Name: Nukleofection und In Vivo Propagation von Hühner Eimeria Parasiten (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-14T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 26 s
Description: Erfahren Sie die Nukleofektion von Eimeria-Sporozoiten und Merozoiten zur genetischen Manipulation von Hühnerparasiten. Diese Methode ermöglicht Impfstoffentwicklung und erleichtert CRISPR-Cas9-Anwendungen.

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Diese Arbeit wurde vom National Key Research and Development Program of China (2017YFD0501200) und der National Natural Science Foundation of China (31572507, 31772728 und 31873007) unterstützt.

Hühner für alle Tierversuche wurden gemäß den Richtlinien des China Agricultural University Institutional Animal Care and Use Committee untergebracht und gepflegt und folgten den internationalen Leitprinzipien für biomedizinische Forschung mit Tieren. Die Experimente wurden vom Beijing Administration Committee of Laboratory Animals genehmigt.
1. Extraktion und Reinigung von Sporozoiten von Eimeria spp. (z.B. E. tenella)
<ol><li>Freisetzung von Sporozysten<ol>
<li>Zentrifuge 1 x 107sporulierte Oozysten in Kaliumdichromatlösung (2,5%, m/v) bei 2.300 x g für 5 min. Waschen Sie sie dreimal mit PBS (Phosphatpufferlösung).</li>
		<li>Die Pellets mit 1 ml PBS aussetzen und in ein 15 ml Rohr übertragen. Fügen Sie ein gleiches Volumen von Glasperlen (1 mm x 1 mm Durchmesserbereich) hinzu und oszillieren Sie die Oozystensuspension mit einem Wirbelmischer, um die Sporozysten freizusetzen.</li>
		<li>Überwachen Sie die Freisetzung von Sporozysten per Mikroskopie im Minutentakt. Stoppen Sie wirbeln, wenn mehr als 90% der Oozysten gebrochen sind. HINWEIS: Die meisten Oozysten (wie E. tenella, E. necatrixund E. acervulina) wurden nach 1 min mit dem Wirbelmischer gebrochen.</li>
		<li>Die Sporozystensuspension in neue 1,5 ml-Rohre und Zentrifuge bei 1.600 x g für 5 min übertragen.</li>
		<li>Den Niederschlag mit 1 ml 50% Dichtegradientenlösung aussetzen, in einem 1,5 ml Rohr kombinieren und zentrifugieren bei 10.000 x g für 1 min. ANMERKUNG: Für die Dichtegradientenzusammensetzung siehe Tabelle 1. Der Dichtegradient ist ein kolloidales Mittel auf Kieselsäurebasis, bestehend aus kolloidalen Kieselsäurepartikeln mit 15-30 nm Durchmesser (23% w/w in Wasser), die mit Polyvinylpyrrolidon (PVP) beschichtet wurden.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Freisetzung von Sporozoiten<ol>
<li>Den Niederschlag mit dem Excystationspuffer (Tabelle 1) wieder aufbrechen und in einem 42 °C-Wasserbad für 40-60 min inkubieren, um die Sporozoiten freizusetzen. Stoppen Sie die Inkubation, wenn mehr als 90% der Sporozoiten freigesetzt werden. Dann Zentrifuge bei 600 x g für 10 min. HINWEIS: Schütteln Sie die Rohre einmal alle 5 Minuten während der Excystation.</li>
		<li>Setzen Sie den Niederschlag mit 1 ml 55% Dichtegradientenlösung und Zentrifuge bei 10.000 x g für 1 min aus.</li>
		<li>Setzen Sie den Niederschlag mit 1 ml PBS wieder auf und zählen Sie die Sporozoiten mit einem Hämozytometer.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Sammlung und Reinigung von Merozoiten von E. necatrix
HINWEIS: Verwenden Sie Arbor Acre (AA) Masthähnchen im Alter von 7-14 d im Experiment. Kokzienfreie Hühner (n=3) wurden mit 2 x 105 Oozysten von E. necatrixgeimpft. Bei 109 h nach der Infektion wurden die Vögel durch zervikale Dislokation geopfert. Der Darm wurde für die Sammlung der2. Generation merozoites entfernt. Für verschiedene Eimeria-Arten gab es eine andere Zeit für die Sammlung der Merozoiten der2. Generation: E. necatrix bei 109 h und E. tenella bei 112 h nach der Impfung. Für die Transfektion von E. necatrixsind Merozoite die optimale Wahl, da die zweiten Merozoiten leicht zu reinigen sind.
<ol><li>Sammlung der Merozoiten der zweiten Generation von E. necatrix
	<ol>
<li>Den Hühnerdarm längs schneiden, vom Dotterstiel (der Mitte des Dünndarms) bis zur ileocecal-Öffnung, und mit PBS oder HBSS (Hank es Balanced Salt Solution) in einer Petrischale dreimal sanft waschen.</li>
		<li>Den Darm in 0,5 cm x 0,5 cm Stücke schneiden und in einen konischen Kolben mit einem Verdauungspuffer legen (Tabelle 1). Legen Sie den Kolben auf einen Magnetmischer bei 37 °C mit einem Rührbalken für 30-60 min, um Merozoite freizusetzen. Nach 30 min Inkubation, überwachen Sie die Freisetzung von Merozoiten durch mikroskopische Untersuchung alle 5 min.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Reinigen Sie die Merozoite durch Filtration und Zentrifugation.<ol>
<li>Filtern Sie die Suspension mit verdauten Merozoiten mit vier Schichten Gaze14und Zentrifuge bei 600 x g für 10 min.</li>
		<li>Nach der Zentrifugation den Überstand, der Darmablagerungen enthält, entsorgen. Übertragen Sie den Niederschlag mit gereinigten Merozoiten auf 1,5 ml Rohre.</li>
		<li>Setzen Sie den Niederschlag mit 1 ml PBS wieder auf und zählen Sie die Merozoiten mit einem Hämozytometer.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Nukleofektion von Merozoiten oder Sporozoiten
<ol><li>Zubereitung vor Nukleofektion von Parasiten<ol>
<li>Bereiten Sie etwa 107 Merozoite oder Sporozoite in einer Röhre vor. Wenn Sie Merozoite transfizieren, bereiten Sie 3-4 Röhren vor.</li>
		<li>Bereiten Sie eine Menge an Plasmid-DNA oder gereinigtem PCR-Fragment vor, das größer oder gleich 10 g ist. HINWEIS: Das in dieser Studie verwendete Plasmid enthält 2 Gene: verbessertes gelbes fluoreszierendes Protein (EYFP) und Dihydrofolat-Reduktase Thymidylat-Synthase aus Toxoplasma gondii (TgDHFR-TS)15.</li>
		<li>Bereiten Sie 25 U restriktionsenzym vor. Wenn Plasmide linearisiert werden, kann das Restriktionsenzym die Transfektionseffizienz verbessern. Wenn die Plasmide kreisförmig sind, lassen Sie das Restriktionsenzym weg.</li>
		<li>Bereiten Sie 85 l Nukleofektionspuffer vor: Mischen Sie 20 L Nukleofektionspuffer I und 1 ml Nukleofektionspuffer II, und verwenden Sie einen Teil der Lösung. Das Volumen des Gesamtpuffers beträgt 100 L.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Nukleofection<ol>
<li>Zentrifugieren Sie die Sporozoit- oder Merozoitsuspension bei 600 x g für 10 min. Dann entsorgen Sie den Überstand.</li>
		<li>In der folgenden Reihenfolge fügen Sie 85 l Kerntransfektionspuffer, 10 g Plasmid (PCR-Fragment) und 25 U Restriktionsenzym (in der Regel 5 l) in das 1,5 ml-Rohr mit Sporozoiten oder Merozoiten ein.</li>
		<li>Übertragen Sie die Suspension auf einen nuklearen Transfektionsbecher. Den Becher in eine nukleare Transfernut legen.</li>
		<li>Schalten Sie die Nahrektionsvorrichtung mit dem Netzschalter ein und wählen Sie das Transfektionsverfahren U-033. Wenn das Nukleofection-Gerät im Modus "Freie Programmauswahl" gestartet wird, beenden Sie diesen Modus, indem Sie die X-Taste drücken.</li>
		<li>Wenn das Programm abgeschlossen ist, drücken Sie die X-Taste des Nukleofektionsgeräts, und der Bildschirm sollte OKanzeigen, was darauf hinweist, dass die Nukleofektion erfolgreich ist.</li>
		<li>Fügen Sie 0,5-1 ml Von Dulbeccoes Modified Eagle es Medium (DMEM)8 in den Nukleofection-Becher, um die Reaktion zu stoppen und die Suspension nach dem sanften Mischen auf 1,5 ml Rohr zu übertragen.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Cloakalinokulation oder intravenöse Injektion
<ol><li>Impfen Sie die Nukleofekten Parasiten zu 7 Tage alten Hühnern. Impfen Sie die Merozoiten von E. necatrix oder die Sporozoiten von E. tenella über den kloaken Weg, aber impfen Sie E. acervulina sporozoites durch intravenöse Injektion. Impfen Sie etwa 2 x 107 Millionen Sporozoiten in jedes Huhn und inkoluieren Merozoiten 107 für jeden Vogel.</li>
</ol>5. Vermehrung und FACS-Sortierung
<ol><li>Sammeln Sie Oozysten aus Kot 5-9 Tage nach der Impfung mit transfizierten Sporozoiten. Sammeln Sie die Oozysten am dritten Tag nach der Impfung mit transfizierten Merozoiten.</li>
	<li>Verwenden Sie fluoreszenzaktivierte Zellsortierung (FACS) und 150 mg/kg Pyrimethamin8, um das transgene Populationsverhältnis sukzessive zu erhöhen. HINWEIS: Verwenden Sie Pyrimethamin, indem Sie es direkt in den Feed einfügen. Für eine bequemere Verwendung bereiten Sie wasserlösliches Pyrimethamin vor. 1 g Pyrimethamin in 0,2 ml pfH2SO4 und 9,8 ml N-Methylpyrrolidon (NMP) auflösen und dann 1,5 ml dieser Stammlösung in 1 L Trinkwasser für Vögel geben.</li>
</ol>6. Optionale Säulenreinigung
HINWEIS: Wenn mehr reine Sporozoiten oder Merozoite benötigt werden, gibt es eine optionale Methode, die sie durch eine Diethylaminoethyl-52-Zellulosesäule (DE-52-Zellulose) reinigt.
<ol><li>Bereiten Sie die DE-52-Zellulosesäule mindestens einen Tag im Voraus vor.<ol>
<li>Vorbereiten des Glycin-Eluentenpuffers (Tabelle 1). Stellen Sie den pH-Wert des Glycin-Eluentenpuffers von 7,6 auf 8,0 und auf 41 °C vorgewärmt an.</li>
		<li>2,5 g DE-52-Zellulose in die Säule geben. Wasser hinzufügen und über Nacht einweichen. Entsorgen Sie den Überstand.</li>
		<li>Wasser hinzufügen und 1 h einweichen. Den Überstand entsorgen.</li>
		<li>0,1 M NaOH hinzufügen und mindestens 2 Stunden einweichen. Wiederholen Sie diesen Schritt.</li>
		<li>Ersetzen Sie den Überstand durch Wasser. Nachdem sich die Zellulose vollständig auf den Boden (ca. eine halbe Stunde) gelegt hat, wiederholen Sie diesen Schritt.</li>
		<li>Entsorgen Sie den Überstand, fügen Sie 0,1 M HCl hinzu und tränken Sie ihn mindestens 2 Stunden lang. Wiederholen Sie diesen Schritt.</li>
		<li>Entsorgen Sie den Überstand und tränken Sie die Zellulose zweimal mit dem Glycin-Eluentenpuffer.</li>
		<li>Messen und einstellen Sie den pH-Wert von 7,6 auf 8,0, indem Sie 0,1 M HCl oder 0,1 M NaOH hinzufügen. HINWEIS: In diesem Teil hat die Flüssigkeit mindestens 5x mehr Volumen als die von DE-52 Cellulose.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Stellen Sie den Durchfluss zwischen 40-50 r/min ein.</li>
	<li>Wenn die Sedimentation von Zellulose abgeschlossen ist, fügen Sie die Sporozoit- oder Merozoitsuspension in die chromatographische Säule ein. Stellen Sie den Durchfluss auf 30-40 r/min ein. HINWEIS: Setzen Sie die Sporozoit- oder Merozoitfällung mit Glycin-Eluentenpuffer aus, bevor Sie die chromatographische Säule hinzufügen.</li>
	<li>Mit Glycin-Eluentenpuffer in 50 ml-Rohre sammeln. Stoppen Sie die Sammlung gemäß den Ergebnissen der mikroskopischen Untersuchung von Sporozoiten oder Merozoiten während des Elutionsprozesses.</li>
	<li>Zentrifuge den bei 600 x g gesammelten Glycin-Eluentenpuffer für 10 min. Übertragen Sie den Sporozoit- oder Merozoitniederschlag in neue 1,5 ml-Rohre.</li>
	<li>Zählen Sie die Sporozoiten oder Merozoiten mit einem Hämozytometer.</li>
</ol>

<ol><li>Suo, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+efficacy+and+economic+benefits+of+Supercox%2C+a+live+anticoccidial+vaccine+in+a+commercial+trial+in+broiler+chickens+in+China%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Parasitology%22%5BJournal%5D)">The efficacy and economic benefits of Supercox, a live anticoccidial vaccine in a commercial trial in broiler chickens in China.</a> Veterinary Parasitology. 142 (1-2), 63-70 (2006).</li>
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</ol>

In den 1990er Jahren wurde ein Transfektionssystem für apicomplexan Parasiten entwickelt, und es wurde für Studien über eimerische Parasiten verwendet. Kürzlich wurde eine stabile Transfektion in E. tenella8,9 und E. nieschulzi15durchgeführt. Wir erreichten die stabile Transfektion von E. necatrix durch transfizierende Merozoiten der zweiten Generation11. Die Impfung der transfizierten Spo...

Eimeria spp. verursacht Kokziidiose, was zu erheblichen wirtschaftlichen Verlusten in der Vieh- und Geflügelindustrie führt. Obwohl Antikokiside und in gewissem Maße abgeschwächte Antikokzien-Impfstoffe häufig zur Bekämpfung der Kokzidizien-Impfung eingesetzt wurden, gibt es immer noch Mängel in Bezug auf ihre Arzneimittelresistenz, Arzneimittelrückstände und die mögliche Diffusion von Impfstoffstämmen, die virulenz zurückgewinnen1. Mit der Entwicklung der Molekularbiologie ist die Transfektion zu einem wichtigen Werkzeug geworden, um Genfunktionen zu untersuchen, neuartige Impfstoffe zu entwickeln und neue Wirkstoffziele für Eimeriazu screening.
In den letzten Jahrzehnten wurde die Transfektion erfolgreich für apicomplexan Parasiten wie Plasmodium und Toxoplasma gondii2,3,4,5,6angewendet. Eine Studie, in der die Transfektion in E. tenella als Reporter für die Transfektion verwendet wurde, führte in Eimeria7auf solche Arbeiten. Die Transfektion von E. tenella8,9, E. mitis10und E. acervulina (Zhang et al., unveröffentlichte Daten) war bei Hühnern erfolgreich. Kürzlich erreichten wir die Transfektion mit Merozoiten von E. necatrix durch Nukleofection11.
Studien zeigten, dass Eimeria, die ein heterologes Antigen exizipieren, das Potenzial hat, als rekombinanter Impfstoff entwickelt zu werden, wie z. B. solche, die Campylobacter Jejuni-Antigen A (CjaA) oder Huhn interleukin 2 (chIL-2)12,13. Daher beschreibt dieses Protokoll eine Nukleofektionsstudie von Eimeria spp. bei Hühnern. Das Verfahren beschreibt die Reinigung von Sporozoiten oder Merozoiten, Die Nukleofektion mit Plasmid-DNA, die cloakale Inokulation/intravenöse Injektion und die In-vivo-Vermehrung, um Forschern zu helfen, Studien über transgene Eimeria-Parasiten zu beginnen.

<table><tbody><tr><td>ATP-Dinatrium</td><td>Sigma</td><td>A26209</td><td></td></tr><tr><td>Zellulose DE-52</td><td>Solarbio</td><td>C8350</td><td></td></tr><tr><td>Pumpe mit konstantem Durchfluss</td><td>SHANGHAI JINGKE INDUSTRIAL CO., LTD.</td><td>HL-2B</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>MACGENE</td><td></td><td></td></tr> CM15019 <tr><td>Glasperlen</td><td>Sigma</td><td>Z250473-1PAK</td><td></td></tr><tr><td>Glukose</td><td>Sigma</td><td>Nr. V900116</td><td></td></tr><tr><td>Glycin</td><td>Biotopped</td><td>G6200</td><td></td></tr><tr><td>HBSS</td><td>MACGENE</td><td>CC016</td><td></td></tr><tr><td>KH2PO4</td><td>Sigma</td><td>Nr. V900041</td><td></td></tr><tr><td>Zentrifuge mit niedriger Drehzahl</td><td>VERIFIZIERTER LIEFERANT - BEILI CENTRIFUGE CO., LTD.</td><td>DT5-2</td><td></td></tr><tr><td>Magnetischer</td><td>Mischer SCILOGEX</td><td>MS-H280-Pro</td><td></td></tr><tr><td>MgCl2</td><td>Sigma</td><td>449164</td><td></td></tr><tr><td>MoFlo Zellsortierer</td><td>BeckMan Coulter, US</td><td>201309995</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma</td><td>144-55-8</td><td></td></tr><tr><td>Nukleofektionsgerät</td><td>LONZA/amaxa</td><td>90900012 (Nucleofector II)</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Solarbio</td><td>P1010</td><td></td></tr><tr><td>Percoll (DG Gradient Stammlösung)</td><td>GE Healthcare</td><td>17-0891-09</td><td></td></tr><tr><td>Natriumtaurodeoxycholathydrat</td><td>Sigma</td><td>T0875</td><td></td></tr><tr><td>Sorvall Legend Micro 17 Mikrozentrifuge</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>75002430</td> Die Zusammensetzung von DMEM: <td></td></tr><tr><td>4,5 g/L Glukose mit Natriumpyruvat, L-Glutamin und 25 mM HEPES.</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Trypsin</td><td>Solarbio</td><td>T8150</td><td></td></tr><tr><td>Vortex-Mischer</td><td>Beijing North TZ-Biotech Develop.co.</td><td>HQ-60-II</td><td></td></tr><tr><td>Wasserbad-Thermostat</td><td>Grant Instruments (Cambridge), Ltd.</td><td>GD120,GM0815010</td><td></td></tr></tbody></table>

nukleofection und in vivo propagation von hühner eimeria parasiten

Nucleofection and In Vivo Propagation of Chicken Eimeria Parasites

Transfektion ist ein technischer Prozess, durch den genetisches Material, wie DNA und doppelsträngige RNA, in Zellen abgegeben werden, um das Gen von Interesse zu modifizieren. Derzeit wird die transgene Technologie zu einem unverzichtbaren Werkzeug für die Untersuchung von Eimeria, den Erregern der Kokzidiose bei Geflügel und Vieh. Dieses Protokoll enthält eine detaillierte Beschreibung der stabilen Transfektion bei eimerischen Parasiten: Reinigung und Nukleofektion von Sporozoiten oder Merozoiten der zweiten Generation und in vivo Vermehrung transfizierter Parasiten. Mit diesem Protokoll erreichten wir die Transfektion bei mehreren Eimeria-Arten. Zusammengenommen ist die Nukleofektion ein nützliches Werkzeug, um genetische Manipulationen bei eimerischen Parasiten zu erleichtern.

Dieses Protokoll wurde verwendet, um eimerian Parasiten zu transfekten. In dieser Studie wurden die Meronten und Merozoiten der2. Generation von E. necatrix in Abbildung 2A und Abbildung 2Bdargestellt, während Abbildung 2C und Abbildung 2D die Sporozysten und Sporozoiten von E. te...

Hier boten wir eine Methode zur Erreichung einer stabilen Transfektion von Eimeria-Parasiten durch Nukleofektive Sporozoite oder Merozoitder der zweiten Generation. Genetisch veränderte eimerische Parasiten, die heterologe antigene Gene exdrücken, könnten als Impfstoff-Liefervehikel verwendet werden.

Nukleofection und In Vivo Propagation von Hühner Eimeria Parasiten

Transfection is a technical process through which genetic material, such as DNA and double-stranded RNA, are delivered into cells to modify the gene of ...

Die Einrichtung von Transfektionsprotokollen für Eimeria-Arten würde dazu beitragen, die Erforschung der Genfunktionen voranzutreiben, neue Impfstoffe zu entwickeln und neue Wirkstoffziele für Eimeria zu screening. Mit dieser Technik erreichten wir die Transfektion mehrerer Eimeria-Arten, und die Nukleofektion ist ein nützliches Werkzeug, um die Anwendung genetischer Manipulation bei eimerischen Parasiten zu erleichtern. Die Nukleofektion von Eimeria bietet eine Referenz für die Transfektion anderer Parasiten, die nicht in vitro kultiviert werden können und die Untersuchung ihrer genetischen Manipulation beschleunigen wird.Wenn Sie diese Technik zum ersten Mal ausprobieren, sollten Sie alle Reagenzien und ihre Instrumente vor Beginn der Transfektion gut vorbereiten, um Rührung während des Experiments zu vermeiden. Die Realisierung dieser Methode hilft Menschen, die sich auf die Transfektion von Eimeria konzentrieren, die komplizierten Details dieses Experiments zu sehen. Um mit der Freisetzung von Sporozysten zu beginnen, Zentrifufuge ein mal 10 zu den sieben sporulierten Oozysten in Kaliumdichromat-Lösung bei 2, 300 mal g für fünf Minuten.Waschen Sie sie mit PBS dreimal. Das Pelle

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Research

Forschung

JoVE Journal

Biology

Biologie

Mit feiner Spitze Mikropipetten spritzen wir Plasmid-DNA in Subdomains Huhn Somiten oder neuronale Röhren. Die Konzentration der Plasmid wird angepasst, um einzelne transfizierten Zellen zu generieren. Dann erlauben wir die Zellen in klonalen Populationen zu entwickeln.

Single Cell Transfektion in Hühnerembryonen

Verfahren zum Gentransfer in Hühnerembryos in späteren Stufen der Inkubation (älter als Hamburger und Hamilton Stufe (HH) 22) beschrieben. Dieses Verfahren überwindet die Nachteile...

Gentransfer in Hühnerembryonen durch Ältere<em&gt; Ex ovo</em&gt; Die Elektroporation

Quelle: Yates, J. G. E., et al. Herstellung eines rekombinanten Newcastle-Krankheitsvirus mit hohem Titer aus Allantoisflüssigkeit. J. Vis. Exp. (2022)Das Video zeigt die Aufreinigung und Konzentrierung von Viruspartikeln aus geklärter Allantoisflüssigkeit, die aus virusinfizierten bebrüteten Hühnereiern gewonnen wurde. Es veranschaulicht eine Reihe von Filtrations- und Trennungsschritten, einschließlich Tiefenfiltration, Querstromfiltration und Dichtegradienten-Ultrazentrifugation, um intakte...

Reinigung von Viren aus der Allantoisflüssigkeit von bebrüteten Hühnereiern

In diesem Video beschreiben wir die Nukleofektion, ein auf Elektroporation basierendes Transfektionsverfahren, um fluoreszierende Reporterprotein-kodierende Plasmid-DNA in die Sporozoitenform des Hühner-Eimeria-Parasiten zu bringen.

Nukleofektion von Parasitenformen: Eine auf Elektroporation basierende Transfektionsmethode zur Abgabe von fluoreszierenden Protein-kodierenden Plasmiden in den Sporozoitenkern

Embryonale Küken Netzhautzellkulturen stellen wertvolle Werkzeuge für das Studium der Photorezeptorbiologie. Wir haben ein effizientes Gentransfertechnik, die auf ex ovo Elektroporation von Plasmid der Netzhaut vor der Kultur entwickelt. Diese Technik wesentlich erhöht Transfektionseffizienzen über derzeit verfügbaren Protokolle, was die genetische Manipulation möglich für dieses System.

Effizienten Gentransfer in Küken Netzhäute für primäre Zellkulturstudien: Eine Ex-ovo Elektroporation Ansatz

Fruchtbare Hühnereier werden häufig verwendet, um große Mengen an humanen Influenza-A-Viren zu produzieren, da sie ein bequemes und kostengünstiges System zum Nachweis hoher Viruserträge bieten.

Influenza Virus Vermehrung in embryonierten Hühnereiern

Die Diagnose einer Eimeria-Infektion bei Hühnern ist nach wie vor anspruchsvoll. Parasitenmorphologie- und wirtspathologische Ansätze sind in der Regel nicht schlüssig, während molekulare Ansätze, die auf PCR basieren, sich in Bezug auf Kosten und Fachwissen als anspruchsvoll erwiesen haben. Das Ziel dieses Protokolls ist es, die schleifenvermittelte isotherme Amplifikation (LAMP) als einfache molekulare Diagnostik für Eimer-Infektionen zu etablieren.

Loop-vermittelte isothermen Amplifikation (LAMP) Assays für die artspezifischen Nachweis von<em&gt; Eimeria</em&gt;, Die Hühner infizieren

Das übergeordnete Ziel dieses Papiers ist es, zu beschreiben, wie bei der intrazellulären Injektion von exogenen Materialien in Hühnerembryonen durchgeführt werden kann. Dieser Ansatz ist sehr nützlich, um die Entwicklungsbiologie von Hühnerembryonen zu untersuchen.

In Ovo Intravaskuläre Injektion in Hühnerembryonen

Diese Methode zeigt den Hühnerembryo als einfaches und kostengünstiges in vivo Modell, um den bakteriellen Erreger L. monocytogenes aus einem lebensfähigen, aber nicht kultivierbaren (VBNC) Zustand wiederzubeleben und mit potenziellen weiteren Anwendungen für das Verständnis der bakteriellen Ruhemechanismen.

Hühnerembryo als In-vivo-Modell zur Wiederbelebung lebensfähiger, aber nicht kultivierbarer Krankheitserreger

Vermehrung von humanen embryonalen Stammzellen (ES-Zellen)

Erfahren Sie die Nukleofektion von Eimeria-Sporozoiten und Merozoiten zur genetischen Manipulation von Hühnerparasiten. Diese Methode ermöglicht Impfstoffentwicklung und erleichtert CRISPR-Cas9-Anwendungen.

Nukleofection und In Vivo Propagation von Hühner Eimeria Parasiten

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