Name: Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-11-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 20 s
Description: Erfahren Sie die transiente bilaterale Karotisokklusion zur Induktion einer ischämischen Netzhautverletzung bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der Pathophysiologie ischämischer Retinopathien und das In-vivo-Drug-Screening.

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Diese Arbeit wurde unterstützt durch Grants-in-Aid for Scientific Research (KAKENHI) (18K09424 an Toshihide Kurihara und 20K18393 an Yukihiro Miwa) vom Ministerium für Bildung, Kultur, Sport, Wissenschaft und Technologie (MEXT).

Alle hier beschriebenen Methoden wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Keio University School of Medicine genehmigt.
1. Vorbereitung von chirurgischen Instrumenten und Tieren
<ol><li>Autoklav chirurgische Instrumente und halten Sie sie in 70% Ethylalkohol. Reinigen Sie vor jedem neuen chirurgischen Eingriff chirurgische Instrumente sorgfältig mit 70% Ethylalkohol.</li>
	<li>Bereiten Sie männliche BALB/cAJc1-Mäuse (6 Wochen alt, 26-28 kg) in einem spezifisch pathogenfreien (SPF) Raum vor, um sterile Bedingungen vor, während und nach der Operation aufrechtzuerhalten.</li>
</ol>2. Transiente bilaterale gemeinsame Karotisarterienverschluss (tBCCAO)
<ol><li>Setzen Sie eine Maus unter Anästhesie durch intraperitoneale Injektion mit einer Kombination aus Midazolam (40 g/100 l), Medetomidin (7,5 g/100 l) und Butorphanoltartrat (50 g/100 l), wie zuvor beschrieben8,9. Halten Sie die Hinterhaut der Maus, um die Maus davon abzuhalten, ihre Augen zu stoßen, bis die Maus vollständig beästhebt ist.<ol>
<li>Beurteilen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie die Maus Zehen kneifen, bis sie keine Antwort hat, von welcher Methode wird häufig für die Überprüfung der vollständigen Anästhesie10verwendet. HINWEIS: Im Allgemeinen sind weniger als 5 min erforderlich, damit Mäuse einschlafen können. Richtige Rezepte für die Vollnarkose können von Institutionen unterschiedlich sein.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Tragen Sie einen Tropfen von 0,1% gereinigte Natriumhyaluronat Augentropfenlösung auf die Augen auf, um Trockenheit auf den Augen unter Anästhesie zu verhindern.</li>
	<li>Legen Sie die Maus auf den Rücken und fixieren Sie die Pfoten der Maus mit Klebebändern.</li>
	<li>Desinfizieren Sie den Halsbereich der Maus mit 70% Ethylalkohol vor der Operation. HINWEIS: ZusätzlicheS Abschneiden des Fells wurde nicht durchgeführt, da dies zu einer nachfolgenden Hautentzündung führen kann11,12.</li>
	<li>Führen Sie einen sagittalen Schnitt des Halses mit einer Klinge (Abbildung 1). HINWEIS: Der Schnitt muss an der Mittellinie zwischen Hals, Brustbein und Luftröhre erfolgen.</li>
	<li>Trennen Sie beide Speicheldrüsen sorgfältig mit zwei Zangen und mobilisieren Sie sie, um die zugrunde liegenden CCAs zu visualisieren.</li>
	<li>Isolieren Sie die richtige CCA sorgfältig von den jeweiligen vagalen Nerven und begleitenden Venen, ohne ihre Strukturen zu schädigen, und legen Sie zwei 6-0 Seidennähte unter die CCA. Binden Sie die beiden Krawatten fest, um den Blutfluss zu blockieren (Abbildung 1). HINWEIS: Während des Verfahrens können kleine Venen beschädigt werden. Wenn Blutungen auftreten, ist ein Wischen erforderlich, um die CCAs klar zu visualisieren.</li>
	<li>Finden Sie die linke CCA sorgfältig von den jeweiligen vagalen Nerven und begleitenden Venen, ohne ihre Strukturen zu beschädigen, und verschließen Sie die linke CCA für 2 Sekunden durch eine Klemme (Abbildung 1). HINWEIS: Eine 6-0 Seidennahtnadel muss unter dem linken CCA platziert werden, um eine Stelle zum Spannen zu markieren.</li>
	<li>Nach wiedererbrechen der linken CCA, Nähte des Halses durch eine 6-0 Seidennaht und wenden Sie einen Tupfer von Antibiotikum (50 l) auf den Hals, um bakterielle Infektion zu hemmen. HINWEIS: Entfernen Sie beim Wiederöffnen des linken CCA eine Klemme, um eine Beschädigung der Arterienwand zu vermeiden.</li>
	<li>Injizieren Sie 0,75 mg/kg Atipamezolhydrochlorid intraperitoneal in die Maus, um der Maus zu helfen, sich schnell von der tiefen Anästhesie erholt zu haben. Bringen Sie die Maus in einen Mauskäfig mit vorgeheizten Pads zurück. HINWEIS: Lassen Sie die Maus nicht unbeaufsichtigt, bis die Maus wieder genügend Bewusstsein, um die Brustbeschisse zu erhalten.</li>
	<li>Injizieren Sie 0,4 mg/kg Butorphanoltartrat in die Maus, um Schmerzen zu lindern, wenn die Maus aufwacht. HINWEIS: Das Protokoll kann hier angehalten werden. Als erster Hinweis für erfolgreiches tBCCAO ist ein Augenlid-Tropfen der Maus zu beobachten (Abbildung 2).</li>
	<li>Zur Euthanasie spritzen Sie den Mäusen 3x MMB-Mischung und opfern sie für Experimente.</li>
</ol>3. Allgemeine Beobachtungen (Überlebensraten und Augenlidtropfen)
<ol><li>Überprüfen Sie nach der Operation die Überlebensraten auf alle Todesursachen am Tag 0 (nach der Operation), 1, 3 und 7.</li>
	<li>Beurteilen Sie das Augenlid-Tropfen mit einer 4-Punkt-Bewertungsskala: 1 = kein Absinken, 2 = leichtes Absinken (50 %), 3 = schweres Abtropfen (über 50 %) und 4 = starkes Abtropfen mit Augenentladung.</li>
</ol>4. Retinale Blutperfusion
<ol><li>Injizieren Sie 200 l FITC-Dextran (25 mg/ml) in den linken Herzkammerschlitz der Maus, die häufig für die Beobachtung der Blutperfusion in mausretinalen Gefäßen13,14verwendet wird.</li>
	<li>2 Minuten nach der Zirkulation die Augen enukleieren und 1 Stunde lang in 4% Paraformaldehyd fixieren. Die Netzhaut wurde, wie zuvor beschrieben15,sorgfältig erhalten und flach montiert und mit einem Fluoreszenzmikroskop untersucht.</li>
	<li>Fotografieren Sie die retinalen ganzen Halterungen bei 4-facher Vergrößerung und verschmelzen Sie mit einem Zusammenführungsanalysator zu einem einzigen, zuvor beschriebenen16.</li>
	<li>Messen Sie die durchgedreten Bereiche mit einem Gefäßanalysetool in der NIH Fiji/ImageJ-Software.</li>
</ol>5. Westlicher Fleck
<ol><li>3 und 6 Stunden nach tBCCAO, erhalten Sie die Augen von Mäusen und sofort auf eine Petrischale mit kaltem PBS übertragen, um die Netzhaut zu isolieren.</li>
	<li>Führen Sie nach der Isolierung der Netzhaut eine westliche Blotting, wie zuvor beschrieben9.</li>
	<li>Inkubieren Sie über Nacht mit Antikörpern für den hypoxieinduzierbaren Faktor-1 (HIF-1- und ein allgemeiner Hypoxie-Marker) und für β-Actin (eine interne Belastungskontrolle), gefolgt von der Inkubation von HRP-konjugierten Sekundärantikörpern. Visualisieren Sie die Signale über Chemilumineszenz.</li>
</ol>6. Quantitative PCR (qPCR)
<ol><li>6, 12 und 24 Stunden nach tBCCAO, verarbeiten Sie die erhaltenen Netzhaut für qPCR, wie zuvor beschrieben17.</li>
	<li>Führen Sie qPCR über ein Echtzeit-PCR-System aus. Verwendete Primer sind in Tabelle 1aufgeführt. Berechnen Sie Faltenänderungen zwischen Ebenen verschiedener Transkripte nach der Methode "CT".</li>
</ol>7. Immunhistochemie (IHC)
<ol><li>3 Tage nach tBCCAO die Augen von Mäusen erhalten und in Paraffin einbetten.</li>
	<li>Schneiden Sie die paraffin-eingebetteten Augen durch ein Mikrotome, um die Augenpartien zu erhalten.</li>
	<li>Deparaffinisieren und färben Sie die Augenabschnitte von 5 m Dicke, wie zuvor beschrieben13.</li>
	<li>Inkubieren Sie mit einem Antikörper für glialfibrilläres saures Protein (GFAP; ein zuverlässiger Marker für Astrozyten und Müller-Zellen in der Netzhaut) über Nacht, gefolgt von der Inkubation von Alexa Fluor 555-konjugierten Sekundärantikörpern.</li>
	<li>Verwenden Sie DAPI (4,6-Diamidino-2-Phenylindole) zur Färbung des Kerns in der Netzhaut. Visualisierung von Signalen über ein Fluoreszenzmikroskop.</li>
	<li>Bewerten Sie die Morphologiebewertung anhand einer 4-Punkte-Bewertungsskala, wie zuvor beschrieben13,18: 0 = kein Signal, 1 = wenige positive Glia-Endfüße in der Ganglienzellschicht (GCL), 2 = wenige markierte Prozesse, die von GCL bis zur äußeren Kernschicht (ONL) reichen, und 3 = am meisten markierte Prozesse, die von GCL bis ONL reichen.</li>
</ol>8. Elektroretinographie (ERG)
<ol><li>3 und 7 Tage nach tBCCAO, führen Sie ERG mit einer Ganzfeld-Kuppel, einem Erfassungssystem und LED-Stimulatoren durch, wie zuvor beschrieben9.</li>
	<li>Nach dunkler Anpassung über Nacht, beanmaßen Sie Mäuse mit einer Kombination von MMB unter dunklem roten Licht.</li>
	<li>Verwenden Sie eine gemischte Lösung von 0,5% Tropicamid und 0,5% Phenylephrin, um die Pupillen zu verdorn.</li>
	<li>Legen Sie die aktiven Elektroden auf die Kontaktlinse und legen Sie die Referenzelektrode in den Mund.</li>
	<li>Erhalten Sie ERG-Antworten von beiden Augen jedes Tieres.</li>
	<li>Zeichnen Sie skotopische Reaktionen unter dunkler Anpassung mit verschiedenen Reizen auf.</li>
	<li>Messen Sie die Amplituden der A-Welle von der Grundlinie bis zum tiefsten Punkt der A-Welle.</li>
	<li>Messen Sie die Amplituden der B-Welle vom tiefsten Punkt der A-Welle bis zum Gipfel der B-Welle.</li>
	<li>Halten Sie alle Mäuse während des Eingriffs mit Wärmepads warm.</li>
</ol>9. Optische Kohärenztomographie (OCT)
<ol><li>2 Wochen nach tBCCAO, führen Sie OCT mit SD-OCT-System, wie zuvor berichtet8,9.</li>
	<li>Für die Messung Mäuse einer Mydriasis durch eine gemischte Lösung von 0,5% Tropicamid und 0,5% Phenylephrin und der Vollnarkose durch eine Mischung aus MMB unterziehen.</li>
	<li>Erhalten Sie B-Scan-Bilder aus äquatorialen Slices von En-Face-Scans.</li>
	<li>Untersuchen Sie die Netzhaut bei 0,2, 0,4 und 0,6 mm vom Sehnervenkopf entfernt.</li>
	<li>Messen Sie die Netzhautdicke von der retinalen Nervenfaserschicht (NFL) bis zur externen Grenzmembran (ELM), und betrachten Sie den Durchschnitt der Gemessenen Werte als Netzhautdicke einer einzelnen Maus.</li>
	<li>Zeichnen Sie die Ergebnisse als Spinnendiagramme.</li>
</ol>

Die Autoren haben nichts zu verraten.

In der Studie haben wir gezeigt, dass tBCCAO, mit einfachen Nähten und einer Klemme, netzhautische Ischämie und begleitende Netzhautfunktionsstörung induzieren könnte. Darüber hinaus haben wir unser aktuelles Protokoll für die Entwicklung eines Mausmodells der retinalen Ischämie demonstriert ist einfacher und schneller im Vergleich zu anderen früheren Protokollen für die Entwicklung von retinalen ischämischen Verletzungsmodellen2,3,7<...

Die Netzhaut ist ein neurosensorisches Gewebe für die visuelle Funktion. Da eine erhebliche Menge an Sauerstoff für die visuelle Funktion benötigt wird, ist die Netzhaut als eines der höchsten sauerstofffordernden Gewebe im Körperbekannt 1. Die Netzhaut ist anfällig für Gefäßerkrankungen, da Sauerstoff über die Blutgefäße abgegeben wird. Verschiedene Arten von Gefäßerkrankungen, wie diabetische Retinopathie und Netzhautblutgefäß (Venen oder Arterien) Okklusion, können netzhautische Ischämie induzieren. Zur Untersuchung pathologischer Mechanismen der retinalen Ischämie werden reproduzierbare und klinisch relevante experimentelle Modelle der retinalen Ischämie als notwendig erachtet. Die mittlere zerebrale Arterienverschluss (MCAO) durch Einsetzen eines intraluminalen Filaments ist die am häufigsten verwendete Methode zur Entwicklung von in vivo Nagetiermodellen der experimentellen zerebralen Ischämie2,3. Aufgrund der Nähe der ophthalmologischen Arterie (OpA) zu MCA werden MCAO-Modelle auch gleichzeitig verwendet, um die Pathophysiologie der Netzhautischämie4,5,6zu verstehen. Um zerebrale Ischämie zusammen mit retinaler Ischämie zu induzieren, werden lange Filamente in der Regel durch Inzision der gemeinsamen Halsschlagader (CCA) oder der äußeren Halsschlagader (ECA) eingesetzt. Diese Methoden sind schwierig durchzuführen, benötigen eine lange Zeit, um die Operation abzuschließen (über 60 Minuten für eine Maus), und führen zu hohen Variabilitäten in den Ergebnissen nach der Operation7. Es ist nach wie vor wichtig, ein besseres Modell zu entwickeln, um diese Bedenken zu verbessern.
In dieser Studie verwendeten wir einfach kurze transiente bilaterale CCA-Okklusion (tBCCAO) mit Nadeln und einer Klemme, um retinale Ischämie bei Mäusen zu induzieren und analysierten typische Ergebnisse ischämischer Verletzungen in der Netzhaut. In diesem Video werden wir eine Demonstration des tBCCAO-Verfahrens geben.

<table><tbody><tr><td>Atipamezolhydrochlorid</td><td>Zenoaq</td><td>Antisedan</td><td>Für Anti-Anästhesie</td></tr><tr><td>Applied Biosystems 7500 Fast</td><td>Applied Biosystems-Für</td><td></td> <td>qPCR</td></tr><tr><td>Butorphanoltartrat</td><td>Meiji Seika Pharma</td><td>Vetorphale</td><td>Für die Anästhesie</td></tr><tr><td>BZ-II Analyzer</td><td>KEYENCE-Für</td><td></td> <td>eine Bildzusammenführung</td></tr><tr><td>BALB/cAJc1</td><td>CLEA-Maus</td><td></td><td> strain</td></tr><tr><td>&beta;-Aktin (8H10D10) Maus mAb</td><td>CST</td><td>3700</td><td>Für Western Blot</td></tr><tr><td>Clamp Forcep</td><td>World Precision Instruments</td><td>WPI 500451</td><td>Für die Chirurgie</td></tr><tr><td>Dumont Pinzette #</td>5 <td>Fine Science Tools</td><td>11251-10</td><td>Für die Chirurgie</td></tr><tr><td>DAPI Lösung</td><td>Dojindo</td><td>340-07971</td><td>Für IHC</td></tr><tr><td>Envisu SD-OCT System</td><td>Leica</td><td>R4310</td><td>Für das OCT</td></tr><tr><td>FITC-dextran</td><td>Merk</td><td>FD2000S</td><td>Für die Durchblutung der Netzhaut</td></tr><tr><td>Fluoreszenzmikroskop</td><td>KEYENCE</td><td>BZ-9000</td><td>Für die Fluoreszenzdetektion</td></tr><tr><td>Gatifloxacin hydrat</td><td>Senju Pharmazeutisch</td><td>Gachifuro</td><td>Für antibakterielle Infektionen</td></tr><tr><td>GFAP Monoklonaler Antikörper (2.2B10)</td><td>Thermo</td><td>13-0300</td><td>Für IHC</td></tr><tr><td>Heizkissen</td><td>Marukan</td><td>RH-200</td><td>Für chirurgische Eingriffe</td></tr><tr><td>HIF-1&alpha; (D1S7W) XP Rabbit mAb</td><td>CST</td><td>36169</td><td>Für Western Blot</td></tr><tr><td>ImageQuant LAS 4000 mini</td><td>GE</td> <td>Healthcare-Für</td> <td>Chemilumineszenz</td></tr><tr><td>Midazolam</td><td>Sandoz K.K</td><td>SANDOZ</td><td>Für die Anästhesie</td></tr><tr><td>Mikrotom Tissue-Tek TEC 6</td><td>Sakura-Zum</td><td></td> <td>Schneiden</td></tr><tr><td>Medetomidin</td><td>Orion Corporation</td><td>Domitor</td><td>Für Anästhesienadel</td></tr><tr><td> Halter</td><td>Handaya</td><td>HS-2307</td><td>Für die Chirurgie</td></tr><tr><td>PuREC</td><td>MAYO</td> <td>Corporation-Für</td> <td>ERG</td></tr><tr><td>Schere</td><td>Fine Science Tools</td><td>91460-11</td><td>Für die</td></tr><tr><td>Chirurgie Natriumhyaluronat</td><td>Santen Pharmazeutisches</td><td>Hyalein</td><td>Für die Augenschmierung</td></tr><tr><td>Tropicamid / Penylephrinhydrochlorid</td><td>Santen Pharmazeutisches</td><td>Mydrin-P</td><td>Für Mydriasis</td></tr><tr><td>6-0 Seidennaht</td><td>Natsume</td><td>E12-60N2</td><td>Für die Chirurgie</td></tr></tbody></table>

ein murines modell der ischämischen netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame carotis arterienverschluss

A Murine Model of Ischemic Retinal Injury Induced by Transient Bilateral Common Carotid Artery Occlusion

Verschiedene Gefäßerkrankungen wie diabetische Retinopathie, Okklusion der Netzhautvenen oder Arterien und das okuläre ischämische Syndrom können zu retinaler Ischämie führen. Um pathologische Mechanismen der retinalen Ischämie zu untersuchen, müssen relevante experimentelle Modelle entwickelt werden. Anatomisch ist ein Haupt-Retinal-Blutversorgungsgefäß die ophthalmologische Arterie (OpA) und OpA stammt aus der inneren Halsschlagader der gemeinsamen Halsschlagader (CCA). So könnte eine Störung der CCA effektiv retinale Ischämie verursachen. Hier haben wir ein Mausmodell der retinalen Ischämie durch vorübergehende bilaterale gemeinsame Karotisarterienverschluss (tBCCAO) etabliert, um die rechte CCA mit 6-0 Seidennähten zu binden und die linke CCA vorübergehend für 2 Sekunden über eine Klemme zu verschließen, und zeigten, dass tBCCAO akute retinale Ischämie induzieren kann, die zu einer retinalen Dysfunktion führt. Die aktuelle Methode reduziert die Abhängigkeit von chirurgischen Instrumenten, indem sie nur chirurgische Nadeln und eine Klemme verwendet, verkürzt die Okklusionszeit, um unerwartete Tiersterben zu minimieren, was häufig in Mausmodellen der mittleren Zerebrierungsokklusion zu beobachten ist, und behält die Reproduzierbarkeit der häufigen retinalen ischämischen Befunde bei. Das Modell kann verwendet werden, um die Pathophysiologie der ischämischen Retinopathien bei Mäusen zu untersuchen und kann weiter für in vivo Drogenscreening verwendet werden.

Nach systemischer Zirkulation von FITC-Dextran für 2 Minuten wurden netzhautvaskulaturen der linken und rechten Netzhaut bei den scheinbetriebenen Mäusen und tBCCAO-betriebenen Mäusen untersucht (Zusatzabbildung 1). FITC-Dextran war sowohl in den Netzhaut bei den scheinbetriebenen Mäusen als auch in der linken Netzhaut bei den tBCCAO-betriebenen Mäusen vollständig sichtbar, während es in der rechten Netzhaut bei den tBCCAO-betriebenen Mäusen teilweise nachweisbar war.
Nach tBC...

Hier beschreiben wir ein Mausmodell der retinalen Ischämie durch vorübergehende bilaterale gemeinsame Karotisarterienverschluss mit einfachen Nähten und einer Klemme. Dieses Modell kann nützlich sein, um die pathologischen Mechanismen der retinalen Ischämie zu verstehen, die durch kardiovaskuläre Anomalien verursacht wird.

Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss

Diverse vascular diseases such as diabetic retinopathy, occlusion of retinal veins or arteries and ocular ischemic syndrome can lead to retinal ischemia. ...

Das mit diesem Protokoll etablierte Mausmodell kann zur Untersuchung der Pathophysiologie ischämischer Retinopathien und für das in vivo Wirkstoffscreening verwendet werden. Die derzeitige Methode könnte die Abhängigkeit von verschiedenen chirurgischen Instrumenten verringern und die Operationszeit verkürzen, um eine retinale Ischämie zu induzieren. Die Pathogenese von Gefäßerkrankungen, wie z.B. die diabetische Retinopathie, der Verschluss von Netzhautvenen oder Arterien und das okuläre ischämische Syndrom kann verstanden werden.Deokho Lee, unsere Doktorandin aus meinem Labor, wird das Verfahren vorführen. Yukihiro Miwa, DVM, PhD, und Assistenzprofessor aus meinem Labor wird helfen, das Verfahren zu demonstrieren. Autoklavieren Sie alle chirurgischen Instrumente und bewahren Sie sie vor dem chirurgischen Eingriff in 70%igem Ethylalkohol auf.Bereiten Sie männliche BALB/c-Mäuse in einem speziellen pathogenfreien Raum vor, um vor, während und nach der Operation sterile Bedingungen zu gewährleisten. Tragen Sie einen Tropfen 0,1% gereinigte Natriumhyaluronat-Augentropfenlösung auf die Augen des Tieres auf, um Trockenheit unter Narkose zu verhindern. Lege die Maus auf den Rücken und fixiere ihre Pfoten mit Klebeband.Desinfizieren Sie den Halsbereich vor der Operation mit 70%igem Ethylalkohol. Machen Sie mit einer Klinge einen sagittalen Schnitt am Hals. Trennen Sie die Speicheldrüsen vorsichtig mit zwei Pinzetten und legen Sie sie beiseite, um die zugrunde liegende CCA sichtbar zu machen.Isolieren Sie den rechten CCA aus den jeweiligen Vagusnerven und den begleitenden Venen und legen Sie zwei 6-0 Seidennähte unter den CCA. Binden Sie die beiden Enden fest, um den Blutfluss zu blockieren. Wischen Sie das Blut ab, das während des Eingriffs aus den beschädigten kleinen Venen austritt, um eine klare Sichtbarkeit des CCA zu gewährleisten.Finden Sie die linke CCA, ohne die begleitenden Venen zu beschädigen, und platzieren Sie eine 6-O-Nahtnadel darunter, um eine Stelle für die Klemmung zu markieren, und verschließen Sie sie für zwei Sekunden. Entfernen Sie vorsichtig die Klemme, um eine Beschädigung der Arterienwand zu vermeiden, und öffnen Sie die linke CCA wieder. Nach dem Wiederöffnen die Wunden am Hals mit einer Seidennaht vernähen.Wenn Sie fertig sind, tragen Sie einen Tupfer Antibiotikum auf den Hals auf, um bakterielle Infektionen zu hemmen. Injizieren Sie der Maus intraperitoneal 0,75 Milligramm Atipamezolhydrochlorid, damit sie sich schnell von der Tiefnarkose erholen kann, und setzen Sie die Maus dann mit vorgewärmten Pads in einen Käfig zurück. Wenn die Maus aufwacht, injizieren Sie ihr 0,4 Milligramm pro Kilogramm Butorphanoltartrat zur Schmerzbehandlung.Das Herabhängen der Augenlider wurde nach tBCCAO untersucht. Das rechte Auge zeigte ein leichtes und schweres Herabhängen des Augenlids, während das linke Auge bis auf eine Maus kein Herabhängen aufwies. Immunoblots und quantitative Analysen für HIF-1 alpha und beta-Aktin zeigten, dass HIF-1 alpha drei und sechs Stunden nach tBCCAO in der rechten Netzhaut stabilisiert war.Die retinale reaktive Gliose wurde drei Tage nach tBCCAO untersucht. Der Durchschnitt der Morphologie-Scores für die GFAP-Markierung in der rechten Netzhaut war bei den scheinoperierten Mäusen und der linken Netzhaut bei tBCCAO-operierten Mäusen am höchsten. Die Amplituden der b-Welle im rechten Auge nahmen drei und sieben Tage nach tBCCAO ab, wie in der dunkeladaptierten ERG gezeigt.Quantitative Analysen zeigten eine Abnahme der Amplituden der b-Welle im rechten Auge ohne Änderung der a-Wellen-Amplitude. Repräsentative OCT-Bilder in der Schein- und tBCCAO-operierten Netzhaut und quantitative Analysen zeigten, dass es eine Zunahme der Netzhautdicke in der rechten Netzhaut und keine Veränderung in der linken Netzhaut gab. Wenn Sie dieses Protokoll versuchen, ist es wichtig, daran zu denken, dass der richtige CCA eindeutig verdeckt sein muss.Und dann muss die linke CCA strikt verschlossen werden. Mit dieser Methode kann Bluthochdruck oder Hypoglykämie angewendet werden, um den Zustand menschlicher Augenerkrankungen nachzuahmen. Dieses Modell zeigt die Ergebnisse der häufigen retinalen Ischämie und die Mechanismen der retinalen Ischämie.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Der intraluminale cerebri Okklusion in Mäusen wird hier vorgestellt. Das Ausmaß der Hirninfarkt wird durch eine neurologische Partitur und Cresylviolett Färbung, eine alternative Färbung zur TTC bietet den großen Vorteil, dass sie parallel viele interessante Marker testen ausgewertet.

Maus-Modell der Intraluminal MCAO: Hirninfarkt Evaluation durch Cresylviolett Staining

Dieses Video zeigt das Verfahren der Durchführung eines permanenten distalen Verschlusses der mittleren Hirnarterie (MCAO) mit der Arteria carotis communis (CCA) bei gealterten Ratten, um einen ischämischen Schlaganfall zu modellieren. Dies blockiert den Blutfluss zum Gehirn, was zum neuronalen Tod führt und ein Modell zur Untersuchung von Schlaganfallmechanismen und möglichen Behandlungen erstellt.

Induktion von Ischämie über einen Verschluss der mittleren Hirn- und Halsschlagader in einem Rattenmodell

Zerebrale Perfusion Überwachung wurde gezeigt, dass die Genauigkeit des ischämischen Schlaganfalls Modelle zu verbessern. Technische Schwierigkeiten oft die Begrenzung der Verwendung dieses unverzichtbares Werkzeug für zerebrovaskuläre Forschung. In diesem Video wird ein optimiertes System gezeigt, dass eine Einzel-oder Multi-Site hämodynamische Monitoring bei intraluminalen Mitte Zerebralarterie bei Ratten zu erhalten.

Optimierte System for Cerebral Perfusion Überwachung im Rat Stroke Modell Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion

Gehirn Myeloidzellen Charakterisierung nach Schlaganfall kann durch Stereologie unter Verwendung des optischen Fraktionator Verfahren durchgeführt werden, oder durch eine durchflusszytometrische Analyse von Gehirn Leukozyten Suspensionen. Beide sind nützliche Techniken, um eine genaue phänotypische Unterscheidung der Haupt myeloischen Zellen-Untergruppen in der ischämischen Gehirn führen.

Stereo und Durchflusszytometrie Charakterisierung von Leukozyten-Subpopulationen in Models der vorübergehend oder bleibend zerebrale Ischämie

Wir beschreiben ein Mausmodell für einen Schlaganfall, der durch den Verschluss der mittleren Hirnarterie mit einer silikonbeschichteten Naht induziert wird. Das Protokoll kann angewendet werden, um einen dauerhaften Verschluss oder eine vorübergehende Ischämie mit anschließender Reperfusion zu induzieren.

Die Induktion von ischämischem Schlaganfall und Ischämie-Reperfusion bei Mäusen die Mittel Artery Occlusion Technik und Visualisierung von Infarktbereich verwenden

Intraluminal Filament Okklusion der mittleren zerebralen Arterie ist das am häufigsten verwendete in Vivo Modell der experimentellen Schlaganfall bei Nagetieren. Ein alternativer chirurgischer Ansatz ermöglichen gemeinsame Halsschlagader Reparatur erfolgt hier, wodurch der Reperfusion der gemeinsame Halsschlagader und eine vollständige Reperfusion auf das mittlere zerebrale Arterie-Gebiet.

Mittlere zerebrale Arterie Okklusion so dass Reperfusion über gemeinsame Halsschlagader Reparatur bei Mäusen

Ein Maus-Modell der zerebralen Ischämie-Reperfusion wird gegründet, um die Pathophysiologie des Schlaganfalls zu untersuchen. Wir nach distal verbinden rechts mittlere zerebrale Arterie und rechts gemeinsame Halsschlagader und Blutfluss nach 10 oder 40 min der Ischämie wiederherstellen.

Zwei-Schiff Okklusion Mausmodell der zerebralen Ischämie-reperfusion

Das aktuelle Protokoll beschreibt ein Rattenmodell des Verschlusses/der Reperfusion der mittleren Hirnarterien, das die anatomische Struktur der Hirngefäße bewahrt, ohne Schäden zu verursachen.

Ein Rattenmodell für den Verschluss/die Reperfusion der mittleren Hirnarterie ohne Beschädigung der anatomischen Struktur der Hirngefäße

Dieses Protokoll beschreibt den Prozess der Vorbereitung auf die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie über die Arteria carotis communis.

Eine modifizierte Modellpräparation für die Reperfusion des Verschlusses der mittleren Hirnarterie

Die Nadelmethode der asymmetrischen bilateralen Stenose der Arteria carotis communis wird vorgeschlagen, um ein Mausmodell für vaskuläre kognitive Beeinträchtigungen und Demenz zu schaffen. Es führt zu längerfristigen Ergebnissen im Vergleich zu bisher etablierten Modellen und ist mit der Live-MRT kompatibel. Die visuelle Darstellung, die das Verfahren demonstriert, bietet eine Anleitung zur Beherrschung der Operation.

Ein Mausmodell für vaskuläre kognitive Beeinträchtigung und Demenz basierend auf einer nadelgesteuerten asymmetrischen bilateralen Stenose der Arteria carotis communis

Ziel dieser Studie war es, eine reproduzierbare Methode zur Durchführung einer Kraniektomie zu etablieren, gefolgt von permanenter, selektiver Okklusion der mittleren Hirnarterie bei Ratten zur Anwendung in experimentellen Studien zu motorischen und räumlichen Gedächtnisdefiziten.

Selektive und permanente Verschluss der mittleren Hirnarterie bei Ratten: Ein experimenteller Ansatz zur Untersuchung motorischer und räumlicher Gedächtnisdefizite

Erfahren Sie die transiente bilaterale Karotisokklusion zur Induktion einer ischämischen Netzhautverletzung bei Mäusen. Diese Methode ermöglicht die Untersuchung der Pathophysiologie ischämischer Retinopathien und das In-vivo-Drug-Screening.

Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss (Video) | JoVE Journal

Ein murines Modell der ischämischen Netzhautverletzung induziert durch transiente bilaterale gemeinsame Carotis ArterieNverschluss

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