Name: Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell (Video) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: Erfahren Sie eine neue chirurgische Technik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen zur Untersuchung alloimmuner Reaktionen. Diese Methode verbessert die Erfolgsrate durch optimierte Gefäßanastomosen.

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Wir danken Dr. Yun Xu für ihre Hilfe als Synchronsprecherin, Dr. Jianhua Peng für ihre Hilfe bei der Videobearbeitung und Dr. Annika Kuckhahn für ihre Kommentare und Unterstützung. Diese Arbeit wurde unterm Teil von der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) zur Förderung internationaler Kooperationen (HO2581/4-1 bis AH) und der National Science Foundation of China (NSFC; #81760291 zu FJ) unterstützt.

Alle Tierversuche wurden nach den Richtlinien der Richtlinie 2010/63/EU des Europäischen Parlaments zum Schutz von Tieren, die für wissenschaftliche Zwecke verwendet werden, durchgeführt (Ethikausschuss genehmigt, #G1071/09).
HINWEIS: Vorbereitende Vorbereitung, Anästhesie, postoperative Pflege und Überwachungsarbeiten sind die gleichen wie bei traditionellen chirurgischen Methoden1,2,4. BALB/c-Mäuse dienten als Herzspender und C57BL/6J als Transplantatempfänger. Mäuse waren 8-12 Wochen alt, wogen bei der Transplantation ~ 30 g und wurden unter Standardbedingungen untergebracht.
1. Vorbereitende Schritte
<ol><li>Zur Anästhesie geben Mäuse inhalatives Isofluran (2%) bis zum Einschlafen, gefolgt von intraperitonealen Injektionen von Ketamin (100 mg/kg) + Xylazin (10 mg/kg) + Acepromazin (2 mg/kg). Zur postoperativen Analgesie Metamizol (200 mg/kg) p.o. und Carprofen (5 mg/kg) s.c. HINWEIS: Auf die Anwendung von Antibiotika wurde absichtlich verzichtet, da diese Substanzen die immunologischen Reaktionen beeinflussen können.</li>
	<li>Verwenden Sie für die Operation eine Reihe mikroskopischer Instrumente, darunter eine Mikroschere, eine Mikrozange, einen Nadelhalter und mikro hämostatische Klemmen. Ein elektrochirurgischer Stift ist ebenfalls notwendig. Führen Sie Nähte mit 7/0er, 10/0er und 4/0er Nylontypen durch.</li>
	<li>Legen Sie die Maus in eine Box zur Isofluran-Inhalation (2%) für 40-60 Sekunden. Bestimmen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie die Pfote mit einer Pinzette zusammendrücken. Wenn es einen völligen Mangel an Reaktion auf diesen Reiz gibt, fahren Sie mit dem nächsten Schritt fort.</li>
	<li>Sobald die Maus eingeschlafen ist, wiegen Sie die Maus.</li>
	<li>Tragen Sie eine intraperitoneale Injektion von Ketamin (100 mg/kg) + Xylazin (10 mg/kg) + Acepromazin (2 mg/kg) auf die betäubte Maus auf.</li>
	<li>Befestigen Sie das Bauchfell und legen Sie die Maus auf den Operationstisch. Führen Sie die Desinfektion mit Povidoniodid für 3 Mal durch und drapieren Sie die Maus dann ordnungsgemäß mit einem fenestrierten chirurgischen Handtuch.</li>
</ol>2. Verfahren der Spenderoperation
<ol><li>Verwenden Sie eine Schere, um die Haut vom Hals bis zum Unterbauch zu schneiden, und schälen Sie die gesamte Hautschicht bis zur Mittellinie beider Achselhöhlen ab.</li>
	<li>Schneiden Sie mit einer Schere die Muskeln der Bauchdecke ab und bewegen Sie die Eingeweide vorsichtig nach links (aus der Sicht des Bedieners). Wickeln Sie die Eingeweide mit einer salzhaltigen Gaze weg, um die vena cava inferior sicher freizulegen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine 1 ml Spritze, um 0,4 ml der Heparinlösung (enthält 500 U Heparin) langsam in die untere Hohlvene zu injizieren und warten Sie 1 Minute, bevor Sie die Nadel herausziehen.</li>
	<li>Ziehen Sie die Nadel heraus und schneiden Sie mit einer Mikroschere sowohl die Vena cava inferior als auch die Bauchaorta ab, um die Exsanguination zu beschleunigen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Schere, um die Brusthöhle zu öffnen, indem Sie einen U-förmigen Schnitt durchführen. legen Herz, Lunge und alle Blutgefäße der Brust vollständig frei.<ol>
<li>Legen Sie die thorakale Aorta frei, schneiden Sie 1/2 des Lumens und schneiden Sie dann die Lungenvene, um die Bewässerung und Drainage zu erleichtern.</li>
		<li>Führen Sie ein Spülrohr in die Öffnung der thorakalen Aorta ein, injizieren Sie mindestens 2 ml 4 °C kalte Histidin-Tryptophan-Ketoglutarat-Kardioplegielösung (Custodiol HTK-Lösung)9, bis der Lungenvenenabfluss vollständig klar ist und das Herz vollständig aufhört zu schlagen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Ziehen Sie das Bewässerungsrohr heraus und lösen Sie das Brustbein.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikroschere, um den Thymus zu entfernen und das Fett um den Aortenbogen leicht zu entfernen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine gerade und gekrümmte Zette, um den Stamm der Arteria pulmonalis (auf der rechten Seite des Aortenbogens) mit einer 10/0-Naht freizulegen und zu ligieren.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikrozette, um das fette und bindegewebe am IIVC befestigte Fett und Bindegewebe zu trennen, die obere Hohlvene (auf der linken Seite des Aortenbogens) mit einer 7/0-Naht freizulegen und zu ligieren, und schneiden Sie sie mit einer Mikroschere hinter die Ligatur.</li>
	<li>Machen Sie eine 7/0-Naht um die Basis des Herzens unter dem Aortenbogen, dem IIVC und beiden Ohrmuscheln. Dann ligaieren Sie die Lungenarterienäste und venösen Lungengefäße.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikroschere, um den Aortenbogen so distal wie möglich, die Lungengefäße unter der Ligatur und das IIVC in der Nähe des Zwerchfells zu transektieren. Entfernen Sie das Herz aus der Brust.</li>
	<li>Das explantierte Spenderherz in eine 4 °C kalte HTK-Kardioplegielösung geben und vorübergehend konservieren.</li>
</ol>3. Verfahren für die Empfängeroperation
HINWEIS: Die ersten Operationsschritte ähneln denen, die zuvor für die Spendermaus gezeigt wurden, einschließlich Anästhesie und Desinfektion.
<ol><li>Führen Sie die Bauchhaut quer geschnitten durch, bedecken Sie die Bauchorgane mit einer nassen Gaze mit Kochsalzlösung.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikrozette, um die Untervene und die Bauchaorta freizulegen und sie vom umgebenden Fettgewebe zu befreien.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikrozette, um seitliche Zweiggefäße (seitlich oder unter der Vene / Aorta) unterhalb der Nierengefäße zu ligieren oder zu elektrokauterisieren.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Clip-Applikatorzange, um zwei mikro hämostatische Klemmen am bauchigen Teil der Vene / Aorta von rechts zu positionieren, so dass mehr als 1 cm Abstand für beide Aorta / Vene bleibt, um Platz für den Aufbau der Anastomose zwischen ihnen zu gewährleisten.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikroschere, um einen Schnitt in die Aorta etwas näher an der unteren Klemme als an der oberen Klemme zu machen. Alternativ können Sie mit einer 30 G-Nadel ein kleines Loch machen und mit einer Mikroschere öffnen.</li>
	<li>Positionieren Sie die Empfängermaus so, dass die Aorta dem Bediener mit der Hohlvene auf der anderen Seite zugewandt ist. Dann legen Sie das Herz in die Bauchhöhle und bedecken Sie es mit einem kleinen nassen Mullkissen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine 10/0-Naht, um die Spenderaorta an die Kaudatanute des Empfängers anzupassen und zu nähen, einen Knoten zu machen und mit einer laufenden Naht bis zur Oberseite des Schnitts fortzufahren (ca. 4-5 Stiche). Als nächstes drehen Sie das Herz nach rechts (aus der Sicht des Subjekts), bedecken Es erneut und setzen Sie die Naht auf der linken Seite fort, bis Sie das kaudale Ende erreichen und es knoten.</li>
	<li>Verwenden Sie ein Bewässerungsröhrchen, um mindestens 0,5 ml 4 °C HTK-Kardioplegielösung zu injizieren, um den IIVC des Spenders zu spülen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikroschere, um ein rundes Loch auf der unteren Hohlvene des Empfängers zu schneiden, das die gleiche Größe wie das IIVC-Lumen des Spenders haben sollte. Der Schnitt sollte sich oberhalb der anastomotischen Aortenöffnung befinden. Machen Sie den Venenschnitt größer als den Aortenschnitt.</li>
	<li>Verwenden Sie eine 10/0-Naht, um den Spender IIVC an die Vena cava des Empfängers zu nähen, beginnend kaudal. Binden Sie einen Knoten und führen Sie eine laufende Naht durch, bis die Oberseite des Schnitts erreicht ist. Verwenden Sie fünf Stiche und setzen Sie die Naht auf der linken Seite fort. Zum Schluss einen Knoten in der Heckecke binden und vorsichtig festziehen (achten Sie darauf, nicht zu fest zu ziehen).</li>
	<li>Legen Sie die kleinen Teile des hämostatischen Schwammes um die Vene und Aortenaneastomosen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Clip-Applikatorzange, um zuerst die unteren und dann die oberen mikro-hämostatischen Klemmen zu entfernen und die Bauchhöhle mit 38,0 ° C temperiertem 0,9% Natriumchlorid zu spülen.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Mikrozette, um den hämostatischen Schwamm zu entfernen.</li>
	<li>Beobachten Sie den Herzschlag des transplantierten Herzens.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Zette, um den Darm wieder in die Bauchhöhle zu bringen, und zweischichtige Nähte (Bauchmuskeln, gefolgt von Haut), um die Bauchwunde mit einer 4/0-Naht zu schließen.</li>
	<li>Legen Sie die Mäuse in eine Sauerstoff- und Temperaturkontroll-Arbeitsplatzkammer (z. B. INVIVO2-400), um eine warme und sauerstoffreiche Umgebung für die Transplantatmäuse zu schaffen, um sich zu erholen, warten Sie, bis die Mäuse aufwachen.</li>
	<li>Bei postoperativer Analgesie metamizol nach der Operation direkt 200 mg/kg pro os verern. Vier und 16 Stunden nach der Operation geben Sie Metamizol 200 mg/kg pro os+ Carprofen (5 mg/kg) s.c. In der weiteren Nachbeobachtung carprofen (5 mg/kg) s.c an den transplantierten Mäusen alle 24 Stunden an drei aufeinanderfolgenden Tagen nach der Operation.</li>
</ol>

<ol><li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li>
<li>Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+arterial+anastomosis+heterotopic+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model.</a> Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).</li>
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<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modified+Method+for+Heterotopic+Mouse+Heart+Transplantion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).</li>
<li>Mokbel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate+Solution+for+Donor+Heart+Preservation+Is+Safe+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).</li>
<li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Suture+Technique+in+a+Mouse+Heart+Transplant+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model.</a> Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cold+storage+using+a+new+histidine-tryptophan-ketoglutarate-based+preservation+solution+in+isogeneic+cardiac+mouse+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts.</a> European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).</li>
<li>Türk, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li>
</ol>

Die Operationstechnik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen ist sehr anspruchsvoll und impliziert eine Einschränkung der weit verbreiteten Verwendung dieses Modells.
Einer der Nachteile der herkömmlichen Technik ist die begrenzende Länge der Lungenarterie (PA) des Spenders. Es ist in der Regel etwa 2 mm lang, während die Länge des IIVC des spenderherzens, das in unserem Modell verwendet wird, im Allgemeinen etwa 1 cm beträgt (Abbildung 2). Das...

Die Operationstechnik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen stellt ein Standardmodell für die Forschung in der Transplantationsimmunologiedar 1,2,3. Es ist jedoch sehr schwierig durchzuführen und dies impliziert eine Einschränkung der weit verbreiteten Verwendung dieses Modells4,5.
Bei der traditionellen Mausherztransplantation (THTx) werden die Spenderaorta und die Empfängerabentraorta anastomosiert, während die Lungenarterie anastomosiert wird, um die Vena cava inferior des Empfängers zu astomosieren6,7,8.
Bei dieser modifizierten Mausherztransplantationstechnik wird die Spenderaorta anastomosiert an die Empfänger-Bauchaorta und der Spender IIVC wird an die Empfänger-Vena cava inferior anastomosiert(3,4,6) ( Abbildung2 und Abbildung 3).

<table><tbody><tr><td>30G-Nadeln:</td><td>Braun</td><td>456300</td><td></td></tr>, <tr><td>Acepromazin</td>, <td>CP, Pharma</td>, <td>Tranquisol, P</td><td></td></tr><tr><td>, BALB/c, AnNCrl, Mäuse</td>, <td>Charles River. Deutschland</td><td>keine Katalognummer</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen Augensalbe</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 01578675</td><td></td></tr><tr><td>Bonn Mikrozange</td><td>FST</td><td>11083-07</td><td></td></tr><tr><td>Box für Isolierung und Sauerstoffversorgung</td><td>Gerät RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J&nbsp; Mäuse</td><td>Charles River. Deutschland</td><td>keine Katalognummer</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>KATHETER-FEP 26G</td><td>TERUMO</td><td>Surflo-W</td><td></td></tr><tr><td>Clip Applikator Pinzette Typ</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Gebogene Pinzette</td><td>WPI</td><td>14114-G</td><td></td></tr><tr><td>custodiol/HTK</td><td>Dr. Franz K&ouml; hler Chemie</td><td>keine Katalognummer</td><td></td></tr><tr><td>Cutasept Hautdesinfektion</td><td>VWR</td><td>BODL980365</td><td></td></tr><tr><td>Elektrochirurgie-Pen</td><td>Bovie</td><td>CHANGE-A-TIP</td><td></td></tr><tr><td>Mullbinden, Wattestäbchen</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td>13353</td><td></td></tr><tr><td>Heizmatte</td><td>THERMO MAT PRO 30W</td><td>HTP-30</td><td></td></tr><tr><td>Blutstillender Schwamm</td><td>CuraSpon</td><td>J1276A</td><td></td></tr><tr><td>Heparin-Lösung</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 03029820</td><td></td></tr><tr><td>Eisbox</td><td>PETZ</td><td>Keine Katalognummer vorhanden</td><td></td></tr><tr><td>Inhalationsanästhesiegerät</td><td>GROPPLER</td><td>BKGM 0616</td><td></td></tr><tr><td>Isolations- und Sauerstoffversorgungsgerät</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>Isofluran</td><td>CP</td><td>Pharma Isofluran CP 1 ml/ml</td><td></td></tr><tr><td>Ketamin</td><td>Zoetis</td><td>no catalog number</td><td></td></tr><tr><td>metamizole</td><td>WDT</td><td>no catalog</td><td></td></tr> number Micro <tr><td>Scissors</td><td>FST</td><td>15000-00,15000-10</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefine ( Clamp ) Abgewinkelt / 16 mm</td><td>FST</td><td>18055-06</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Leica</td><td>LEICAMZ6</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopleuchte</td><td>SCHOTT</td><td>KL2500LED</td><td></td></tr><tr><td>Saline Lösung (NaCl 0,9%)</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 06178437</td><td></td></tr><tr><td>Schere</td><td>Peha Instruments</td><td>991083/4</td><td></td></tr><tr><td>kleine Petrischale</td><td>Sarstedt</td><td>833900</td><td></td></tr><tr><td>Gerade Pinzette</td><td>WPI</td><td>14113-G</td><td></td></tr><tr><td>OP-Band</td><td>BSN</td><td>4120</td><td></td></tr><tr><td>Nahtbindezange - 10 cm</td><td>FST</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>Nähte(10-0)</td><td>Medtronic</td><td>N2540</td><td></td></tr><tr><td>Nähte(4-0)</td><td>ETHILON</td><td>V4940H</td><td></td></tr><tr><td>Nähte(7-0)</td><td>ETHILON</td><td>1647H</td><td></td></tr><tr><td>Spritze (0,3 mL)</td><td>BD</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>Spritze (1 mL)</td><td>BD</td><td>320801</td><td></td></tr><tr><td>Xylazin</td><td>Bayer</td><td>Rompun</td><td></td></tr></tbody></table>

rekonstruktion des blutkreislaufs in einem abdominalen mausherztransplantationsmodell

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

Die Operationstechnik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen ist ein Standardmodell für die Forschung in der Transplantationsimmunologie. Hier wird die etablierte Technik für eine modifizierte Blutkreislaufrekonstruktion in einem heterotopen abdominalen Herztransplantationsmodell vorgestellt. Diese Methode verwendet die intrathorakale vena cava inferior (IIVC) anstelle der Lungenarterie des Spenderherzens für die Anastomose zur unteren Hohlvene des Empfängers. Es erleichtert und verbessert die Erfolgsraten für abdominale Herztransplantationen bei Mäusen.

Hier wird eine modifizierte Technik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen vorgestellt, die zuvor in unserem Labor entwickelt wurde und sich in den letzten 16 Jahren als nützlich erwiesen hat. Zuvor wurde berichtet, dass in insgesamt 40 Fällen von Vena cava zu vena cava (V-V-Gruppe) im Vergleich zu 40 Fällen der traditionellen Lungenarterie zu vena cava (P-V-Gruppe) Anastomose Verfahren4 (Tabelle 1) die Gefäßanastomose 20,8±1,3 min in der V-V-Gruppe dauerte, wa...

Eine neuartige Technik zur Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem heterotopen abdominalen Mausherztransplantationsmodell wird demonstriert.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

Herztransplantation bei Maus ist ein wertvolles Modell für die Untersuchung der alloimmune Reaktion Hier stellen wir eine neue Operationstechnik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen vor. Bei der traditionellen Mausherztransplantation werden die Spenderaorta und die Empfänger-Bauchaorta anastomosiert. Die Lungenarterie ist anastomosiert zum Empfänger der Vena cava inferior.Bei dieser neuen Mausherztransplantation. Die Spenderaorta wird an die abdominale Aorta des Empfängers anastomosiert und die intrathorakische Vena cava inferior des Spenders wird anastomosiert gegenüber der Vena cava inferior des Empfängers. Nun starten wir mit der experimentellen Demonstration.Nachdem Sie die Maus in die Box zur Isofluraninhalation und Anästhesie gegeben haben, wiegen Sie die Maus. Entsprechend dem Gewicht der Maus, um intraperitoneale Injektion von Ketamin Xylazin Acepromazin zu geben, um Maus zu betäuben. Fixieren und Desinfizieren Maus auf dem Operationstisch, wenn die Anästhesie erfolgt ist.Schneiden Sie die Haut vom Hals bis zum Unterbauch. Schneiden Sie die Muskeln der Bauchdecke ab und entfernen Sie sanft die Eingeweide auf der linken Seite. Als nächstes legen Sie die untere Hohlvene frei.Injizieren Sie 0,4 Milliliter der Heparinlösung langsam in die untere Hohlvene und warten Sie eine Minute, bevor Sie die Nadel herausziehen. Ziehen Sie die Nadel heraus und schneiden Sie sowohl die Vena cava inferior als auch die Bauchaorta mit einer Schere ab, um die Exsanguination zu beschleunigen. Öffnen Sie die Brusthöhle, indem Sie einen U-förmigen Schnitt durchführen.Legen Sie das Herz, die Lunge und alle Blutgefäße der Brust vollständig frei. Legen Sie die thorakale Aorta frei. Schneiden Sie die Hälfte des Lumens.Führen Sie das Bewässerungsrohr in die Öffnung der thorakalen Aorta ein. Schneiden Sie die Lungenvene ab, um die Bewässerung und Drainage zu erleichtern. Injizieren Sie mindestens zwei Millimeter vier Grad HTK-Lösung.Das Herz hört vollständig auf zu schlagen, bis der Lungenvenenabfluss vollständig klar ist. Ziehen Sie das Bewässerungsrohr heraus und lösen Sie das Brustbein. Entfernen Sie den Thymus.Entfernen Sie das Fett leicht um den Aortenbogen. Legen Sie den Stamm der Arteria pulmonalis mit einer 10-Null-Naht frei und ligatieren Sie sie. Trennen Sie die Tatsache und das Bindegewebe, das an der intrathorakischen unteren Hohlvene befestigt ist, legen Sie die obere Hohlvene mit sieben Nullnähten frei und ligatieren Sie sie hinter der Ligatur.Machen Sie eine Sieben-Null-Naht um die Basis des Herzens unter dem Aortenbogen. Vena cava inferior und die beiden Ohrmuscheln, dann ligaieren die Lungenarterienäste und venösen Lungengefäße. Transektieren Sie den Aortenbogen so distal wie möglich, aber stellen Sie sicher, dass Sie ein klares Lumen ohne die Öffnungen der Seitenäste haben.Die Lungengefäße unter der Ligatur und intrathorakale Vena cava inferior in der Nähe des Zwerchfells. Entfernen Sie nun das Herz aus der Brust. Legen Sie das explantierte Spenderherz in 4 Grad kalte HDK-Lösung und bewahren Sie es vorübergehend auf.Achten Sie darauf, eine kalte Ischämiezeit nicht länger als 60 Minuten zu verlängern. Jetzt beginnen wir, die Rezeptoroperation zu demonstrieren. Die ersten Operationsschritte ähneln denen, die zuvor für die Spendermaus gezeigt wurden, einschließlich Anästhesie und Sterilisation.Bauchhaut quer geschnitten. Nach der Darmdissektion die Bauchorgane mit einer nassen Gaze mit Kochsalzlösung bedecken. Legen Sie die Vena cava inferior und die Bauchaorta frei und befreien Sie sie vom umgebenden Fettgewebe.Bei Bedarf ligieren oder elektrokauterisieren Sie seitenseitige Zweiggefäße unter den Nierengefäßen. Setzen Sie die erste mikro-hämostatische Zette von rechts in den oberen Teil des Gehirns und die Aorta unter den Nierengefäßen ein. Setzen Sie die zweite mikro hämostatische Reibkraft von rechts in den unteren Teil des Gehirns und der Aorta ein.Es gibt mehr als einen Zentimeter für Aorta und Vene Raum für Anastomose zwischen zwei hämostatischen Zwergen. Machen Sie einen Schnitt in die Aorta, etwas näher an der unteren Klemme als an der oberen Klemme. Sie können auch eine 30G-Nadel verwenden, um ein kleines Loch zu machen und es mit einer Mikroschere zu öffnen.Legen Sie das Herz in die Bauchhöhle. Die Aorta in Sicht und die Hohlvene auf der anderen Seite und bedecken Sie sie mit einem kleinen nassen Mullkissen. Passen Sie die Spenderaorta an die Empfängeraorta an und nähen Sie sie, beginnend kaudal.Machen Sie einen Knoten und fahren Sie mit einer laufenden Naht an der Spitze dieses Schnitts fort, etwa vier bis fünf Stiche. Als nächstes drehen Sie das Herz nach rechts, bedecken es erneut und setzen Sie die Naht auf der linken Seite fort, bis Sie das kaudale Ende erreichen und es knoten. Verwenden Sie eine Mikroschere, um ein rundes Loch auf der abdominalen unteren Hohlvene des Empfängers zu schneiden, die die gleiche Größe wie das intrathorakische vena cavalumen inferior des Spenders haben sollte.Der Schnitt sollte kranial zur geplanten Aortenaneastomose lokalisiert werden. Machen Sie den Venenschnitt größer als den Aortenschnitt. Spülen Sie die intrathorakische Vena cava inferior des Spenders.Nähen Sie den Spender intrathorakische Vena cava inferior an die Vena cava des Empfängers, beginnend kaudal. Binden Sie einen Knoten und führen Sie eine laufende Naht durch, bis die Oberseite des Schnitts erreicht ist. Verwenden Sie fünf Stiche und setzen Sie die Naht auf der linken Seite fort.Zum Schluss einen Knoten in einer Schwanzecke binden und vorsichtig festziehen. Achten Sie darauf, nicht zu fest zu ziehen. Legen Sie kleine Teile des hämostatischen Schwammes um die Vene und Aortensanastomose.Entfernen Sie zuerst die unteren und dann die oberen mikro-hämostatischen Klemmen und spülen Sie die Bauchhöhle mit warmem 0,9% Natriumchlorid aus. Nehmen Sie den hämostatischen Schwamm weg. Beobachten Sie den Herzschlag des transplantierten Herzens.Wenn alles stimmt, wird sich das Herz wieder zusammenziehen. Legen Sie den Darm zurück in die Bauchhöhle und schließen Sie ihn mit vier Nullnähten. Bieten Sie eine warme und sauerstoffreiche Umgebung für die transplantierten Mäuse, um sich zu erholen.In unserer früheren Forschungsarbeit berichteten wir über einen Vergleich von insgesamt 40 Fällen von Vena cava zu vena cava mit 40 Fällen der traditionellen Lungenarterie zu Vena cava Anastomose Verfahren. Die Operationszeit für die Gefäßanastomose in einer Vena cava to vena cava Gruppe war signifikant kürzer im Vergleich zur konventionellen Lungenarterie zu Vena Cava Gruppe. Die Operationstechnik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen stellt ein Standardmodell für die Forschung in der Transplantationsimmunologie dar.Diese neuartige Technik zur Rekonstruktion des Blutkreislaufs, die hier vorgestellt wird, erleichtert die abdominale Herztransplantation bei Mäusen. Und dies wird als begleitin mit reduzierter warmer Ischämie und Rebeating-Zeit des transplantierten Herzens bezeichnet, wodurch die Erfolgsrate dieses Modells verbessert wird.

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Research

Forschung

JoVE Journal

Medicine

Medizin

Die Maus heterotope Herztransplantation Modell wurde von vielen Forschern nachgewiesen worden, eine wichtige Methode zur Untersuchung von Mechanismen der Abstoßung und Immunantwort werden. Allerdings sind die eingesetzten Techniken erforderlich noch eine Herausforderung. Durch die Modifikation Standard-Techniken haben wir Erfolg mit mehr als 1000 Transplantationen.

Heterotope Herztransplantation in Mäuse

Die murine Gebärmutterhalskrebs Herztransplantation Modell ist für immunologische sowie Ischämie Reperfusionsschaden Studien gut geeignet. Wir modifizierten das Verfahren mit einem nicht-Nahttechnik und Manschette durchgeführt mehr als 1.000 erfolgreiche Transplantationen mit diesem Ansatz.  Hier stellen wir weitere Einzelheiten dieser Technik, um das Video zu ergänzen.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Es wird eine Technik für das mikrochirurgische Verfahren zur heterotopen Transplantation von Herzen bei Mäusen demonstriert, einschließlich vereinfachter Methoden für die Spenderentnahme und die Anastomose der Empfängergefäße.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Das Manuskript beschreibt die erforderlich sind, um die heterotopen Herztransplantation in der Maus führen Sie die Schritte.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

Die Manschettentechnik verkürzt und erleichtert das Modell der heterotopen zervikalen Herztransplantation bei Mäusen, indem technisch anspruchsvolle Nahtanastomosen kleiner Gefäße vermieden werden. Die technischen Details, die in diesem Videopapier gezeigt werden, sollten es Forschern ermöglichen, dieses Modell in ihren Labors zu etablieren.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

Um die kombinierte Allotransplantation von soliden Organen und vaskularisierten Kompositen zu untersuchen, beschreiben wir ein neuartiges heterotopes En-bloc-Modell für Brustwand-, Thymus- und Herztransplantationen bei Mäusen unter Verwendung einer zervikalen Non-Sewure-Manschettentechnik.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Im vorliegenden Protokoll wird ein Maus-Herztransplantationsmodell verwendet, um den Mechanismus der kardialen Allotransplantatabstoßung zu untersuchen. In diesem heterotopen Herztransplantationsmodell wird die Operationseffizienz verbessert und das Überleben von Herztransplantaten durch eine zervikale End-to-End-Anastomose der Herzimplantation unter Verwendung einer modifizierten Manschettentechnik sichergestellt.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Maus-Herztransplantationsmodelle stellen wertvolle Forschungswerkzeuge für die Untersuchung der Transplantationsimmunologie dar. Das vorliegende Protokoll beschreibt die heterotope zervikale Herztransplantation der Maus, bei der Manschetten auf die gemeinsame Halsschlagader des Empfängers und den Lungenarterienstamm des Spenders gelegt werden, um einen laminaren Blutfluss zu ermöglichen.

Heterotope zervikale Herztransplantation der Maus mit Gefäßmanschetten

Dieses Protokoll präsentiert eine vereinfachte, end-zu-seitige Nahtanastomose-Technik für die Zervikalherztransplantation der Maus und bietet ein robustes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie.

Zervikale heterotopische Mausherztransplantation mit End-to-Side-Anastomose-Technik zur Untersuchung der Transplantationsimmunologie

Wir präsentieren einen einfach zu etablieren Revision der klassischen Zwei-Manschette Technik zur orthotopen Lebertransplantation in der Ratte.

Lebertransplantation bei der Ratte

Erfahren Sie eine neue chirurgische Technik der heterotopen abdominalen Herztransplantation bei Mäusen zur Untersuchung alloimmuner Reaktionen. Diese Methode verbessert die Erfolgsrate durch optimierte Gefäßanastomosen.

Rekonstruktion des Blutkreislaufs in einem abdominalen Mausherztransplantationsmodell

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