenimplantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei Nagetieren vor, das für Benutzerfreundlichkeit, Sondenwiederherstellung, experimentelle Vielseitigkeit und Kompatibilität mit dem Verhalten optimiert ist.

Das DREAM-Implantat: ein leichtes, modulares und kostengünstiges Implantatsystem für die chronische Elektrophysiologie bei kopffesten und sich frei verhaltenden Mäusen

Das Protokoll umfasst die Herstellung von Schallköpfen, die Parameterberichterstattung, den chirurgischen Eingriff und die Signalaufzeichnung für den gesamten operativen Arbeitsablauf der gleichzeitigen fokussierten Ultraschall-Neuromodulation und der Faserphotometrie-Aufzeichnung bei frei beweglichen Mäusen.

Gleichzeitige fokussierte Ultraschall-Neuromodulation und Faserphotometrie-Aufzeichnung in frei beweglichen Mäusen

Hier stellen wir zwei Protokolle für die Aufzeichnung von Mikro-Elektrokortikographie (μEcoG) mit hoher Dichte bei Ratten und Mäusen vor, einschließlich chirurgischer, Implantations- und Aufzeichnungsmethoden. μECoG-Aufzeichnungen werden entweder in Kombination mit laminarer Polytrodenaufzeichnung im auditorischen Kortex der Ratte oder mit optogenetischer Manipulation der neuronalen Aktivität im somatosensorischen Kortex der Maus durchgeführt.

Multiskalige Untersuchungen der kortikalen Prozessierung durch Integration laminarer Polytroden und Optogenetik mit Mikroelektrokortikographie bei Nagetieren

Hier präsentieren wir eine Methode zur Bewertung der Aktivierung und Blockade sensorischer Axone in peripheren Nerven in akuten, anästhesisierten, in vivo Rattenexperimenten mit zwei Arten von spinalen elektrophysiologischen Messungen, die die Aktivität von Nervenfasersubtypen unterscheiden können: lokale Feldpotenziale und Wide Dynamic Range Einzelneuronenaufnahmen.

Elektrophysiologische Methoden zur Beurteilung der peripheren Schmerzblockade bei einer anästhesierten Ratte

Erfahren Sie die simultane Aufnahme von ECoG und lokalen Feldpotenzialen bei frei beweglichen Ratten zur Untersuchung nozizeptiver Laser-Reize. Diese Methode ermöglicht die Analyse neuronaler Beiträge zu laser-evozierten Potentialen.

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten (Video) | JoVE Journal

Gleichzeitige Aufnahmen von kortikalen lokales Feld Potentialen und Electrocorticograms in Reaktion auf Reize der nozizeptiven Laser von frei beweglichen Ratten

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