Name: In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Erfahren Sie die Entwicklung eines Mausmodells für Wirbelsäulenimplantatinfektionen mit biolumineszentem Staphylococcus aureus. Diese Methode ermöglicht die nicht-invasive, longitudinalen Überwachung der bakteriellen Last in Echtzeit.

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Die Autoren möchten sich für den Erhalt des Biomet Spine Grant der Pediatric Orthopaedic Society of North America und des National Institutes of Health Clinical and Translational Science Institute KL2 sowie des HH Lee Surgical Research Grant als Hauptfinanzierungsquellen für diese Experimente bedanken.

Alle Tiere wurden in strikter Übereinstimmung mit der guten Tierpraxis behandelt, wie sie in den Bundesvorschriften definiert ist, wie sie im Tierschutzgesetz (AWA), dem Leitfaden für die Pflege und Verwendung von Labortieren von 1996, der PHS-Richtlinie für die humane Pflege und Verwendung von Labortieren sowie in den Richtlinien und Verfahren der Einrichtung festgelegt sind, wie sie im Schulungshandbuch für die Pflege und Verwendung von Tieren festgelegt sind. und alle Tierarbeiten wurden vom Animal Research Committee (ARC) des Kanzlers der University of California in Los Angeles genehmigt.
1. Wahl des biolumineszierenden Stamms S. aureus
<ol><li>Verwenden Sie den biolumineszierenden S. aureus-Stamm Xen36 als Inokulum von Interesse. HINWEIS: Dieser Stamm wurde vom Elternstamm S. aureus ATCC-49525 abgeleitet, einem klinischen Isolat eines septischen Patienten. S. aureus Xen36 nutzt auf einzigartige Weise ein Lux-ABCDE-Operon, das optimiert und in das native Plasmid des Wirts integriert ist. 19 Infolgedessen ist der Xen36-Stamm in der Lage, ein blau-grünes biolumineszierendes Licht mit einer Spitzenwellenlänge von 490 nm zu erzeugen. Dieses Emissionssignal wird nur von lebenden stoffwechselaktiven Bakterien erzeugt.</li>
</ol>2. Zubereitung von S. aureus zur Inokulation
<ol><li>Zugabe von 200 μg/ml Kanamycin zu Luria-Bouillon plus 1,5%igem Agar, um S. aureus Xen36 aus potenziellen Verunreinigungen zu isolieren, wobei das Kanamycin-Resistenzgen, das mit dem Lux-Operon 19 verbunden ist, verwendet wird.</li>
	<li>S. aureus Xen36-Bakterien auf tryptische Soja-Agarplatten (tryptische Sojabrühe [TSB] plus 1,5 % Agar) auftragen und bei 37 °C für 12-16 h inkubieren.</li>
	<li>Einzelne Kolonien von S. aureus Xen36 isolieren und einzeln in TSB für 12-16 h bei 37 °C in einem Schüttelinkubator (200 U/min) kultivieren.</li>
	<li>Die resultierende Kultur wird im Verhältnis 1:50 verdünnt.</li>
	<li>Weitere 2 h bei 37 °C kultivieren, um Bakterien in der mittleren logarithmischen Phase zu isolieren.</li>
	<li>Pelletieren, resuspendieren und waschen Sie Bakterien dreimal in phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS).</li>
	<li>Messen Sie die Absorption bei 600 nm. Der ideale OD600 liegt zwischen 0,700 und 0,750, was 4x105 KBE/ml entspricht. Führen Sie serielle Verdünnungen durch, um das gewünschte bakterielle Inokulum (1 x 103 KBE/2 μl) zu erreichen. HINWEIS: Die optimale Konzentration von Xen36 für die Etablierung einer chronischen Infektion betrug 1 x 103 KBE. Eine niedrigere Dosierung der Bakterien wurde vom Immunsystem des Wirts beseitigt und eine höhere Dosierung führte zu einem Wundabbau. Der Wundabbau unterscheidet nicht zwischen einer tiefen Implantatinfektion und einer oberflächlichen Wundinfektion und wird daher in diesem Modell vermieden (Abbildung 1)20.</li>
</ol>3. Mäuse
<ol><li>Verwenden Sie 12 Wochen alte männliche C57BL/6J-Wildtyp-Mäuse.</li>
	<li>Hausmäuse in Käfigen mit maximal 4 auf einmal.</li>
	<li>Halten Sie jederzeit Wasser bereit. Halten Sie einen 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus ein und führen Sie während der Dunkelphase des Zyklus keine Experimente durch.</li>
	<li>Verwenden Sie luzernefreies Futter für die Fütterung, da es zu Interferenzen mit der Fluoreszenzsignalisierung kommen kann.</li>
	<li>Lassen Sie die Mäuse täglich von Forschungs- oder Veterinärpersonal untersuchen, um das Wohlergehen der Tiere während des gesamten Versuchs zu gewährleisten.</li>
</ol>4. Chirurgische Eingriffe bei Mäusen
<ol><li>Induzieren Sie eine Anästhesie, indem Sie Mäuse für etwa 5 Minuten in eine Isofluran-Kammer (2 %) legen. Bestätigen Sie eine angemessene Anästhesietiefe, indem Sie die Atmung so überwachen, dass sie rhythmisch und langsamer bleibt als im Wachzustand und sich nicht als Reaktion auf schädliche Reize (z. B. chirurgische Manipulation, Zehenkneifen) verändert.</li>
	<li>Bringen Sie betäubte Mäuse in eine Vorbereitungsstation und entfernen Sie die Haare vom Kreuzbein bis zur oberen Brustwirbelsäule mit einer Nagetierschere.</li>
	<li>Reinigen und sterilisieren Sie die Haut mit dreifachen Waschungen mit abwechselnder Betadinlösung und Isopropylalkohol.</li>
	<li>Übertragen Sie anästhesierte und sterilisierte Mäuse in Bauchlage auf ein steriles Operationsbett unter Aufrechterhaltung der Anästhesie mit Verabreichung von inhalativem Isofluran (2%) über den Nasenkegel.</li>
	<li>Beugen Sie die Hüften maximal und identifizieren Sie die Position des Knies auf Höhe der Wirbelsäule, um sich dem Wirbelkörper der Lendenwirbelsäule 4 anzunähern.</li>
	<li>Machen Sie einen 2 cm langen Längsschnitt durch die Haut mit einem chirurgischen Skalpell mit 15 Klingen.</li>
	<li>Abtasten Sie die Dornfortsätze, um die Mittellinie zu bestätigen, und setzen Sie den Schnitt bis zum Knochen fort.</li>
	<li>Subperiostal auf der rechten Seite des Dornfortsatzes L4 sezieren, der sich lateral zum Querfortsatz erstreckt.</li>
	<li>Eine resorbierbare geflochtene Naht der Größe 5-0 Cephalad und Caudad durch die Faszie an den L4-Körper führen und offen lassen, um einen zukünftigen Verschluss vorzubereiten.</li>
	<li>Mit einer 25-G-Wirbelsäulennadel den Dornfortsatz von L4 mit einer 25-G-Wirbelsäulennadel einreiben und ein 1 cm langes, "L-förmiges" chirurgisches Edelstahlimplantat mit 0,1 mm Durchmesser entlang der Lamina einsetzen, wobei der lange Arm auf Cephalad liegt.</li>
	<li>Beimpfen Sie das Implantat mit 1 x 103 KBE/2 μl biolumineszierendem S. aureus Xen36 und achten Sie darauf, dass die gesamte Lösung mit dem Implantat in Kontakt kommt.</li>
	<li>Warten Sie ca. 10 Sekunden, bevor Sie die zuvor durchgeführte resorbierbare Naht nach der Inokulation abbinden, um sicherzustellen, dass das Inokulum auf dem Implantat eingeschlossen ist.</li>
	<li>Schließen Sie die Haut laufend mit resorbierbarem Nahtmaterial.</li>
	<li>Verabreichen Sie Schmerzmittel durch subkutane Injektion von Buprenorphin (0,1 mg/kg) sofort nach und danach alle 12 Stunden für 3 Tage.</li>
	<li>Erholen Sie Mäuse auf einem Heizkissen und überwachen Sie sie, um zur normalen Aktivität zurückzukehren.</li>
	<li>Postoperative Röntgenaufnahmen anfertigen, um die richtige Platzierung des Implantats zu bestätigen.</li>
</ol>5. Longitudinale In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung zur Messung der Bakterienbelastung
<ol><li>Mäuse mit inhalativem Isofluran anästhesieren (2%). Bestätigen Sie eine angemessene Anästhesietiefe, indem Sie die Atmung so überwachen, dass sie rhythmisch und langsamer bleibt als im Wachzustand und sich nicht als Reaktion auf schädliche Reize (z. B. chirurgische Manipulation, Zehenkneifen) verändert.</li>
	<li>Entfernen Sie die Haare vom Kreuzbein bis zur oberen Brustwirbelsäule mit einer Nagetierschere.</li>
	<li>Laden Sie Mäuse in das Sichtfeld der biolumineszierenden Bildgebungsplattform, um In-vivo-Biolumineszenz-Bildgebung (BLI) durchzuführen19.</li>
	<li>Erfassen Sie biolumineszierende Signale über eine Aufnahmezeit von 5 Minuten. Verwende große Binning-Einstellungen mit einem Sichtfeld von 15 cm (B).</li>
	<li>Wiederholen Sie die Schritte 5.1-5.4 an den postoperativen Tagen 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 und 35 (oder an anderen Tagen, die auf einem bestimmten Versuchsdesign basieren), um die Bakterienlast zu überwachen.</li>
	<li>Präsentieren Sie BLI-Daten über Farbskala und Überlagerung auf einem Graustufenfoto. Isolieren Sie eine standardmäßige eiförmige Region of Interest (ROI) mit BLI-Software, um BLI im Gesamtfluss (Photonen pro Sekunde) oder im mittleren maximalen Fluss (Photonen/Sekunde/Zentimeter2/Steradian) zu quantifizieren.</li>
</ol>6. Quantifizierung von Bakterien, die an Implantaten und umgebendem Gewebe haften
<ol><li>Euthanasieren Sie Mäuse am POD 35 oder zu einem alternativen postoperativen Zeitpunkt Ihrer Wahl mit Kohlendioxid-Exposition gemäß den AVMA-Richtlinien. Euthanasie mit sekundärer Zervixluxation bestätigen.</li>
	<li>Sterilisieren Sie die Rückenhaut gemäß Schritt 4.3 und positionieren Sie die Maus in Bauchlage auf einem sterilen Operationsfeld.</li>
	<li>Schneiden Sie den vorherigen Schnitt mit einem chirurgischen Skalpell mit 15 Klingen scharf ein.</li>
	<li>Verwenden Sie eine sterile Schere, um den Dornfortsatz L4 stumpf zu präparieren und das chirurgische Implantat zu identifizieren.</li>
	<li>Verwenden Sie einen Nadeltreiber, um das Implantat vorsichtig zu drehen und aus seiner Position im Dornfortsatz L4 zu entfernen.</li>
	<li>Entnehmen Sie mit einer sterilen Pinzette und Schere ca. 0,1 g Dornfortsatzknochen und Weichgewebe unmittelbar um das chirurgische Implantat herum und geben Sie 1 ml PBS in ein kleines konisches Nashornröhrchen mit 4 scharfen Homogenisierungskügelchen.</li>
	<li>Erfassen Sie das Gewicht des Weichgewebes, indem Sie das konische Röhrchen vor und nach der Ernte wiegen.</li>
	<li>Platzieren Sie das Implantat in 0,5 ml 0,3 % Tween-80 in TSB und beschallen Sie es 15 Minuten lang.</li>
	<li>Die resultierende Implantatsuspension wird 2 min vortex und über Nacht 12-16 h kultiviert.</li>
	<li>Homogenisieren Sie das Weichgewebe und die Dornfortsätze, die zuvor in 1 ml PBS um das Implantat herum platziert wurden, mit einem Homogenisator.</li>
	<li>Die resultierende Weichteilsuspension wird 5 min vortex und über Nacht 12-16 h kultiviert.</li>
	<li>Zählen Sie nach der Kultur über Nacht KBE aus dem Implantat bzw. aus dem umliegenden Gewebe. Geben Sie den Wert als Gesamtmenge KBE/g für Weichgewebe und KBE/ml für beschallte Implantate an.</li>
</ol>

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</ol>

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Implantatbedingte Infektionen in der Wirbelsäule deuten auf schlechte Ergebnisse für die Patienten hin 1,2,3,4,5. Im Gegensatz zu vielen anderen Bereichen im Körper kann infizierte Hardware in der Wirbelsäule aufgrund des Risikos von Instabilität und neurologischer Beeinträchtigung häufig nicht entfernt werden. Diese einzigartige Herausforderung im Umfeld von ...

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated from:
Benjamin V. Kelley1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles
to:
Benjamin V. Kelley1 
Christopher Hamad1 
Stephen D. Zoller1 
Danielle Greig1 
Zeinab Mamouei1 
Rene Chun1 
Kellyn Hori1 
Nicolas Cevallos1 
Chad Ishmael1 
Peter Hsiue1 
Rishi Trikha1 
Troy Sekimura2 
Brandon Gettleman3 
Autreen Golzar2 
Adrian Lin2 
Thomas Olson2 
Ameen Chaudry2 
Michael M. Le2 
Anthony A. Scaduto1 
Kevin P. Francis1 
Nicholas M. Bernthal1 
1Department of Orthopaedic Surgery, University of California Los Angeles 
2David Geffen School of Medicine, University of California Los Angeles 
3University of South Carolina School of Medicine, University of South Carolina

An erratum was issued for:&#160;<a href="https://www.jove.com/t/60560">In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection</a>. The Authors section was updated.

Erratum: In vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Das Ziel dieser Methode ist es, ein neuartiges Mausmodell der spinalen Implantatinfektion (SII) zu beschreiben. Dieses Modell wurde entwickelt, um ein kostengünstiges und genaues Werkzeug zur flexiblen Bewertung der Wirkung von Wirts-, Erreger- und/oder Implantatvariablen in vivo bereitzustellen. Die Erprobung potenzieller Therapeutika und Behandlungsstrategien für Wirbelsäulenimplantatinfektionen in diesem Modell zielt darauf ab, die Forschungsentwicklung vor der Anwendung in größeren Tiermodellen und klinischen Studien zu steuern.
Implantatbedingte Infektionen nach Wirbelsäulenoperationen sind eine verheerende Komplikation und treten leider bei etwa 3–8 % der Patienten auf, die sich einer elektiven Wirbelsäulenoperation unterziehen 1,2,3,4,5 und bis zu 65 % der Patienten, die sich einer Mehrebenen- oder Revisionsoperation unterziehen 6. Die Behandlung von Wirbelsäulenimplantatinfektionen erfordert oft mehrere Krankenhausaufenthalte, mehrere Operationen und eine längere Antibiotikatherapie. SIIs deuten auf schlechte Patientenergebnisse hin, einschließlich neurologischer Beeinträchtigungen, Behinderungen und eines erhöhten Mortalitätsrisikos. Die Behandlung von SII ist extrem teuer und kostet mehr als 900.000 US-Dollar pro Patient7.
Staphylococcus aureus ist der häufigste virulente Erreger von SII 8,9,10,11. Bakterien können die Hardware direkt während der Operation, durch die Wunde während der postoperativen Phase oder später durch hämatogene Ausbreitung aussäen. In Gegenwart von Metallimplantaten bildet S. aureus einen Biofilm, der die Bakterien vor einer Antibiotikatherapie und Immunzellen schützt. Während die Entfernung infizierter Hardware dazu beitragen kann, eine Infektion effektiv auszurotten, ist dies in der Wirbelsäule häufig nicht möglich, ohne eine Destabilisierung zu verursachen und eine neurologische Beeinträchtigung zu riskieren12.
Da infizierte Hardware nicht explantiert werden kann, sind neue Ansätze zur Vorbeugung, Erkennung und Behandlung von SII erforderlich. In der Vergangenheit gab es nur begrenzte Tiermodelle für SII, um die Sicherheit und Wirksamkeit neuartiger Therapien effizient zu bewerten. Bisherige Tiermodelle der SII erfordern eine große Anzahl von Tieren und die Erfassung von Datenpunkten, die Euthanasie erfordern, einschließlich Koloniezählung, Histologie und Kultur13,14,15. Da es keine longitudinale In-vivo-Überwachung gibt, liefern diese Modelle nur einen Datenpunkt pro Tier und sind daher teuer und ineffizient.
Frühere Arbeiten zur Untersuchung eines Mausmodells für Knieendoprothetikinfektionen erwiesen den Wert und die Genauigkeit der nicht-invasiven optischen In-vivo-Bildgebung zur longitudinalen Überwachung der Infektionslast16. Der Nachweis von Biolumineszenz ermöglicht es, die bakterielle Belastung über einen longitudinalen Zeitverlauf in einem einzelnen Tier human, genau und effizient zu quantifizieren. Darüber hinaus haben frühere Studien eine hohe Korrelation zwischen In-vivo-Biolumineszenz und an Implantaten haftenden KBE gezeigt17. Die Fähigkeit, Infektionen im Laufe der Zeit zu verfolgen, hat zu einem nuancierteren Verständnis von implantatbedingten Infektionen geführt. Darüber hinaus hat die Überwachung der longitudinalen Infektion auf diese Weise eine genaue Bewertung der Wirksamkeit der Antibiotikatherapie und neuartiger antimikrobieller Mittel ermöglicht16,17,18.
Mit Hilfe dieser Werkzeuge haben wir ein Modell der postoperativen Wirbelsäulenimplantatinfektion entwickelt und validiert. In der vorgestellten Methode verwenden wir ein Inokulum von biolumineszierendem S. aureus Xen36, um ein in vivo Mausmodell der SII zu etablieren, um die bakterielle Belastung longitudinal zu überwachen16,17,18. Dieses neuartige Modell bietet ein wertvolles Werkzeug, um potenzielle Erkennungs-, Präventions- und Behandlungsstrategien für SII effizient zu testen, bevor sie in größeren Tiermodellen und klinischen Studien angewendet werden.

<table><tbody><tr><td>Analysenwaage ME104</td><td>Mettler Toledo</td><td>30029067</td><td>120 g Fassungsvermögen, 0,1 mg Ablesbarkeit, hintergrundbeleuchtetes LCD, interne Einstellung, Metallbasis</td></tr><tr><td>BD Bacto Tryptische Sojabrühe</td><td>Becton Dickinson (BD)BD</td> <td>211825</td><td>BD Bacto Tryptische Sojabrühe (Sojabohnen-Kasein-Auftraggebermedium)</td></tr><tr><td>Biomate 3S UV-VIS Spektralphotometer</td><td>Thermo Scientific</td><td>840-208300</td><td>Spektralphotometer; Thermo Scientific; BioMate 3S; Zellenhalter mit sechs Positionen; Spektrale Bandbreite: 1,8 nm; Langlebige Xenon-Lampe; Speichern Sie bis zu 40 Testmethoden; 16L x 13B x 9 Zoll H; 19 Pfund; 100/240V US-Netzkabel</td></tr><tr><td>Bioshield 720+ Ausschwingrotor</td><td>Thermo Scientific</td><td>75003183</td><td>Rotor, Ausschwingschaufel; Thermo Scientific; BIOShield 720 mit hoher Geschwindigkeit; Kapazität: 4 x 180 ml (0,72 l); Winkel: 90° ; Max. Drehzahl/RCF: 6300 U/min/7188 x g; Max. Radius: 16,2 cm</td></tr><tr><td>Branson Ultrasonics 2510R-MTH (Sonicator)</td><td>Branson Ultrasonics</td><td>CPX952217R</td><td>*ähnliches Modell, unser Modell wird nicht mehr hergestellt* Branson Ultrasonics MH Series Beheiztes Ultraschall-Reinigungsbad, 120 V, 0,75 gal</td></tr><tr><td>Bullet Blender Storm Homogenisator</td><td>Next Advance</td><td>BBY24M</td><td>Der Bullet Blender Storm ist das leistungsstärkste Mitglied der Bullet Blender-Familie. Homogenisieren Sie bis zu 24 Ihrer härtesten Proben (Femur, Haut, Knorpel, Tumor usw.) in nur wenigen Minuten. Luftkühlung & Handel; Minimiert die Erwärmung der Probe. Verwendet 1,5 ml Schraubverschluss RINO&reg; Röhrchen oder Schnappverschluss Eppendorf&reg; Tresor-Verriegelung & Handel; Rohre.</td></tr><tr><td>Germinator 500</td><td>Elektronenmikroskopie Wissenschaft</td><td>66118-10</td><td>Der Germinator 500 ist nur für die Dekontamination von Metall-Mikropräparierinstrumenten konzipiert. Es ist ausschließlich zu Forschungszwecken zu verwenden. Der Germinator 500 sollte nicht als Ersatz für herkömmlichen Methoden der terminalen Sterilisation verwendet werden. Eine effektive Sterilisation kann aufgrund des Mangels an routinemäßig<en Methoden zur Überwachung der Wirksamkeit der Sterilisation von >Glasperlen nicht gewährleistet werden. Der Germinator 500 wurde so konzipiert und gebaut, dass er den Validation of Dry Sterilizer Spore Suspension Test besteht: USP XXIII, Part 1211.</td></tr><tr><td>Heracell 150i CO2-Inkubator</td><td>Thermo Scientific</td><td>51026282</td><td>Single 150L</td></tr><tr><td>IVIS Lumina X5 Imaging System</td><td>Perkin Elmer</td><td>CLS148590</td><td>Das optische 2D-Bildgebungssystem IVIS Lumina X5 mit hohem Durchsatz kombiniert hochempfindliche Biolumineszenz und Fluoreszenz mit hochauflösender Röntgenstrahlung in einem kompakten System, das auf Ihren Schreibtisch passt. Mit einem erweiterten Sichtfeld von 5 Mäusen für die optische 2D-Bildgebung und unserem einzigartigen Zubehörsortiment zur Beschleunigung der Einrichtung und Beschriftung war es noch nie einfacher und schneller, robuste Daten zu erhalten. und Antworten&mdash; über anatomische und molekulare Aspekte von Krankheiten.</td></tr><tr><td>MAXQ 4450 Digitaler Inkubations-Tischschüttler</td><td>Thermo Scientific</td><td>SHKE4450</td><td>Schüttler, inkubiert; Thermo Scientific; Digital; MaxQ 4450; Drehzahl 15 bis 500 U/min +/-1 U/min; 5 °C über der Umgebungstemperatur bis 80 °C; 120V 50/60Hz</td></tr><tr><td>PBS, phosphatgepufferte Kochsalzlösung</td><td>Fisher Bioreagenzien</td><td>BP24384</td><td>PBS, phosphatgepufferte Kochsalzlösung, 1X Lösung, pH 7,4</td></tr><tr><td>Sorvall Legend Micro 21 Zentrifuge, belüftet</td><td>Thermo Scientific</td><td>75002436</td><td>24 x 1,5/2,0 ml Rotor mit ClickSeal Bioabdichtungsdeckel</td></tr><tr><td>SORVALL LEGEND X1R 120V Zentrifuge</td><td>Thermo Scientific</td><td>75004261</td><td>Zentrifuge, Tischplatte; Thermo Scientific; Sorvall Legend X1R (gekühlt), 1L Fassungsvermögen; Max. Drehzahl/RCF 15.200 U/min/25.830 x g; FCKW-freie Kühlung -10 °C bis +40 °C; 120V 60Hz</td></tr><tr><td>Staphylococcus aureus - Xen36</td><td>Perkin Elmer</td><td>119243</td><td>Staphylococcus aureus - Xen36 biolumineszierende pathogene Bakterien für die in vivo und in vitro Wirkstoffforschung. Dieses Produkt wurde von einem Elternstamm aus der American Type Culture Collection abgeleitet, der unter Lizenz verwendet wird. Staph. aureus-Xen36 besitzt eine stabile Kopie des Photorhabdus luminescens lux Operons auf dem nativen Plasmid.</td></tr><tr><td>TUTTNAUER AUTOKLAV 2540E 120V</td><td>Heidolph Tuttnauer</td><td>23210401</td><td>Sterilisator, Tischgerät; Heidolph; Tuttnauer; Modell 2540E; Autarkes Design mit nachfüllbarem Behälter steuert die Wasserreinheit für die Sterilisation; 120V 50/60Hz; 1400 W. Mit elektronischer Steuerung</td></tr><tr><td>Tween 80</td><td>Fisher Bioreagents</td><td>BP338-500</td><td>Tween 80, Fisher BioReagents, Nichtionisches Reinigungsmittel für die selektive Proteinextraktion</td></tr><tr><td>Vortex-Mischer VX-200</td><td>Labnet International</td><td>S0200</td><td>120V Touch- oder Durchlaufmischer, 230V: 0 - 2.850 U/min, 120V: 0 - 3.400 U/min</td></tr><tr><td>0,9 % Natriumchlorid</td><td>Pfizer Injectables/Hospira</td><td>00409-4888-10</td><td>0,9 % Natriumchlorid-Injektion, USP</td></tr></tbody></table>

in-vivo-mausmodell für wirbelsäulenimplantatinfektionen

In Vivo Mouse Model of Spinal Implant Infection

Infektionen mit Wirbelsäulenimplantaten deuten auf schlechte Ergebnisse hin, da die Diagnose schwierig ist und die chirurgische Eradikation im Widerspruch zur mechanischen Stabilität der Wirbelsäule steht. Der Zweck dieser Methode ist es, ein neuartiges Mausmodell für spinale Implantatinfektionen (SII) zu beschreiben, das entwickelt wurde, um ein kostengünstiges, schnelles und genaues In-vivo-Werkzeug zum Testen potenzieller Therapeutika und Behandlungsstrategien für Wirbelsäulenimplantatinfektionen bereitzustellen.
In dieser Methode stellen wir ein Modell der posterioren Wirbelsäulenchirurgie vor, bei dem ein K-Draht aus Edelstahl in den Dornfortsatz L4 von 12 Wochen alten C57BL/6J-Wildtyp-Mäusen eingedrungen und mit 1 x 103 KBE eines biolumineszierenden Stammes des Staphylococcus aureus Xen36-Bakteriums inokuliert wird. Die Mäuse werden dann an den postoperativen Tagen 0, 1, 3, 5, 7, 10, 14, 18, 21, 25, 28 und 35 in vivo longitudinal für Biolumineszenz abgebildet. Biolumineszenz-Bildgebungssignale (BLI) aus einem standardisierten Sichtfeld werden quantifiziert, um die bakterielle Belastung in vivo zu messen.
Um Bakterien zu quantifizieren, die an Implantaten und periimplantärem Gewebe haften, werden Mäuse euthanasiert und das Implantat und das umgebende Weichgewebe entnommen. Die Bakterien werden durch Beschallung vom Implantat gelöst, über Nacht kultiviert und dann werden koloniebildende Einheiten (KBE) gezählt. Zu den Ergebnissen, die mit dieser Methode gewonnen werden, gehören longitudinale Bakterienzahlen, gemessen durch in vivo S. aureus-Biolumineszenz (mittlerer maximaler Fluss) und KBE-Zählungen nach Euthanasie.
Während frühere Tiermodelle für instrumentierte Wirbelsäuleninfektionen eine invasive Ex-vivo-Gewebeanalyse beinhalteten, nutzt das in dieser Arbeit vorgestellte Mausmodell der SII die nicht-invasive, optische Echtzeit-In-vivo-Bildgebung von biolumineszierenden Bakterien, um statische Gewebeuntersuchungen zu ersetzen. Die Anwendungen des Modells sind breit gefächert und können die Verwendung alternativer biolumineszierender Bakterienstämme, die Einbeziehung anderer Arten von gentechnisch veränderten Mäusen zur gleichzeitigen Untersuchung der Immunantwort des Wirts und die Bewertung aktueller oder die Untersuchung neuer diagnostischer und therapeutischer Modalitäten wie Antibiotika oder Implantatbeschichtungen umfassen.

Das hier vorgestellte Verfahren wurde verwendet, um die Wirksamkeit von Antibiotikatherapien in einem in vivo Mausmodell der SII zu bewerten. Insbesondere wurde die Wirksamkeit einer kombinierten Antibiotikatherapie mit Vancomycin und Rifampicin mit einer Vancomycin-Monotherapie und unbehandelten infizierten Kontrollen verglichen.
Vor der Operation wurden die Mäuse entweder einer Kombinationstherapie, einer Monotherapie oder einer infizierten Kontrolle zugeteilt. Eine statistische Poweranalyse...

Das Protokoll beschreibt ein neuartiges In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen, bei dem ein K-Draht-Implantat aus Edelstahl mit biolumineszierendem Staphylococcus aureus Xen36 infiziert ist. Die bakterielle Belastung wird longitudinal mit biolumineszierender Bildgebung überwacht und mit koloniebildenden Einheitenzählungen nach Euthanasie bestätigt.

In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen

Spine implant infections portend poor outcomes as diagnosis is challenging and surgical eradication is at odds with mechanical spinal stability. The ...

Die postoperative Infektion ist eine verheerende Komplikation der Wirbelsäulenchirurgie. Dieses Mausmodell der Infektion mit Wirbelsäulenimplantaten ermöglicht es Forschern, die Wirkung von Wirts-, Implantat- und therapeutischen Faktoren auf die Infektion zu untersuchen. Diese Technik quantifiziert die longitudinale bakterielle Belastung in Echtzeit human und effizient in vivo.Mit einer gefrorenen Brühe von S.aureus zen 36 die Bakterien auf Luria-Brühplatten mit 200 Mikrogramm pro Milliliter Kanamycin streichen und 12 bis 16 Stunden bei 37 Grad Celsius inkubieren. Am Ende der Inkubation werden einzelne Völker aus der S.aureus zen 36-Kultur einzeln in tryptischer Sojabrühe mit 200 Mikrogramm pro Milliliter Kanamycin für 12 bis 16 Stunden bei 37 Grad Celsius und 200 Umdrehungen pro Minute kultiviert. Am nächsten Tag verdünnen Sie die Kultur in frischer Brühe im Verhältnis eins zu 50 und kultivieren Sie die Bakterien für weitere zwei Stunden, um die Isolierung von Bakterien in der mittleren logarithmischen Phase zu ermöglichen.Am Ende der Inkubation pelletieren Sie die Bakterienzellen durch Zentrifugation und waschen die Zellen dreimal in einem Milliliter frischem PBS pro Waschgang. M

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Ein minimal-invasiven Protokoll, um die Maus Wirbelsäule zu stabilisieren und sich...

In-vivo-Imaging von der Maus Spinal Cord mit Zwei-Photonen-Mikroskopie

In diesem Video entwickeln wir ein in vivo Mausmodell für die perineurale Invasion, indem wir Bauchspeicheldrüsenkrebszellen in den Ischiasnerv injizieren. Dieses Modell hilft, das Ausmaß der Invasion zu quantifizieren und die Wechselwirkungen zwischen Krebszellen und Nerven zu untersuchen.

Maus-Perineurales Invasionsmodell: Generierung eines In-vivo-Modells zur Simulation einer perineuralen Invasion im Ischiasnerv der Maus

Dieses Video demonstriert eine Technik zur Generierung eines Mausmodells für Hautwundinfektionen. Bei der Infektion von Mäusen – die so verändert wurden, dass sie ein fluoreszierendes Protein in Neutrophilen exprimieren – mit einem genetisch veränderten biolumineszierenden Staphylococcus aureus – einem pathogenen Bakterium. Die bakterielle Belastung an der Infektionsstelle und die Rekrutierungsdynamik von Neutrophilen können mit Hilfe von Ganztierbildgebung untersucht werden.

Ein Maus-Modell für Hautwundeninfektionen zur Untersuchung der Immunantwort gegen einen bakteriellen Krankheitserreger

Quelle: Pietruczyk, E. A., et al. Laminektomie und Implantation eines Rückenmarksfensters bei der Maus. J. Vis. Exp. (2019)Dieses Video zeigt die Implantation eines Rückenmarksfensters in eine anästhesierte Maus für die in vivo Bildgebung. Das Protokoll stabilisiert das freiliegende Rückenmark mit einem Borosilikat-Deckglas und einer 3D-gedruckten Rückplatte. Diese Methode ermöglicht die hochauflösende Zwei-Photonen-Mikroskopie, um die Dynamik der Blut-Hirn-Schranke und neurovaskuläre...

Implantation eines Rückenmarksfensters in einer Maus für die In-vivo-Bildgebung

Kombinierte optische und μCT Bildgebung in einem Mausmodell der orthopädischen Implantatinfektion unter Verwendung eines Biolumineszenz-engineered Stamm von Staphylococcus aureus, sofern die Möglichkeit, die Dynamik der bakteriellen Infektion, sowie die entsprechende Entzündungsreaktion und anatomische Veränderungen in den nichtinvasiven und in Längsrichtung zu überwachen Knochen.

Kombiniert<em&gt; In-vivo-</em&gt; Optische und μCT Imaging-Infektion, Entzündung und Knochenanatomie in einem Orthopädie Implantat-Infektion in Mäuse Monitor

Wir beschreiben eine in Vivo Mausmodell Perineural Invasion durch Einspritzen von Phänomen pankreatischen Krebszellen in den Ischiasnerv. Das Modell ermöglicht eine Quantifizierung des Ausmaßes der Nerv Invasion und Untersuchung der zellulären und molekularen Mechanismen der Perineural Invasion unterstützt.

Eine In Vivo murinen Ischiasnerv Modell Perineural Invasion

Wir entwickelten ein Lumbar-Bandscheibendegeneration Maus-Modell durch Resektion von L3–L5 Spinnprozesse zusammen mit supra- und inter-spinous Bänder und Ablösung von paraspinous Muskeln.

Ein Mausmodell der Lumbar Spine Instability

Periprothetische Gelenkinfektionen (PJI), die durch gefährliche Krankheitserreger verursacht werden, sind in der klinischen Orthopädie weit verbreitet. Bestehende Tiermodelle können die tatsächliche Situation von PJI nicht genau simulieren. Hier haben wir ein Candida albicans-Biofilm-assoziiertes PJI-Mausmodell etabliert, um neue Therapeutika für PJI zu erforschen und zu entwickeln.

Ein periprothetisches Gelenk-Candida albicans-Infektionsmodell in der Maus

Das vorliegende Protokoll beschreibt die Entwicklung eines reproduzierbaren Mausmodells des Rückenmarksglioms durch Injektion von Tumorzellen in den Zwischenwirbelraum und bietet damit einen effektiveren und weniger invasiven Ansatz für die Forschung und therapeutische Entwicklung.

Chirurgische Transplantation von Tumorzellen in das Rückenmark von Mäusen

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein Mausmodell, das mittels subkutaner dorsaler Implantation implantatassoziierte Infektionen untersucht, was eine umfassende Untersuchung pathophysiologischer Mechanismen ermöglicht und die Entwicklung diagnostischer Kriterien mit gezielten therapeutischen Strategien unterstützt.

Tiermodell für implantatassoziierte Infektionen bei Mäusen

Dieses Protokoll beschreibt ein einzigartiges experimentelles Modell implantatbedingter Infektionen, das die gleichzeitige Inkubation von zwei Implantaten mit Bakterien unter identischen Bedingungen innerhalb einer einzigen Maus ermöglicht. Es ermöglicht auch eine präzise Beurteilung der Biofilmbildung auf Implantatoberflächen mit optimierten vergleichenden Analysemethoden und demonstriert fortschrittliche Techniken zur Bewertung der antimikrobiellen Eigenschaften von Biomaterialien.

Ein einzigartiges Mausmodell zur quantitativen Beurteilung der Biofilmbildung auf chirurgischen Implantaten bei subkutanem Abszess

Erfahren Sie die Entwicklung eines Mausmodells für Wirbelsäulenimplantatinfektionen mit biolumineszentem Staphylococcus aureus. Diese Methode ermöglicht die nicht-invasive, longitudinalen Überwachung der bakteriellen Last in Echtzeit.

In-vivo-Mausmodell für Wirbelsäulenimplantatinfektionen

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